This work was supported by the AO foundation (S-08-42G) and RISystem AG.
We would like to extend a very big &#34;thank you!&#34; to Stephan Zeiter&#39;s team at the AO Research Institute Davos, Switzerland for being so accommodating in allowing us to use their OR facilities for the filming of this surgical procedure.

Les soins et les protocoles expérimentaux ont été suivies conformément aux directives du NIH et approuvés par le Centre médical de l&#39;établissement de soins et d&#39;utilisation des animaux Comité Beth Israel Deaconess, Boston, MA. (Numéro de protocole: 098-2009) 1 Préparation du matériel et les instruments chirurgicaux <ol><li> Stériliser tous les matériaux et instruments chirurgicaux utilisés pour effectuer une intervention chirurgicale avant de l&#39;utiliser. Emballez les matériaux nécessaires, avec ou sans plateau de l&#39;instrument, à l&#39;intérieur d&#39;un chiffon papier plié ou enroulé et sceller avec du ruban autoclave pour la stérilisation à la vapeur. La température de l&#39;autoclave devrait être à 125-135 ° C pendant 20-25 min de temps de stérilisation, puis 10-15 min de temps de séchage. </li><li> Assurez-vous que, au moment de la chirurgie, les rats sont de 200-250 g. Ceci est très important car si les rats sont plus lourdes dans la taille, puis un fixateur de taille différente doit être utilisée. Pour les rats plus lourd que 250 ga plus grande version du système de fixateur externe doit être utilisé. </li> &lt;/ Ol&gt; 2. intervention chirurgicale et l&#39;application de la fixateur externe <ol><li> Achetez Sprague-Dawley (ou de toute autre souche) rats (mâles ou femelles, 200-250 g) de tout fournisseur d&#39;animaux certifiés. Suivez les soins appropriés chez l&#39;animal et des protocoles expérimentaux, conformément aux directives nationales, qui est approuvé par le Comité institutionnel de protection et d&#39;utilisation des animaux de l&#39;enquêteur. Prévoir un minimum de période d&#39;acclimatation de 48 heures avant l&#39;intervention. </li><li> Pour la chirurgie, le transport du rat dans une chambre de procédure chirurgicale spécifique. </li><li> Anesthésier le rat avec de l&#39;isoflurane d&#39;abord par la chambre de l&#39;induction, puis continuer avec masque relié à un appareil d&#39;anesthésie à un taux de 1,5-2% en 1-1,5 L de O 2 / min. Au début de la chirurgie assurez-vous que l&#39;animal est sous anesthésie profonde. Pour ce faire, utilisez la pédale technique de réflexe par étendre la branche et pincer la bande entre les orteils avec les doigts (pas le bout lui-même!). L&#39;animal n&#39;est pas sufficiently anesthésié si le membre est retiré, contraction musculaire se produit ou si l&#39;animal fait du bruit. </li><li> Après que le rat sous anesthésie générale est profond pour la chirurgie, injecter l&#39;antibiotique (la céfazoline, 20 mg / kg) et la buprénorphine analgésique (dose de 0,08 mg / kg) par voie intramusculaire dans la cuisse droite. Afin d&#39;éviter des pertes importantes de fluide au cours de la chirurgie administrer une solution saline chaude stérile par voie sous cutanée à 5.3% du poids corporel avant la chirurgie, et si c&#39;est nécessaire, à la fin. Appliquer une pommade oculaire stérile pour les yeux pour les garder hydraté pour éviter les blessures de la cornée. </li><li> Après les injections de drogue, de se raser et nettoyer toute la patte arrière droite du rat avec chlorohezadine ou autre solution de désinfection et de transférer l&#39;animal à la table d&#39;opération. (Sur la jambe opérée doit être le même que celui qui a été injectée.) </li><li> Placer l&#39;animal sur une surface chauffée à la position couchée (figure 1A). Assurez-vous que le masque reste sur le nez et la bouche à l&#39;arrièreer le transfert à la table d&#39;opération, et de maintenir le régime d&#39;anesthésie mentionné dans 2.3). Drapé le domaine de la chirurgie d&#39;un drap stérile fenêtrée de sorte que seule la jambe destinés à la chirurgie est exposée. </li><li> Faire une incision d&#39;environ 3 à 4 cm de la (figure 1B) à travers la peau en cours d&#39;exécution sur craniolateral la surface du fémur droit du grand trochanter à la région sus-condylienne du genou à l&#39;aide d&#39;un scalpel (Figure 1C). Exposer le corps du fémur par dissection douce séparant le fascia lata, et faire en sorte que le tissu musculaire n&#39;est pas coupé. Après cela, séparer les deux les lateralis vastus M. et M. biceps et soulevez le M. tenseur du fascia lata pour exposer toute la longueur du fémur (faire en sorte que le nerf sciatique est préservée; figure 1D). </li><li> Dans la zone prévue de l&#39;ostéotomie, de préparer le fémur le long de la zone à mi-chemin de la diaphyse en relâchant le tissu musculaire environnant à partir de la femur. Tout d&#39;abord, commencer par mettre l&#39;ascenseur Henahan perpendiculaire à la surface exposée du fémur, puis à l&#39;aide d&#39;un scalpel, relâcher le muscle dans la zone adjacente. <ol><li> Continuer en avançant vers l&#39;avant et faire le tour du fémur, en restant à proximité de la surface de l&#39;os, jusqu&#39;à ce que tout le tissu musculaire environnant est libéré de toute la section médiane de l&#39;os (où le défaut est créé), et le tissu musculaire est complètement nettoyé à partir de l&#39;os. Tout en faisant cela, il est très important de rester près de la surface de l&#39;os pour éviter de couper des gros vaisseaux. </li></ol></li><li> Pour un grand défaut de 5 mm de l&#39;os, la boucle 2 morceaux de fil Gigli scie (0,22 mm) autour de l&#39;os dans l&#39;orientation médio-latéral (figure 1E, F). Après le bouclage de la scie à fil, la position d&#39;un seul tenant sur le côté distal du fémur, à proximité de l&#39;articulation du genou, et une deuxième pièce sur le côté proximal à proximité de l&#39;articulation de la hanche. Fixer le fil scie de Gigli pièces de chaque côté en utilisant S-forme dissection courbe et Ligatpince ure, de sorte qu&#39;il reste dans l&#39;endroit prévu. Si une seule ostéotomie de coupe est prévu, puis utiliser un seul morceau de scie à fil. </li><li> Utilisation de la plaque de fixation externe en tant que matrice afin de déterminer la position exacte de l&#39;implant. La position du fixateur externe doit être aussi proche que possible du centre du fémur. <ol><li> Placer la plaque de fixation externe sur la face antéro-externe de l&#39;os. Ce résultat est obtenu en faisant tourner de l&#39;extérieur du fémur. Dans cette position, la couche de tissu mou est à son plus mince, ce qui évite une tension excessive du tissu mou sous la plaque de fixateur après que la plaie est fermée. </li><li> Ensuite, soulever légèrement la plaque de fixateur externe de la surface de l&#39;os afin de s&#39;assurer que les trous de la plaque sont centrées sur la surface de l&#39;os. Tenez le fixateur externe avec une petite pince pour elle de rester parallèle à l&#39;axe longitudinal de l&#39;os, puis utiliser un outil électrique ou une perceuse à main pour pré-percer le premier trou sur le côté du fémur avec le 0.79Trépan de forage mm. Avant d&#39;avancer vers l&#39;avant, assurez-vous que la pointe de la mèche est toujours centrée sur la surface de l&#39;os. </li><li> Si la pointe du foret ne cesse de glisser, utilisez le 1,00 mm contre platine (Figure 8F) pour centrer la position du premier trou. Le compteur lest doit être utilisé pour positionner toutes les broches de montage restants. Cela permettra d&#39;assurer un parfait alignement des trous de forage et la plaque de fixateur par rapport à la surface de l&#39;os. </li></ol></li></ol> 3. externe fixateur Implantation Méthode Utiliser le guide de scie <ol><li> Assurez-vous que la plaque du fixateur externe n&#39;est pas monté à l&#39;envers avant de clipper sur le guide de scie. Déterminer en comparant la taille des trous de la plaque. Le bon côté est avec le diamètre de la plus grande trou vers le haut. Si la différence entre la taille des trous dans le fixateur n&#39;est pas apparent, en utilisant la contre-platine. <ol><li> Insérer la pointe de la contre-platine dans l&#39;un des trous surla plaque de fixateur, si la contre-platine s&#39;intègre facilement dans le trou, alors c&#39;est la tête du fixateur, cependant, si la pointe de la contre-platine n&#39;entre pas alors c&#39;est un côté inférieur du fixateur, et doit être retourné pour l&#39;implantation en conséquence. (Important:.. Assurez-vous de percer perpendiculaire à l&#39;axe longitudinal de l&#39;os ce qui garantira une parfaite orientation du fixateur à la surface de l&#39;os La direction du premier trou de forage détermine l&#39;orientation finale du fixateur sur l&#39;os Rappelez-vous le les broches de fixation sont de la même longueur, et si le fixateur n&#39;est pas parallèle à l&#39;axe longitudinal de l&#39;os, la distance entre le fixateur et l&#39;os varient beaucoup trop et peuvent empêcher la capacité de chacun des quatre axes de montage de pénétrer dans les deux corticales). </li><li> Après l&#39;orientation est confirmée, couper la plaque sur le guide de scie (Figure 2A, B), puis extraire l&#39;unité sur l&#39;os de sorte que le premier avant-trouest aligné avec le premier trou de la plaque (figure 2C). Utilisez la clé 0,70 mm de boîte carrée insérée dans la perceuse à main pour entraîner le premier axe de montage dans le trou. Faire cela va permettre un positionnement reproductible pour les broches de montage restantes. </li><li> Après la première tige de montage est en place, puis percer le trou le plus éloigné du premier axe de montage sur le côté distal, et entraîner le second axe de montage dans le trou. L&#39;ordre d&#39;implantation des deux broches de montage moyen n&#39;est pas important. </li></ol></li></ol> 4. fixateur externe Implantation Méthode Sans le Guide de scie: L&#39;application du fixateur externe peut aussi être réalisé sans utiliser le guide de la scie. Les étapes à partir de l&#39;implantation de fixateur externe sont les mêmes jusqu&#39;à ce que l&#39;unité avec le guide de la scie est clipsé sur l&#39;os (étape 3.1). Si le guide de scie n&#39;est pas utilisée, il est très important de garder la plaque de fixateur dans le bon sens au coursl&#39;ensemble de la procédure d&#39;application. Le fémur doit être tourné à l&#39;extérieur dans le sens antéro-externe. <ol><li> Maintenir la plaque de fixation externe avec une petite pince en forme de S ou de dissection courbée et une pince de ligature de sorte qu&#39;elle est parallèle à l&#39;axe longitudinal de l&#39;os (figure 3A). L&#39;application de la première tige de montage permettra de déterminer l&#39;alignement du fixateur, par conséquent, la rotation de l&#39;os doit être maintenue jusqu&#39;à ce que la première broche est insérée (figure 3B). Après la première broche est en place, à utiliser avec précaution les pinces pour maintenir la plaque de fixateur qui agit comme un guide de perçage. </li><li> Insérez le foret dans le second trou - c&#39;est le trou le plus distal par rapport à l&#39;écart de l&#39;ostéotomie prévu (figure 3C). Avant de percer, assurez-vous que le deuxième trou a la même orientation que le premier trou; assurez-vous aussi que, après le forage est terminé, les deux corticales sont pénétrés. </li><li> Insérez le bo carré 0,70 mmx clé pour la perceuse à main, puis insérez la broche de montage dans la pointe. Insérez délicatement dans la plaque du fixateur externe sans perdre l&#39;alignement de la première avant-trou. </li><li> Dès que la pointe est en contact avec l&#39;os, commencer à tourner la clé sous charge axiale continue appliquée à l&#39;extrémité proximale de la perceuse à main. Après environ 5 tours complets, assurez-vous que le fil à l&#39;extrémité proximale de la tige de montage attrape le corps de la plaque de fixation externe. Ce thread verrouille le système. Arrêter de tourner lorsque l&#39;extrémité du fil de l&#39;os à proximité de la surface supérieure de l&#39;os (Figure 3D). </li><li> Après les broches sur le côté le plus distale et proximale sont en place pour percer les deux trous du milieu restants. L&#39;ordre d&#39;implantation des deux pins du milieu n&#39;est pas important (figures 3C). </li><li> Après le fixateur externe est en place, utilisez le 0,22 mm fil scie de Gigli dirigée par le guide de scie pour faire le défaut segmentaire (Figure 4A). Si cette dernière méthode est choisie, le guide de la scie est coupé avant de faire un défaut. <ol><li> Pour ce faire, passer un fil Gigli 0,22 mm vu à travers les 2 encoches sous le fémur (figure 5A) pour créer un 5 mm défaut segmentaire par un mouvement de va-et-vient (figure 5B) en utilisant une irrigation suffisante (utilisation 5 ml seringue pour distribuer une solution saline à le temps de la création de défauts). Pour éviter d&#39;endommager les tissus mous, couper le fil scie près de l&#39;os sur un côté après avoir terminé l&#39;ostéotomie. Retirez le guide de scie (figure 4B). </li></ol></li><li> Après le défaut ou ostéotomie est créé, retirez le guide de scie et fermer la plaie en couches, le muscle premier (figure 4C), puis la peau (figure 4D). Avant la plaie est fermée, traiter le défaut comme prévu dans le protocole de l&#39;étude. Fermez la couche musculaire et le fascia lata utilisant Ethibond vicryl 4-0, et la peau à l&#39;aide Ethicon Monocryl 3-0 sAVENIR. Évitez de faire glisser matériel de suture sur des surfaces non stériles tandis que la suture des plaies. Remarque: Pour éviter blessure mordre, la suture ne doit pas s&#39;arrêter distale de l&#39;implant inférieur. De même, la colle de peau peut être utilisée à la place d&#39;une suture. </li><li> Sur les trois premiers jours postopératoires, donner l&#39;analgésique rat toutes les 12 heures et l&#39;antibiotique chaque 24 heures. Bien sûr, le régime post-opératoire des médicaments varie en fonction de la marque et la marque des médicaments utilisés par chaque chercheur (se référer aux instructions de la spécification de la drogue). </li><li> De surveiller les animaux fréquemment après la procédure afin de s&#39;assurer qu&#39;ils se remettent de l&#39;anesthésie et alors seulement leur retour à l&#39;établissement d&#39;hébergement. Fournir des logements solitaire pour les premiers jours après la chirurgie pour s&#39;assurer qu&#39;il n&#39;y a pas de complications. </li><li> Surveillance de l&#39;eau, la prise alimentaire et le poids corporel après la chirurgie pour s&#39;assurer que l&#39;animal n&#39;est pas en souffrance et la détresse. Si l&#39;animal montre un niveau d&#39;activité a diminué, difficulté à se déplacer (de l&#39;échec des implants possible), ataxiun, poils gras hirsute, porphyrine coloration autour des yeux et des narines, une posture voûtée, détresse respiratoire, réduction de l&#39;apport alimentaire et de l&#39;eau, etc consulter un vétérinaire. </li></ol> 5 Changement de fixateur externe rigidité in vivo <ol><li> Si le protocole de l&#39;étude nécessite le changement de la rigidité de fixateur pendant le processus de guérison in vivo ce qui est obtenu en changeant les éléments de connexion sécurisée avec les vis de verrouillage spéciaux avec 0,5 mm boîte carrée de la clé attachée à la perceuse à main. Pour cette procédure, anesthésier le rat (voir le 2.3 dans le protocole) et donner l&#39;analgésie (reportez-vous à la 2.4 dans le protocole) une seule fois au moment de la procédure (figure 6A). <ol><li> Endormir le rat, puis insérez la pointe de la clé 0,50 mm de boîte carrée dans la vis de verrouillage fixé sur le côté du fixateur assemblé, et commencer à bien dans le sens antihoraire jusqu&#39;à ce que la broche est à mi-chemin (Figure 6B </strong&gt;). Après cette partie est terminée, répéter la procédure pour le second axe qui se trouve sur le même côté de la plaque de fixation externe (Figure 6C). </li><li> Lorsque les deux broches sur le même côté sont à moitié chemin, utiliser une pince ou une pince pour retirer l&#39;élément de connexion sur le côté opposé avec un mouvement doux (Figure 6D). L&#39;élément de liaison doit se détacher facilement, si elle n&#39;a pas, puis faire un couple supplémentaire de tours sur les deux vis de verrouillage pour s&#39;assurer que la pointe de la vis de verrouillage n&#39;est pas ancrée dans l&#39;élément de connexion. </li><li> Après l&#39;élément de connexion est supprimée, faites glisser l&#39;élément de connexion souhaité de rigidité à la place du enlevé un (figure 6E), et de l&#39;autre côté à l&#39;aide de la clé de boîte carrée commencer à tourner jusqu&#39;à la vis de verrouillage est à mi-chemin sur le côté opposé (Figure 6F). Répétez la même procédure pour la deuxième vis de verrouillage (figure 6G). Important: eest exigera de passer à l&#39;autre côté de la plaque pour s&#39;assurer que les deux vis de verrouillage sont à mi-chemin sur le côté où l&#39;élément de connexion a été remplacé (figure 6H, I). </li><li> Après cette partie est terminée avec succès, retirez le deuxième élément de liaison (Figure 6J) et le remplacer par le même élément de liaison de rigidité que celui remplacé sur le côté opposé (Figure 6K). Après le second élément de connexion est en place, commencer à conduire la vis de verrouillage jusqu&#39;à ce que l&#39;extrémité de la vis de verrouillage sort de la face opposée de la plaque, et la pointe de la vis de verrouillage est sorti de la même quantité de chaque côté (figure 6L). Répétez la même procédure pour la deuxième vis de verrouillage (Figure 6 M, N). Cette procédure prend environ 15 minutes à compléter. </li></ol></li></ol>

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B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+percutaneous+gene+delivery+to+enhance+healing+of+segmental+bone+defects.">Direct percutaneous gene delivery to enhance healing of segmental bone defects.</a> J Bone Joint Surg Am. 88, 355-365 (2006).</li><li>Cullinane, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induction+of+a+neoarthrosis+by+precisely+controlled+motion+in+an+experimental+mid-femoral+defect.">Induction of a neoarthrosis by precisely controlled motion in an experimental mid-femoral defect.</a> J Orthop Res. 20, 579-586 (2002).</li><li>Dickson, G. R., Geddis, C., Fazzalari, N., Marsh, D., Parkinson, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microcomputed+tomography+imaging+in+a+rat+model+of+delayed+union/non-union+fracture.">Microcomputed tomography imaging in a rat model of delayed union/non-union fracture.</a> J Orthop Res. 26, 729-736 (2008).</li><li>Jager, M., Sager, M., Lensing-Hohn, S., Krauspe, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+critical+size+bony+defect+in+a+small+animal+for+bone+healing+studies+(II):+implant+evolution+and+surgical+technique+on+a+rat's+femur.">The critical size bony defect in a small animal for bone healing studies (II): implant evolution and surgical technique on a rat's femur.</a> Biomed Tech (Berl). 50, 137-142 (2005).</li><li>Betz, V. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Healing+of+segmental+bone+defects+by+direct+percutaneous+gene+delivery:+effect+of+vector+dose.">Healing of segmental bone defects by direct percutaneous gene delivery: effect of vector dose.</a> Hum Gene Ther. 18, 907-915 (2007).</li><li>Glatt, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ability+of+recombinant+human+bone+morphogenetic+protein+2+to+enhance+bone+healing+in+the+presence+of+tobramycin:+evaluation+in+a+rat+segmental+defect+model.">Ability of recombinant human bone morphogenetic protein 2 to enhance bone healing in the presence of tobramycin: evaluation in a rat segmental defect model.</a> J Orthop Trauma. 23, 693-701 (2009).</li><li>Willie, B., Adkins, K., Zheng, X., Simon, U., Claes, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanical+characterization+of+external+fixator+stiffness+for+a+rat+femoral+fracture+model.">Mechanical characterization of external fixator stiffness for a rat femoral fracture model.</a> J Orthop Res. 27, 687-693 (2009).</li><li>Hess, T., Hopf, T., Fritsch, E., Mittelmeier, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+biomechanical+studies+of+conventional+and+self-tapping+cortical+bone+screws.">Comparative biomechanical studies of conventional and self-tapping cortical bone screws.</a> Z Orthop Ihre Grenzgeb. 129, 278-282 (1991).</li><li>Glatt, V., Evans, C. H., Matthys, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Design,+characterisation+and+in+vivo+testing+of+a+new,+adjustable+stiffness,+external+fixator+for+the+rat+femur.">Design, characterisation and in vivo testing of a new, adjustable stiffness, external fixator for the rat femur.</a> Eur Cell Mater. 23, 289-298 (2012).</li><li>Glatt, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+healing+of+large+segmental+defects+in+the+rat+femur+by+reverse+dynamization+in+the+presence+of+bone+morphogenetic+protein-2.">Improved healing of large segmental defects in the rat femur by reverse dynamization in the presence of bone morphogenetic protein-2.</a> J Bone Joint Surg Am. 94, 2063-2073 (2012).</li></ol>

L&#39;auteur Romano Matthys est un employé de RISystem AG Davos, en Suisse qui produit les implants, instruments spécifiques implants et consommables utilisés dans cet article. L&#39;auteur Vaida Glatt n&#39;a pas d&#39;intérêts financiers concurrents.

The most critical steps of a surgical procedure to create a large bone defect are: 1) choosing the appropriate body weight of the rat to match the size of the external fixator; 2) maintaining a sterile environment during the procedure; and 3) following the surgical procedure protocol.
The main goals of this study were to design, manufacture and characterize a new, variable stiffness external fixator for the rat femoral large defect model, and to use this fixator in determining the interplay be...

Un certain nombre d&#39;études ont permis de mieux comprendre les mécanismes biologiques impliqués dans la réparation des tissus osseux 1-6. Les effets des conditions mécaniques sur la réparation osseuse tels que axiale, cisaillement et des mouvements interfragmentaires (MFI) ont été largement étudiés 7-15. Au cours des dernières années, de plus en plus d&#39;études ont commencé à émerger décrivant l&#39;influence de l&#39;environnement mécanique sur la cicatrisation osseuse en utilisant une fracture, une ostéotomie et une grande perte de substance osseuse segmentaire dans des modèles in vivo. Par conséquent, les méthodes de fixation fiables sont nécessaires pour obtenir des résultats reproductibles et fiables étude. L&#39;environnement mécanique autour de la fracture de guérison est très importante car elle détermine la façon dont la fracture va guérir. Ainsi, le choix du dispositif de fixation est très important et doit être soigneusement choisie en fonction de la conception de l&#39;étude, ainsi que d&#39;autres facteurs tels que la taille de l&#39;espace et du type de fracture. Les propriétés mécaniques du dispositif de fixation d&#39;unre encore plus important lorsque l&#39;on étudie la cicatrisation osseuse de grands défauts osseux pour établir une fixation qui ne fournit pas seulement une dimension de l&#39;intervalle constant tout au long de la période d&#39;essai de charge complète, mais également un environnement idéal pour la mécanique de l&#39;os de la guérison. Les fixateurs externes sont couramment utilisés dans les fractures et les grands modèles expérimentaux de guérison des défauts osseux car elles ont un avantage sur d&#39;autres dispositifs de fixation. Le principal avantage de fixateurs externes sont qu&#39;ils permettent la modification de l&#39;environnement mécanique au niveau du site du défaut in vivo sans une intervention secondaire qui peut être obtenue en changeant ou en ajustant la barre de la stabilité de l&#39;appareil au cours de l&#39;expérience, comme l&#39; cicatrisation osseuse progresse. En outre, elle permet l&#39;application de la stimulation mécanique locale spécifique pour améliorer la réparation de l&#39;os, et fournit aussi la possibilité de mesurer la rigidité d&#39;un tissu de cal in vivo. Néanmoins, les dispositifs ont aussi quelques inconvénientsqui comprennent: irritation des tissus mous, les infections et la broche rupture. Malheureusement, ces implants ne sont pas disponibles «sur étagère» au moment de l&#39;élaboration de l&#39;implant, et les enquêteurs ont été contraints de concevoir sur mesure leurs propres fixateurs pour une utilisation prévue. Par conséquent, une contrainte de la recherche dans ce domaine est le manque de contrôle expérimental sur l&#39;environnement mécanique locale dans un grand défaut segmentaire ainsi que ostéotomies car il guérit. Les caractéristiques mécaniques d&#39;un fixateur externe sont définis par, et peuvent être modulées par un grand nombre de variables qui comprennent: la distance entre les broches, diamètre de la tige, Matériau de l&#39;axe, le nombre de broches, fixateur longueur de la barre, numéro de barre de fixateur, matériau fixateur de la barre, l&#39;épaisseur de la barre de fixateur et la distance entre la surface de l&#39;os de la barre de fixateur (offset). Étonnamment, seulement un manque d&#39;études pourrait être trouvée qui ont étudié les contributions mécaniques des composants individuelsde fixateurs ou des configurations de châssis entiers utilisés dans les études sur les rongeurs 16,18,28. Par exemple, les résultats d&#39;une seule étude ont montré que l&#39;un des principaux facteurs contribuant à la détermination de la rigidité totale de la construction de fixation a été dominée par la flexibilité des broches par rapport à leurs offset, diamètre et les propriétés des matériaux 28. Les résultats des études ci-dessus montrent clairement que la connaissance de l&#39;environnement mécanique fournie par le dispositif de fixation est très important, mais, dans de nombreux cas n&#39;est pas étudié en détail. Cet article présente l&#39;implantation conception, les spécifications, et in vivo d&#39;un fixateur externe qui résout ce problème. Ce fixateur permet également la modulation de l&#39;environnement mécanique cicatrisation progresse, une propriété qui permet l&#39;étude de la mécano-sensibilité de différentes étapes du processus de cicatrisation in vivo. En outre, ainsi que l&#39;imposition d&#39;une mécanique locale contrôlée et reproductibleal environnement, son accessibilité permet également pour la modulation de ce milieu à différents stades de la cicatrisation osseuse. Le fixateur nous avons conçu a été basée sur la fixation externe, qui est largement utilisé pour la fixation des fractures 16-21 et les grands modèles de défauts dans les animaux de laboratoire 22-27. La différence entre notre fixateur externe et les autres modèles existants dans la littérature est que leur barre de stabilité est fixé avec des vis à avoir une mainmise de broches de Kirschner (K-fils). Ce type de conception nécessite des vis à resserrer toutes les deux semaines (parfois même hebdomadaire) pour s&#39;assurer que la distance du décalage est maintenu que le chargement est appliqué par roulement de poids pour empêcher le relâchement de la barre de stabilité. Si tel relâchement se produit, il permet des conditions de chargement supplémentaires indésirables tels que angulaire, transversale et les mouvements de cisaillement de torsion à l&#39;os de guérison (basé sur l&#39;expérience personnelle, la communication avec researchers). Sachant cela, un fixateur externe a été conçu en tant que telle que, lorsque la rigidité du fixateur doit être changé, il serait obtenue en retirant des éléments de connexion reliés au module principal où les broches de montage sont noyés. L&#39;expérience pilote in vivo a été réalisée avec le nouveau prototype de fixateur externe pour s&#39;assurer qu&#39;il remplit toutes les exigences proposées avant d&#39;être fabriqué en grandes quantités. L&#39;objectif principal de cet article est de présenter une nouvelle méthode chirurgicale pour un fixateur externe utilisé pour les grands défauts osseux et ostéotomies chez le rat avec la possibilité de modifier la rigidité in vivo au cours du processus de guérison. Ce mode de fixation est appliquée in vivo sur le fémur de rat.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="848">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:232px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:283px;">Company</td>
			<td style="width:117px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:216px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">RatExFix simple 100%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.120</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">RatExFix simple 70%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.123</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">RatExFix simple 40%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.121</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">RatExFix simple 10%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:232px;">RatExFix Connection element 100%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.130</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">RatExFix Connection element 70%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.131</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">RatExFix Connection element 40%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.132</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">RatExFix Connection element 10%</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.612.133</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">RatExFix Main body</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.611.101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">RatExFix InterlockingScrew</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.412.110</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">RatExFix Mounting pin 0.85 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.412.100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">RatExFix Saw Guide 100% 5 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.312.100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Accu Pen 6V+</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.390.211</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">HandDrill</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.390.130</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Drill Bit 0.79 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.593.203</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Gigly wire saw 0.22 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.590.100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Square box wrench 0.70 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.590.112</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Square box wrench 0.50 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.590.111</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Centering bit 1.00 mm</td>
			<td>RISystem AG Davos, Switzerland</td>
			<td style="width:117px;">RIS.592.205</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Scalpel Blade handle</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Scalpel Blade (Size 15)</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Tissue Forceps</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Scissors</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Retractor</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Needle Holder</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Henahan Elevator</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:232px;">S-shape curved dissecting and ligature forceps&#160;</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>2</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Dressing Forceps</td>
			<td style="width:283px;">Fine Science tools</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>2</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Sterile Fenestrated drape</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>for surgery</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sterile gauze</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>for surgery</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">5 ml syringe&#160;</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>&#160;for irrigation of defect</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">24-27G needle&#160;</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>&#160;for irrigation of defect</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">1cc Insulin syringes&#160;</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>for drug injections</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">sterile saline&#160;</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>for bone defect irrigation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">sterile gloves</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>to perform surgeries</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">chlorohezadine</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>disinfecting solution for surgical site</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Vicryl suture 4-0 with SH-1</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>to suture muscle&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ethibond suture 3-0&#160;</td>
			<td style="width:283px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>to suture skin</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Isofluorine</td>
			<td style="width:283px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>for anesthesia</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Buprenorphine</td>
			<td style="width:283px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>analgesia during and after the surgery</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cefazolin</td>
			<td style="width:283px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td>antibiotic during and after the surgery&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sprague-Dawley Rats or any other strain</td>
			<td>Charles River Laboratories International, Inc. (Wilmington, MA USA)&#160;</td>
			<td style="width:117px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

adjustable stiffness, external fixator for the rat femur osteotomy and segmental bone defect models

L&#39;environnement mécanique autour de la guérison des os cassé est très importante car elle détermine la façon dont la fracture va guérir. Au cours de la dernière décennie, il ya eu un grand intérêt clinique dans l&#39;amélioration de la cicatrisation osseuse en modifiant l&#39;environnement mécanique par la stabilité de la fixation autour de la lésion. Une contrainte de la recherche animale préclinique dans ce domaine est le manque de contrôle expérimental sur l&#39;environnement mécanique locale dans un grand défaut segmentaire ainsi que ostéotomies car ils guérissent. Dans cet article, nous présentons la conception et l&#39;utilisation d&#39;un fixateur externe pour étudier la guérison des défauts importants segmentaire osseuses ou ostéotomies. Ce dispositif permet, non seulement de la rigidité axiale contrôlée sur la lésion de la moelle qu&#39;elle guérit, mais il permet également la variation de la rigidité au cours du processus de cicatrisation in vivo. Les expériences réalisées ont montré que les fixateurs sont en mesure de maintenir un écart de défaut fémorale 5 mm chez le rat in vivo au cours de cage libreactivité pendant au moins 8 semaines. De même, nous n&#39;avons observé aucune déformation ou d&#39;infections, y compris les infections des broches au cours de la période de cicatrisation entier. Ces résultats démontrent que notre fixateur externe nouvellement développée a été en mesure de parvenir à stabiliser reproductible et normalisée, et l&#39;altération de l&#39;environnement mécanique in vivo chez le rat défauts grand osseuses et diverses ostéotomies de taille. Cela confirme que le dispositif de fixation externe est bien adapté pour des enquêtes de recherche préclinique utilisant un modèle de rat dans le domaine de la régénération osseuse et la réparation.

Les spécifications de conception Stabilisation du fémur de rat avec le système de fixation externe permet la création d&#39;ostéotomies de 0,5 à 5 mm. Le système de fixateur externe est un fixateur externe verrouillé en polyéther-éther-cétone (PEEK - [le corps]) et de titane-aluminium-niobium alliage (TAN - [les broches de montage]), qui offre un design simple, reproductible et adaptable, et est disponible en quatre raideurs différentes: 10, 40, 70 et 100% (100% étant la norme, fix...

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Adjustable Stiffness, External Fixator for the Rat Femur Osteotomy and Segmental Bone Defect Models

One constraint of preclinical research in the field of bone repair is the lack of experimental control over the local mechanical environment within a healing bone lesion. We report the design and use of an external fixator for bone repair with the ability to change fixator stiffness in vivo.

Rigidité réglable, fixateur externe pour les modèles Rat fémur ostéotomie segmentaire et défauts osseux

The mechanical environment around the healing of broken bone is very important as it determines the way the fracture will heal. Over the past decade there ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

22.4K vues.  Queensland University of Technology. One constraint of preclinical research in the field of bone repair is the lack of experimental control over the local mechanical environment within a healing bone lesion. We report the design and use of an external fixator for bone repair with the ability to change fixator stiffness in vivo.

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Models of Bone Metastasis

Bone metastases are a common occurrence in several malignancies, including breast, prostate, and lung. Once established in bone, tumors are responsible for significant morbidity and mortality1. Thus, there is a significant need to understand the molecular mechanisms controlling the establishment, growth and activity of tumors in bone. Several in vivo models have been established to study these events and each has specific benefits and limitations. The most commonly used model utilizes intracardiac inoculation of tumor cells directly into the arterial blood supply of athymic (nude) BalbC mice. This procedure can be applied to many different tumor types (including PC-3 prostate cancer, lung carcinoma, and mouse mammary fat pad tumors); however, in this manuscript we will focus on the breast cancer model, MDA-MB-231. In this model we utilize a highly bone-selective clone, originally derived in Dr. Mundy's group in San Antonio2, that has since been transfected for GFP expression and re-cloned by our group3. This clone is a bone metastatic variant with a high rate of osteotropism and very little metastasis to lung, liver, or adrenal glands. While intracardiac injections are most commonly used for studies of bone metastasis2, in certain instances intratibial4 or mammary fat pad injections are more appropriate. Intracardiac injections are typically performed when using human tumor cells with the goal of monitoring later stages of metastasis, specifically the ability of cancer cells to arrest in bone, survive, proliferate, and establish tumors that develop into cancer-induced bone disease. Intratibial injections are performed if focusing on the relationship of cancer cells and bone after a tumor has metastasized to bone, which correlates roughly to established metastatic bone disease. Neither of these models recapitulates early steps in the metastatic process prior to embolism and entry of tumor cells into the circulation. If monitoring primary tumor growth or metastasis from the primary site to bone, then mammary fat pad inoculations are usually preferred; however, very few tumor cell lines will consistently metastasize to bone from the primary site, with 4T1 bone-preferential clones, a mouse mammary carcinoma, being the exception 5,6.
This manuscript details inoculation procedures and highlights key steps in post inoculation analyses. Specifically, it includes cell culture, tumor cell inoculation procedures for intracardiac and intratibial inoculations, as well as brief information regarding weekly monitoring by x-ray, fluorescence and histomorphometric analyses.

Animal models are frequently utilized to study cancer metastasis to bone. In this protocol we will describe two common methods of tumor inoculation for bone metastasis studies and briefly describe some of the analyses utilized to monitor and quantify these models.

Modèles de métastases osseuses

Bone metastases are a common occurrence in several malignancies, including breast, prostate, and lung. Once established in bone, tumors are responsible ...

Recherche

Médecine

Procedure for Human Saphenous Veins Ex Vivo Perfusion and External Reinforcement

The mainstay of contemporary therapies for extensive occlusive arterial disease is venous bypass graft. However, its durability is threatened by intimal hyperplasia (IH) that eventually leads to vessel occlusion and graft failure. Mechanical forces, particularly low shear stress and high wall tension, are thought to initiate and to sustain these cellular and molecular changes, but their exact contribution remains to be unraveled. To selectively evaluate the role of pressure and shear stress on the biology of IH, an ex&#160;vivo perfusion system (EVPS) was created to perfuse segments of human saphenous veins under arterial regimen (high shear stress and high pressure). Further technical innovations allowed the simultaneous perfusion of two segments from the same vein, one reinforced with an external mesh. Veins were harvested using a no-touch technique and immediately transferred to the laboratory for assembly in the EVPS. One segment of the freshly isolated vein was not perfused (control, day 0). The two others segments were perfused for up to 7 days, one being completely sheltered with a 4 mm (diameter) external mesh. The pressure, flow velocity, and pulse rate were continuously monitored and adjusted to mimic the hemodynamic conditions prevailing in the femoral artery. Upon completion of the perfusion, veins were dismounted and used for histological and molecular analysis. Under ex&#160;vivo conditions, high pressure perfusion (arterial, mean = 100 mm Hg) is sufficient to generate IH and remodeling of human veins. These alterations are reduced in the presence of an external polyester mesh.

Procedure for Human Saphenous Veins Ex Vivo Perfusion and External Reinforcement

The mechanisms leading to the development of intimal hyperplasia (IH) and vein graft failure are still poorly understood. This study describes an ex&#160;vivo system to perfuse human veins under controlled flow and pressure. Furthermore the efficiency of external mesh reinforcement to limit the development of IH was evaluated.

Procédure pour saphènes humaines veines<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Perfusion et renforcement externe

The mainstay of contemporary therapies for extensive occlusive arterial disease is venous bypass graft. However, its durability is threatened by intimal ...

A Simple Critical-sized Femoral Defect Model in Mice

While bone has a remarkable capacity for regeneration, serious bone trauma often results in damage that does not properly heal. In fact, one tenth of all limb bone fractures fail to heal completely due to the extent of the trauma, disease, or age of the patient. Our ability to improve bone regenerative strategies is critically dependent on the ability to mimic serious bone trauma in test animals, but the generation and stabilization of large bone lesions is technically challenging. In most cases, serious long bone trauma is mimicked experimentally by establishing a defect that will not naturally heal. This is achieved by complete removal of a bone segment that is larger than 1.5 times the diameter of the bone cross-section. The bone is then stabilized with a metal implant to maintain proper orientation of the fracture edges and allow for mobility. 
Due to their small size and the fragility of their long bones, establishment of such lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. As such, long bone defect models are confined to rats and larger animals. Nevertheless, mice afford significant research advantages in that they can be genetically modified and bred as immune-compromised strains that do not reject human cells and tissue.
Herein, we demonstrate a technique that facilitates the generation of a segmental defect in mouse femora using standard laboratory and veterinary equipment. With practice, fabrication of the fixation device and surgical implantation is feasible for the majority of trained veterinarians and animal research personnel. Using example data, we also provide methodologies for the quantitative analysis of bone healing for the model.

Animal models are frequently employed to mimic serious bone injury in biomedical research. Due to their small size, establishment of stabilized bone lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. Herein, we describe a simple method for establishing and analyzing experimental femoral defects in mice.

Une simple critique de taille fémorale défauts modèle chez la souris

While bone has a remarkable capacity for regeneration, serious bone trauma often results in damage that does not properly heal. In fact, one tenth of all ...

Establishment of a Segmental Femoral Critical-size Defect Model in Mice Stabilized by Plate Osteosynthesis

The use of tissue-engineered bone constructs is an appealing strategy to overcome drawbacks of autografts for the treatment of massive bone defects. As a model organism, the mouse has already been widely used in bone-related research. Large diaphyseal bone defect models in mice, however, are sparse and often use bone fixation which fills the bone marrow cavity and does not provide optimal mechanical stability. The objectives of the current study were to develop a critical-size, segmental, femoral defect in nude mice. A 3.5-mm mid-diaphyseal femoral ostectomy (approximately 25% of the femur length) was performed using a dedicated jig, and was stabilized with an anterior located locking plate and 4 locking screws. The bone defect was subsequently either left empty or filled with a bone substitute (syngenic bone graft or coralline scaffold). Bone healing was monitored noninvasively using radiography and in vivo micro-computed-tomography and was subsequently assessed by ex vivo micro-computed-tomography and undecalcified histology after animal sacrifice, 10 weeks postoperatively. The recovery of all mice was excellent, a full-weight-bearing was observed within one day following the surgical procedure. Furthermore, stable bone fixation and consistent fixation of the implanted materials were achieved in all animals tested throughout the study. When the bone defects were left empty, non-union was consistently obtained. In contrast, when the bone defects were filled with syngenic bone grafts, bone union was always observed. When the bone defects were filled with coralline scaffolds, newly-formed bone was observed in the interface between bone resection edges and the scaffold, as well as within a short distance within the scaffold. 
The present model describes a reproducible critical-size femoral defect stabilized by plate osteosynthesis with low morbidity in mice. The new load-bearing segmental bone defect model could be useful for studying the underlying mechanisms in bone regeneration pertinent to orthopaedic applications.

Although mouse models are invaluable tools for bone tissue engineering, models of long bone defects are sparse. This need motivated development of the present protocol which uses a locking plate with four screws and a dedicated jig to perform and stabilize a reproducible, femoral, critical-size defect with low morbidity.

Mise en place d&#39;un segmentaire fémoral Critical-size Defect modèle chez la souris Stabilisé par Plate ostéosynthèse

The use of tissue-engineered bone constructs is an appealing strategy to overcome drawbacks of autografts for the treatment of massive bone defects. As a ...

An Intramedullary Locking Nail for Standardized Fixation of Femur Osteotomies to Analyze Normal and Defective Bone Healing in Mice

Bone healing models are essential to the development of new therapeutic strategies for clinical fracture treatment. Furthermore, mouse models are becoming more commonly used in trauma research. They offer a large number of mutant strains and antibodies for the analysis of the molecular mechanisms behind the highly differentiated process of bone healing. To control the biomechanical environment, standardized and well-characterized osteosynthesis techniques are mandatory in mice. Here, we report on the design and use of an intramedullary nail to stabilize open femur osteotomies in mice. The nail, made of medical-grade stainless steel, provides high axial and rotational stiffness. The implant further allows the creation of defined, constant osteotomy gap sizes from 0.00 mm to 2.00 mm. Intramedullary locking nail stabilization of femur osteotomies with gap sizes of 0.00 mm and 0.25 mm result in adequate bone healing through endochondral and intramembranous ossification. Stabilization of femur osteotomies with a gap size of 2.00 mm results in atrophic non-union. Thus, the intramedullary locking nail can be used in healing and non-healing models. A further advantage of the use of the nail compared to other open bone healing models is the possibility to adequately fix bone substitutes and scaffolds in order to study the process of osseous integration. A disadvantage of the use of the intramedullary nail is the more invasive surgical procedure, inherent to all open procedures compared to closed models. A further disadvantage may be the induction of some damage to the intramedullary cavity, inherent to all intramedullary stabilization techniques compared to extramedullary stabilization procedures.

This protocol describes an osteosynthesis technique using an intramedullary locking nail for standardized fixation of femur osteotomies, which can be used to analyze normal and defective bone healing in mice.

Un clou intramédullaire verrouillage pour Standardized Fixation de Fémur Ostéotomies pour l&#39;analyse normale et défectueuse des os de guérison chez la souris

Bone healing models are essential to the development of new therapeutic strategies for clinical fracture treatment. Furthermore, mouse models are becoming ...

Method of Direct Segmental Intra-hepatic Delivery Using a Rat Liver Hilar Clamp Model

Major hepatic surgery with inflow occlusion, and liver transplantation, necessitate a period of warm ischemia, and a period of reperfusion leading to ischemia/reperfusion (I/R) injury with myriad negative consequences. Potential I/R injury in marginal organs destined for liver transplantation contributes to the current donor shortage secondary to a decreased organ utilization rate. A significant need exists to explore hepatic I/R injury in order to mediate its impact on graft function in transplantation. Rat liver hilar clamp models are used to investigate the impact of different molecules on hepatic I/R injury. Depending on the model, these molecules have been delivered using inhalation, epidural infusion, intraperitoneal injection, intravenous administration or injection into the peripheral superior mesenteric vein. A rat liver hilar clamp model has been developed for use in studying the impact of pharmacologic molecules in ameliorating I/R injury. The described model for rat liver hilar clamp includes direct cannulation of the portal supply to the ischemic hepatic segment via a side branch of the portal vein, allowing for direct segmental hepatic delivery. Our approach is to induce ischemia in the left lateral and median lobes for 60 min, during which time the substance under study is infused. In this case, pegylated-superoxide dismutase (PEG-SOD), a free radical scavenger, is infused directly into the ischemic segment. This series of experiments demonstrates that infusion of PEG-SOD is protective against hepatic I/R injury. Advantages of this approach include direct injection of the molecule into the ischemic segment with consequent decrease in volume of distribution and reduction in systemic side effects.

A unique rat liver hilar clamp model was developed for studying the impact of pharmacologic molecules in ameliorating ischemia-reperfusion injury. This model includes direct cannulation of the portal supply to the ischemic liver segment via a branch of the portal vein, allowing for direct hepatic delivery.

Méthode de Direct segmentaire livraison intra-hépatique L&#39;utilisation d&#39;un modèle hilaire de foie de rat Clamp

Major hepatic surgery with inflow occlusion, and liver transplantation, necessitate a period of warm ischemia, and a period of reperfusion leading to ...

In Vivo Evaluation of Fracture Callus Development During Bone Healing in Mice Using an MRI-compatible Osteosynthesis Device for the Mouse Femur

Endochondral fracture healing is a complex process involving the development of fibrous, cartilaginous, and osseous tissue in the fracture callus. The amount of the different tissues in the callus provides important information on the fracture healing progress. Available in vivo techniques to longitudinally monitor the callus tissue development in preclinical fracture-healing studies using small animals include digital radiography and &#181;CT imaging. However, both techniques are only able to distinguish between mineralized and non-mineralized tissue. Consequently, it is impossible to discriminate cartilage from fibrous tissue. In contrast, magnetic resonance imaging (MRI) visualizes anatomical structures based on their water content and might therefore be able to noninvasively identify soft tissue and cartilage in the fracture callus. Here, we report the use of an MRI-compatible external fixator for the mouse femur to allow MRI scans during bone regeneration in mice. The experiments demonstrated that the fixator and a custom-made mounting device allow repetitive MRI scans, thus enabling longitudinal analysis of fracture-callus tissue development.

In Vivo Evaluation of Fracture Callus Development During Bone Healing in Mice Using an MRI-compatible Osteosynthesis Device for the Mouse Femur

The evaluation of tissue development in the fracture callus during endochondral bone healing is essential to monitor the healing process. Here, we report the use of a magnetic resonance imaging (MRI)-compatible external fixator for the mouse femur to allow MRI scans during bone regeneration in mice.

In Vivo Évaluation du développement de cals de Fracture au cours de la guérison osseuse chez la souris en utilisant un dispositif d’ostéosynthèse IRM-compatible pour le fémur de souris

Endochondral fracture healing is a complex process involving the development of fibrous, cartilaginous, and osseous tissue in the fracture callus. The ...

Using a Knee Arthrometer to Evaluate Tissue-specific Contributions to Knee Flexion Contracture in the Rat

Normal knee range of motion (ROM) is critical to well-being and allows one to perform basic activities such as walking, climbing stairs and sitting. Lost ROM is called a joint contracture and results in increased morbidity. Due to the difficulty of reversing established knee contractures, early detection is important, and hence, knowing risk factors for their development is essential. The rat represents a good model with which the effect of an intervention can be studied due to the similarity of rat knee anatomy to that of humans, the rat's ability to tolerate long durations of knee immobilization in flexion, and because mechanical data can be correlated with histologic and biochemical analysis of knee tissue.
Using an automated arthrometer, we demonstrate a validated, precise, reproducible, user-independent method of measuring the extension ROM of the rat knee joint at specific torques. This arthrometer can be used to determine the effects of interventions on knee joint ROM in the rat.

The goal of the protocol is to measure the extension range of motion of the rat knee. The effects of various diseases that increase the stiffness of the knee joint and the effectiveness of treatments can be quantified.

À l’aide d’un Arthrometer de genou pour évaluer les Contributions spécifiques des tissus à la Contracture de Flexion du genou chez le Rat

Normal knee range of motion (ROM) is critical to well-being and allows one to perform basic activities such as walking, climbing stairs and sitting. Lost ...

A Rat Carotid Artery Pressure-Controlled Segmental Balloon Injury with Periadventitial Therapeutic Application

Cardiovascular disease remains the leading cause of death and disability worldwide, in part due to atherosclerosis. Atherosclerotic plaque narrows the luminal surface area in arteries thereby reducing adequate blood flow to organs and distal tissues. Clinically, revascularization procedures such as balloon angioplasty with or without stent placement aim to restore blood flow. Although these procedures reestablish blood flow by reducing plaque burden, they damage the vessel wall, which initiates the arterial healing response. The prolonged healing response causes arterial restenosis, or re-narrowing, ultimately limiting the long-term success of these revascularization procedures. Therefore, preclinical animal models are integral for analyzing the pathophysiological mechanisms driving restenosis, and provide the opportunity to test novel therapeutic strategies. Murine models are cheaper and easier to operate on than large animal models. Balloon or wire injury are the two commonly accepted injury modalities used in murine models. Balloon injury models in particular mimic the clinical angioplasty procedure and cause adequate damage to the artery for the development of restenosis. Herein we describe the surgical details for performing and histologically analyzing the modified, pressure-controlled rat carotid artery balloon injury model. Additionally, this protocol highlights how local periadventitial application of therapeutics can be used to inhibit neointimal hyperplasia. Lastly, we present light sheet fluorescence microscopy as a novel approach for imaging and visualizing the arterial injury in three-dimensions.

The rat carotid artery balloon injury mimics the clinical angioplasty procedure performed to restore blood flow in atherosclerotic vessels. This model induces the arterial injury response by distending the arterial wall, and denuding the intimal layer of endothelial cells, ultimately causing remodeling and an intimal hyperplastic response.

Une blessure de ballon segmental contrôlé par pression d’artère de rat carotide avec l’application thérapeutique periadventitial

Cardiovascular disease remains the leading cause of death and disability worldwide, in part due to atherosclerosis. Atherosclerotic plaque narrows the ...

Protocol for Developing a Femur Osteotomy Model in Wistar Albino Rats

Fracture healing is a physiological process resulting in the regeneration of bone defects by the coordinated action of osteoblasts and osteoclasts. Osteoanabolic drugs have the potential to augment the repair of fractures but have constraints like high costs or undesirable side effects. The bone healing potential of a drug can initially be determined by in vitro studies, but in vivo studies are needed for the final proof of concept. Our objective was to develop a femur osteotomy rodent model that could help researchers understand the development of callus formation following fracture of the shaft of the femur and that could help establish whether a potential drug has bone healing properties. Adult male Wistar albino rats were used after Institutional Animal Ethics Committee clearance. The rodents were anesthetized, and under aseptic conditions, complete transverse fractures at the middle one-third of the shafts of the femurs were created using open osteotomy. The fractures were reduced and internally fixed using intramedullary K-wires, and secondary fracture healing was allowed to take place. After surgery, intraperitoneal analgesics and antibiotics were given for 5 days. Sequential weekly x-rays assessed callus formation. The rats were sacrificed based on radiologically pre-determined time points, and the development of the fracture callus was analyzed radiologically and using immunohistochemistry.

Here, we present a protocol to iatrogenically fracture the shaft of the femur of Wistar albino rats and follow up on the development of the callus. This femur osteotomy model can help researchers evaluate the process of fracture healing and to study how a drug could influence fracture healing.

Protocole pour le développement d’un modèle d’ostéotomie fémure chez le rat albinos Wistar

Fracture healing is a physiological process resulting in the regeneration of bone defects by the coordinated action of osteoblasts and osteoclasts. ...