Nous remercions Katharina Haberland pour l&#39;édition d&#39;image. Financement: L&#39;auteur principal a reçu une subvention de la KKF Technische Universität München à mettre en place un nouveau laboratoire de recherche.

NOTE: Avant la mise en œuvre du modèle présenté, les lois de protection des animaux correspondant doivent être consultés et doit être autorisée par les autorités locales. Dans ce travail, toutes les expériences ont été réalisées en conformité avec les principes directeurs pour les animaux de recherche impliquant et la législation allemande sur la protection des animaux. Les expériences ont été approuvés par le comité de protection des animaux. 1. Préparation des animaux et élévation chirurgicale de la poitrine <ol style="margin-left: 40px;"><li> Gardez les animaux dans des cages individuelles à la température ambiante de 22-24 ° C et à une humidité relative de 60-65% avec un cycle jour et nuit de 12 heures. Autoriser souris libre accès à l&#39;eau potable et nourriture de laboratoire standard. Toujours maintenir des conditions stériles pendant la chirurgie de survie. </li><li> Anesthésier les souris par voie intrapéritonéale (ip) par injection de 0,1 ml de solution saline pour 10 g de poids corporel contenant 90 mg de chlorhydrate kg de poids corporel / de la kétamine et 25 mg /kg de chlorhydrate pc dihydroxylidinothiazine. L&#39;anesthésie est nécessaire pour la préparation des animaux, la chirurgie et la microscopie ultérieure. Confirmez anesthésie appropriée en cochant la réponse à un stimulus douloureux. Pendant le temps de l&#39;anesthésie, appliquer la pommade sur les yeux vétérinaire pour prévenir la sécheresse. </li><li> Après l&#39;induction de l&#39;anesthésie suffisante, épiler le dos avec un rasoir électrique. Ci-après, appliquez une crème d&#39;épilation à la zone rasée pour enlever les poils restant. </li><li> Pendant le temps de résidence de la crème d&#39;épilation de ~ 7-10 min, préparer les instruments, y compris les pinces de la peau et pince micro, des ciseaux et ciseaux micro, matériel de suture et un marqueur. Désinfecter et préparer la chambre de titane en appliquant les deux vis avec l&#39;écrou à la base de la chambre et en fixant mousse auto-adhésif (Fig. 1 AC) autour de la fenêtre de son homologue de la chambre à garantir l&#39;étanchéité du système de chambre. </li><li> Retirez toutes les crèmes épilation du dos par lavagele tout avec de l&#39;eau tiède. Puis sécher et désinfecter la peau avec une solution contenant de l&#39;alcool. </li><li> Placer la souris en position couchée et définir la ligne médiane du dos. Saisissez la peau au centre et soulevez-le pour créer un pli (Fig. 2A). Par trans-illumination en utilisant tout type de source de lumière, décider où placer de manière provisoire le cadre de titane (Fig. 2B). Assurez-vous que les branches distales de l&#39;artère thoracique latérale (LTA) céphalique et l&#39;artère circonflexe iliaque profonde (DCIA) caudale cours à travers le centre de la fenêtre de la chambre (Fig. 2B-D). Une fois que le positionnement de la chambre est terminée, les deux couches de perforer la peau au niveau du fond de la pliure pour la fixation ultérieure de la trame de titane. Maintenant, retirez le cadre en titane, placez la souris en position couchée et redéfinir la ligne médiane du dos si nécessaire. </li><li> Exposer brièvement le volet perpendiculairement à la colonne vertébrale à partir de la ligne médiane, avec un rapport largeur-longueur de 15 x 11 mm pour conduire à un rabat latéralement base et perfusé au hasard. Puis définir une zone de peau supplémentaire de 2 mm étendant au côté opposé (Fig. 2C, D). Cette zone est captée par la pince, puis suturé au cadre de titane, sans interférer avec la zone de rabat visible. </li><li> Après la notation finale, inciser le rabat. Ce faisant, les sectionner à la fois la LTA et DCIA et élever le volet (Fig. 2E). Il n&#39;y a pas besoin pour la coagulation ou la ligature des vaisseaux sectionnés. </li><li> Placez la vis de la chambre à travers les perforations de la peau faites précédemment (Fig. 2F) et fixer le pli cutané à la fois avant et en arrière dans le cadre de la chambre du volet élevée à la partie arrière du cadre en utilisant les trous du châssis de la chambre et un 5-0 points séparés (fig. 2G). </li><li> Suturer les branches verticales du volet arrière de la peau environnante au moyen de 5-0 points séparés ( <strong&gt; Fig. 2H, I). </li><li> Exciser une zone semi-circulaire de la peau latérale de la petite bande de peau de 2 mm, soit de l&#39;autre côté de la patte d&#39;observer le système vasculaire du rabat. Ceci permet une vue directe à travers la fenêtre d&#39;observation de la chambre qui a une surface de 90 mm ​​2. </li><li> Retirez le tissu cellulaire lâche gélatineuse du muscle strié en utilisant des instruments de microchirurgie et loupe optique ou microscope afin d&#39;améliorer la qualité de l&#39;image lors de la microscopie. Essayez de ne pas endommager les vaisseaux dans les couches de tissus musculaires. </li><li> Enfin, étanchéité de la chambre par le montage de la contrepartie de la trame qui a déjà été revêtus de bandes auto-adhésives de mousse en avant, en arrière et crânienne, bedew le rabat avec bisbenzimide actualité et une solution saline (Fig. 2J). Par la suite, appliquer la fenêtre d&#39;observation avec un couvercle en verre à l&#39;aide d&#39;un anneau élastique. Essayez de ne pas prendre au piège des cloques d&#39;air sous le verre (Fig. 2K, L). La peau va adhérer au verre de couverture par les forces d&#39;adhérence. </li></ol> 2. Intravitale épifluorescence Microscopie <ol style="margin-left: 40px;"><li> Attendez 24 heures après la préparation chirurgicale pour la première analyse microscopique de la qualité optique idéal. Cette analyse représente la ligne de base de la microscopie et est répétée au jour 3, 5, 7 et 10 après la chirurgie. Chaque fois, anesthésier la souris comme décrit dans l&#39;étape 1.2. Placer l&#39;animal dans une position de décubitus latéral sur un support en plexiglas sur mesure. De cette façon, les couches de tissus musculaires du volet adhérant à la vitre de couverture sont vers le haut-quartiers. </li><li> Injecter 0,05 ml de 5% de la fluorescence verte de dextrane (poids moléculaire 150 000) et 0,05 ml de 1% de colorant fluorescent fortement de la famille de la rhodamine dans une veine de la queue ou le plexus veineux rétro-bulbaire. Le dextran fluorescent vert colore les composants non cellulaires du sang si elle est appliquée par voie intraveineuse (iv). La fluorescence de la rhodamine taches leucocytes et des plaquettes qui peuvent être distinguished des autres composants cellulaires et non cellulaires. Enfin, bisbenzimide colore composants nucléaires qui émettent plus ou moins de fluorescence en fonction de l&#39;état de condensation. </li><li> Par la suite, placer la souris sous le microscope. Vérifiez que le microscope comprend un système LED - combinaisons de feux à LED pour 470 et 425 nm, 365 nm et 490, et 540 et 580 nm, ainsi que les jeux de filtres correspondants (62 HE BFP / GFP / HcRed, entre 1: 350 à 390 nm d&#39;onde d&#39;excitation, divisée 395 nm / 402-448 nm; intervalle de 2: 460-488 nm, 495 nm divisée / 500-557 nm; intervalle de 3: 567-602 nm, 610 nm divisée / 615 nm à l&#39;infini 20 rhodamine, gamme. : 540-552 nm, 560 nm divisée, l&#39;émission de 575 à 640 nm). </li><li> Enregistrez les images fixes et animées-photos à l&#39;aide d&#39;un système caméra vidéo à couplage de charge et de les enregistrer sur un disque dur d&#39;ordinateur pour l&#39;analyse plus loin en ligne. </li><li> Utilisez des objectifs différents (2.5X, NA (ouverture numérique) = 0,06 pour les vues panoramiques de la chambre; 5X,NA = 0,16; 10X, NA = 0,32; 20X, NA = 0,50; 50X, NA = 0,55) pour les enregistrements de régions d&#39;intérêt. </li><li> Pratiquement, il faut diviser la surface de rabat qui est visible à travers la fenêtre de la chambre en trois zones d&#39;égale hauteur, à savoir, une extrémité proximale, une centrale et une zone distale la plus éloignée de l&#39;entrée vasculaire (Fig. 3F). Pour l&#39;acquisition de l&#39;image, procédez de la manière suivante à chaque point de temps d&#39;observation: <ol><li> Numériser l&#39;image des tissus par l&#39;image dans la fenêtre de la chambre de proximal en distal en utilisant l&#39;objectif 5X. </li><li> Dans chaque région du volet, sélectionnez artérioles de deuxième ou de troisième ordre et leurs veinules d&#39;accompagnement avec des motifs de branchement facilement identifiables. Utilisation de l&#39;objectif 5X, 10X, 20X ou, faire des impressions des faisceaux de arteriolovenular afin de facilement relocaliser les faisceaux tout au long de la période d&#39;observation. </li><li> Avec l&#39;objectif 20X et l&#39;objectif 50X, d&#39;autres dossier 5-6 champs capillaires et &quot;apoptotique&quot;champs par zone du volet respectivement. Toutes les images enregistrées avec le 10X et 20X objectifs utilisent la lumière bleue (dextran fluorescent) et feu vert (rhodamine) filtre, alors que les images enregistrées avec la 5X et 50X utilisation objectif lumière bleue (dextran fluorescent) et la lumière blanche (bisbenzimide) filtre, respectivement . </li></ol></li></ol> 3. Analyse des données enregistrées NOTE: Avec l&#39;utilisation d&#39;un système d&#39;analyse d&#39;image assistée par ordinateur quantifier tous les paramètres enregistrés hors ligne comme suit 29. <ol style="margin-left: 40px;"><li> Mesure de la zone de non-perfusion, du tissu nécrotique respectivement (mm 2). <ol><li> Utilisez l&#39;image complète de la chambre numérisée de fenêtre enregistrée avec l&#39;objectif 5X (de 2.6.1) et le dextran fluorescent pour mesurer tissu non-perfusé respectivement nécrotique. Utilisez la fonction &quot;AreaBo&quot; pour mesurer la surface non-perfusé sombre: border la zone non-perfusé et calculer la surface en mm 2 en utilisant Espace des algorithmes de mesure du logiciel. </li></ol></li><li> La mesure du diamètre microvasculaire dans les artérioles, capillaires et veinules (um). <ol><li> Vidéo ou de chargement des images à partir de l&#39;AV-faisceaux enregistrées ou les champs de capillaires dans le logiciel. Pour de meilleurs résultats, utilisez les images fixes ou des vidéos avec le plus fort grossissement où les frontières définitives de la cuve sont clairement visibles. </li><li> Utilisez la fonction &quot;DiamPe&quot; du logiciel pour vous assurer que les mesures sont effectuées perpendiculairement à la paroi de la cuve. Pour ne marquent donc deux points sur le mur de la cuve et avec le troisième clic marque le diamètre perpendiculaire du navire. Le logiciel effectue la mesure en microns. </li><li> Répéter les mesures sur les mêmes bateaux pour tous les enregistrements au même endroit. Mesurer capillaires multiples pour accumuler diamètre moyen. </li></ol></li><li> Analyse des globules rouges du sang (RBC) vitesse dans les artérioles, capillaires unee veinules (mm / sec). <ol><li> Pour des artérioles de globules rouges (RBC) vitesse (mm / s) mesures utilisent la fonction &quot;VeloLSD&quot; du logiciel et choisir les mêmes navires dans la fenêtre dextran fluorescent dont les diamètres ont été mesurés. </li><li> Analyser avec le système d&#39;analyse d&#39;image assistée par ordinateur à l&#39;aide du procédé de changement de vitesse de la ligne, qui se trouve sur la base de la mesure de la vitesse (mm) d&#39;un motif élémentaire de niveau de gris intravasculaire au cours du temps (sec). </li></ol></li><li> Mesure de débit de sang dans les vaisseaux volumétrique (pl / s). <ol><li> Calculer le débit volumétrique du sang (pl / sec) dans artérioles, veinules et les capillaires de RBC vitesse et récipient zone de section transversale (π * r 2) conformément à l&#39;équation de Gross et Aroesty, soit Q = V * π * r 2 , en supposant une forme de cuve cylindrique 30. </li></ol></li><li> Mesure de la densité capillaire fonctionnelle des capillaires RBC perfusés (perfusion nutritive: cm / cm <sup&gt; 2). <ol><li> Chargez un domaine capillaire fluorescent enregistré avec objectif 20X dans le logiciel. Utilisez la fonction &quot;DensLA&quot; pour mesurer la densité capillaire fonctionnelle des microvaisseaux RBC perfusés. </li><li> Tracer les capillaires perfusés avec le curseur et marquer les vaisseaux perfusés. Ne pas marquer non-perfusé capillaires, artérioles ou veinules. Le logiciel va mesurer la densité capillaire fonctionnelle des capillaires perfusés en cm / cm 2. Répétez les étapes pour les autres champs capillaires enregistrées. </li></ol></li><li> Mesure de la tortuosité des microvaisseaux (microvasculaire rénovation), les premiers signes de l&#39;angiogenèse, comme Bud et pousse-formation et microvaisseaux nouvellement formés. <ol><li> Charge de vidéos ou de cadres de champs capillaires fluorescents dans le logiciel. Identifier les navires Gyrose et utiliser la fonction &quot;TorqIx&quot; du logiciel. Suivre le flux des vaisseaux définitive avec le cours et se terminer par un clic droit. Le logiciel seratracer une ligne droite pour la voie directe et le mettra en relation avec la voie tracée. NOTE: Attention aux signes de l&#39;angiogenèse tels que les bourgeons, les pousses et les capillaires nouvellement formés, qui émanent généralement perpendiculairement à partir des capillaires préexistants. Mesurer la densité de ces vaisseaux nouvellement formés de la manière décrite dans l&#39;étape 3.5. </li></ol></li><li> L&#39;identification des caractéristiques de la mort cellulaire par apoptose, tels que la condensation nucléaire, la fragmentation et / ou margination (cellules / mm 2). <ol><li> Chargez les vidéos bisbenzimide-enregistrées (objectif 50x) dans le logiciel. Utilisez la fonction &quot;DenseNA&quot;. Marquer les cellules apoptotiques selon les caractéristiques mentionnées comme la condensation nucléaire, la fragmentation et la marginalisation d&#39;un clic gauche. </li><li> Après avoir marqué toutes les cellules caractéristiques tout au long de la vidéo, cliquez sur &quot;N / A&quot; dans le logiciel, qui comptera automatiquement toutes les cellules marquées et diviser toute la région. Le résultat sera apoptotiquecellules / mm 2. </li></ol></li><li> Analyse de l&#39;adhérence des leucocytes à l&#39;endothélium vasculaire représentant inflammation. Adhérence des leucocytes intermittent (laminage leucocytes; adhésion &lt;30 sec: nombre de rouleaux / mm 2 de surface endothéliale) et l&#39;adhésion ferme des leucocytes (coller leucocytes; adhésion&gt; 30 sec: nombre d&#39;autocollants / mm 2 de surface endothéliale). <ol><li> Analyser la réponse inflammatoire en comptant le nombre de Rhodamine leucocytes qui ont adhéré à la paroi endothéliale des veinules post-capillaires, pour une période de temps de ≥30 sec (&quot;stickers&quot;) et les leucocytes adhèrent de façon intermittente étiquetés (&lt;30 sec, «rouleaux») . Veinulaire adhérence des leucocytes est exprimée en cellules par mm 2 de surface de l&#39;endothélium. </li></ol></li><li> Mesure des niveaux de gris intravasculaires et interstitiels comme un paramètre pour une fuite microvasculaire (extravasation macromoléculaire E = E1 / E2). <ol><li> Évaluer l macromoléculaireeakage en tant que paramètre de la perméabilité microvasculaire après une injection intraveineuse d&#39;un dextrane fluorescent. Densitométrie déterminer plusieurs niveaux de gris dans le tissu directement adjacent à la paroi du vaisseau capillaire (E1), ainsi que dans le plasma acellulaire marginale de la cuve (E2). Puis calculer extravasation macromoléculaire (E) comme le rapport de E1 / E2 31. </li></ol></li></ol> 4. Soins postopératoires <ol style="margin-left: 40px;"><li> Retour de l&#39;animal dans une cage séparée pour éviter la compagnie des autres animaux jusqu&#39;à guérison complète. Ne pas laisser un animal sans surveillance tant qu&#39;il a repris conscience suffisante pour maintenir décubitus sternal. De surveiller les animaux tous les jours de saignement, locale et des signes systémiques d&#39;infection et de la position de la chambre. </li><li> Évaluer l&#39;état général de l&#39;animal par l&#39;observation de l&#39;activité motrice, le poids corporel, les signes de la douleur, de la tolérance à la vinaigrette et auto-mutilation. </li><li> Gardez la souris un par cage pour éviter mutual manipulation de la chambre. Au moindre signe de douleur, appliquer la buprénorphine à une dose de 0,05-0,1 mg / kg de poids corporel, voie sous-cutanée dans des intervalles de 8 h. </li></ol> 5. L&#39;euthanasie et explantation de la Chambre des plis cutanés <ol style="margin-left: 40px;"><li> Au jour 10, sacrifier des animaux en utilisant une surdose d&#39;un anesthésique (150 mg / kg pentobarbital). </li><li> Retirer la chambre et un prélèvement de tissu à rabat pour les dosages de protéines immunohistochimiques et moléculaires. Exemples tissus pour l&#39;histologie conventionnelle (formol) et des dosages de protéines quantifiables (azote liquide ou neige carbonique). </li></ol>

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F., Harder, Y., Menger, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=N-acetylcysteine+attenuates+leukocytic+inflammation+and+microvascular+perfusion+failure+in+critically+ischemic+random+pattern+flaps.">N-acetylcysteine attenuates leukocytic inflammation and microvascular perfusion failure in critically ischemic random pattern flaps.</a> Microvasc Res. 82, 28-34 (2011).</li><li>Rezaeian, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ghrelin+protects+musculocutaneous+tissue+from+ischemic+necrosis+by+improving+microvascular+perfusion.">Ghrelin protects musculocutaneous tissue from ischemic necrosis by improving microvascular perfusion.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 302, 603-610 (2012).</li><li>Rezaeian, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+preconditioning+with+Erythropoietin+reduces+ischemia-induced+skin+necrosis.">Long-term preconditioning with Erythropoietin reduces ischemia-induced skin necrosis.</a> Microcirculation. , (2013).</li><li>Harder, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heat+shock+preconditioning+reduces+ischemic+tissue+necrosis+by+heat+shock+protein+(HSP)-32-mediated+improvement+of+the+microcirculation+rather+than+induction+of+ischemic+tolerance.">Heat shock preconditioning reduces ischemic tissue necrosis by heat shock protein (HSP)-32-mediated improvement of the microcirculation rather than induction of ischemic tolerance.</a> Ann Surg. 242, 869-878 (2005).</li><li>Tobalem, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Local+shockwave-induced+capillary+recruitment+improves+survival+of+musculocutaneous+flaps.">Local shockwave-induced capillary recruitment improves survival of musculocutaneous flaps.</a> J Surg Res. 184, 1196-1204 (2013).</li><li>Lindenblatt, N., Calcagni, M., Contaldo, C., Menger, M. D., Giovanoli, P., Vollmar, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+model+for+studying+the+revascularization+of+skin+grafts+in+vivo:+the+role+of+angiogenesis.">A new model for studying the revascularization of skin grafts in vivo: the role of angiogenesis.</a> Plast Reconstr Surg. 122, 169-1680 (2008).</li><li>Schweizer, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Morphology+and+hemodynamics+during+vascular+regeneration+in+critically+ischemic+murine+skin+studied+by+intravital+microscopy+techniques.">Morphology and hemodynamics during vascular regeneration in critically ischemic murine skin studied by intravital microscopy techniques.</a> Eur Surg Res. 47, 222-230 (2011).</li><li>Klyscz, T., J&#252;nger, M., Jung, F., Zeintl, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cap+image&#8212;a+new+kind+of+computer-assisted+video+image+analysis+system+for+dynamic+capillary+microscopy.">Cap image&#8212;a new kind of computer-assisted video image analysis system for dynamic capillary microscopy.</a> Biomed. Tech. 42, 168-1675 (1997).</li><li>Gross, J. F., Aroesty, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mathematical+models+of+capillary+flow:+a+critical+review.">Mathematical models of capillary flow: a critical review.</a> Biorheology. 9, 225-264 (1972).</li><li>Menger, M. D., Pelikan, S., Steiner, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microvascular+ischemiareperfusion+injury+in+striated+muscle:+significance+of+&#8216;reflow+paradox.">Microvascular ischemiareperfusion injury in striated muscle: significance of &#8216;reflow paradox.</a> Am J Physiol. 263 (6 part 2), 1901-1906 (1992).</li></ol>

Afin de diminuer les complications ischémiques et ainsi améliorer le résultat clinique, une connaissance plus approfondie des processus physiopathologiques dans le tissu rabat perfusé critique est nécessaire. Le développement de nouveaux modèles animaux qui miment l&#39;ischémie aiguë et persistante est donc obligatoire. En conséquence, nous avons pu développer un modèle facilement reproductible et fiable permettant l&#39;évaluation en temps réel morphologique, dynamique et fonctionnel répétitif de diver...

Couverture de exposé tendon, de l&#39;os et l&#39;implant en chirurgie reconstructive matériau repose sur l&#39;utilisation de volets. Un clapet est un bloc de tissu qui est transférée sur son pédicule vasculaire qui garantit afflux artériel et le débit sortant veineux. Malgré une vaste expertise et la disponibilité d&#39;une variété de volets à être transférés, les complications induites par ischémie allant de rupture de la plaie à la perte totale du tissu sont encore rencontrés. Tandis que le traitement conservateur et la guérison par seconde intention sont à craindre après une nécrose des tissus mineure, significative nécrose du lambeau nécessite généralement une reprise chirurgicale, y compris le débridement, le conditionnement des plaies et de la reconstruction secondaire. Cela augmente la morbidité, prolonge l&#39;hospitalisation, et par conséquent conduit à une augmentation des coûts de soins de santé. Volets avec un modèle indéfini de la vascularisation ou zones perfusés de façon aléatoire dans la zone distale la plus éloignée de l&#39;entrée artérielle sont particulièrement sujettes à des lésions ischémiques. Acco<html> rdingly, de nombreuses études expérimentales et cliniques ont évalué le développement d&#39;une nécrose à la fois, les volets de modèle axial (d&#39;approvisionnement en sang défini) et les volets de façon aléatoire (d&#39;approvisionnement en sang non définie) 1-3. Les principaux résultats sont généralement basées sur l&#39;évaluation macroscopique de la taille de la zone nécrotique. Afin d&#39;évaluer les causes et les mécanismes de la nécrose des tissus plus en détail, plusieurs études ont porté sur l&#39;analyse de la microcirculation. Différentes techniques ont été utilisées pour mesurer la perfusion tissulaire, y compris l&#39;analyse de la tension d&#39;oxygène des tissus en utilisant des électrodes polarographiques 4-5, ainsi que la mesure du flux sanguin en utilisant débitmétrie laser Doppler 6-7, colorant diffusion 8, 9 à 10 et des microsphères. Ces techniques, cependant, ne permettent de mesurer des paramètres indirects de la perfusion tissulaire et ne permettent pas une analyse morphologique des procédés microhemodynamic intérieur d&#39;une zone d&#39;intérêt particulier d&#39;un volet. t &quot;&gt; Sandison est connu pour être le premier qui a utilisé une chambre transparente pour prolonger les études in vivo, qu&#39;il accomplit chez les lapins 11 En 1943 -. environ 20 ans plus tard - Algire fut le premier à adapter une telle chambre transparent pour être applicable chez la souris afin d&#39;étudier le comportement des micro-implants de cellules tumorales 12. En raison du fait que les souris sont les animaux dits de peau lâche et après quelques améliorations techniques au cours des années suivantes, Lehr et collègues ont pu adapter cette une chambre de pli cutané dorsal développement d&#39;une chambre de titane plus petit et plus léger. Cette chambre permet l&#39;évaluation en utilisant la microscopie à fluorescence intravitale, une technique qui permet la visualisation directe et répétitive d&#39;un certain nombre d&#39;morphologiques et microcirculatoires caractéristiques et leur évolution dans le temps dans différentes conditions physiologiques et pathophysiologiques, tels que l&#39;ischémie-reperfusion 13. Dans l&#39;enquête de perfusion de la peau, des muscles et des os volets dans des conditions normales et pathologiques deux tendances se sont produits: d&#39;abord, les modèles «aiguë» des volets qui ne utilisent pas la chambre dorsale du pli cutané comme le pavillon de l&#39;oreille pédiculé chez la souris 14, le lambeau de peau de l&#39;île sur la base latéralement chez le hamster 15 et le volet composite pédiculé chez le rat 16. Deuxièmement, le modèle «chronique» de rabat où la combinaison d&#39;un rabat avec une microcirculation répétitif dorsale plis cutanés chambre des permis des analyses sur plusieurs jours avec la microscopie à fluorescence intravitale. Il se compose d&#39;un lambeau musculo perfusé de manière aléatoire, qui est intégré dans la chambre de pli 17 de la souris. Son rapport largeur-longueur a été choisie d&#39;une situation d&#39;ischémie aiguë et persistante des résultats toujours dans ~ 50% de nécrose des tissus de rabat 10 à 14 jours après rabat élévation. Cette mesure reproductible de nécrose tissulaire permet une évaluation plus poussée des deux, de protection (c.-à-développement de less nécrose) et des facteurs néfastes (par exemple, le développement de plus de nécrose) sur la physiopathologie rabat. Au cours des dernières années, plusieurs publications expérimentales démontrant l&#39;effet de pré différent, péri- et post-conditionnement des procédures, y compris l&#39;administration de substances de tissus de protection 18-24 et l&#39;application locale de facteurs de stress physiologiques tels que la chaleur et des ondes de choc 25 26, ont vu le jour. Les analyses quantitatives de nécrose, microvasculaire morphologie et paramètres microcirculatoires peuvent en outre être corrélés à des analyses immunohistochimiques et des dosages de protéines. Différentes protéines et des molécules dont le facteur de croissance endothéliale vasculaire (VEGF), oxyde nitrique synthases (NOS), le facteur nucléaire kappa B (NF-kB) et les protéines de choc thermique (HSP-32: l&#39;hème-oxygénase 1 (HO-1) et HSP- 70) se sont avérés jouer un rôle dans la protection des tissus. Sur la base de ce modèle, la chambre de clapet, deux modifications ont été développés in order à analyser la néovascularisation et la microcirculation pendant une greffe de peau guérison 27 et développements angiogéniques dans un lambeau pédiculé avec motif axial perfusion 28. Nous présentons un modèle reproductible et fiable qui comprend un lambeau musculo-ischémie contesté dans la chambre du pli cutané de la souris. Ce modèle permet la visualisation et la quantification de la microcirculation et l&#39;hémodynamique par microscopie intravitale épi-fluorescence.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1611">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;"><a name="RANGE!A1:D55">Name of Reagent/ Equipment</a></td>
			<td style="width:244px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:931px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">C57Bl/6 mice 6-8w 20-22g</td>
			<td style="width:244px;">Charles River</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">depilation cream</td>
			<td style="width:244px;">Veet</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>any depilation cream</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">titanium chamber</td>
			<td style="width:244px;">Irola</td>
			<td align="right" style="width:119px;">160001</td>
			<td>Halteblech M</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">slotted cheese head screw</td>
			<td style="width:244px;">Screws and More</td>
			<td align="right">842210</td>
			<td>DIN84 M2x10</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">hexagon full nut</td>
			<td style="width:244px;">Screws and More</td>
			<td align="right">93422</td>
			<td>DIN934 M2</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">snap ring</td>
			<td style="width:244px;">Schaefer-Peters</td>
			<td align="right">472212</td>
			<td>DIN472 J12x1,0</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">cover glass</td>
			<td style="width:244px;">Volab</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>custom-made cover glass 11,8mm in diameter</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">fixing foam</td>
			<td style="width:244px;">tesamoll</td>
			<td>05559-100</td>
			<td>tesamoll Standard I-Profile</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">ketamine hydrochloride</td>
			<td style="width:244px;">Parke Davis</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Ketavet&#174;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">dihydroxylidinothiazine hydrochloride</td>
			<td style="width:244px;">Bayer</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Rompun&#174;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">Buprenorphin</td>
			<td style="width:244px;">Essex Pharma</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Temgesic&#174;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">Saline 0,9%</td>
			<td style="width:244px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">desinfection alcohol</td>
			<td style="width:244px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">Vicryl 5-0</td>
			<td style="width:244px;">Ethicon</td>
			<td style="width:119px;">V 490 H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">Ethilon 5-0</td>
			<td style="width:244px;">Ethicon</td>
			<td style="width:119px;">EH 7823 H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">1ml syringes</td>
			<td style="width:244px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">surgical skin marker with flexible ruler</td>
			<td style="width:244px;">Purple surgical</td>
			<td>PS3151</td>
			<td>any surgical skin marker and flexible ruler</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;"></td>
			<td style="width:244px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">pointed scissors</td>
			<td style="width:244px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">Micro-Scissors</td>
			<td style="width:244px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">normal scissors</td>
			<td style="width:244px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">2 clamps</td>
			<td style="width:244px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">fine anatomic forceps</td>
			<td style="width:244px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">micro-forceps</td>
			<td style="width:244px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;"></td>
			<td style="width:244px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">hex nuter driver</td>
			<td style="width:244px;">wiha</td>
			<td>1018</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">screwdriver</td>
			<td style="width:244px;">wiha</td>
			<td style="width:119px;">685</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">snap ring plier</td>
			<td style="width:244px;">Knipex</td>
			<td style="width:119px;">4411J1</td>
			<td>12-25mm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">wire cutter</td>
			<td style="width:244px;">Knipex</td>
			<td style="width:119px;">70 02 160</td>
			<td>Wire cutter is used to cut screws short; 160mm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;"></td>
			<td style="width:244px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">trans-illumination light</td>
			<td style="width:244px;">IKEA</td>
			<td>501.632.02</td>
			<td>LED light Jansj&#246;; any light&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">magnification glasses</td>
			<td style="width:244px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;"></td>
			<td style="width:244px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">intravital microscope</td>
			<td style="width:244px;">Zeiss</td>
			<td>490035-0001-000</td>
			<td>Scope.A1.Axiotech</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">LED system</td>
			<td style="width:244px;">Zeiss</td>
			<td>423052-9501-000</td>
			<td>Colibri.2</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">LED module 365nm</td>
			<td style="width:244px;">Zeiss</td>
			<td>423052-9011-000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">LED module 470nm</td>
			<td style="width:244px;">Zeiss</td>
			<td>423052-9052-000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">LED module 540-580nm</td>
			<td style="width:244px;">Zeiss</td>
			<td>423052-9121-000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">Filter set 62 62 HE BFP + GFP + HcRed</td>
			<td style="width:244px;">Zeiss</td>
			<td>489062-9901-000</td>
			<td>range 1: 350-390nm excitation wavelength split 395 / 402-448nm; range 2: 460-488nm, split 495nm / 500-557nm; range 3: 567-602nm, split 610nm / 615-infinite</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">Filter set 20 Rhodamine</td>
			<td style="width:244px;">Zeiss</td>
			<td>485020-0000-000</td>
			<td>540-552nm, split 560, emission 575-640nm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">2,5x objective NA=0,06</td>
			<td style="width:244px;">Zeiss</td>
			<td>421020-9900-000</td>
			<td>A-Plan 2,5x/0.06</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">5x objective NA=0,16</td>
			<td style="width:244px;">Zeiss</td>
			<td>420330-9901-000</td>
			<td>EC Plan-Neofluar 5x/0.16 M27</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">10x objetive NA=0,30</td>
			<td style="width:244px;">Zeiss</td>
			<td>420340-9901-000</td>
			<td>EC Plan-Neofluar 10x/0.30 M27</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">20x objective NA=0.50</td>
			<td style="width:244px;">Zeiss</td>
			<td>420350-9900-000</td>
			<td>EC Plan-Neofluar 20x/0.50 M27</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">50x objective NA=0,55</td>
			<td style="width:244px;">Zeiss</td>
			<td>422472-9960-000</td>
			<td>LD Epiplan-Neofluar 50x/0.55 DIC 27</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;"></td>
			<td style="width:244px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">ZEN imaging software</td>
			<td style="width:244px;">Zeiss</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>ZenPro 2012</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">CapImage</td>
			<td style="width:244px;">Dr. Zeintl</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;"></td>
			<td style="width:244px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">Fluorescein isothiocyanate-dextran</td>
			<td style="width:244px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">45946</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">bisBenzimide H 33342 trihydrochloride</td>
			<td style="width:244px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">B2261</td>
			<td>harmful if swallowed; causes severe skin burns and eye damage, may cause repiratory irritat</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">Rhodamine 6G chloride</td>
			<td style="width:244px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:119px;">R634</td>
			<td>harmful if swallowed; may cause genetic defects; may cause cancer; may damage fertility or the unborn child</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:319px;"></td>
			<td style="width:244px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:319px;">Pentobarbital</td>
			<td style="width:244px;">Merial</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Narcoren&#174;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

ischemic tissue injury in the dorsal skinfold chamber of the mouse: a skin flap model to investigate acute persistent ischemia

Malgré expertise profonde et techniques chirurgicales de pointe, les complications induites par ischémie allant de rupture de la plaie à une nécrose des tissus se produisent encore, notamment en chirurgie reconstructive de rabat. Modèles de volets expérimentaux multiples ont été développés pour analyser les causes et les mécanismes sous-jacents et d&#39;étudier les stratégies de traitement pour prévenir les complications ischémiques. Le facteur limitant de la plupart des modèles est la possibilité manque de visualiser directement et de façon répétitive l&#39;architecture microvasculaire et hémodynamique. L&#39;objectif du protocole est de présenter un modèle de souris bien établie affilier ces éléments qui manquent avant mentionnés. Plus difficile et al. Ont mis au point un modèle de lambeau musculo avec un motif de perfusion aléatoire qui subit une ischémie aiguë et persistante et résultats dans ~ 50% de nécrose après 10 jours si elle est conservée non traitée. A l&#39;aide de la microscopie intravitale épi-fluorescence, ce modèle permet la visualisation de la chambre répétitive demorphologie et l&#39;hémodynamique dans différentes régions d&#39;intérêt au fil du temps. Traitements associés tels que l&#39;apoptose, l&#39;inflammation, l&#39;angiogenèse et microvasculaire fuite peuvent être étudiés et corrélés à des dosages de protéines immunohistochimiques et moléculaires. À ce jour, le modèle a prouvé la faisabilité et la reproductibilité dans plusieurs études expérimentales publiées étudier l&#39;effet de pré-, péri- et post-conditionnement de tissu ischémie contestée.

Nécrose Le critère d&#39;évaluation principal de ce modèle - élévation de nécrose du lambeau de tissu suivant (ie, l&#39;induction de l&#39;ischémie aiguë et persistante) - est à plusieurs reprises mesurée et illustré macroscopique comme le montre la figure 3, sur une période de 10 jours. Délimitation final du rabat nécrose survient généralement entre 5 et 7 jours après l&#39;intervention chirurgicale et est caractérisé par une f...

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Ischemic Tissue Injury in the Dorsal Skinfold Chamber of the Mouse: A Skin Flap Model to Investigate Acute Persistent Ischemia

La fenêtre de la chambre du pli cutané dorsal murin présenté visualise une zone d&#39;ischémie aiguë et persistante d&#39;un lambeau musculo. Intravitales épi-fluorescence permet de microscopie pour l&#39;évaluation directe et répétitive de la microvascularisation et la quantification de l&#39;hémodynamique. Morphologique et résultats hémodynamiques peuvent en outre être en corrélation avec des analyses histologiques et moléculaires.

Lésion tissulaire ischémique dans le pli de la Chambre Souris Dorsale: Un lambeau de peau modèle pour étudier l&#39;ischémie aiguë et persistante

Despite profound expertise and advanced surgical techniques, ischemia-induced complications ranging from wound breakdown to extensive tissue necrosis are ...

ischemic-tissue-injury-dorsal-skinfold-chamber-mouse-skin-flap-model

Research

JoVE Journal

Medicine

16.6K vues.  Technische Universität München.  La fenêtre de la chambre du pli cutané dorsal murin présenté visualise une zone d'ischémie aiguë et persistante d'un lambeau musculo. Intravitales épi-fluorescence permet de microscopie pour l'évaluation directe et répétitive de la microvascularisation et la quantification de l'hémodynamique. Morphologique et résultats hémodynamiques peuvent en outre être en corrélation avec des analyses histologiques et moléculaires. 

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In situ Transverse Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A Rat Model of Myocutaneous Ischemia Reperfusion Injury

Free tissue transfer is the gold standard of reconstructive surgery to repair complex defects not amenable to local options or those requiring composite tissue. Ischemia reperfusion injury (IRI) is a known cause of partial free flap failure and has no effective treatment. Establishing a laboratory model of this injury can prove costly both financially as larger mammals are conventionally used and in the expertise required by the technical difficulty of these procedures typically requires employing an experienced microsurgeon. This publication and video demonstrate the effective use of a model of IRI in rats which does not require microsurgical expertise. This procedure is an in situ model of a transverse abdominis myocutaneous (TRAM) flap where atraumatic clamps are utilized to reproduce the ischemia-reperfusion injury associated with this surgery. A laser Doppler Imaging (LDI) scanner is employed to assess flap perfusion and the image processing software, Image J to assess percentage area skin survival as a primary outcome measure of injury.

In situ Transverse Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A Rat Model of Myocutaneous Ischemia Reperfusion Injury

Free tissue transfer is widely employed in reconstructive surgery to restore form and function following oncological resection and trauma. Preconditioning this tissue prior to surgery may improve outcome. This article describes an in situ transverse rectus abdominis myocutaneous flap (TRAM) in rats as a means for testing preconditioning strategies.

In situ Transverse lambeau de grand droit: un modèle de rat de myocutané ischémie reperfusion

Free tissue transfer is the gold standard of reconstructive surgery to repair complex defects not amenable to local options or those requiring composite ...

Recherche

Médecine

Ischemia-reperfusion Model of Acute Kidney Injury and Post Injury Fibrosis in Mice

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often unreported mortality rates that may confound analyses. Bilateral renal pedicle clamping is commonly used to induce IR-AKI, but differences between effective clamp pressures and/or renal responses to ischemia between kidneys often lead to more variable results. In addition, shorter clamp times are known to induce more variable tubular injury, and while mice undergoing bilateral injury with longer clamp times develop more consistent tubular injury, they often die within the first 3 days after injury due to severe renal insufficiency. To improve post-injury survival and obtain more consistent and predictable results, we have developed two models of unilateral ischemia-reperfusion injury followed by contralateral nephrectomy. Both surgeries are performed using a dorsal approach, reducing surgical stress resulting from ventral laparotomy, commonly used for mouse IR-AKI surgeries. For induction of moderate injury BALB/c mice undergo unilateral clamping of the renal pedicle for 26 min and also undergo simultaneous contralateral nephrectomy. Using this approach, 50-60% of mice develop moderate AKI 24 hr after injury but 90-100% of mice survive. To induce more severe AKI, BALB/c mice undergo renal pedicle clamping for 30 min followed by contralateral nephrectomy 8 days after injury. This allows functional assessment of renal recovery after injury with 90-100% survival. Early post-injury tubular damage as well as post injury fibrosis are highly consistent using this model.

We describe models of moderate and severe ischemia-reperfusion-induced kidney injury in which the mice undergo unilateral renal pedicle clamping followed by simultaneous or delayed contralateral nephrectomy, respectively. These models consistently give rise to renal dysfunction and post-injury fibrosis, but injury severity and survival are dependent on mouse background, age and surgical equipment.

Ischémie-reperfusion modèle de lésions rénales aiguës et post blessures fibrose chez la souris

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often ...

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

Un modèle murin d&#39;ischémie myocardique-reperfusion par ligature de l&#39;artère interventriculaire antérieure

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

Demonstration of the Rat Ischemic Skin Wound Model

The propensity for chronic wounds in humans increases with ageing, disease conditions such as diabetes and impaired cardiovascular function, and unrelieved pressure due to immobility. Animal models have been developed that attempt to mimic these conditions for the purpose of furthering our understanding of the complexity of chronic wounds. The model described herein is a rat ischemic skin flap model that permits a prolonged reduction of blood flow resulting in wounds that become ischemic and resemble a chronic wound phenotype (reduced vascularization, increased inflammation and delayed wound closure). It consists of a bipedicled dorsal flap with 2 ischemic wounds placed centrally and 2 non-ischemic wounds lateral to the flap as controls. A novel addition to this ischemic skin flap model is the placement of a silicone sheet beneath the flap that functions as a barrier and a splint to prevent revascularization and reduce contraction as the wounds heal. Despite the debate of using rats for wound healing studies due to their quite distinct anatomic and physiologic differences compared to humans (i.e., the presence of a panniculus carnosus muscle, short life-span, increased number of hair follicles, and their ability to heal infected wounds) the modifications employed in this model make it a valuable alternative to previously developed ischemic skin flap models.

The rat, due to its size, availability, and rather docile behavior, has been utilized as a research model for many years. The goal of this protocol is to utilize the rat as an ischemic skin wound healing model to provide valuable insight into the pathophysiology of chronic wounds.

Démonstration de la peau plaies Modèle Rat ischémique

The propensity for chronic wounds in humans increases with ageing, disease conditions such as diabetes and impaired cardiovascular function, and ...

Diffuse Optical Spectroscopy for the Quantitative Assessment of Acute Ionizing Radiation Induced Skin Toxicity Using a Mouse Model

Acute skin toxicities from ionizing radiation (IR) are a common side effect from therapeutic courses of external beam radiation therapy (RT) and negatively impact patient quality of life and long term survival. Advances in the understanding of the biological pathways associated with normal tissue toxicities have allowed for the development of interventional drugs, however, current response studies are limited by a lack of quantitative metrics for assessing the severity of skin reactions. Here we present a diffuse optical spectroscopic (DOS) approach that provides quantitative optical biomarkers of skin response to radiation. We describe the instrumentation design of the DOS system as well as the inversion algorithm for extracting the optical parameters. Finally, to demonstrate clinical utility, we present representative data from a pre-clinical mouse model of radiation induced erythema and compare the results with a commonly employed visual scoring. The described DOS method offers an objective, high through-put evaluation of skin toxicity via functional response that is translatable to the clinical setting.

We present a diffuse optical spectroscopic (DOS) approach that provides quantitative optical biomarkers of skin response to radiation. We describe DOS instrumentation design, optical parameters extraction algorithms and the animal handling procedures required to yield representative data from a pre-clinical mouse model of radiation induced erythema.

Diffuse Spectroscopie optique pour l&#39;évaluation quantitative de la toxicité de la peau induit par les rayonnements ionisants aiguë Utilisation d&#39;un modèle de souris

Acute skin toxicities from ionizing radiation (IR) are a common side effect from therapeutic courses of external beam radiation therapy (RT) and ...

Open Tracheostomy Gastric Acid Aspiration Murine Model of Acute Lung Injury Results in Maximal Acute Nonlethal Lung Injury

Acid pneumonitis is a major cause of sterile acute lung injury (ALI) in humans. Acid pneumonitis spans the clinical spectrum from asymptomatic to acute respiratory distress syndrome (ARDS), characterized by neutrophilic alveolitis, and injury to both alveolar epithelium and vascular endothelium. Clinically, ARDS is defined by acute onset of hypoxemia, bilateral patchy pulmonary infiltrates and non-cardiogenic pulmonary edema. Human studies have provided us with valuable information about the physiological and inflammatory changes in the lung caused by ARDS, which has led to various hypotheses about the underling mechanisms. Unfortunately, difficulties determining the etiology of ARDS, as well as a wide range of pathophysiology have resulted in a lack of critical information that could be useful in developing therapeutic strategies.
Translational animal models are valuable when their pathogenesis and pathophysiology accurately reproduce a concept proven in both in vitro and clinical settings. Although large animal models (e.g., sheep) share characteristics of the anatomy of human trachea-bronchial tree, murine models provide a host of other advantages including: low cost; short reproductive cycle lending itself to greater data acquisition; a well understood immunologic system; and a well characterized genome leading to the availability of a variety of gene deletion and transgenic strains. A robust model of low pH induced ARDS requires a murine ALI that targets mainly the alveolar epithelium, secondarily the vascular endothelium, as well as the small airways leading to the alveoli. Furthermore, a reproducible injury with wide differences between different injurious and non-injurious insults is important.
The murine gastric acid aspiration model presented here using hydrochloric acid employs an open tracheostomy and recreates a pathogenic scenario that reproduces the low pH pneumonitis injury in humans. Additionally, this model can be used to examine interaction of a low pH insult with other pulmonary injurious entities (e.g., food particles, pathogenic bacteria).

This protocol induces acute lung injury in a mouse that has close fidelity to the pathogenesis of acid pneumonitis observed in humans. We generate a maximal acute nonlethal low pH lung injury and account for differences in rodent-human anatomic respiratory structure using an open tracheostomy coupled with circumferential pressure release.

Ouvrir trachéotomie acide gastrique Aspiration modèle murin de lésion pulmonaire aiguë Résultats dans Maximal aiguë non létaux Lung Injury

Acid pneumonitis is a major cause of sterile acute lung injury (ALI) in humans. Acid pneumonitis spans the clinical spectrum from asymptomatic to acute ...

Inducing Ischemia-reperfusion Injury in the Mouse Ear Skin for Intravital Multiphoton Imaging of Immune Responses

Ischemia-reperfusion injury (IRI) occurs when there is transient hypoxia due to the obstruction of blood flow (ischemia) followed by a subsequent re-oxygenation of the tissues (reperfusion). In the skin, ischemia-reperfusion (IR) is the main contributing factor to the pathophysiology of pressure ulcers. While the cascade of events leading up to the inflammatory response has been well studied, the spatial and temporal responses of the different subsets of immune cells to an IR injury are not well understood. Existing models of IR using the clamping technique on the skin flank are highly invasive and unsuitable for studying immune responses to injury, while similar non-invasive magnet clamping studies in the skin flank are less-than-ideal for intravital imaging studies. In this protocol, we describe a robust model of non-invasive IR developed on mouse ear skin, where we aim to visualize in real-time the cellular response of immune cells after reperfusion via multiphoton intravital imaging (MP-IVM).

This protocol describes the induction of an ischemia-reperfusion (IR) model on mouse ear skin using magnet clamping. Using a custom-built intravital imaging model, we study in vivo inflammatory responses post-reperfusion. The rationale behind the development of this technique is to extend the understanding of how leukocytes respond to skin IR injury.

Induire ischémie-reperfusion chez la souris Ear Skin pour Intravitale multiphotonique Imaging des réponses immunitaires

Ischemia-reperfusion injury (IRI) occurs when there is transient hypoxia due to the obstruction of blood flow (ischemia) followed by a subsequent ...

A Model of Free Tissue Transfer: The Rat Epigastric Free Flap

Free tissue transfer has been increasingly used in clinical practice since the 1970s, allowing reconstruction of complex and otherwise untreatable defects resulting from tumor extirpation, trauma, infections, malformations or burns. Free flaps are particularly useful for reconstructing highly complex anatomical regions, like those of the head and neck, the hand, the foot and the perineum. Moreover, basic and translational research in the area of free tissue transfer is of great clinical potential. Notwithstanding, surgical trainees and researchers are frequently deterred from using microsurgical models of tissue transfer, due to lack of information regarding the technical aspects involved in the operative procedures. The aim of this paper is to present the steps required to transfer a fasciocutaneous epigastric free flap to the neck in the rat.
This flap is based on the superficial epigastric artery and vein, which originates from and drain into the femoral artery and vein, respectively. On average the caliber of the superficial epigastric vein is 0.6 to 0.8 mm, contrasting with the 0.3 to 0.5 mm of the superficial epigastric artery. Histologically, the flap is a composite block of tissues, containing skin (epidermis and dermis), a layer of fat tissue (panniculus adiposus), a layer of striated muscle (panniculus carnosus), and a layer of loose areolar tissue.
Succinctly, the epigastric flap is raised on its pedicle vessels that are then anastomosed to the external jugular vein and to the carotid artery on the ventral surface of the rat's neck. According to our experience, this model guarantees the complete survival of approximately 70 to 80% of epigastric flaps transferred to the neck region. The flap can be evaluated whenever needed by visual inspection. Hence, the authors believe this is a good experimental model for microsurgical research and training.

This paper describes the steps required to raise a fasciocutaneous epigastric free flap and transfer it to the neck in the rat.

Un modèle de transfert de tissu libre: Le Rat épigastrique Flap gratuit

Free tissue transfer has been increasingly used in clinical practice since the 1970s, allowing reconstruction of complex and otherwise untreatable defects ...

Modified Heterotopic Hindlimb Osteomyocutaneous Flap Model in the Rat for Translational Vascularized Composite Allotransplantation Research

Vascularized composite allotransplantation (VCA) is a relatively new field in the reconstructive surgery. Clinical achievements in human VCA include hand and face transplants and, more recently, abdominal wall, uterus, and urogenital transplants. Functional outcomes have exceeded initial expectations, and most recipients enjoy an improved quality of life. However, as clinical experience accumulates, chronic rejection and complications from the immunosuppression must be addressed. In many cases where grafts have failed, the causative pathology has been ischemic vasculopathy. <span style="font-size: 11pt; line-height: 115%; font-family: Arial, sans-serif; color: rgb(41, 43, 49); background-image: initial; background-position: initial; background-size: initial; background-repeat: initial; background-attachment: initial; background-origin: initial; background-clip: initial;">The biological mechanisms of the acute and chronic rejection associated with VCA, especially ischemic vasculopathy, are important areas of research. However, due to the very small number of VCA patients, the evaluation of proposed mechanisms is better addressed in an experimental model. Multiple groups have used animal models to address some of the relevant unsolved questions in VCA rejection and vasculopathy. Several model designs involving a variety of species are described in the literature. Here we present a reproducible model of VCA heterotopic hindlimb osteomyocutaneous flap in the rat that can be utilized for translational VCA research. This model allows for the serial evaluation of the graft, including biopsies and different imaging modalities, while maintaining a low level of morbidity.

Vascularized composite allograft offers life-altering benefits to transplant recipients, but the biological causes of graft rejection and vasculopathy remain poorly understood. The rodent surgical model presented here offers a reproducible, clinically relevant model of transplantation, allowing researchers to evaluate rejection events and potential therapeutic strategies to prevent their occurrence.

Modèle de Rabat Ostéomyocutané Hétérootopique modifié dans le rat pour la recherche d’allotransplantation composite vascularisée translationnelle

Vascularized composite allotransplantation (VCA) is a relatively new field in the reconstructive surgery. Clinical achievements in human VCA include hand ...

Scratch Migration Assay and Dorsal Skinfold Chamber for In Vitro and In Vivo Analysis of Wound Healing

Impaired cutaneous wound healing is a major concern for patients suffering from diabetes and for elderly people, and there is a need for an effective treatment. Appropriate in vitro and in vivo approaches are essential for the identification of new target molecules for drug treatments to improve the skin wound healing process. We identified the &#946;3 subunit of voltage-gated calcium channels (Cav&#946;3) as a potential target molecule to influence the wound healing in two independent assays, i.e., the in vitro scratch migration assay and the in vivo dorsal skinfold chamber model. Primary mouse embryonic fibroblasts (MEFs) acutely isolated from wild-type (WT) and Cav&#946;3-deficient mice (Cav&#946;3 KO) or fibroblasts acutely isolated from WT mice treated with siRNA to down-regulate the expression of the Cacnb3 gene, encoding Cav&#946;3, were used. A scratch was applied on a confluent cell monolayer and the gap closure was followed by taking microscopic images at defined time points until complete repopulation of the gap by the migrating cells. These images were analyzed, and the cell migration rate was determined for each condition. In an in vivo assay, we implanted a dorsal skinfold chamber on WT and Cav&#946;3 KO mice, applied a defined circular wound of 2 mm diameter, covered the wound with a glass coverslip to protect it from infections and desiccation, and monitored the macroscopic wound closure over time. Wound closure was significantly faster in Cacnb3-gene-deficient mice. Because the results of the in vivo and the in vitro assays correlate well, the in vitro assay may be useful for the high-throughput screening before validating the in vitro hits by the in vivo wound healing model. What we have shown here for wild-type and Cav&#946;3-deficient mice or cells might also be applicable for specific molecules other than Cav&#946;3.

Here, we present a protocol for an in vitro scratch assay using primary fibroblasts and for an in vivo skin wound healing assay in mice. Both assays are straightforward methods to assess in vitro and in vivo wound healing.

Scratch Migration Assay et Dorsal Skinfold Chamber for In Vitro and In Vivo Analysis of Wound Healing Scratch Migration Assay and Dorsal Skinfold Chamber for In Vitro and In Vivo Analysis of Wound Healing Scratch Migration

Impaired cutaneous wound healing is a major concern for patients suffering from diabetes and for elderly people, and there is a need for an effective ...