Ce travail a été financé par le Medical Research Council subvention G1000299. L&#39;auteur correspondant tient à remercier Gary Borthwick, Université d&#39;Edimbourg, pour assister pendant la chirurgie. Les auteurs tiennent à remercier conseils de Helen Douglas et Iain Mackay et de nous permettre d&#39;observer leur épigastrique inférieure profonde (DIEP) de la procédure de rabat (Canniesburn Unité de Chirurgie Plastique, Glasgow Royal Infirmary, 84 Castle Street, Glasgow G4 0SF, Royaume-Uni). Les auteurs tiennent également à remercier Gary Blackie à l&#39;Université d&#39;Edimbourg pour son aide dans la production de la vidéo pour cet article.

Toute chirurgie est effectuée conformément aux lignes directrices énoncées par le Bureau d&#39;accueil du Royaume-Uni et l&#39;Université du Département des services vétérinaires d&#39;Édimbourg. 1. Mise en place de procédure chirurgicale notes <ol><li> Changement dans scrubs propres chirurgicales, robe, chapeau gommage et un masque. Nettoyez toutes les surfaces de la salle d&#39;opération, y compris l&#39;équipement avec 2% de chlorhexidine à 70% d&#39;alcool isopropylique. </li><li> Avant la chirurgie, l&#39;autoclave toutes les fournitures et les instruments qui seront utilisés dans la procédure chirurgicale. Emballages stériles par opération devraient inclure: 3 rideaux, de la gaze, des applicateurs de bout de coton, feuilles de silicone et les instruments chirurgicaux, voir le tableau de matériel chirurgical et outils spécifiques et la Figure 1. Peser le rat et de mesurer le volume approprié de la buprénorphine (0,04 mg / kg) doit être administré par voie sous cutanée 1 heure avant la fin de la procédure. Disposez; 3 x 1 ml seringues pour administration sous-cutanée fluide pendant surgEry, 2 x 6-0 sutures Vicryl, 1 x 5-0 sutures ETHILON, un marqueur stérile avec une règle et un scalpel jetable 10 lames, 4 - 5 paires de gants stériles et une unité de cautérisation à main. </li><li> Lieu 4 x 10 ml stérile, 0,9% flacons salines dans un bain d&#39;eau chauffée à 37 ° C. Il sera utilisé pour le remplacement du liquide sous-cutanée (1 ml / kg / h) et de rincer le site chirurgical. Mettre en place la couverture homéothermes, sonde rectale, lampe chauffante, microscope opératoire et anesthésique plate-forme. Allumez le laser et son logiciel, set-up rig autre anesthésique et placer un coussin chauffant sous le tapis noir sur lequel l&#39;animal posera lors de l&#39;analyse. </li><li> Utilisez masculins, Lewis mâles pesant 250-300 g. Maison rats pendant 7 jours avec de la nourriture et de l&#39;eau ad libitum avec 12 HR cycles lumière-obscurité avant toute intervention chirurgicale est effectuée. </li></ol> 2. Anesthésie et de préparation de la peau <ol><li> Placez le rat dans la chambre de l&#39;induction de l&#39;anesthésie plate-forme et d&#39;administrer 4% d&#39;isoflurane avec 1L/min O 2 pour2-3 min pour induire une anesthésie. Retirez le rat anesthésié de la chambre et le placer en position couchée sur le, tapis propre et chauffée. Maintenir l&#39;isoflurane à 1,5% en utilisant un cône de nez. Enduire lacrilube ou similaire pour empêcher l&#39;abrasion cornéenne au cours de la procédure. Effectuer un test de pincement pied-pad pour s&#39;assurer que l&#39;animal est correctement anesthésié avant de poursuivre. Répétez ce dernier test avant chaque étape importante dans la procédure et ajuster la concentration anesthésique par inhalation en conséquence. </li><li> Étroitement raser la abdominale antérieure en utilisant un rasoir électrique de sorte que la totalité de la surface abdominale est exposée. Appliquez la crème dépilatoire pendant la durée recommandée par le fournisseur. Retirez la crème et rincer soigneusement la peau avec une solution saline stérile chauffée pour enlever toutes les traces de la crème. Appliquer 2% de chlorhexidine à 70% d&#39;alcool isopropylique à la peau et laisser sécher avant de continuer. Il s&#39;agit de la préparation de la peau norme dans notre unité basée sur les données actuelles de l&#39;infection du site opératoire. 34 Veuillez discuss avec votre département vétérinaire ce qui est la procédure normale dans votre appareil avant l&#39;élection d&#39;un protocole de préparation de la peau. </li><li> Placer 2 rideaux de chaque côté du rat et de prendre soin de les garder stérile. Mettez des gants stériles et avec l&#39;aide d&#39;un assistant d&#39;ouvrir les emballages stériles. Placez tous les instruments sur un drap et les sutures, les gazes, les applicateurs de coton, des bâches en silicone et un stylo marqueur stérile avec la règle de l&#39;autre. </li><li> Identifier la ligne médiane à l&#39;aide xiphisternum et la queue comme points de référence. Marquez la ligne médiane. Mesurer 0,8 cm en dessous du xiphisternum et marquer ce point. Tracez une ligne perpendiculaire à la ligne médiane à partir de ce point. Prendre la ligne médiane comme le centre de la marque de rabat sur 1 cm et 2 cm à gauche et à droite de la ligne médiane. Dessinez des lignes verticales parallèles à la ligne médiane à partir des points. Mesurez 4 cm en dessous de la ligne horizontale originale et d&#39;en tirer un autre parallèle. Suite à ces instructions une x 4 cm volet 4 divisé en 4 bandes égales est délimitée(Voir Figure 2). </li></ol> 3. Laser Doppler Imaging <ol><li> Déplacez doucement le rat au cône de nez de la deuxième plate-forme anesthésique au scanner LDI. Continuer anesthésie à 1,5% d&#39;isoflurane, 1L/min O 2. Allumez le laser et suivez les instructions du fabricant pour lancer la numérisation. Après avoir enregistré le fichier numérisé retourner le rat à la première plate-forme et ré-insérer la sonde rectale de la couverture homeothermic utilisant paraffine blanche molle comme un lubrifiant. </li></ol> . 4 In situ TRAM - Modèle musculo-cutané de l&#39;IRI <ol><li> Re-mains broussailles et mettre des gants stériles frais. Découper un cercle d&#39;un diamètre de 5 cm et dans le centre de la housse stérile restante et placer cet exposé sur l&#39;abdomen pour créer un champ stérile drapée. </li><li> Faire une incision le long du bord latéral gauche marqué (figure 3A et B). Obtenir l&#39;hémostase. Faire des incisions similaires le long des lignes horizontalesà la gauche de la ligne médiane. Obtenir l&#39;hémostase. </li><li> La graisse recouvrant la gaine du muscle droit inférieur gauche doit être visible. En utilisant des pinces et ciseaux iris fines soigneusement passer sous cette graisse. Prenez soin de ne pas endommager les perforateurs à venir grâce à la gauche, la gaine du muscle droit antérieur. Le plan ouvert par cette dissection est que, immédiatement au-dessus de l&#39;aponévrose de la paroi abdominale antérieure. Continuer dissection dans ce plan autour des marges délimitées. Dans la fosse iliaque gauche se trouve la grande circonflexe iliaque superficielle bateaux-ci peuvent être attachés ou cautériser. Puis étendre la dissection dedans avec prudence et seulement dans la mesure où la marge latérale du muscle grand droit gauche. Il ya un changement de couleur évidente à ce stade du rose au blanc près (figure 3C). Irriguer soigneusement la zone avec une solution saline stérile et vérifier que l&#39;hémostase a été réalisée avant la mise gaze humide sur la région. </li><li> Répétez la procédure sur le côté opposé, mais cette fois étendre to la ligne blanche (ligne médiane). Prenez soin d&#39;identifier et de cautériser tous les perforantes musculo qui se posent dans le centre de la droite muscle droit de l&#39;abdomen (figure 3D). Si cela n&#39;est pas fait correctement, il peut entraîner un hématome post-opératoire et des résultats erronés. De même atteindre l&#39;hémostase, irriguer et placer la gaze humide sur le rabat soulevé. </li><li> Retour à la marge inférieure du muscle droit antérieur gauche (figure 3E et F). Cautériser le perforateur le plus inférieur vu. Passez à couper une petite fenêtre (env. 0,6 cm x 0,6 cm) dans la gaine du muscle droit antérieur utilisant microciseaux et pointue courbée forceps GRAEFFE. Blunt disséquer lentement sur le bord latéral du muscle jusqu&#39;à ce que le muscle s&#39;amincit mais avant la gaine postérieure est violée. Faites ensuite pivoter la pince et émousser disséquer dedans jusqu&#39;à ce que le ventre du muscle est au-dessus le bord incurvé de la pince et les conseils sont gratuits au bord médial. Nourrir approximatively 6 cm de 5-0 Ethilon dans les mâchoires de la pince et attacher la gaine du muscle droit inférieur. À l&#39;issue de cette étape, le lambeau musculo-cutané est isolé sur un navire-dominant les vaisseaux épigastriques supérieurs profondes. Couvrir avec une gaze humide. </li><li> Couper la feuille de silicone dans ovales avec des coins lisses (figure 3G). Ceux-ci devraient être assez grand pour couvrir la majeure partie de la zone exposée sous les parties fasciocutanés du volet. Cependant, des précautions doivent être prises pour veiller à ce que le bord de la peau peut être fermé sans aucune tension et la courbe médiane de l&#39;ovale peut être jumelé arrière pour l&#39;empêcher flux atteinte par les perforateurs restants. Ceux-ci sont ensuite suturés en place avec 6-0 Vicryl (figure 3H). Couvrir avec de la gaze humide. </li><li> En utilisant de simples interrompu de la cheville sur «5-0 ETHILON sutures le rabat pour réduire la chaleur et la perte d&#39;eau (figure 3I). Couvrir avec une gaze humide. </li><li> Elargir la plaie supérieurement à la gauche de l&#39;xiphisternum (figure 3I). Suture à ce quadrant supérieur gauche pour améliorer le champ de vision. </li><li> Coupez le gras qui les recouvre de révéler le supérieur, à gauche, la gaine du muscle droit antérieur. Coupez un petit (0,6 cm x 0,6 cm) fenêtre dans cette gaine (Figure 3J). Etendre la plaie dedans jusqu&#39;à ce qu&#39;un changement dans la trajectoire de la fibre musculaire de la verticale à oblique et la cohérence du serrées aux fibrilles libres est vu. </li><li> Insérez les pinces courbes soigneusement entre ces deux muscles et ouvrir un plan de dissection. Découpez soigneusement le bas seulement dans la mesure où la surface supérieure de ces pinces courbes de coupe à travers le ventre du muscle droit de l&#39;abdomen gauche pour faire apparaître le sous-jacent profonde, artère épigastrique supérieure et la veine (figure 3K). </li><li> Utilisant des micro-instruments et haute puissance sur le microscope opératoire, séparer soigneusement l&#39;artère et la veine et enlever tout le gras environnante. </li><li> Appliquer pinces atraumatiques Acland à la unertery et la veine (B-1, de type &quot;V&quot;) et lancer le chronomètre compte à rebours de la période ischémique de 30 min. Irriguer le pédicule serré et couvrir avec de la gaze. Nous n&#39;avons pas employons dilatateurs des vaisseaux tels que le vérapamil ou pabavarine mais devrions spasme des vaisseaux être un problème, ces médicaments doivent être pris en considération. </li><li> Administrer la buprénorphine (0,04 mg / kg) et chauffée, une solution saline stérile (1 ml / kg / h). </li><li> À partir de l&#39;angle supérieur gauche, suturer le lambeau en place avec 6-0 sutures sous-cutanées Vicryl arrêt et ligaturer au xiphisternum. </li><li> Lorsque le temps min 30 ischémique est terminée, retirez avec précaution les pinces et irriguer le pédicule avec une solution saline chauffée. Vérifiez que le débit a été rétabli. Veuillez noter que cette fois-ischémique a été stipulé par le Royaume-Uni Accueil autorité de bureau. Les chercheurs travaillant dans d&#39;autres autorités pourraient être en mesure de prolonger ce délai. L&#39;extension de la période d&#39;ischémie mènera probablement à des résultats cliniques pire. </li><li> Suturer les bords coupés du muscle droit en place avec 6-0 Vicryl.Veillez à ne pas appliquer trop de tension car cela peut conduire à la torsion des vaisseaux. </li><li> Remplissez la suture sous-cutanée en prenant soin d&#39;enterrer tous les noeuds sous la peau (Figure 3K). </li><li> Nettoyer la surface de la plaie et laissez sécher. Redessiner les zones sur le rabat. </li><li> Re-numériser l&#39;animal pour obtenir une image postopératoire. </li><li> Réappliquer lacrilube aux yeux et la place de l&#39;animal dans un incubateur chauffé (37 ° C) pendant 1 heure pour récupérer avant de revenir à l&#39;unité d&#39;élevage. </li></ol> Les étapes critiques dans le protocole L&#39;essentiel de la procédure est d&#39;identifier les profondes vaisseaux épigastriques, de qualité supérieure. Ceci est clairement démontré dans le film qui l&#39;accompagne. En bref, une fenêtre est découpée dans la gaine du muscle droit antérieur pour exposer les fibres musculaires sous-jacentes qui seront s&#39;étendant longitudinalement. En prolongeant la dissection superficielle de la gaine du muscle droit antérieur en dedans un changement de trajectoire de la fibre musculaire est observée fROM longitudinal pour oblique. Insérez émousser terminés, courbes, GRAEFFE forceps (ou similaire) à l&#39;intersection de ces deux faisceaux de fibres musculaires. Blunt disséquer latéralement. Couper vers le bas, au moyen de micro ciseaux, sur la surface supérieure de la pince incurvés détenus dans ce plan entre les faisceaux de fibres musculaires. Le retrait de la Graeffe Pince la profondeur, artère épigastrique supérieure et la veine sera observée au milieu du corps du muscle droit de l&#39;abdomen. Décoller la graisse recouvrant les navires utilisant des micro-instruments et d&#39;appliquer les pinces. Les portions fasciocutanés du lambeau TRAM de rat sont suffisamment minces pour permettre au rabat de prendre comme une greffe de peau sur toute son épaisseur. Pour éviter cela et faire en sorte que c&#39;est un vrai modèle de l&#39;IRI une mince feuille de silicium souple est placée sous les portions fasciocutanés du rabat. 35 Cette mesure a été adoptée par d&#39;autres chercheurs qui entreprennent des modèles de TRAM de rat. 17,21,25 Rats mâchent throunoeuds gh alors assurez-vous que toutes les sutures sont sous-cutanée et tous les noeuds sont enterrés. Dans l&#39;exercice méticuleux autocannabilism de suture de volets présentés par d&#39;autres chercheurs peuvent être évités. 24 Suite à l&#39;administration de la buprénorphine réduire anesthésie de maintenance à 1% d&#39;isoflurane (1L/min O 2).

Nous n&#39;avons pas d&#39;autres informations.

Modifications et le dépannage Le protocole présenté ici reproduit l&#39;IRI vu dans le transfert de tissu libre dans un système expérimental permettant de mieux comprendre ce processus et fournit un moyen de rechercher les moyens d&#39;améliorer l&#39;IRI et améliorer les résultats. Cela pourrait facilement être modifié pour produire une blessure plus grave si elle était fondée sur le non-dominante, profonde, inférieure pédicule épigastrique ou si le temps d&#39;ischémie ont ét...

L&#39;objectif de ce protocole est de démontrer un modèle fiable et reproductible de la lésions d&#39;ischémie-reperfusion observé dans le transfert de tissu libre pour permettre aux stratégies d&#39;intervention pour être étudiés. Transfert de tissu libre se définit comme le détachement vasculaire d&#39;un bloc isolé de tissus suivie par autogreffe de ce tissu avec anastomose des vaisseaux sectionnés du rabat sur des navires indigènes sur le site destinataire. La procédure est connue comme FTT et le tissu en cours de transfert appelée lambeau libre. Transfert de tissu libre est la méthode de référence pour la correction des défauts, composites complexes où les options locales ne conviennent pas ou n&#39;est pas disponible. 1-4 blessure d&#39;ischémie-reperfusion (IRI) est inévitable dans le transfert de tissu libre, contribue à battre échec 5,6 et n&#39;a pas un traitement efficace. Le caractère électif des chirurgies lambeau libre permet l&#39;administration de pharagents CAL pour condition préalable contre IRI. IRI résulte une baisse de débit à travers la microcirculation par l&#39;activation endothéliale et le dysfonctionnement métabolique, 7 augmentation de la perméabilité capillaire et un oedème ultérieure interstitielle 7, afflux de cellules inflammatoires, 8 libération de médiateurs inflammatoires, les espèces réactives de l&#39;oxygène 9 et dépôts de complément. 10 Ce processus complexe de l&#39;hypoxie et une lésion de reperfusion ultérieure conduit finalement à la mort cellulaire. Un modèle de myocutané IRI permet l&#39;efficacité des stratégies de préconditionnement sur les résultats cliniques à évaluer. Des travaux récents ont validé l&#39;utilisation de modèles animaux d&#39;études IRI comme un substitut de l&#39;IRI humaine en comparant les changements moléculaires observés chez les sujets humains et les données animales existantes 10,11. Le rat transverse rectus abdominis musculo-cutané (TRAM) lambeau a été décrite pour la première en 1987 en allemand et 12 en 199313 en anglais. Ce modèle a gagné une grande popularité 13-25 comme un modèle robuste pas cher pour étudier différentes stratégies pour réduire IRI associée avec transfert de tissu libre. 14,17-22 La majorité de ces études ont été conçues comme volets de TRAM unipedicled basé sur la profondeur, inférieure, . épigastrique pédicule 15-18,20-22 La comparaison des données de ces études est compliquée par l&#39;utilisation de différentes îles cutanées moyenne (10,5 à 30 cm 2) et différentes longueurs de suivi post-opératoire (2 - 10 jours). Le pourcentage zone rabat nécrose totale moyenne dans le bras de contrôle de ces études est de 69 ± 6,2% (moyenne ± SEM). Il convient de noter que ces six documents emploient tout le muscle droit de l&#39;abdomen comme support pour le pédicule vasculaire mais n&#39;exposent pas, diviser et microanastomose ou serrer les vaisseaux. Zhang et al. 23 ont décrit un vrai, sans lambeau TRAM de rat basé sur les vaisseaux épigastriques supérieurs dans lequel le ftours ont été soulevées, des vaisseaux divisés et le lambeau musculocutané transférés et microanastomosed aux navires de l&#39;aine. Cette technique difficile requis le microanastomosis de 0,45 - mm vaisseaux de calibre 0.5. Seuls quinze ont été effectués et de ceux-ci 67% ont survécu. 23 Le modèle décrit par Zhang et al. 23 est un excellent modèle pour le lambeau TRAM libre arbitre humain car il reflète vraiment la blessure subie au cours de FTT. Les autres modèles publiés d&#39;un lambeau TRAM de rat reflètent plus fidèlement les blessures subies lors d&#39;une TRAM pédiculé humaine, mais ne reflètent pas fidèlement l&#39;IRI comme ces rabat à ne pas se soumettre à une période ischémique suivi d&#39;une reperfusion comme le pédicule n&#39;est jamais serré ou divisée et microanastomosis effectuée. Ce protocole et vidéo décrivent un nouveau modèle de transfert de tissu libre en utilisant le TRAM de rat dans lequel l&#39;IRI est répliqué à l&#39;aide microclamps. Cet article reproduit plus fidèlement IRI que les prédécesseurs de TRAM pédiculaires mais est techniquement plus facile que Performing le microanastomosis. Microclamps ont été largement utilisés par les chercheurs de transplantation de recréer IRI associée à une transplantation d&#39;organe solide; 26-33 cependant, c&#39;est la première fois qu&#39;il a été décrit dans le lambeau TRAM de rat.

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td>Name of Reagent/Material</td>
 <td>Company</td>
 <td>Catalog Number</td>
 <td>Comments</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Moor LD12 laser doppler imaging scanner</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://gb.moor.co.uk/product/moorldi2-laser-doppler-imager/8" target="_blank">http://gb.moor.co.uk/product/moorldi2-laser-doppler-imager/8</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Complete homeothermic blanket system with flexible probe. Small. 230 VAC, 50 Hz</td>
 <td></td>
 <td>507221F</td>
 <td><a href="http://www.harvardapparatus.com" target="_blank">www.harvardapparatus.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Graeffe forceps 0.8 mm tips curved</td>
 <td></td>
 <td>11052-10</td>
 <td>2, <a href="http://www.finescience.de" target="_blank">http://www.finescience.de</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Acland clamps</td>
 <td></td>
 <td>00398 V</td>
 <td>B-1 'V' pattern clamps used on both artery and vein. <a href="http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf" target="_blank">http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Clamp applicator</td>
 <td></td>
 <td>CAF-4</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf" target="_blank">http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Gemini cautery unit</td>
 <td></td>
 <td>726067</td>
 <td><a href="www.harvardapparatus.com" target="_blank">www.harvardapparatus.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Micro-vessel dilators 11 cm 0.3 mm tips 00124</td>
 <td></td>
 <td>D-5a.2</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Micro Jewellers Forceps 11cm angulated 00109</td>
 <td></td>
 <td>JFA-5b</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Micro Jewellers Forceps 11 cm straight 00108</td>
 <td></td>
 <td>JF-5</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Acland Single Clamps B-1V (Pair)</td>
 <td></td>
 <td>396</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Micro Scissors Round Handles 15 cm Straight</td>
 <td></td>
 <td>67</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Iris Scissors 11.5 cm Curves EASY-CUT</td>
 <td></td>
 <td>EA7613-11</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Mayo Scissors 14 cm Straight Chamfered Blades EASY-CUT</td>
 <td></td>
 <td>EA7652-14</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Derf Needle Holders 12 cm TC</td>
 <td></td>
 <td>703DE12</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Ethilon 5-0</td>
 <td></td>
 <td>W1618</td>
 <td><a href="http://www.farlamedical.co.uk/" target="_blank">http://www.farlamedical.co.uk/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Vicryl rapide 6-0</td>
 <td></td>
 <td>W9913</td>
 <td><a href="http://www.millermedicalsupplies.com/" target="_blank">http://www.millermedicalsupplies.com/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Instrapac - Adson Toothed Forceps (Extra Fine)</td>
 <td></td>
 <td>7973</td>
 <td><a href="http://www.millermedicalsupplies.com/" target="_blank">http://www.millermedicalsupplies.com/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Castroviejo needle holders</td>
 <td></td>
 <td>12565-14</td>
 <td><a href="http://s-and-t.ne" target="_blank">http://s-and-t.ne</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Heat Lamp</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://www.chicken-house.co.uk" target="_blank">http://www.chicken-house.co.uk</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Silicone sheeting 0.3 mm translucent</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://www.silex.co.uk/" target="_blank">http://www.silex.co.uk/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Image J software</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://rsbweb.nih.gov/ij/" target="_blank">http://rsbweb.nih.gov/ij/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Zeiss OPMI pico</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://www.zeiss.co.uk/" target="_blank">http://www.zeiss.co.uk/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Operating microscope</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Vet tech solution isofluorane rig</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://www.vet-tech.co.uk/" target="_blank">http://www.vet-tech.co.uk/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Vet tech solution isofluorane rig</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://www.vet-tech.co.uk/" target="_blank">http://www.vet-tech.co.uk/</a></td>
 </tr>
 </tbody>
</table>

in situ transverse rectus abdominis myocutaneous flap: a rat model of myocutaneous ischemia reperfusion injury

Transfert de tissu libre est l&#39;étalon-or de la chirurgie reconstructive pour réparer les défauts complexes ne se prêtent pas à des options locales ou celles nécessitant tissu composite. la lésion de reperfusion d&#39;ischémie (IRI) est une cause connue d&#39;une défaillance partielle du rabat libre et n&#39;a pas de traitement efficace. L&#39;établissement d&#39;un modèle de laboratoire de cette blessure peut s&#39;avérer coûteuse à la fois financièrement comme les grands mammifères sont classiquement utilisés et le savoir-faire requis par la difficulté technique de ces procédures nécessite généralement l&#39;emploi d&#39;un microsurgeon expérimenté. Cette publication et vidéo montrent l&#39;utilisation efficace d&#39;un modèle de l&#39;IRI chez les rats qui ne nécessitent pas d&#39;expertise de microchirurgie. Cette procédure est un modèle in situ d&#39;un musculo-cutané abdominal transversal (TRAM) de rabat où pinces atraumatiques sont utilisés pour reproduire la lésion d&#39;ischémie-reperfusion associée à ce type de chirurgie. Un scanner laser Doppler Imaging (LDI) est utilisé pour évaluer la perfusion du lambeau et le traitement de l&#39;image software, Image J pour évaluer le pourcentage de survie de la peau de la zone comme un critère d&#39;évaluation primaire de blessure.

des modèles de rats sont plus économiques que les grands modèles animaux, 36 sont résistantes aux maladies dans la nature et peuvent être manipulées génétiquement. Vrac animaux écorchés, comme les rongeurs, ont été pensé pour avoir un arrangement différent de l&#39;approvisionnement sanguin cutané par rapport aux animaux écorchés fixes tels que les humains et les porcs. En vrac animaux à peau, la peau est alimenté principalement par des vaisseaux sanguins cutanés directs en passant par la ...

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In situ Transverse Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A Rat Model of Myocutaneous Ischemia Reperfusion Injury

Transfert de tissu libre est largement utilisé dans la chirurgie reconstructive pour restaurer la forme et la fonction après résection oncologique et les traumatismes. Préconditionnement ce tissu avant la chirurgie peut améliorer les résultats. Cet article décrit une<em&gt; In situ</em&gt; Transversale lambeau de grand droit (TRAM) chez le rat comme un moyen de tester des stratégies de préconditionnement.

In situ Transverse lambeau de grand droit: un modèle de rat de myocutané ischémie reperfusion

Free tissue transfer is the gold standard of reconstructive surgery to repair complex defects not amenable to local options or those requiring composite ...

in-situ-transverse-rectus-abdominis-myocutaneous-flap-rat-model

Research

JoVE Journal

Medicine

In situ Transverse Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A Rat Model of Myocutaneous Ischemia Reperfusion Injury

13.6K vues.  Royal Infirmary of Edinburgh. Transfert de tissu libre est largement utilisé dans la chirurgie reconstructive pour restaurer la forme et la fonction après résection oncologique et les traumatismes. Préconditionnement ce tissu avant la chirurgie peut améliorer les résultats. Cet article décrit une In situ Transversale lambeau de grand droit (TRAM) chez le rat comme un moyen de tester des stratégies de préconditionnement.

Vidéo: In situ Transverse Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A Rat Model of Myocutaneous Ischemia Reperfusion Injury

Normothermic Cardiac Arrest and Cardiopulmonary Resuscitation: A Mouse Model of Ischemia-Reperfusion Injury

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused by whole-body hypoperfusion.5,6 Successful reproduction of whole-body hypoperfusion in rodent models has been fraught with 
difficulty.7-9,9,10 Models which employ focal ischemia have repeatedly demonstrated results which do not translate to the clinical setting, and larger 
animal models which allow for whole body hypoperfusion lack access to the full toolset of genetic manipulation possible in the mouse.11,12 However, in recent 
years a mouse model of cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation has emerged which can be adapted to model AKI.13 This model reliably reproduces 
physiologic, functional, anatomic, and histologic outcomes seen in clinical AKI, is rapidly repeatable, and offers all of the significant advantages of a murine surgical 
model, including access to genetic manipulative techniques, low cost relative to large animals, and ease of use. Our group has developed extensive experience 
with use of this model to assess a number of organ-specific outcomes in AKI.14,15

A powerful model for perioperative and critical care related acute kidney injury is presented. Using whole body hypoperfusion induced by cardiac arrest it is possible to nearly replicate the histologic and functional changes of clinical AKI.

Normothermique arrêt cardiaque et la réanimation cardiorespiratoire: un modèle murin de l&#39;ischémie-reperfusion

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused ...

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Ischemia-reperfusion Model of Acute Kidney Injury and Post Injury Fibrosis in Mice

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often unreported mortality rates that may confound analyses. Bilateral renal pedicle clamping is commonly used to induce IR-AKI, but differences between effective clamp pressures and/or renal responses to ischemia between kidneys often lead to more variable results. In addition, shorter clamp times are known to induce more variable tubular injury, and while mice undergoing bilateral injury with longer clamp times develop more consistent tubular injury, they often die within the first 3 days after injury due to severe renal insufficiency. To improve post-injury survival and obtain more consistent and predictable results, we have developed two models of unilateral ischemia-reperfusion injury followed by contralateral nephrectomy. Both surgeries are performed using a dorsal approach, reducing surgical stress resulting from ventral laparotomy, commonly used for mouse IR-AKI surgeries. For induction of moderate injury BALB/c mice undergo unilateral clamping of the renal pedicle for 26 min and also undergo simultaneous contralateral nephrectomy. Using this approach, 50-60% of mice develop moderate AKI 24 hr after injury but 90-100% of mice survive. To induce more severe AKI, BALB/c mice undergo renal pedicle clamping for 30 min followed by contralateral nephrectomy 8 days after injury. This allows functional assessment of renal recovery after injury with 90-100% survival. Early post-injury tubular damage as well as post injury fibrosis are highly consistent using this model.

We describe models of moderate and severe ischemia-reperfusion-induced kidney injury in which the mice undergo unilateral renal pedicle clamping followed by simultaneous or delayed contralateral nephrectomy, respectively. These models consistently give rise to renal dysfunction and post-injury fibrosis, but injury severity and survival are dependent on mouse background, age and surgical equipment.

Ischémie-reperfusion modèle de lésions rénales aiguës et post blessures fibrose chez la souris

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often ...

Induction and Assessment of Ischemia-reperfusion Injury in Langendorff-perfused Rat Hearts

The biochemical events surrounding ischemia reperfusion injury in the acute setting are of great importance to furthering novel treatment options for myocardial infarction and cardiac complications of thoracic surgery. The ability of certain drugs to precondition the myocardium against ischemia reperfusion injury has led to multiple clinical trials, with little success. The isolated heart model allows acute observation of the functional effects of ischemia reperfusion injury in real time, including the effects of various pharmacological interventions administered at any time-point before or within the ischemia-reperfusion injury window. Since brief periods of ischemia can precondition the heart against ischemic injury, in situ aortic cannulation is performed to allow for functional assessment of non-preconditioned myocardium. A saline filled balloon is placed into the left ventricle to allow for real-time measurement of pressure generation. Ischemic injury is simulated by the cessation of perfusion buffer flow, followed by reperfusion. The duration of both ischemia and reperfusion can be modulated to examine biochemical events at any given time-point. Although the Langendorff isolated heart model does not allow for the consideration of systemic events affecting ischemia and reperfusion, it is an excellent model for the examination of acute functional and biochemical events within the window of ischemia reperfusion injury as well as the effect of pharmacological intervention on cardiac pre- and postconditioning. The goal of this protocol is to demonstrate how to perform in situ aortic cannulation and heart excision followed by ischemia/reperfusion injury in the Langendorff model.

The isolated rat heart is an enduring model for ischemia reperfusion injury. Here, we describe the process of harvesting the beating heart from a rat via in situ aortic cannulation, Langendorff perfusion of the heart, simulated ischemia-reperfusion injury, and infarct staining to confirm the extent of ischemic insult.

Induction et de l&#39;évaluation de l&#39;ischémie-reperfusion dans coeurs de rat Langendorff perfusés

The biochemical events surrounding ischemia reperfusion injury in the acute setting are of great importance to furthering novel treatment options for ...

Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, hypotension, necrotizing enterocolitis, bowel transplantation, trauma and chronic inflammation. Intestinal ischemia-reperfusion (IR) injury is a consequence of acute mesenteric ischemia, caused by inadequate blood flow through the mesenteric vessels, resulting in intestinal damage. Reperfusion following ischemia can further exacerbate damage of the intestine. The mechanisms of IR injury are complex and poorly understood. Therefore, experimental small animal models are critical for understanding the pathophysiology of IR injury and the development of novel therapies.
Here we describe a mouse model of acute intestinal IR injury that provides reproducible injury of the small intestine without mortality. This is achieved by inducing ischemia in the region of the distal ileum by temporally occluding the peripheral and terminal collateral branches of the superior mesenteric artery for 60 min using microvascular clips. Reperfusion for 1 hr, or 2 hr after injury results in reproducible injury of the intestine examined by histological analysis. Proper position of the microvascular clips is critical for the procedure. Therefore the video clip provides a detailed visual step-by-step description of this technique. This model of intestinal IR injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Here we describe the detailed procedure of intestinal ischemia-reperfusion in mice which results in reproducible injury without mortality to encourage the standardization of this technique across the field. This model of intestinal ischemia-reperfusion injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Modèle murin de Intestinal Ischémie-reperfusion

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, ...

A Mouse Model of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury Through Elevation of Intraocular Pressure

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, diabetic retinopathy, and retinal vascular occlusions. Rodent models of I/R injury are providing significant insights into mechanisms and treatment strategies for human I/R injury, especially with regard to neurodegenerative damage in the retinal neurovascular unit. Presented here is a protocol for inducing retinal I/R injury in mice through elevation of intraocular pressure (IOP). In this protocol, the ocular anterior chamber is cannulated with a needle, through which flows the drip of an elevated saline reservoir. Using this drip to raise IOP above systolic arterial blood pressure, a practitioner temporarily halts inner retinal blood flow (ischemia). When circulation is reinstated (reperfusion) by removal of the cannula, severe cellular damage ensues, resulting ultimately in retinal neurodegeneration. Recent studies demonstrate inflammation, vascular permeability, and capillary degeneration as additional elements of this model. Compared to alternative retinal I/R methodologies, such as retinal arterial ligation, retinal I/R injury by elevated IOP offers advantages in its&#160;anatomical specificity, experimental tractability, and technical accessibility, presenting itself as a valuable tool for examining neuronal pathogenesis and therapy in the retinal neurovascular unit.

This article describes a procedure for inducing retinal ischemia-reperfusion injury by elevated intraocular pressure in mice. Retinal ischemia-reperfusion injury by elevated intraocular pressure serves to model human pathologies characterized by compromised oxygen and nutrient delivery in the retina, enabling researchers to examine potential cellular mechanisms and treatments for human diseases of the retinal neurovascular unit.

Un modèle de souris de Retinal Ischémie-reperfusion Grâce à une élévation de la pression intraoculaire

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, ...

Evaluation of Coronary Flow Reserve After Myocardial Ischemia Reperfusion in Rats

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via recanalization of the coronary artery is the most effective strategy for reducing the size of ischemic myocardium. The coronary microvasculature cannot be visualized and imaged&#160;in vivo, but there are several invasive and noninvasive techniques that can be used to assess parameters which depend directly on coronary microvascular function. The endothelial function after ischemia reperfusion can be assessed also at the level of the coronary circulation via the coronary flow reserve (CFR).&#160;In this study, peak velocity of left anterior descending (LAD) coronary arteries was measured in rats in vivo via Transthoracic Doppler Echocardiography during resting and stress challenge (induced by Dobutamine). A normal heart can increase its coronary blood flow up to four times above the resting values during stress induction. Following ischemia reperfusion, we found a significantly diminished CFR, which can be used as a marker of coronary microvascular dysfunction. CFR has opened a window on the importance of microvascular dysfunction and has been shown to predict cardiovascular risk independent of whether the severe obstructive disease is present.

Coronary flow reserve (CFR), is defined as the ratio of maximal coronary blood flow to the resting coronary blood flow. We present a protocol for evaluating CFR in rats via ultrasound, which offers the opportunity to predict cardiovascular risk factors in the absence of obstructive coronary disease.

Évaluation de la réserve de flux coronaire après la réperfusion d'ischémie myocardique chez les rats

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via ...

Modified Heterotopic Hindlimb Osteomyocutaneous Flap Model in the Rat for Translational Vascularized Composite Allotransplantation Research

Vascularized composite allotransplantation (VCA) is a relatively new field in the reconstructive surgery. Clinical achievements in human VCA include hand and face transplants and, more recently, abdominal wall, uterus, and urogenital transplants. Functional outcomes have exceeded initial expectations, and most recipients enjoy an improved quality of life. However, as clinical experience accumulates, chronic rejection and complications from the immunosuppression must be addressed. In many cases where grafts have failed, the causative pathology has been ischemic vasculopathy. <span style="font-size: 11pt; line-height: 115%; font-family: Arial, sans-serif; color: rgb(41, 43, 49); background-image: initial; background-position: initial; background-size: initial; background-repeat: initial; background-attachment: initial; background-origin: initial; background-clip: initial;">The biological mechanisms of the acute and chronic rejection associated with VCA, especially ischemic vasculopathy, are important areas of research. However, due to the very small number of VCA patients, the evaluation of proposed mechanisms is better addressed in an experimental model. Multiple groups have used animal models to address some of the relevant unsolved questions in VCA rejection and vasculopathy. Several model designs involving a variety of species are described in the literature. Here we present a reproducible model of VCA heterotopic hindlimb osteomyocutaneous flap in the rat that can be utilized for translational VCA research. This model allows for the serial evaluation of the graft, including biopsies and different imaging modalities, while maintaining a low level of morbidity.

Vascularized composite allograft offers life-altering benefits to transplant recipients, but the biological causes of graft rejection and vasculopathy remain poorly understood. The rodent surgical model presented here offers a reproducible, clinically relevant model of transplantation, allowing researchers to evaluate rejection events and potential therapeutic strategies to prevent their occurrence.

Modèle de Rabat Ostéomyocutané Hétérootopique modifié dans le rat pour la recherche d’allotransplantation composite vascularisée translationnelle

Vascularized composite allotransplantation (VCA) is a relatively new field in the reconstructive surgery. Clinical achievements in human VCA include hand ...

A Pre-clinical Rat Model for the Study of Ischemia-reperfusion Injury in Reconstructive Microsurgery

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many areas of biomedical research due to its cost-effectiveness and its translation to humans. This protocol describes a method to create a preclinical free skin flap model in rats with ischemia-reperfusion injury. The described 3 cm x 6 cm rat free skin flap model is easily obtained after the placement of several vascular ligatures and the section of the vascular pedicle. Then, 8 h after the ischemic insult and completion of the microsurgical anastomosis, the free skin flap develops the tissue damage. These ischemia-reperfusion injury-related damages can be studied in this model, making it a suitable model for evaluating therapeutic agents to address this pathophysiological process. Furthermore, two main monitoring techniques are described in the protocol for the assessment of this animal model: transit-time ultrasound technology and laser speckle contrast analysis.

Here, we describe a pre-clinical animal model for studying the pathophysiology of ischemia-reperfusion injury in reconstructive microsurgery. This free skin flap model based on the superficial caudal epigastric vessels in the rat may also allow for the evaluation of different therapies and compounds to counteract ischemia-reperfusion injury-related damage.

Un modèle préclinique de rat pour l'étude des dommages d'ischémie-réperfusion dans la microchirurgie reconstructive

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many ...

Delayed Intramyocardial Delivery of Stem Cells after Ischemia Reperfusion Injury in a Murine Model

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, cardiac stem cell therapy is studied by delivering SCs concurrently with the induction of myocardial injury. However, this approach presents two significant limitations: the early hostile pro-inflammatory ischemic environment may affect the survival of transplanted SCs, and it does not represent the subacute infarction scenario where SCs will likely be used. Here we describe a two-part series of surgical procedures for the induction of ischemia-reperfusion injury and delivery of mesenchymal stem cells (MSCs). This method of stem cell administration may allow for the longer viability and retention around damaged tissue by circumventing the initial immune response. A model of ischemia reperfusion injury was induced in mice accompanied by the delivery of mesenchymal stem cells (3.0 x 105), stably expressing the reporter gene firefly luciferase under the constitutively expressed CMV promoter, intramyocardially 7 days later. The animals were imaged via ultrasound and bioluminescent imaging for confirmation of injury and injection of cells, respectively. Importantly, there was no added complication rate when performing this two-procedure approach for SC delivery. This method of stem cell administration, collectively with the utilization of state-of-the-art reporter genes, may allow for the in vivo study of viability and retention of transplanted SCs in a situation of chronic ischemia commonly seen clinically, while also circumventing the initial pro-inflammatory response. In summary, we established a protocol for the delayed delivery of stem cells into the myocardium, which can be used as a potential new approach in promoting regeneration of the damaged tissue.

Stems cells are continuously investigated as potential treatments for individuals with myocardial damage, however, their decreased viability and retention within injured tissue can impact their long-term efficacy. In this manuscript we describe an alternative method for stem cell delivery in a murine model of ischemia reperfusion injury.

Retard de l’accouchement intramyocardique des cellules souches après une blessure à l’Ischémie Reperfusion dans un modèle murine

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, ...

Organ Ischemia-Reperfusion Injury by Simulating Hemodynamic Changes in Rat Liver Transplant Model

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, including ischemia-reperfusion injury (IRI) of extrahepatic organs. This model requires numerous experiments and devices. The duration of anhepatic phase is closely related to the time to develop IRI after transplantation. In this experiment, we used hemodynamic changes to induce extrahepatic organ damage in rats and determined the maximum tolerance time. The time until the most severe organ injury varied for different organs. This method can easily be replicated and can also be used to study IRI of the extrahepatic organs after liver transplantation.

This paper provides a detailed description of how to build an animal model of the anhepatic phase (liver ischemia) in rats to facilitate basic research into ischemia-reperfusion injury after liver transplantation.

Lésion d’ischémie-reperfusion d’organe en simulant des changements hémodynamiques dans le modèle de greffe de foie de rat

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, ...