The authors have no conflicts of interest to disclose.

1. Enrichissement de cellules progénitrices hématopoïétiques du sang total des adultes REMARQUE: Les cellules progénitrices hématopoïétiques ou les cellules CD34 + peuvent être purifiés à partir de cellules mononucléaires du sang périphérique (PBMC) provenant de diverses sources, dont le sang de cordon, la matière de cytaphérèse et le sang total en utilisant des procédés à base de centrifugation à gradient de densité. Procédé énumérés ici utilise le sang total, par exemple. <ol><li> Isolement de PBMC de sang total: <ol><li> Ajouter 4,5 ml de milieu de séparation de lymphocytes au tube SepMate par aspiration à travers le trou central de l&#39;insert. </li><li> Diluer l&#39;échantillon de sang avec un volume égal de DPBS stériles contenant 2% de sérum humain (v / v). Par exemple, diluer 5 ml d&#39;échantillon avec 5 ml de DPBS + 2% de sérum humain. </li><li> Ajouter l&#39;échantillon dilué par pipetage vers le bas le côté du tube. Prenez soin de ne pas verser l&#39;échantillon directement dans le trou central. </li><li> Centrifuger à 1200 g pendant 10 min à température ambiante. </li><li> Retirer délicatement le surnageant au-dessus de la couche PMBC. </li><li> Recueillir la couche PBMC (de trouble) dans un nouveau tube. </li><li> Ajouter 15 ml de solution saline tamponnée au phosphate (DPBS) de Dulbecco contenant 2% de sérum humain dans le tube et centrifuger à 150 g pendant 10 min à température ambiante avec le frein hors tension. </li><li> Jeter le surnageant et remettre en suspension le culot dans 15 ml de DPBS contenant 2% de sérum humain. Comptez le nombre de cellules. </li><li> Centrifuger à 690 g pendant 10 min à température ambiante. Retirez tout le surnageant du tube. </li><li> Resuspendre les cellules à 1 x 10 7 cellules par ml de milieu 15 (IMDM) de Dulbecco modifié par Iscove contenant 1% d&#39;antibiotique (v / v) et 10% de sérum humain (v / v). </li><li> Incuber les cellules O / N à 37 ° C dans 5% de CO 2 incubateur avant d&#39;isoler des cellules CD34 +. </li></ol></li><li> La sélection positive de cellules CD34 + à partir de PBMC en utilisant CD34 Multisort Kit: REMARQUE: travailler vite et d&#39;utiliser des solutions pré-refroidi à rendre les cellules froid et prévenir plafonnementdes anticorps sur la surface cellulaire et marquage des cellules non-spécifique par l&#39;instruction du kit. <ol><li> Ramassez tous PMBC dans un tube de 50 ml et de compter le nombre de cellules totales dans le milieu. </li><li> Centrifuger les cellules à 300 g pendant 10 min. Retirez tout le surnageant complètement. </li><li> Remettre en suspension à 10 8 cellules par 300 pi de tampon de talon (DPBS contenant 0,5% de sérum humain (v / v) et 2 mM EDTA). </li><li> Ajouter 100 pi de réactif de blocage FcR et ajouter 100 pi de MultiSortMicroBeads CD34. </li><li> Mélangez bien et incuber pendant 30 min au réfrigérateur (2-8 ° C). </li><li> Laver les cellules par addition de 2 ml de tampon de talon 10 8 cellules par centrifugation et à 300 xg pendant 10 min à température ambiante. Retirer le surnageant complètement. </li><li> Remettre en suspension à 10 8 cellules dans 500 ul de tampon. </li><li> Placer la colonne MACS LS dans le champ magnétique d&#39;un séparateur MACS et préparer colonne par rinçage avec 3 ml de tampon de talon. </li><li> Appliquer suspension cellulaire sur le center de la colonne. Cellules non marquées iront à travers lequel peuvent être collectées si l&#39;on préfère. </li><li> Laver la colonne trois fois avec 3 ml de tampon de talon. </li><li> Retirer la colonne du séparateur et le placer sur un tube de 15 ml. </li><li> Ajouter 5 ml de tampon de perles sur la colonne et rincer immédiatement les cellules magnétiquement marquées en poussant le piston dans la colonne. </li><li> Ajouter 20 ul de réactif Multisort sortie pour 1 ml de suspension cellulaire. Mélangez bien et incuber pendant 10 min au réfrigérateur (2-8 ° C). </li><li> Ajouter 1-2 ml de tampon de talon pour 10 7 cellules et centrifuger les cellules à 300 xg pendant 10 min à température ambiante. Retirer le surnageant complètement. </li><li> Resuspendre les cellules dans 50 ul de tampon de talon pour 10 7 cellules. </li><li> Ajouter 30 ul de Multisort arrêt réactif par 10 7 cellules et incuber pendant 15 min au réfrigérateur. </li><li> Ajouter 5 ml de tampon de talon et centrifuger les cellules à 300 xg pendant 10 min à température ambiante. Jeter le surnageant. </li></ol></li></ol> 2. Dérivation de induite cellules souches neurales à partir de cellules CD34 + <ol><li> Cellules CD34 + la culture: REMARQUE: milieu fraîchement préparée doit être utilisée dans les 7 jours lorsqu&#39;ils sont conservés dans le réfrigérateur. Importante perte de cellules CD34 pourrait être observée après 24 h, mais la prolifération significative des cellules doit être perceptible, surtout après jour 5. Si le nombre de cellules diminue de façon continue ou il n&#39;y a pas la prolifération, il implique soit mauvaise qualité des cellules de moyennes ou CD34 et les cellules ne doit pas être utilisé pour l&#39;étape suivante. <ol><li> Remettre en suspension et la culture des cellules CD34 + à CD34 maintien milieu (milieu StemSpan SFEM contenant thrombopoïétine humaine (TPO, 100 ng / ml), fms-like tyrosine kinase 3 (Flt-3) ligand (100 ng / ml) et facteur des cellules souches (SCF, 100 ng / ml), interleukine-6 ​​(IL-6, 20 ng / ml) et d&#39;interleukine-7 (IL-7, 20 ng / ml)) dans une plaque à 24 puits (jusqu&#39;à 3 x 10 5 / puits dans 1 ml de milieu par puits) à 37 ° C dans 5% de CO 2 incubateur. </li><li> After 24 h, de recueillir les cellules flottantes et centrifuger les cellules à 110 xg à température ambiante pour se débarrasser de toutes les cellules attachées et les débris cellulaires. Jeter le surnageant et remettre en suspension les cellules dans 1 ml de CD34 maintenir à moyen et graines fraîches dans une nouvelle plaque de 24 puits (jusqu&#39;à 1 x 10 5 / puits) à 37 ° C dans 5% de CO 2 incubateur pour cinq jours supplémentaires. </li><li> Remplacer la moitié du milieu tous les deux jours en aspirant soigneusement la partie supérieure du surnageant, tandis que les cellules CD34 + sont flottantes sur le fond des puits (figure 1A). </li></ol></li><li> Virus Sendai transfection: <ol><li> Au jour 5, recueillir les cellules CD34 et centrifuger les cellules à 170 xg pendant 10 min à température ambiante. Jeter le surnageant. </li><li> Remettre en suspension les cellules dans du milieu frais à 1 x 10 5 / puits dans une plaque à 24 puits dans 1 ml de milieu. </li><li> Décongeler un kit de reprogrammation cytotune-iPS Sendai immergeant d&#39;abord par les fonds des tubes dans un bain d&#39;eau à 37 C ° pendant 10 secondes puis dégeler complètement unt RT. Centrifuger brièvement les tubes et les mettre sur la glace. Préparer le mélange de virus de Sendai en mélangeant la quantité recommandée de chaque virus figurant sur le certificat d&#39;analyse (COA) pour le lot correspondant. MOI 15 est recommandé. </li><li> Ajouter virus Sendai mélange à chaque puits de cellules CD34. Mélanger les puits en agitant doucement. Incuber les cellules à 37 ° C dans 5% de CO 2 incubateur. </li><li> Observer l&#39;efficacité de transfection après 24 h. Notez que des agrégats de cellules et la formation de sphère sont des indicateurs pour la transfection avec succès (Figure 1B). </li><li> Changer la moitié du milieu par le transfert attentivement la moitié supérieure du milieu à un autre puits. Se il ya des sphères de cellules dans le nouveau puits, ajouter la même quantité de milieu frais. </li><li> Changer le milieu tous les jours par l&#39;autre étape 2.2.6 répéter. </li></ol></li><li> Neural induction de cellules souches: REMARQUE: Selon les conditions cellulaires, environ 5 ou 7 jours après la transfection, les cellules adhérentes monocouches atteindront 30 -50% de confluence (figure 1C). <ol><li> Retirer le surnageant contenant des cellules et des sphères flottantes, puis ajouter 1 ml de milieu de progéniteur neural (milieu de Eagle modifié par Dulbecco: mélange nutritif F-12 (DMEM / F12), contient 1x N2 supplément, 0,1% (p / v) de sérum-albumine bovine ( BSA), 1% (v / v) d&#39;antibiotiques, 20 ng / ml de facteur de croissance basique des fibroblastes (bFGF), et 20 ng / ml de facteur de croissance épidermique (EGF)) dans les cellules adhérentes. </li><li> Eventuellement, dissocier les sphères de cellules par pipetage doucement et centrifuger les cellules à 170 xg pendant 10 min. Eliminer le surnageant et remettre en suspension les cellules dans 1 ml de milieu de progéniteur neural dans une nouvelle plaque à 24 puits revêtue de Matrigel par l&#39;instruction en tant que back up. </li><li> Changer le support tous les jours jusqu&#39;à ce que les cellules atteignent 60 à 80% de confluence, généralement après 1 semaine. </li><li> Jeter le surnageant et ajouter 1 ml de milieu de cellules neuronales souches de cellules (milieu sans sérum, NSC SFM). Dissocier les cellules en utilisant un grattoir à cellules suiviepar pipetage très doux. </li><li> Retirez les cellules et ensemencer tous dans un puits d&#39;une plaque à 6 puits. Ajouter un autre 1 ml de milieu de cellules souches neurales pour faire 2 ml de milieu pour chaque puits. Incuber les cellules à 37 ° C dans 5% de CO 2 incubateur. </li><li> Changer le milieu tous les autres jours. </li><li> Lorsque les cellules ont atteint 60% de confluence, se dissocier et Réensemencement les cellules au ratio de 1: 3 suivant les étapes 2.3.4 et 2.3.6. </li></ol></li><li> La congélation des cellules souches neurales: <ol><li> Préparer cellules neuronales souches milieu de congélation par addition de 20% de diméthylsulfoxyde (DMSO) dans le milieu de cellules souches neurales. Gardez le milieu de congélation sur la glace. </li><li> Dissocier les cellules dans une plaque à 6 puits, à l&#39;aide grattoir à cellules suivie par un léger pipetage. Compter les cellules. Centrifuger les cellules à 170 xg pendant 10 min à température ambiante. Jeter le surnageant. </li><li> Remettre en suspension les cellules dans un milieu de cellules souches neurales à 1 x 10 6 / ml. Ajouter le même volume de milieu de congélation aux cellules. </li><li> Ajouter 1 ml (5 x 10 5 cellules totales) de cellules dans un cryotube. Geler les cellules en utilisant un récipient de congélation M. Froster suivant les instructions. </li></ol></li></ol> 3. Neural différenciation cellulaire <ol><li> La différenciation des cellules neuronales: <ol><li> Lorsque les cellules souches neurales atteignent 80% de confluence, détacher les cellules souches neurales en utilisant une spatule en caoutchouc, puis dissocier par un léger pipetage. </li><li> Compter les cellules et ajuster la concentration de 1 x 10 5 / ml dans un milieu de cellules souches neurales. </li><li> Pour la différenciation neuronale, la plaque sur les cellules poly-D-lysine / laminine couvercle glisse dans des plaques à 24 puits à 1 x 10 5 / puits. Incuber les cellules à 37 ° C dans 5% de CO 2 incubateur. </li><li> Remplacer le milieu par du milieu de différenciation neuronale (DMEM / F12 contenant 1x N2 sus, 1x B27, 300 ng / ml AMPc, 0,2 mM de vitamine C, 10 cerveau ng / ml facteur neurotrophique dérivé (BDNF) et 10 ng / ml dérivé des cellules gliales facteur neurotrophique (GDNF)) after 24 h. Incuber les cellules à 37 ° C dans 5% de CO 2 incubateur. </li><li> Changer milieu de différenciation neuronale deux fois par semaine pendant 2 semaines. </li></ol></li><li> La différenciation astrogliale: <ol><li> Dissocier les cellules souches neurales par pipetage. </li><li> Compter les cellules et ajuster la concentration de cellules de 5 x 10 4 cellules / ml. Ensemencer les cellules sur des plaques à 24 puits. Incuber les cellules à 37 ° C dans 5% de CO 2 incubateur. </li><li> Remplacer le milieu par du DMEM / F12 avec 10% de sérum bovin fœtal (FBS) et incuber les cellules à 37 ° C dans 5% de CO 2 incubateur. </li><li> Changer le milieu deux fois par semaine pendant deux semaines. Si les cellules atteignent la confluence avant deux semaines, Réensemencement les cellules suivantes étapes 3.2.1 et 3.2.2. </li></ol></li><li> différenciation des oligodendrocytes: <ol><li> Dissocier les cellules souches neurales par pipetage. </li><li> Compter les cellules et des semences 1 x 10 5 cellules sur des plaques à 24 puits revêtues de poly-L-ornithine dans 1 ml de oligodendrocytes differentiSupport d&#39;ation constitué de DMEM / F12 contenant du supplément N2, 10 ng / ml de dérivé des plaquettes facteur-AA de croissance (PDGF-AA), 2 ng / ml de la neurotrophine-3 (NT-3), 2 ng / ml de sonic hedgehog ( Shh), et 3 nM de triiodothyronine (T3). Incuber les cellules à 37 ° C dans 5% de CO 2 incubateur. </li><li> Changer le milieu deux fois par semaine pendant deux semaines. </li><li> Remplacez le support avec du DMEM / F12 avec supplément 1xN2 et 3 nM de T3 et de la culture des cellules pour une semaine supplémentaire pour la protéine de base myéline (MBP) production. </li></ol></li></ol> 4. immunofluorescence <ol><li> Remplacez le support avec 4% de paraformaldehyde (PFA). Incuber pendant 10 min à température ambiante. </li><li> Jeter PFA et laver avec du PBS contenant 0,1% de Triton X-100 (PBS-T) 3 fois, 5 min à chaque fois. </li><li> Perméabiliser les cellules avec du PBS contenant 0,5% de Triton X-100 pendant 10 min à température ambiante. </li><li> Bloquer les cellules avec du PBS-T contenant du sérum de chèvre à 4% pendant 20 min à température ambiante. </li><li> Incuber les cellules avec Antibo primaire correspondantematrices dilué dans du PBS-T contenant 0,1% de BSA pendant 2 h à RT ou O / N dans la chambre froide. </li><li> Laver les cellules à trois reprises avec du PBS-T, 5 min à chaque fois. Incuber les cellules avec des anticorps secondaires couplés à un fluorochrome en utilisant une correspondant: 400 dilution dans du PBS-T contenant 0,1% de BSA pendant 1 heure sur un agitateur dans l&#39;obscurité. </li><li> Laver les cellules avec du PBS-T contenant 4 &#39;, 6-diamidino-2-phénylindole (DAPI) pendant 10 min à température ambiante. </li><li> Laver les cellules deux fois avec du PBS-T pendant 5 min chacun à TA. </li><li> Respecter les cellules marquées à l&#39;aide d&#39;un microscope et prendre des photos (figure 3). </li></ol>

<ol>
	<li>Azari, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Purification+of+immature+neuronal+cells+from+neural+stem+cell+progeny.">Purification of immature neuronal cells from neural stem cell progeny.</a> PLoS ONE. 6, e20941 (2011).</li><li>Azari, H., Sharififar, S., Fortin, J. M., Reynolds, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+neuroblast+assay:+an+assay+for+the+generation+and+enrichment+of+neuronal+progenitor+cells+from+differentiating+neural+stem+cell+progeny+using+flow+cytometry.">The neuroblast assay: an assay for the generation and enrichment of neuronal progenitor cells from differentiating neural stem cell progeny using flow cytometry.</a> J Vis Exp. (62), (2012).</li><li>Takahashi, K., Yamanaka, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induction+of+pluripotent+stem+cells+from+mouse+embryonic+and+adult+fibroblast+cultures+by+defined+factors.">Induction of pluripotent stem cells from mouse embryonic and adult fibroblast cultures by defined factors.</a> Cell. 126 (4), 663-676 (2006).</li><li>Takahashi, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induction+of+pluripotent+stem+cells+from+adult+human+fibroblasts+by+defined+factors.">Induction of pluripotent stem cells from adult human fibroblasts by defined factors.</a> Cell. 131 (5), 861-872 (2007).</li><li>Zhang, N., An, M. C., Montoro, D., Ellerby, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+Human+Huntington's+Disease+Cell+Model+from+Induced+Pluripotent+Stem+Cells.">Characterization of Human Huntington's Disease Cell Model from Induced Pluripotent Stem Cells.</a> PLoSCurr. 2, RRN1193 (2010).</li><li>Park, I. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Disease-Specific+Induced+Pluripotent+Stem+Cells.">Disease-Specific Induced Pluripotent Stem Cells.</a> Cell. 134 (5), 877-886 (2008).</li><li>Song, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+differentiation+of+patient+specific+iPS+cells+as+a+novel+approach+to+study+the+pathophysiology+of+multiple+sclerosis.">Neural differentiation of patient specific iPS cells as a novel approach to study the pathophysiology of multiple sclerosis.</a> Stem Cell Research. 8 (2), 259-273 (2012).</li><li>Vierbuchen, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+conversion+of+fibroblasts+to+functional+neurons+by+defined+factors.">Direct conversion of fibroblasts to functional neurons by defined factors.</a> Nature. 463 (7284), 1035-1041 (2010).</li><li>Pfisterer, U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+conversion+of+human+fibroblasts+to+dopaminergic+neurons.">Direct conversion of human fibroblasts to dopaminergic neurons.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 108, 10343-10348 (2011).</li><li>Lee, S. -. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+Generation+of+Neurosphere-Like+Cells+from+Human+Dermal+Fibroblasts.">Direct Generation of Neurosphere-Like Cells from Human Dermal Fibroblasts.</a> PLoS ONE. 6, e21801 (2011).</li><li>Thier, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+Conversion+of+Fibroblasts+into+Stably+Expandable+Neural+Stem+Cells.">Direct Conversion of Fibroblasts into Stably Expandable Neural Stem Cells.</a> Cell Stem Cell. 10 (4), 473-479 (2012).</li><li>Lujan, E., Chanda, S., Ahlenius, H., S&#252;dhof, T. C., Wernig, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+conversion+of+mouse+fibroblasts+to+self-renewing,+tripotent+neural+precursor+cells.">Direct conversion of mouse fibroblasts to self-renewing, tripotent neural precursor cells.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 109, 2527-2532 (2012).</li><li>Wang, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Derivation+of+neural+stem+cells+from+human+adult+peripheral+CD34++cells+for+an+autologous+model+of+neuroinflammation.">Derivation of neural stem cells from human adult peripheral CD34+ cells for an autologous model of neuroinflammation.</a> PLoS ONE. 8, e81720 (2013).</li><li>Jin, C. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recombinant+Sendai+virus+provides+a+highly+efficient+gene+transfer+into+human+cord+blood-derived+hematopoietic+stem+cells.">Recombinant Sendai virus provides a highly efficient gene transfer into human cord blood-derived hematopoietic stem cells.</a> Gene Ther. 10 (3), 272-277 (2003).</li><li>Ban, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficient+generation+of+transgene-free+human+induced+pluripotent+stem+cells+(iPSCs)+by+temperature-sensitive+Sendai+virus+vectors.">Efficient generation of transgene-free human induced pluripotent stem cells (iPSCs) by temperature-sensitive Sendai virus vectors.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 108, 14234-14239 (2011).</li><li>Goolsby, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hematopoietic+progenitors+express+neural+genes.">Hematopoietic progenitors express neural genes.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 100, 14926-14931 (2003).</li></ol>

The study is funded by NIH intramural funds.

Un protocole détaillé pour générer directement des cellules souches neurales à partir de cellules progénitrices hématopoïétiques périphériques est fourni. Par rapport à des cellules de fibroblastes, du sang périphérique humain est plus accessible. En utilisant le protocole présenté, plus de 1 x 10 5 cellules progénitrices hématopoïétiques, ou des cellules positives CD34, peuvent être enrichies à partir de 10 ml de sang entier. Bien que la contamination par de...

In vitro des cultures de neurones ont été utilisés comme un outil fondamental pour l&#39;étude des maladies neurologiques. Animaux primaires (principalement les rongeurs) des cultures de neurones 1, 2 et des lignées de cellules neurales humaines dérivées de gliomes et autres tumeurs sont le plus couramment utilisé dans de telles études. Cependant, il a été reconnu qu&#39;il existe des différences significatives entre les rongeurs et les cellules humaines. Beaucoup de conclusions fondées sur les rongeurs ne peuvent pas être convertis pour les humains. En outre, avec l&#39;évolution rapide dans l&#39;analyse de l&#39;information de masse génomique et le montage de gène relativement facile et le séquençage du génome entier, la tendance est de plus en plus axé sur la découverte de gènes sujettes aux maladies et de délimiter leurs fonctions et leurs rôles dans les maladies spécifiques, ce qui rend les quelques neuronal humain lignées cellulaires ne ont limité l&#39;utilisation. Théoriquement, les cultures de neurones primaires humaines dérivées à partir d&#39;échantillons du système nerveux du patient sont le meilleur choix, mais ils sont impossibles à obtenir; meth donc alternatifSAO sont nécessaires. Au cours des dernières années, certaines approches ont été poursuivis, avec deux étant le plus distinguée. Après le développement de la technique de génération de cellules souches pluripotentes induites (CISP) en utilisant la souris et des cellules somatiques humaines 3, 4, cellules neurales pourrait être encore différencié d&#39;eux 7.5. Cependant, la génération et la caractérisation iPSC demande de main-d&#39;œuvre, les techniques, et l&#39;entrée de temps, parfois même prohibitif. Peu de temps après, une autre approche a été développée pour transformer directement des cellules neuronales à partir de cellules somatiques 8, 9. Comme les neurones qui en résultent sont non proliférative, il limite son application dans des études intensives et le criblage de médicaments, ce qui nécessite une grande quantité de cellules. Pour profiter des avantages des deux techniques, dérivation directe des souches neurales / cellules progénitrices de cellules somatiques a été explorée par plusieurs groupes de 10 à 12, qui contourne le processus fastidieux de la production et la caractérisation iPSC mais toujours dispodes un nombre décent de cellules souches neurales pour différenciation neurale tard. Nous avons précédemment montré que, suite à l&#39;introduction de facteurs de transcription Yamanaka dans des cellules progénitrices hématopoïétiques, les cellules souches neurales peuvent être générés directement en utilisant une cellule neuronale progénitrice 13 Sélection du support. Ici, nous rapportons la méthode en détail.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="584">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:208px;">Material List</td>
			<td style="width:171px;"></td>
			<td style="width:135px;"></td>
			<td style="width:72px;"></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:208px;">Name</td>
			<td style="width:171px;">Company</td>
			<td style="width:135px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:72px;">Comments</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:208px;">Lymphocyte Separation Medium</td>
			<td style="width:171px;">Lonza</td>
			<td style="width:135px;">17-829E</td>
			<td style="width:72px;">1 X</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:208px;">SepMate</td>
			<td style="width:171px;">Stemcell Technologies</td>
			<td align="right" style="width:135px;">15415</td>
			<td style="width:72px;">15 mL</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:208px;">Human Serum</td>
			<td style="width:171px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:135px;">34005-100</td>
			<td style="width:72px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:208px;">Antibiotics</td>
			<td style="width:171px;">Gibco</td>
			<td style="width:135px;">15240-062</td>
			<td align="right" style="width:72px;">1%</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:208px;">CD34 MultiSort Kit</td>
			<td style="width:171px;">Miltenyi Biotec</td>
			<td style="width:135px;">130-056-701</td>
			<td style="width:72px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:208px;">EDTA</td>
			<td style="width:171px;">Cellgro</td>
			<td style="width:135px;">46-034-Cl&#160;</td>
			<td style="width:72px;">2mM</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:208px;">MACS LS Column</td>
			<td style="width:171px;">Miltenyi Biotec</td>
			<td style="width:135px;">130-042-401</td>
			<td style="width:72px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:208px;">StemSpan SFEM Medium</td>
			<td style="width:171px;">Stemcell Technologies</td>
			<td align="right" style="width:135px;">9650</td>
			<td style="width:72px;">1X</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:208px;">IMDM</td>
			<td style="width:171px;">Quality Biologicals</td>
			<td style="width:135px;">112-035-101</td>
			<td style="width:72px;">1X</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:208px;">TPO</td>
			<td style="width:171px;">Peprotech</td>
			<td style="width:135px;">300-18</td>
			<td style="width:72px;">100 ng/mL</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:208px;">Flt-3</td>
			<td style="width:171px;">Peprotech</td>
			<td style="width:135px;">300-19</td>
			<td style="width:72px;">100 ng/mL</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:208px;">SCF</td>
			<td style="width:171px;">Peprotech</td>
			<td style="width:135px;">300-07</td>
			<td style="width:72px;">100 ng/mL</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:208px;">IL-6</td>
			<td style="width:171px;">Peprotech</td>
			<td style="width:135px;">200-06</td>
			<td style="width:72px;">20 ng/mL</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:208px;">IL-7&#160;</td>
			<td style="width:171px;">Peprotech</td>
			<td style="width:135px;">200-07</td>
			<td style="width:72px;">20 ng/mL</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:208px;">IPS Sendai Reprogramming Kit</td>
			<td style="width:171px;">Life technologies</td>
			<td style="width:135px;">A1378001</td>
			<td style="width:72px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:208px;">Cell scraper</td>
			<td style="width:171px;">Sarstedt</td>
			<td align="right" style="width:135px;">83.183</td>
			<td style="width:72px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:208px;">DMSO</td>
			<td style="width:171px;">Sigma</td>
			<td style="width:135px;">D2650</td>
			<td style="width:72px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:208px;">CryoTube vials</td>
			<td style="width:171px;">Thermo</td>
			<td align="right" style="width:135px;">368632</td>
			<td style="width:72px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:208px;">Mr. Frosty container</td>
			<td style="width:171px;">Thermo</td>
			<td style="width:135px;">5100-0001</td>
			<td style="width:72px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:208px;">DMEM/F12</td>
			<td style="width:171px;">Life technologies</td>
			<td style="width:135px;">12400-024</td>
			<td style="width:72px;">1X</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:208px;">N2 supplement</td>
			<td style="width:171px;">Life technologies</td>
			<td style="width:135px;">17502-048</td>
			<td style="width:72px;">1X</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:208px;">Bovine serum albumin</td>
			<td style="width:171px;">Sigma</td>
			<td style="width:135px;">A2934</td>
			<td style="width:72px;">0.1% (w/v)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:208px;">bFGF</td>
			<td style="width:171px;">Peprotech</td>
			<td style="width:135px;">100-18B</td>
			<td style="width:72px;">20 ng/ml</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:208px;">EGF</td>
			<td style="width:171px;">Peprotech</td>
			<td style="width:135px;">AF-100-15</td>
			<td style="width:72px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:208px;">B27 supplement</td>
			<td style="width:171px;">Life technologies</td>
			<td style="width:135px;">17504-044</td>
			<td style="width:72px;">1X</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:208px;">NSC serum free medium</td>
			<td style="width:171px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:135px;">A1050901</td>
			<td style="width:72px;">1X</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="43" rowspan="2" style="height:43px;width:208px;">Poly-D-lysine/laminin coated cover slips</td>
			<td rowspan="2" style="width:171px;">BD Bioscences</td>
			<td align="right" rowspan="2" style="width:135px;">354087</td>
			<td rowspan="2" style="width:72px;"></td>
		</tr>
		<tr height="3">
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:208px;">cAMP</td>
			<td style="width:171px;">Sigma</td>
			<td style="width:135px;">A9501</td>
			<td style="width:72px;">300 ng/ml</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:208px;">Vitamin C</td>
			<td style="width:171px;">Sigma</td>
			<td style="width:135px;">A0278</td>
			<td style="width:72px;">0.2 mM</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:208px;">BDNF</td>
			<td style="width:171px;">Peprotech</td>
			<td style="width:135px;">450-02</td>
			<td style="width:72px;">10 ng/ml</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:208px;">GDNF</td>
			<td style="width:171px;">Peprotech</td>
			<td style="width:135px;">450-10</td>
			<td style="width:72px;">10 ng/ml</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:208px;">Poly-L-Ornithine</td>
			<td style="width:171px;">Sigma</td>
			<td style="width:135px;">P4957</td>
			<td style="width:72px;">1X</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:208px;">PDGF-AA</td>
			<td style="width:171px;">Peprotech</td>
			<td style="width:135px;">100-13A</td>
			<td style="width:72px;">10 ng/ml</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:208px;">NT-3</td>
			<td style="width:171px;">Peprotech</td>
			<td style="width:135px;">450-03</td>
			<td style="width:72px;">2 ng/ml</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:208px;">Shh</td>
			<td style="width:171px;">Peprotech</td>
			<td style="width:135px;">1314-SH/CF</td>
			<td style="width:72px;">2 ng/ml</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:208px;">T3</td>
			<td style="width:171px;">Sigma</td>
			<td style="width:135px;">T6397</td>
			<td style="width:72px;">3 nM</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:208px;">PFA</td>
			<td style="width:171px;">Sigma</td>
			<td style="width:135px;">P6148</td>
			<td align="right" style="width:72px;">4%</td>
		</tr>
		<tr height="38">
			<td height="38" style="height:38px;width:208px;">PBS</td>
			<td style="width:171px;">Quality Biological</td>
			<td style="width:135px;">119-069-101</td>
			<td style="width:72px;">1X</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:208px;">Goat serum</td>
			<td style="width:171px;">Sigma</td>
			<td style="width:135px;">G9023</td>
			<td align="right" style="width:72px;">4%</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:208px;">TritonX-100</td>
			<td style="width:171px;">Sigma</td>
			<td style="width:135px;">T9284</td>
			<td style="width:72px;"></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:208px;">Mouse monoclonal anti-Nestin</td>
			<td style="width:171px;">Millipore</td>
			<td style="width:135px;">AB5922</td>
			<td style="width:72px;">1:1000 dilution</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:208px;">Anti-SOX2&#160; antibody</td>
			<td style="width:171px;">Applied Stemcell</td>
			<td style="width:135px;">ASA0120</td>
			<td style="width:72px;">Ready to use</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:208px;">Mouse anti-&#946;III-tubulin antibody</td>
			<td style="width:171px;">Promega</td>
			<td style="width:135px;">G712A</td>
			<td style="width:72px;">1:1000 dilution</td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:208px;">Rabbit anti-GFAP antibody</td>
			<td style="width:171px;">Sigma</td>
			<td style="width:135px;">G4546</td>
			<td style="width:72px;">1:100 dilution</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:208px;">Anti-O4 antibody</td>
			<td style="width:171px;">R&#38;D Systems</td>
			<td style="width:135px;">MAB1326</td>
			<td style="width:72px;">IgM; 1 ng/ml</td>
		</tr>
		<tr height="49">
			<td height="49" style="height:49px;width:208px;">Alexa Fluor 594 goat anti-rabbit antibody</td>
			<td style="width:171px;">Life techniologies</td>
			<td style="width:135px;">A11012</td>
			<td style="width:72px;">1:400 dilution</td>
		</tr>
		<tr height="49">
			<td height="49" style="height:49px;width:208px;">Alexa Fluor 488 goat anti-mouse antibody</td>
			<td style="width:171px;">Life techniologies</td>
			<td style="width:135px;">A11001</td>
			<td style="width:72px;">1:400 dilution</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:208px;">Alexa Fluor 488 goat anti-mouse IgM antibody</td>
			<td style="width:171px;">Life techniologies</td>
			<td style="width:135px;">A21042</td>
			<td style="width:72px;">1:250 dilution</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:208px;">DAPI</td>
			<td style="width:171px;">Sigma</td>
			<td style="width:135px;">D9542</td>
			<td style="width:72px;">1 ug/ml</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

direct induction of human neural stem cells from peripheral blood hematopoietic progenitor cells

Cultures de neurones spécifiques de maladies humaines sont essentielles pour générer des modèles in vitro pour les maladies neurologiques humaines. Cependant, le manque d&#39;accès aux cultures de neurones adultes humaines primaires soulève des défis uniques. Les développements récents dans les cellules souches pluripotentes induites (iPSC) fournit une approche alternative pour obtenir des cultures de neurones à partir de fibroblastes de la peau grâce à des patients iPSC spécifique, mais ce processus est beaucoup de travail, nécessite une expertise spéciale et de grandes quantités de ressources, et peuvent prendre plusieurs mois. Cela empêche la large application de cette technologie à l&#39;étude des maladies neurologiques. Pour surmonter certaines de ces questions, nous avons développé une méthode pour produire des cellules souches neurales directement à partir de sang périphérique humain adulte, en contournant le processus de dérivation iPSC. Des cellules progénitrices hématopoïétiques enrichies à partir du sang périphérique humain adulte ont été cultivées in vitro et transfectées avec des vecteurs du virus Sendai contenant des facteurs de transcription Sox2, octobre4.3, Klf4, et c-Myc. Les résultats de transfection dans des changements morphologiques dans les cellules qui sont ensuite sélectionnés à l&#39;aide de milieu neuronale progénitrice humaine contenant le facteur de croissance des fibroblastes (bFGF) et le facteur de croissance endothélial vasculaire (VEGF). Les cellules résultantes sont caractérisées par l&#39;expression de marqueurs de cellules souches neurales, comme la nestine et SOX2. Ces cellules souches neurales peuvent être en outre différenciés pour les neurones, astrocytes et oligodendrocytes dans un milieu de différenciation spécifique. En utilisant des échantillons facilement accessibles du sang périphérique humain, cette méthode pourrait être utilisée pour dériver des cellules souches neurales pour une différenciation plus poussée de cellules neurales pour la modélisation in vitro de troubles neurologiques et peut progresser les études liées à la pathogenèse et le traitement de ces maladies.

<html> La qualité des cellules CD34 est critique pour le succès de neurones transduction de cellules souches. Cellules CD34 haute qualité prolifèrent au cours du premier couple de jours de culture et apparaissent comme non adhérente, les cellules homogène rondes, flottant juste au-dessus du fond des récipients de culture (figure 1A). Les résultats de l&#39;infection réussie en agrégats de cellules, qui se étend au fil du temps (figure 1B), tandis que les agrégats de cellules ...

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Direct Induction of Human Neural Stem Cells from Peripheral Blood Hematopoietic Progenitor Cells

Une méthode a été développée afin de dériver directement des cellules souches neuronales humaines à partir de cellules progénitrices hématopoïétiques enrichies de cellules du sang périphérique.

Induction directe de neurales humaines cellules souches à partir de cellules progénitrices hématopoïétiques du sang périphérique

Human disease specific neuronal cultures are essential for generating in vitro models for human neurological diseases. However, the lack of access to ...

direct-induction-human-neural-stem-cells-from-peripheral-blood

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

12.4K vues.  National Institutes of Health.  Une méthode a été développée afin de dériver directement des cellules souches neuronales humaines à partir de cellules progénitrices hématopoïétiques enrichies de cellules du sang périphérique. 

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Derivation of Cardiac Progenitor Cells from Embryonic Stem Cells

Cardiac progenitor cells (CPCs) have the capacity to differentiate into cardiomyocytes, smooth muscle cells (SMC), and endothelial cells and hold great promise in cell therapy against heart disease. Among various methods to isolate CPCs, differentiation of embryonic stem cell (ESC) into CPCs attracts great attention in the field since ESCs can provide unlimited cell source. As a result, numerous strategies have been developed to derive CPCs from ESCs. In this protocol, differentiation and purification of embryonic CPCs from both mouse and human ESCs is described. Due to the difficulty of using cell surface markers to isolate embryonic CPCs, ESCs are engineered with fluorescent reporters activated by CPC-specific cre recombinase expression. Thus, CPCs can be enriched by fluorescence-activated cell sorting (FACS). This protocol illustrates procedures to form embryoid bodies (EBs) from ESCs for CPC specification and enrichment. The isolated CPCs can be subsequently cultured for cardiac lineage differentiation and other biological assays. This protocol is optimized for robust and efficient derivation of CPCs from both mouse and human ESCs.

In this protocol, derivation of cardiac progenitor cells from both mouse and human embryonic stem cells will be illustrated. A major strategy in this protocol is to enrich cardiac progenitor cells with flow cytometry using fluorescent reporters engineered into the embryonic stem cell lines.

Dérivation des cellules cardiaques progénitrices de cellules souches embryonnaires

Cardiac progenitor cells (CPCs) have the capacity to differentiate into cardiomyocytes, smooth muscle cells (SMC), and endothelial cells and hold great ...

Recherche

Biologie du développement

Isolation of Neural Stem/Progenitor Cells from the Periventricular Region of the Adult Rat and Human Spinal Cord

Adult rat and human spinal cord neural stem/progenitor cells (NSPCs) cultured in growth factor-enriched medium allows for the proliferation of multipotent, self-renewing, and expandable neural stem cells. In serum conditions, these multipotent NSPCs will differentiate, generating neurons, astrocytes, and oligodendrocytes. The harvested tissue is enzymatically dissociated in a papain-EDTA solution and then mechanically dissociated and separated through a discontinuous density gradient to yield a single cell suspension which is plated in neurobasal medium supplemented with epidermal growth factor (EGF), basic fibroblast growth factor (bFGF), and heparin. Adult rat spinal cord NSPCs are cultured as free-floating neurospheres and adult human spinal cord NSPCs are grown as adherent cultures. Under these conditions, adult spinal cord NSPCs proliferate, express markers of precursor cells, and can be continuously expanded upon passage. These cells can be studied in vitro in response to various stimuli, and exogenous factors may be used to promote lineage restriction to examine neural stem cell differentiation. Multipotent NSPCs or their progeny can also be transplanted into various animal models to assess regenerative repair.

The adult mammalian spinal cord contains neural stem/progenitor cells (NSPCs) that can be isolated and expanded in culture. This protocol describes the harvesting, isolation, culture, and passaging of NSPCs generated from the periventricular region of the adult spinal cord from the rat and from human organ transplant donors.

Isolement de neurones cellules souches / progénitrices de la région périventriculaire du Rat des adultes et de la moelle épinière humaine

Adult rat and human spinal cord neural stem/progenitor cells (NSPCs) cultured in growth factor-enriched medium allows for the proliferation of ...

Direct Induction of Hemogenic Endothelium and Blood by Overexpression of Transcription Factors in Human Pluripotent Stem Cells

During development, hematopoietic cells arise from a specialized subset of endothelial cells, hemogenic endothelium (HE). Modeling HE development in vitro is essential for mechanistic studies of the endothelial-hematopoietic transition and hematopoietic specification. Here, we describe a method for the efficient induction of HE from human pluripotent stem cells (hPSCs) by way of overexpression of different sets of transcription factors. The combination of ETV2 and GATA1 or GATA2 TFs is used to induce HE with pan-myeloid potential, while a combination of GATA2 and TAL1 transcription factors allows for the production of HE with erythroid and megakaryocytic potential. The addition of LMO2 to GATA2 and TAL1 combination substantially accelerates differentiation and increases erythroid and megakaryocytic cells production. This method provides an efficient and rapid means of HE induction from hPSCs and allows for the observation of the endothelial-hematopoietic transition in a culture dish. The protocol includes hPSCs transduction procedures and post-transduction analysis of HE and blood progenitors.

This protocol describes the efficient induction of hemogenic endothelium and multipotential hematopoietic progenitors from human pluripotent stem cells via the forced expression of transcription factors.

Induction directe de Hemogenic endothélium et le sang par la surexpression de facteurs de transcription dans pluripotentes humaines Cellules souches

During development, hematopoietic cells arise from a specialized subset of endothelial cells, hemogenic endothelium (HE). Modeling HE development in vitro ...

Generation of Integration-free Induced Pluripotent Stem Cells from Human Peripheral Blood Mononuclear Cells Using Episomal Vectors

Induced Pluripotent Stem Cells (iPSCs) hold great promise for disease modeling and regenerative therapies. We previously reported the use of Episomal Vectors (EV) to generate integration-free iPSCs from peripheral blood mononuclear cells (PB MNCs). The episomal vectors used are DNA plasmids incorporated with oriP and EBNA1 elements from the Epstein-Barr (EB) virus, which&#160;allow for replication and long-term retainment of plasmids in mammalian cells, respectively. With further optimization, thousands of iPSC colonies can be obtained from 1 mL of peripheral blood. Two critical factors for achieving high reprogramming efficiencies&#160;are: 1) the use of a 2A &#34;self-cleavage&#34; peptide to link OCT4 and SOX2, thus achieving equimolar expression of the two factors; 2) the use of two vectors to express MYC and KLF4 individually. Here we describe a step-by-step protocol for generating integration-free iPSCs from adult peripheral blood samples. The generated iPSCs are integration-free as residual episomal plasmids are undetectable after five passages. Although the reprogramming efficiency is comparable to that of Sendai Virus (SV) vectors, EV plasmids are considerably more economical than the commercially available SV vectors. This affordable EV reprogramming system holds potential for clinical applications in regenerative medicine and provides an approach for the direct reprogramming of PB MNCs to integration-free mesenchymal stem cells, neural stem cells, etc.

This protocol describes a detailed method for efficient generation of integration-free iPSCs from human adult peripheral blood cells. With the use of four oriP/EBNA-based episomal vectors to express the reprogramming factors, KLF4, MYC, BCL-XL, or OCT4 and SOX2, thousands of iPSC colonies can be obtained from 1 mL of peripheral blood.

Génération d&#39;Intégration-libres induits des cellules souches pluripotentes à partir de cellules mononucléaires sang périphérique humain utilisant épisomique Vecteurs

Induced Pluripotent Stem Cells (iPSCs) hold great promise for disease modeling and regenerative therapies. We previously reported the use of Episomal ...

Directed Differentiation of Primitive and Definitive Hematopoietic Progenitors from Human Pluripotent Stem Cells

One of the major goals for regenerative medicine is the generation and maintenance of hematopoietic stem cells (HSCs) derived from human pluripotent stem cells (hPSCs). Until recently, efforts to differentiate hPSCs into HSCs have predominantly generated hematopoietic progenitors that lack HSC potential, and instead resemble yolk sac hematopoiesis.&#160;These resulting hematopoietic progenitors may have limited utility for in vitro disease modeling of various adult hematopoietic disorders, particularly those of the lymphoid lineages. However, we have recently described methods to generate erythro-myelo-lymphoid multilineage definitive hematopoietic progenitors from hPSCs using a stage-specific directed differentiation protocol, which we outline here. Through enzymatic dissociation of hPSCs on basement membrane matrix-coated plasticware, embryoid bodies (EBs) are formed. EBs are differentiated to mesoderm by recombinant BMP4, which is subsequently specified to the definitive hematopoietic program by the GSK3&#946; inhibitor, CHIR99021. Alternatively, primitive hematopoiesis is specified by the PORCN inhibitor, IWP2. Hematopoiesis is further driven through the addition of recombinant VEGF and supportive hematopoietic cytokines. The resulting hematopoietic progenitors generated using this method have the potential to be used for disease and developmental modeling, in vitro.

Here, we present human pluripotent stem cell (hPSC) culture protocols, used to differentiate hPSCs into CD34+ hematopoietic progenitors. This method uses stage-specific manipulation of canonical WNT signaling to specify cells exclusively to either the definitive or primitive hematopoietic program.

Réalisé la différenciation des progéniteurs hématopoïétiques primitives et définitif des cellules souches pluripotentes humaines

One of the major goals for regenerative medicine is the generation and maintenance of hematopoietic stem cells (HSCs) derived from human pluripotent stem ...

Differentiating Chondrocytes from Peripheral Blood-derived Human Induced Pluripotent Stem Cells

In this study, we used peripheral blood cells (PBCs) as seed cells to produce chondrocytes via induced pluripotent stem cells (iPSCs) in an integration-free method. Following embryoid body (EB) formation and fibroblastic cell expansion, the iPSCs are induced for chondrogenic differentiation for 21 days under serum-free and xeno-free conditions. After chondrocyte induction, the phenotypes of the cells are evaluated by morphological, immunohistochemical, and biochemical analyses, as well as by the quantitative real-time PCR examination of chondrogenic differentiation markers. The chondrogenic pellets show positive alcian blue and toluidine blue staining. The immunohistochemistry of collagen II and X staining is also positive. The sulfated glycosaminoglycan (sGAG) content and the chondrogenic differentiation markers COLLAGEN 2 (COL2), COLLAGEN 10 (COL10), SOX9, and AGGRECAN are significantly upregulated in chondrogenic pellets compared to hiPSCs and fibroblastic cells. These results suggest that PBCs can be used as seed cells to generate iPSCs for cartilage repair, which is patient-specific and cost-effective.

We present a protocol to generate a chondrogenic lineage from human peripheral blood (PB) via induced pluripotent stem cells (iPSCs) using an integration-free method, which includes embryoid body (EB) formation, fibroblastic cells expansion, and chondrogenic induction.

Différenciation des chondrocytes provenant des cellules souches pluripotentes induites par le sang périphérique dérivé du sang

In this study, we used peripheral blood cells (PBCs) as seed cells to produce chondrocytes via induced pluripotent stem cells (iPSCs) in an ...

Isolation of Endothelial Progenitor Cells from Human Umbilical Cord Blood

The existence of endothelial progenitor cells (EPCs) in peripheral blood and its involvement in vasculogenesis was first reported by Ashara and colleagues1. Later, others documented the existence of similar types of EPCs originating from bone marrow2,3. More recently, Yoder and Ingram showed that EPCs derived from umbilical cord blood had a higher proliferative potential compared to ones isolated from adult peripheral blood4,5,6. Apart from being involved in postnatal vasculogenesis, EPCs have also shown promise as a cell source for creating tissue-engineered vascular and heart valve constructs7,8. Various isolation protocols exist, some of which involve the cell sorting of mononuclear cells (MNCs) derived from the sources mentioned earlier with the help of endothelial and hematopoietic markers, or culturing these MNCs with specialized endothelial growth medium, or a combination of these techniques9. Here, we present a protocol for the isolation and culture of EPCs using specialized endothelial medium supplemented with growth factors, without the use of immunosorting, followed by the characterization of the isolated cells using Western blotting and immunostaining.

The goal of this protocol is to isolate endothelial progenitor cells from umbilical cord blood. Some of the applications include using these cells as a biomarker for identifying patients with cardiovascular risk, treating ischemic diseases, and creating tissue-engineered vascular and heart valve constructs.

Isolement des cellules endothéliales progénitrices du sang de cordon ombilical humain

The existence of endothelial progenitor cells (EPCs) in peripheral blood and its involvement in vasculogenesis was first reported by Ashara and ...

Single-cell Photoconversion in Living Intact Zebrafish

Animal and plant tissue is composed of distinct populations of cells. These cells interact over time to build and maintain the tissue and can cause disease when disrupted. Scientists have developed clever techniques to investigate characteristics and natural dynamics of these cells within intact tissue by expressing fluorescent proteins in subsets of cells. However, at times, experiments require more selected visualization of cells within the tissue, sometimes at the single-cell or population-of-cells manner. To achieve this and visualize single cells within a population of cells, scientists have utilized single-cell photoconversion of fluorescent proteins. To demonstrate this technique, we show here how to direct UV light to an Eos-expressing cell of interest in an intact, living zebrafish. We then image those photoconverted Eos+ cells 24 h later to determine how they changed in the tissue. We describe two techniques: single cell photoconversion and photoconversions of populations of cell. These techniques can be used to visualize cell-cell interactions, cell-fate and differentiation, and cell migrations, making it a technique that is applicable in numerous biological questions.

Here, we present a protocol to show how cell photoconversion is achieved through UV exposure to specific areas expressing the fluorescent protein, Eos, in living animals.

Photoconversion cellule unique chez le poisson zèbre Intact de la vie

Animal and plant tissue is composed of distinct populations of cells. These cells interact over time to build and maintain the tissue and can cause ...

Computational Analysis of the Caenorhabditis elegans Germline to Study the Distribution of Nuclei, Proteins, and the Cytoskeleton

The Caenorhabditis elegans (C. elegans) germline is used to study several biologically important processes including stem cell development, apoptosis, and chromosome dynamics. While the germline is an excellent model, the analysis is often two dimensional due to the time and labor required for three-dimensional analysis. Major readouts in such studies are the number/position of nuclei and protein distribution within the germline. Here, we present a method to perform automated analysis of the germline using confocal microscopy and computational approaches to determine the number and position of nuclei in each region of the germline. Our method also analyzes germline protein distribution that enables the three-dimensional examination of protein expression in different genetic backgrounds. Further, our study shows variations in cytoskeletal architecture in distinct regions of the germline that may accommodate specific spatial developmental requirements. Finally, our method enables automated counting of the sperm in the spermatheca of each germline. Taken together, our method enables rapid and reproducible phenotypic analysis of the C. elegans germline.

Computational Analysis of the Caenorhabditis elegans Germline to Study the Distribution of Nuclei, Proteins, and the Cytoskeleton

We present an automated method for three-dimensional reconstruction of the Caenorhabditis elegans germline. Our method determines the number and position of each nucleus within the germline and analyses germline protein distribution and cytoskeletal structure.

Analyse de calcul de la lignée germinale de Caenorhabditis elegans pour étudier la Distribution des noyaux, les protéines et le cytosquelette

The Caenorhabditis elegans (C. elegans) germline is used to study several biologically important processes including stem cell development, apoptosis, and ...

In Vitro Generation of Somite Derivatives from Human Induced Pluripotent Stem Cells

In response to signals such as WNTs, bone morphogenetic proteins (BMPs), and sonic hedgehog (SHH) secreted from surrounding tissues, somites (SMs) give rise to multiple cell types, including the myotome (MYO), sclerotome (SCL), dermatome (D), and syndetome (SYN), which in turn develop into skeletal muscle, axial skeleton, dorsal dermis, and axial tendon/ligament, respectively. Therefore, the generation of SMs and their derivatives from human induced pluripotent stem cells (iPSCs) is critical to obtain pluripotent stem cells (PSCs) for application in regenerative medicine and for disease research in the field of orthopedic surgery. Although the induction protocols for MYO and SCL from PSCs have been previously reported by several researchers, no study has yet demonstrated the induction of SYN and D from iPSCs. Therefore, efficient induction of fully competent SMs remains a major challenge. Here, we recapitulate human SM patterning with human iPSCs in vitro by mimicking the signaling environment during chick/mouse SM development, and report on methods of systematic induction of SM derivatives (MYO, SCL, D, and SYN) from human iPSCs under chemically defined conditions through the presomitic mesoderm (PSM) and SM states. Knowledge regarding chick/mouse&#160;SM development was successfully applied to the induction of SMs with human iPSCs. This method could be a novel tool for studying human somitogenesis and patterning without the use of embryos and for cell-based therapy and disease modeling.

We present here a protocol for the differentiation of human induced pluripotent stem cells into each somite derivative (myotome, sclerotome, dermatome, and syndetome) in chemically defined conditions, which has applications in future disease modeling and cell-based therapies in orthopedic surgery.

Dans Vitro génération du Somite dérivés de Human induit Pluripotent Stem cellules

In response to signals such as WNTs, bone morphogenetic proteins (BMPs), and sonic hedgehog (SHH) secreted from surrounding tissues, somites (SMs) give ...