The authors would like to acknowledge Dr. Laura Johnson and Dr. Richard Morgan for providing the CAR retroviral construct. The authors also thank Giao Ngyuen for her assistance with dosimetry for whole brain irradiation. This work was supported by an NIH NCI grant 1R01CA177476-01.

Ce protocole est basé sur un modèle expérimental où 10 souris sont traitées avec 10 cellules T 7 CAR chacun. Cela signifie que 10 8 cellules CAR T seront nécessaires; le rendement devrait être surestimée par 5 x 10 -1 7 x 10 8 pour tenir compte de la perte de la viabilité. Le protocole suivant est mis à l&#39;échelle pour générer environ 200 x 10 6 cellules. Les cellules sont ensuite administrées par voie intraveineuse à la femelle C57BL / 6 de souris avec des tumeurs de 9 jours établis syngéniques de EGFRvIII positif intracrâniennes, développé à partir des lignes existantes de cellules de mélanome de KR158B astrocytome ou B16. Concomitamment avec la RCA génération de lymphocytes T, des souris porteuses de tumeurs sont administrés des doses cliniquement pertinentes de lymphodepletive TMZ (60 mg / kg) et de WBI (16,5 Gy). Les souris ont été maintenus et élevés dans des conditions exemptes d&#39;agents pathogènes à Duke University Medical Center (DUMC). Toutes les expériences animales ont été effectuées selon des protocoles approuvés par la Duke University Institutional protection des animaux et l&#39;utilisation Comité (IACUC). 1. Administration de Témozolomide à des souris porteuses de tumeurs Jours 0 à 4: <ol><li> Calculer le nombre total de souris à injecter et à multiplier par 0,5 pour déterminer le volume de solution TMZ nécessaire (par exemple, 30 souris x 0,5 ml = 15 ml TMZ) et ajouter 1,5 ml à ce volume pour tenir compte des retombées (16,5 ml TMZ ). </li><li> Multipliez ce volume total de 3 mg / ml pour déterminer le poids de lyophilisé TMZ nécessaire (par exemple, 16,5 x 3 = 49,5 mg TMZ). Peser cela dans un 50 ml conique. ATTENTION: TMZ est toxique par inhalation, ingestion et contact avec les yeux, la peau et les muqueuses. Consultez travail sécurité de l&#39;institution et / ou la santé de l&#39;environnement et le département de bien-être pour les recommandations sur la réduction des risques d&#39;exposition. </li><li> Multipliez le volume total de 0,15 pour déterminer le volume de diméthylsulfoxyde (DMSO) nécessaire (par exemple, 16,5 x0,15 = 2,475 ml de DMSO). Filtre stériliser ce volume de DMSO (plus un supplément de 2 ml pour tenir compte des retombées) à travers un filtre de 0,2 um dans un tube stérile. Ajouter 2,475 ml de DMSO stérile pour la poudre TMZ. </li><li> Placer la solution TMZ / DMSO dans un bécher d&#39;eau sur une plaque chauffante à 65 ° C pendant 10-15 min. Une fois TMZ est entièrement dissous, la solution devrait devenir de couleur jaune pâle; si la solution devient rose, le TMZ est dégradée, et une nouvelle solution devrait être préparée par un nouveau lot de TMZ. </li><li> Calculez le volume approprié de solution saline stérile nécessaire en multipliant par 0,85 le volume total (0,85 x 16,5 ml = 14,025 ml de solution saline). Ajouter 15 ml de solution saline stérile à 50 ml d&#39;une conique. Bien que le TMZ est dissout dans le DMSO, la chaleur du sérum physiologique à 65 ° C. </li><li> Vortexer la solution / DMSO TMZ faire en sorte que la poudre soit complètement dissoute TMZ et ajouter lentement une solution saline chauffée à la solution / DMSO TMZ. </li><li> Immédiatement après la préparation, charger entièrement 15 x 1 ml Seringue tuberculinees avec une solution TMZ pour l&#39;administration à des souris porteuses de tumeurs établies de quatre jours. </li><li> Répétez cette procédure sur les jours 1 à 4 pour un total de cinq administrations TMZ. </li></ol> 2. Cerveau Global irradiation des souris porteuses de tumeurs Jours 2 à 4: <ol><li> Allumez l&#39;irradiateur à rayons X et le laisser se réchauffer-à pleine tension. Assurez-vous que le filtre approprié est en place et entrée la tension appropriée et les paramètres actuels (figure 2A). NOTE: La dosimétrie de l&#39;irradiateur sera établie au préalable pour déterminer les paramètres de tension et la disposition de grille (figure 2A, B) approprié. </li><li> Calculer la longueur de temps qui est nécessaire pour aboutir à 5,5 Gy d&#39;irradiation aux rayons X. Par exemple, si les rayons X sont livrés à un taux de 2 Gy / min, puis 2,75 min est nécessaire pour livrer un total de 5,5 Gy. Saisissez le durée appropriée. NOTE: Le tableau 2 présente la souris WBI doses And leurs équivalents cliniques chez l&#39;homme. Dans le contexte de gliomes de haut grade, 60 Gy fractionnée WBI (deux fractions Gy, 5 jours / semaine pendant 6 semaines) est la norme clinique des soins, et l&#39;équivalent murin utilisé ici est de 16,5 Gy (5,5 Gy x 3). </li><li> Préparer une solution fraîche de la kétamine / xylazine pour l&#39;anesthésie systémique par addition de 2 ml de kétamine et de xylazine 1 ml à 17 ml de sérum physiologique telle que la solution finale est de 10 mg / ml de kétamine et 1 mg / ml de xylazine. </li><li> Peser et administrer des souris 10 ul de la kétamine / xylazine par voie intraperitoneale par gramme de poids corporel, tels que les animaux reçoivent une dose de kétamine à 100 mg / kg et 10 mg / kg de xylazine. Souris devrait être pleinement sous sédation et respiration visiblement moins de 2 minutes de la kétamine administration / xylazine. </li><li> Pour maintenir l&#39;humidité ophtalmique chez les animaux sous sédation, frottez doucement une petite quantité de larmes artificielles onguent sur chaque œil. </li><li> Placer sous sédation souris sur la grille de telle sorte que les têtes sont positionnées dans la zone qui reçoit la plus élevée des rayons X enintensité (figure 2B, C). corps de blindage de la nuque vers le bas avec la taille appropriée tuyau de plomb de bloquer la livraison systémique rayons X (figure 2D). </li><li> Passer souris positionné sous le faisceau de rayons X de telle sorte que le laser désignant le point focal du faisceau de rayons X est à la coordonnée (0,0) sur la configuration de la grille. Commencez livraison X-ray. </li><li> Lorsque la livraison de rayons X est terminée, retirez les animaux de l&#39;irradiateur et les placer sur un coussin chauffant chaud. Ne pas abriter des animaux sous sédation avec des animaux conscients que les animaux ont repris conscience suffisante pour maintenir couchée sternale. Une fois que les animaux peuvent maintenir couchée sternale, placer des animaux conscients de retour dans leurs cages appropriées. </li><li> Répéter ce procédé aux jours 3 et 4 pour un total de trois doses fractionnées de rayonnement. </li></ol> 3. transfection Jour -1: <ol><li> Préparer médias D10 en ajoutant 50 ml de sérum bovin fœtal (FBS) à 500 ml de M par Dulbeccoodified milieu Eagle (DMEM). </li><li> Préparer T milieux cellulaires (TCM) en ajoutant 5,5 ml de L-glutamine, 5,5 ml de pyruvate de sodium, 5,5 ml d&#39;acides aminés non essentiels, et 5,5 ml de pénicilline / streptomycine (pen / strep) à 500 ml de milieu RPMI-1640. Ensuite, ajouter 550 pi de 2-mercaptoéthanol et 550 ul de gentamicine. Enfin, ajoutez 50 ml de FBS. </li><li> Récolte in vitro des cellules HEK293T cultivés dans et amener à une concentration de 7,5 x 10 6 cellules / ml dans les médias de D10. </li><li> Plaque de support 10 ml de D10 et ajouter 1 ml de suspension de cellules HEK293T dans chacun des 16 x 10 cm de poly-D-lysine (PDL) des plaques revêtues. </li><li> Incuber pendant une nuit à 37 ° C avec 5% de CO 2. </li></ol> Jour 0: <ol start="6"><li> Remplacez le support avec 10 ml D10 frais au moins 30 min avant la transfection de cellules. </li><li> Déterminer la quantité de vecteur plasmidique, PCL-Eco vecteur et réactif de transfection liposomale nécessaire pour la transfection en multipliant le nombre total de plaques + 1 (16 + 1 = 17) de 14,1 ugvecteur plasmidique (14,1 x 17 = 239,7 ug), 9,9 ug PCL-Eco vecteur (9,9 x 17 = 168,3 ug), et 60 pi de réactif de transfection liposomale (60 x 17 = 1020 pi). Tous les réactifs doivent être à température ambiante avant de préparer les solutions. </li><li> Étiqueter deux tubes A et B. Dans le tube A, ajouter 239,7 ug vecteur plasmidique et 168,3 ug PCL-Eco vecteur (1,5 x 17) ML-sérique réduite du milieu de Eagle (RS-MEM) modifié. Dans le tube B, ajouter 1 020 pi de réactif de transfection liposomale à (1,5 x 17) ml RS-MEM. </li><li> Incuber A et B séparément pendant 5 min à température ambiante. </li><li> Mélanger A et B ensemble doucement (vortex pendant 1-2 sec ou inverser plusieurs fois) et incuber pendant 20 min à température ambiante pour former lipide / le complexe d&#39;ADN. </li><li> Ajouter goutte complexe lipide / ADN sage de cellules HEK293T en boîte de 10 cm. </li><li> Incuber à 37 ° C pendant 6-8 heures ou toute la nuit (ne pas dépasser 24 heures). </li><li> Après 6-8 heures d&#39;incubation, remplacez milieu avec 12 ml de TCM frais pour la production virale. Ce support plaquésera utilisé lors de la Journée 2 comme surnageant viral T transduction cellulaire. </li></ol> 4. La splénectomie et T Préparation des cellules Jour 0: <ol><li> Verser 10 ml de TCM dans un conique de 50 ml et placer sur la glace pour la collecte de la rate. </li><li> Sacrifiez le nombre approprié d&#39;animaux par asphyxie au CO2 et la décapitation secondaire: La place des animaux dans une cage recevoir CO 2 à un débit de 10 à 30% du volume cage / minute, par directives de l&#39;American Veterinary Medical Association (pas plus de cinq animaux peuvent être sacrifiée simultanément) jusqu&#39;à ce que se termine de la respiration et pendant deux minutes par la suite. Retirer les animaux de la chambre de CO 2 et de décapiter. REMARQUE: Une rate d&#39;un vieux 6-12 semaines féminine souris C57BL / 6 donnera environ 4,5 à 5 x 10 7 splénocytes. Ici, quatre rates seront récoltées pour environ 200 x 10 6 cellules. </li><li> Placez la souris de sorte que son côté droit vers le haut, etvaporiser avec 70% d&#39;éthanol. Avec la pince, saisir une mince pli de la peau en dessous de la cage thoracique gauche et couper une légère incision avec des ciseaux. Peler la peau, prenez soin d&#39;une mince repli du péritoine avec une pince, et couper une petite cavité. </li><li> La rate est un petit organe allongé rouge, et sombre qui ressemble à un haricot aplati; délicatement saisir la rate avec la pince et de l&#39;accise en coupant le tissu conjonctif environnant. Placez les rates excisées dans le conique contenant 10 ml de TCM sur la glace. </li><li> Verser rates sur une maille de tamis de 70 pm et ventiler par brassage avec l&#39;extrémité émoussée de l&#39;intérieur d&#39;une seringue de 5 ml pour générer une suspension à cellule unique. Un maximum de deux rates devraient être ventilées par passoire. </li><li> Utilisez un petit volume de TCM à laver soigneusement la crépine suivante désagrégation de recueillir des splénocytes restants. Piscine toute rates ventilées en une suspension à cellule unique. Apportez volume final à 50 ml avec MTC pour un lavage d&#39;uneD tourner à 300 g pendant 10 min. </li><li> Préparer une solution de tampon de lyse par addition de 1 x 5 ml de tampon de lyse 10X et 45 ml d&#39;eau stérile. Pour éliminer les globules rouges, remettre le culot dans 5 ml de 1x tampon de lyse par rate dans un 50 ml conique, bien mélanger en pipetant doucement monter et descendre. Si plus de 5 rates, utiliser un tube de centrifugeuse de 250 ml. Passer conique ou tube de centrifugeuse dans un bain d&#39;eau à 37 ° pendant 5 min. </li><li> Retirer la réaction de lyse à partir du bain d&#39;eau et ajouter TCM à un rapport 1: 1 avec du tampon de lyse pour neutraliser la réaction. Laver par centrifugation à 300 g pendant 10 min. </li><li> Aspirer surnageant et le culot entièrement remettre en suspension dans TCM (2 ml / rate, 8 ml au total pour 4 rates) par aspiration et refoulement. </li><li> Compter les cellules en ajoutant 10 ul de suspension de cellules à 190 pi de bleu trypan (1:20 de dilution). Multiplier le nombre obtenu en l&#39;un des quatre points de grille de carrés de 20 x 10 x 4 volume total (8 ml) pour obtenir le nombre total de cellules (par exemple, des cellules 125 x 20 x 10 4 </sjusqu&#39;à&gt; x 8 ml = 200 x 10 6 splénocytes). </li><li> Diluer les cellules à une concentration de 2 x 10 6 cellules / ml dans du TCM, supplémenté avec 2 pg / ml de concanavaline A (ConA) et 50 UI / ml recombinant interleukine-2 humaine (rhIL-2). Ainsi, pour 200 x 10 6 splénocytes, ajouter 92 ml médias à 8 ml de cellules, 200 ug ConA, et 5000 UI rhIL-2. </li><li> Ajouter 2 ml de cellules dans chaque puits de plaques de culture tissulaire à 24 puits traitées, de telle sorte que 4 x 10 6 cellules sont dans chaque puits (par exemple, 100 ml de cellules, il faudra environ 4 plaques). </li><li> Incuber pendant une nuit à 37 ° C avec 5% de CO 2. </li></ol> 5. transduction Jour 1: <ol><li> Calculer le nombre de culture non-tissu traité plaques à 24 puits nécessaires pour la transduction en multipliant le nombre de rates récoltées par deux (8 plaques sont nécessaires pour quatre rates). </li><li> Ensuite, on calcule le volume requis de fragment de fibronectine humaine recombinante (RHFF) solutionnécessaire pour plaques de revêtement en multipliant (nombre total de puits + 3) x 0,5 ml (8 x 24 puits des plaques = 192 = 195 + 3) x 0,5 ml = 97,5 ml. </li><li> Préparer 97,5 ml de solution saline tamponnée au phosphate (PBS) contenant RHFF à une concentration de 25 ug / ml en multipliant le volume total de 25 ug (97,5 x 25 = 2437,5 pg). Ajouter cette quantité de RHFF à 97,5 ml de PBS. </li><li> Culture non traitée tissu Coat plaques à 24 puits par addition de 0,5 ml de solution PBS / RHFF par puits. </li><li> Incuber pendant une nuit à 4 ° C. </li></ol> Jour 2: <ol start="6"><li> Dump solution PBS / RHFF culture de tissu non traitée plaques à 24 puits. </li><li> Ajouter 1 ml / puits de sérum albumine bovine à 2% (BSA) dans du PBS et incuber à température ambiante pendant 30 min. </li><li> Retirer BSA par bouleversant fermement plaque. Lavez en ajoutant 2 ml de PBS. </li><li> Recueillir surnageant viral par le transfert de médias de chaque plaque PDL HEK293T dans un tube de 250 ml de centrifugeuse et tourner 10 min à 500 x g. </li><li> Soigneusement transférer su viralepernatant dans un 250 ml nouveau tube de centrifugation, en étant sûr de ne pas perturber le culot cellulaire qui se est formée. </li><li> Ajouter TCM frais au surnageant viral de telle sorte que le volume final est de 3 ml de plus que la quantité nécessaire pour les puits revêtus de RHFF. Par exemple, pour 192 puits revêtues RHFF, porter le volume de surnageant viral pour 192 ml + 3 = 195 ml. </li><li> Retirer splénocytes en culture de l&#39;incubateur et remettre en suspension en pipetant doucement monter et descendre 2-3 fois dans chaque puits. Transférer dans un 250 ml conique. Si vous utilisez une pipette multicanaux, en utilisant un réservoir stérile avant de transférer va aider à accélérer cette étape. Compter comme décrit précédemment et de spin à 300 g pendant 10 min. </li><li> Ajouter rhIL-2 à surnageant viral à une concentration de 50 UI / ml. Par exemple, ajouter 50 x 195 = 9750 UI rhIL-2 à 195 ml de surnageant viral. </li><li> Reprendre splénocytes en surnageant viral à 1 x 10 6 cellules / ml </li><li> Ajouter 1 ml / puits de la suspension de splénocytes RHFF revêtues de plaques à 24 puits. </li><li>Spin pendant 90 min selon les paramètres suivants: 770 x g, l&#39;accélération = 4, freinage / décélération = 0, 32 ° C. </li><li> Préparer une solution de TCM avec 50 UI / ml de rhIL-2. Par exemple, préparer une solution en ajoutant 200 MTC 10000 UI rhIL-2. Ajouter 1 ml de rhIL-2 / TCM de chaque puits après centrifugation. </li><li> Culture pendant une nuit à 37 ° C dans 5% de CO2. </li></ol> 6. RCA cellules T Culture et récolte Jours 3 et 4: <ol><li> Si les cellules T atteindre&gt; 80% de confluence, les cellules peuvent être divisés (cela se produit généralement après 3 jours ou 4 jours). Pour diviser les cellules, pipeter doucement monter et descendre dans chaque puits 2-3 fois, et passer de 1 ml de chaque puits dans de nouveaux puits d&#39;une 24 puits de culture tissulaire nouvelle plaque traitée. Ensuite, ajoutez 1 ml de TCM frais avec 50 UI / ml d&#39;IL-2 à chaque puits de telle sorte que le volume final est de 2 ml dans tous les puits. </li><li> Si les cellules ne parviennent pas à&gt; 80% de confluence, effectuez un changement moitié de médias par pipetage lentement 1 ml de milieu du haut de chaque puits. Évitez disturbing cellules installées sur le fond tout en enlevant les médias. Ajouter 1 ml de TCM frais contenant 50 UI / ml rhIL-2. </li></ol> Jour 5: <ol start="3"><li> Resuspendre les cellules T CAR par pipetage doucement monter et descendre trois fois dans chaque puits et transférer dans un tube de centrifugeuse de 250 ml. Spin cellules à 300 g pendant 10 min. </li><li> Aspirer le surnageant sans déranger culot. Laver une fois avec du PBS, compter les cellules comme décrit précédemment, et laver avec du PBS une seconde fois. Un rendement typique CAR de cellules T est d&#39;environ 1 x 10 6 cellules par puits (8 plaques de cellules x 24 puits = 192 x 10 6 CAR T). </li><li> Resuspendre les cellules dans du PBS à une concentration de 5 x 10 7 / ml pour une injection de 1 x 10 7 dans un volume de 200 pg (par exemple, de 192 x 10 6 cellules CAR T, remettre en suspension lavé le culot dans 3,84 ml de PBS). </li></ol> 7. CAR T administration de cellules à des souris porteuses de tumeurs Jour 5: <ol><li> Transport cellules sur la glace à l&#39;animalerie pour l&#39;injection intraveineuse. Charge 500-1000 ul dans l&#39;insuline seringue avec 27-31 aiguille G, assurant que toutes les bulles sont expulsés. </li><li> Prenez une souris à la base de la queue et placer dans un limiteur de tube. </li><li> Tirez la queue tendue avec la veine vers le haut, et glisser l&#39;aiguille d&#39;environ 1-2 mm sous la peau dans la veine en l&#39;insérant parallèle à la veine de la queue. Lentement expulser 200 pi dans la veine. Si l&#39;aiguille est correctement inséré dans la veine, le volume facilement circuler dans; sinon il y aura résistance et l&#39;aiguille devra être retiré de la queue et ré-inséré correctement. </li></ol>

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M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temozolomide:+a+new+oral+cytotoxic+chemotherapeutic+agent+with+promising+activity+against+primary+brain+tumours.">Temozolomide: a new oral cytotoxic chemotherapeutic agent with promising activity against primary brain tumours.</a> Eur J Cancer. 29A (7), 940-942 (1993).</li><li>Newcomb, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Combination+of+Ionizing+Radiation+and+Peripheral+Vaccination+Produces+Long-term+Survival+of+Mice+Bearing+Established+Invasive+GL261Gliomas.">The Combination of Ionizing Radiation and Peripheral Vaccination Produces Long-term Survival of Mice Bearing Established Invasive GL261Gliomas.</a> Clin Cancer Res. 12, 4730-4737 (2006).</li><li>Park, B., Yee, C., Lee, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+radiation+on+the+immune+response+to+cancers.">The effect of radiation on the immune response to cancers.</a> Int J Mol Sci. 15 (1), 927-943 (2014).</li><li>Fritzell, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intratumoral+temozolomide+synergizes+with+immunotherapy+in+a+T+cell-dependent+fashion.">Intratumoral temozolomide synergizes with immunotherapy in a T cell-dependent fashion.</a> Cancer Immunol Immunother. 62 (9), 1463-1474 (2013).</li><li>Park, S. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cross-priming+by+temozolomide+enhances+antitumor+immunity+of+dendritic+cell+vaccination+in+murine+brain+tumor+model.">Cross-priming by temozolomide enhances antitumor immunity of dendritic cell vaccination in murine brain tumor model.</a> Vaccine. 25 (17), 3485-3491 (2007).</li><li>Emens, L. A., Jaffee, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Leveraging+the+activity+of+tumor+vaccines+with+cytotoxic+chemotherapy.">Leveraging the activity of tumor vaccines with cytotoxic chemotherapy.</a> Cancer Res. 65 (18), 8059-8064 (2005).</li><li>Murphy, K. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+in+vivo+immunotherapy+screen+of+costimulatory+molecules+identifies+Fc-OX40L+as+a+potent+reagent+for+the+treatment+of+established+murine+gliomas.">An in vivo immunotherapy screen of costimulatory molecules identifies Fc-OX40L as a potent reagent for the treatment of established murine gliomas.</a> Clin Cancer Res. 18 (17), 4657-4668 (2012).</li><li>Newcomb, E. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Radiotherapy+enhances+antitumor+effect+of+anti-CD137+therapy+in+a+mouse+Glioma+model.">Radiotherapy enhances antitumor effect of anti-CD137 therapy in a mouse Glioma model.</a> Radiat Res. 173 (4), 426-432 (2010).</li><li>Su, Y. B., Krown, S. E., Livingston, P. O., Wolchok, J. D., Chapman, P. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+lymphotoxic+is+dose-intensified+temozolomide?+The+glioblastoma+experience.">How lymphotoxic is dose-intensified temozolomide? The glioblastoma experience.</a> J Clin Oncol. 23 (18), 4235-4236 (2005).</li><li>Neyns, B., Tosoni, A., Hwu, W. J., Reardon, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dose-dense+temozolomide+regimens:+antitumor+activity,+toxicity,+and+immunomodulatory+effects.">Dose-dense temozolomide regimens: antitumor activity, toxicity, and immunomodulatory effects.</a> Cancer. 116 (12), 2868-2877 (2010).</li><li>Muranski, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increased+intensity+lymphodepletion+and+adoptive+immunotherapy-how+far+can+we+go.">Increased intensity lymphodepletion and adoptive immunotherapy-how far can we go.</a> Nat Clin Pract Oncol. 3 (12), 668-681 (2007).</li><li>Wrzesinski, C., Restifo, N. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Less+is+more:+lymphodepletion+followed+by+hematopoietic+stem+cell+transplant+augments+adoptive+T-cell-based+anti-tumor+immunotherapy.">Less is more: lymphodepletion followed by hematopoietic stem cell transplant augments adoptive T-cell-based anti-tumor immunotherapy.</a> Current Opinion in Immunology. 17 (2), 195-201 (2005).</li><li>Dudley, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adoptive+cell+therapy+for+patients+with+metastatic+melanoma:+evaluation+of+intensive+myeloablative+chemoradiation+preparative+regimens.">Adoptive cell therapy for patients with metastatic melanoma: evaluation of intensive myeloablative chemoradiation preparative regimens.</a> J Clin Oncol. 26 (32), 5233-5239 (2008).</li><li>Sanchez-Perez, L. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Myeloablative+Temozolomide+Enhances+CD8(+)+T-Cell+Responses+to+Vaccine+and+Is+Required+for+Efficacy+against+Brain+Tumors+in+Mice.">Myeloablative Temozolomide Enhances CD8(+) T-Cell Responses to Vaccine and Is Required for Efficacy against Brain Tumors in Mice.</a> Plos One. 8 (3), (2013).</li><li>Su, Y. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selective+CD4++lymphopenia+in+melanoma+patients+treated+with+temozolomide:+a+toxicity+with+therapeutic+implications.">Selective CD4+ lymphopenia in melanoma patients treated with temozolomide: a toxicity with therapeutic implications.</a> J Clin Oncol. 22 (4), 610-616 (1200).</li><li>Dummer, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=T+cell+homeostatic+proliferation+elicits+effective+antitumor+autoimmunity.">T cell homeostatic proliferation elicits effective antitumor autoimmunity.</a> J Clin Invest. 110 (2), 185-192 (2002).</li><li>Gattinoni, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Removal+of+homeostatic+cytokine+sinks+by+lymphodepletion+enhances+the+efficacy+of+adoptively+transferred+tumor-specific+CD8++T+cells.">Removal of homeostatic cytokine sinks by lymphodepletion enhances the efficacy of adoptively transferred tumor-specific CD8+ T cells.</a> J Exp Med. 202 (7), 907-912 (2005).</li><li>Wrzesinski, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increased+intensity+lymphodepletion+enhances+tumor+treatment+efficacy+of+adoptively+transferred+tumor-specific+T+cells.">Increased intensity lymphodepletion enhances tumor treatment efficacy of adoptively transferred tumor-specific T cells.</a> J Immunother. 33 (1), 1-7 (2010).</li><li>Hughes, M. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transfer+of+a+TCR+gene+derived+from+a+patient+with+a+marked+antitumor+response+conveys+highly+active+T-cell+effector+functions.">Transfer of a TCR gene derived from a patient with a marked antitumor response conveys highly active T-cell effector functions.</a> Hum Gene Ther. 16 (4), 457-472 (2005).</li><li>Morgan, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recognition+of+glioma+stem+cells+by+genetically+modified+T+cells+targeting+EGFRvIII+and+development+of+adoptive+cell+therapy+for+glioma.">Recognition of glioma stem cells by genetically modified T cells targeting EGFRvIII and development of adoptive cell therapy for glioma.</a> Hum Gene Ther. 23 (10), 1043-1053 (2012).</li><li>Kerkar, S. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+engineering+of+murine+CD8++and+CD4++T+cells+for+preclinical+adoptive+immunotherapy+studies.">Genetic engineering of murine CD8+ and CD4+ T cells for preclinical adoptive immunotherapy studies.</a> J Immunother. 34 (4), 343-352 (2011).</li></ol>

The authors have no conflicts of interests to declare.

Le calendrier de traitement décrit ici a été conçu pour modéliser norme clinique de soins et de tirer parti de ses effets pour la RCA thérapie adoptive. T doses CAR cellulaires, schémas TMZ, et l&#39;administration de la radiothérapie peuvent être modifiés pour améliorer l&#39;activité in vivo des cellules T, lymphodepletion, et le meurtre de la tumeur. TMZ schémas peuvent être augmentés pour obtenir myéloablation hôte et une expansion accrue des cellules adoptive transférés 30. En...

Le glioblastome (GBM) est la tumeur la plus fréquente primaire maligne au cerveau et est toujours mortelle. La résection chirurgicale couplé à la norme non-spécifique de chimiothérapie et la radiothérapie soins ne parvient pas à éliminer complètement les cellules malignes, résultant en un mauvais pronostic de moins de 15 mois chez les patients atteints de cette maladie une. En revanche, l&#39;immunothérapie offre une approche précise pour cibler spécifiquement les cellules tumorales, et a donc le potentiel pour servir de plate-forme de traitement très efficace avec un risque réduit de garantie toxicité 2-4. Des lymphocytes T modifiés ex vivo pour exprimer des récepteurs d&#39;antigènes chimériques (RAC) offrent une stratégie polyvalente pour l&#39;immunothérapie des tumeurs. RAC sont produites par fusion de la région variable d&#39;un anticorps extracellulaire avec une ou plusieurs cellules T molécule intracellulaire (s) de signalisation, au lieu d&#39;une pleine longueur complexe majeur d&#39;histocompatibilité (CMH) -restricted récepteur de cellule T 5. Ce mode d&#39;anticorps-antigène comme reconpermet à des cellules T spécifiques de l&#39;antigène de réactifs reconnaissent et répondent aux antigènes de tumeur en l&#39;absence de CMH et peuvent être adaptés pour un répertoire pratiquement infini d&#39;antigène. CAR cellules T modifiées contre une variété d&#39;antigènes tumoraux ont montré l&#39;efficacité préclinique et la promesse exceptionnelle dans la clinique 6-9. Plus précisément, dans le cadre de GBM, une variante CAR T plate-forme de ciblage cellulaire de croissance épidermique du récepteur du facteur III (EGFRvIII), une mutation spécifique de la tumeur exprimé sur la surface de la cellule 10, a été représenté à prolonger la survie chez les souris de gliome portant 11. Malgré leur polyvalence, cependant, le bénéfice clinique de la RCA thérapie adoptive n&#39;a pas été pleinement réalisé, en partie grâce à une immunosuppression associé à une tumeur et l&#39;évasion immunitaire 12-16 ainsi que les défis dans l&#39;établissement et le maintien des cellules T spécifiques de l&#39;antigène in vivo. Se appuyant sur la norme de diligence (SOC) avec une immunothérapie peut potentiellement surmonter plusieurs de ces limitations, résultant en une efficacité accrue à la fois dans la mise en préclinique et clinique. SOC pour la post-résection GBM se compose de témozolomide à haute dose (TMZ), un agent alkylant d&#39;ADN 17, et l&#39;irradiation du cerveau entier (WBI) 1. Ces traitements sont présumés en synergie avec les vaccins tumorales via la régulation positive de la tumeur expression du CMH 18-20 et l&#39;effusion d&#39;antigènes par les cellules tumorales mortes 17,19,21,22. En effet, l&#39;addition de TMZ 20,23 ou 18,24 WBI conduit à une amélioration efficacité antitumorale de traitements immunitaires dans la mise en préclinique. En outre, comme de nombreux agents chimiothérapeutiques cytotoxiques non-spécifiques, TMZ est connu pour causer de 25,26 lymphopénie systémique, qui peut être mis à profit comme un moyen de l&#39;hôte conditionné pour les plateformes de thérapie adoptifs 27-29. Lymphodepletion TMZ médiée a été montré pour améliorer la fréquence et la fonction des cellules T spécifiques de l&#39;antigène, ce qui augmente l&#39;efficacité d&#39;un &#39;adoptiontive plate-forme de traitement contre les tumeurs intracrâniennes 30. Dans le cadre de la thérapie de voitures, lymphodepletion sert de moyen de conditionnement d&#39;hôte à la fois par la réduction du nombre de lymphocytes T suppresseurs endogène 31 et induire la prolifération homéostatique réduite 32 par compétition pour des cytokines 33, améliorant ainsi l&#39;activité antitumorale 11,34. Étant donné la relation synergique entre GBM SOC et d&#39;immunothérapie plates-formes, l&#39;évaluation de nouvelles thérapies adoptifs et les plates-formes de vaccins dans le cadre du SOC est essentiel pour tirer des conclusions significatives concernant l&#39;efficacité. Dans ce protocole, nous décrivons une méthode pour la production et l&#39;administration intraveineuse de cellules T spécifiques CAR-EGFRvIII murins aux côtés de TMZ et le WBI chez les souris portant des tumeurs intracrâniennes EGFRvIII-positifs (voir la figure 1 pour le traitement timeline). Brièvement, les cellules T sont versées CAR ex vivo par transduction rétrovirale. Rein embryonnaire humain (HEK) 293T cellules sont transfectées en utilisant un complexe ADN / lipide (contenant le vecteur de la RCA et plasmides PCL-Eco) pour produire un virus, qui est ensuite utilisé pour la transduction de splénocytes murins activés qui sont récoltées et cultivées en parallèle. Au cours de la génération de la RCA, les hôtes murins portant des tumeurs intracrâniennes EGFRvIII-positifs sont administrés fractionné l&#39;ensemble du cerveau irradiation aux rayons X et le traitement systémique TMZ à des doses comparables à SOC clinique. cellules T CAR sont ensuite livrés par voie intraveineuse à des hôtes lymphodepleted. La procédure suivante est décrite dans sept phases distinctes: (1) L&#39;administration de témozolomide à la tumeur portant souris, (2) Le total irradiation de cerveau de souris porteuses de tumeurs, (3) la transfection, (4) La splénectomie et cellules T Préparation, (5 ) transduction, (6) Culture CAR des lymphocytes T et la récolte, et (7) l&#39;administration de cellules T CAR à des souris porteuses de tumeurs. Ces phases se composent de plusieurs étapes qui se étendent sur 6-7 jours et sont exécutés simultanément.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1130">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:384px;">Name of Material</td>
			<td style="width:172px;">Company</td>
			<td style="width:125px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:449px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">pCL-Eco Retrovirus Packaging Vector</td>
			<td>Imgenex</td>
			<td>10045P</td>
			<td>Helper vector for generating CAR retrovirus</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Concanavalin A</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>C2010</td>
			<td>Non-specific mitogen to induce T cell proliferation and viral transduction</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Retronectin</td>
			<td>ClonTech/Takara</td>
			<td>T100B</td>
			<td>Facilitates retroviral transduction of T cells</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Lipofectamine 2000</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>11668-019</td>
			<td>Transfection reagent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">DMEM, high glucose, pyruvate</td>
			<td>Life technologies</td>
			<td>11995-065</td>
			<td>HEK293 culture media</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">RPMI 1640</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>11875-093</td>
			<td>T cell culture media</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Opti-MEM I Reduced Serum Medium</td>
			<td>Life technologies</td>
			<td>11058-021</td>
			<td>Transfection media</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">200 mM L-Glutamine&#160;</td>
			<td>Life technologies</td>
			<td>25030-081</td>
			<td>T cell culture media supplement</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">100 mM Sodium Pyruvate</td>
			<td>Life technologies</td>
			<td>11360-070</td>
			<td>T cell culture media supplement</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">100X MEM Non-Essential Amino Acids Solution&#160;</td>
			<td>Life technologies</td>
			<td>11140-050</td>
			<td>T cell culture media supplement</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">55 mM 2-Mercaptoethanol&#160;</td>
			<td>Life technologies</td>
			<td>21985-023</td>
			<td>Reducing agent to remove free radicals</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Penicillin-Streptomycin (10,000 U/mL)</td>
			<td>Life technologies</td>
			<td>15140-122</td>
			<td>T cell culture media supplement</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Gentamicin (50 mg/mL)&#160;</td>
			<td>Life technologies</td>
			<td>15750-060</td>
			<td>T cell culture media supplement</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">GemCell U.S. Origin Fetal Bovine Serum</td>
			<td>Gemini Bio Products</td>
			<td>100-500</td>
			<td>Provides growth factors and nutrients for in vitro cell growth&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Bovine Serum Albumin (BSA), Fraction V&#8212;Standard&#160;Grade&#160;</td>
			<td>Gemini Bio Products</td>
			<td>700-100P</td>
			<td>Blocks non-specific binding of retrovirus to retronectin-coated plates</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Pharm Lyse (10X concentrate)&#160;</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td>555899</td>
			<td>Lyses red blood cells during splenocyte processing</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">70 &#181;m Sterile Cell Strainers</td>
			<td>Corning</td>
			<td>352350</td>
			<td>Filters away large tissue particles during splenocyte processing&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">100 mm BioCoat Culture Dishes with Poly-D-Lysine&#160;</td>
			<td>Corning</td>
			<td>356469</td>
			<td>Promotes HEK293 cell adhesion to maximize proliferation after transfection&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Temozolomide</td>
			<td>Best Pharmatech</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Lyophilized powder prepared on the day of administration</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Dimethyl Sulfoxide</td>
			<td>Sigma Life Sciences</td>
			<td>D2650</td>
			<td>Necessary for complete dissolution of temozolomide</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Saline</td>
			<td>Hospira</td>
			<td>IM 0132 (5/04)</td>
			<td>Solvent for temozolomide and ketamine/xylazine&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ketathesia HCl</td>
			<td>Henry Schein Animal Health</td>
			<td>11695-0701-1</td>
			<td>Ketamine solution&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">AnaSed</td>
			<td>Lloyd Inc</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Xylazine sterile solution 100 mg/mL&#160;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

generation of car t cells for adoptive therapy in the context of glioblastoma standard of care

Adoptive T cell immunotherapy offers a promising strategy for specifically targeting and eliminating malignant gliomas. T cells can be engineered ex vivo to express chimeric antigen receptors specific for glioma antigens (CAR T cells). The expansion and function of adoptively transferred CAR T cells can be potentiated by the lymphodepletive and tumoricidal effects of standard of care chemotherapy and radiotherapy. We describe a method for generating CAR T cells targeting EGFRvIII, a glioma-specific antigen, and evaluating their efficacy when combined with a murine model of glioblastoma standard of care. T cells are engineered by transduction with a retroviral vector containing the anti-EGFRvIII CAR gene. Tumor-bearing animals are subjected to host conditioning by a course of temozolomide and whole brain irradiation at dose regimens designed to model clinical standard of care. CAR T cells are then delivered intravenously to primed hosts. This method can be used to evaluate the antitumor efficacy of CAR T cells in the context of standard of care.

cellules T CAR sont générés par transduction avec le vecteur rétroviral EGFRvIII CAR 11. Ce vecteur, MSGV1, a été développé à partir du vecteur SFGtcLuc_ITE4 35, qui contient le virus de cellules souches murines (MSCV) longs Les répétitions terminales, la région de gag et enveloppe site d&#39;épissage prolongée (donneur d&#39;épissage, sd, et accepteur d&#39;épissage, SA), et virale signal d&#39;emballage (ψ). Le CAR EGFRvIII contenant la chaîne unique fragment humaine anti-EGFRvI...

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Generation of CAR T Cells for Adoptive Therapy in the Context of Glioblastoma Standard of Care

The lymphodepletive and immunomodulatory effects of chemotherapy and radiation standard of care can be leveraged to enhance the antitumor efficacy of T cell immunotherapy. We outline a method for generating EGFRvIII-specific chimeric antigen receptor (CAR) T cells and administering them in the context of glioblastoma standard of care.

Génération de la RCA cellules T pour la thérapie adoptive dans le contexte de glioblastome norme de diligence

Adoptive T cell immunotherapy offers a promising strategy for specifically targeting and eliminating malignant gliomas. T cells can be engineered ex vivo ...

generation-car-t-cells-for-adoptive-therapy-context-glioblastoma

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

21.3K vues.  Duke University. The lymphodepletive and immunomodulatory effects of chemotherapy and radiation standard of care can be leveraged to enhance the antitumor efficacy of T cell immunotherapy. We outline a method for generating EGFRvIII-specific chimeric antigen receptor (CAR) T cells and administering them in the context of glioblastoma standard of care. 

Vidéo: Generation of CAR T Cells for Adoptive Therapy in the Context of Glioblastoma Standard of Care

Retroviral Transduction of T-cell Receptors in Mouse T-cells

T-cell receptors (TCRs) play a central role in the immune system. TCRs on T-cell surfaces can specifically recognize peptide antigens presented by antigen presenting cells (APCs)1. This recognition leads to the activation of T-cells and a series of functional outcomes (e.g. cytokine production, killing of the target cells). Understanding the functional role of TCRs is critical to harness the power of the immune system to treat a variety of immunology related diseases (e.g. cancer or autoimmunity).
It is convenient to study TCRs in mouse models, which can be accomplished in several ways. Making TCR transgenic mouse models is costly and time-consuming and currently there are only a limited number of them available2-4. Alternatively, mice with antigen-specific T-cells can be generated by bone marrow chimera. This method also takes several weeks and requires expertise5. Retroviral transduction of TCRs into in vitro activated mouse T-cells is a quick and relatively easy method to obtain T-cells of desired peptide-MHC specificity. Antigen-specific T-cells can be generated in one week and used in any downstream applications. Studying transduced T-cells also has direct application to human immunotherapy, as adoptive transfer of human T-cells transduced with antigen-specific TCRs is an emerging strategy for cancer treatment6.
Here we present a protocol to retrovirally transduce TCRs into in vitro activated mouse T-cells. Both human and mouse TCR genes can be used. Retroviruses carrying specific TCR genes are generated and used to infect mouse T-cells activated with anti-CD3 and anti-CD28 antibodies. After in vitro expansion, transduced T-cells are analyzed by flow cytometry.

We present a protocol to produce antigen-specific mouse T-cells using retroviral transduction

Transduction rétrovirale des récepteurs de cellules T dans les lymphocytes T de souris

T-cell receptors (TCRs) play a central role in the immune system. TCRs on T-cell surfaces can specifically recognize peptide antigens presented by antigen ...

Recherche

Immunologie et infection

Generation of Multivirus-specific T Cells to Prevent/treat Viral Infections after Allogeneic Hematopoietic Stem Cell Transplant

Viral infections cause morbidity and mortality in allogeneic hematopoietic stem cell transplant (HSCT) recipients. We and others have successfully generated and infused T-cells specific for Epstein Barr virus (EBV), cytomegalovirus (CMV) and Adenovirus (Adv) using monocytes and EBV-transformed lymphoblastoid cell (EBV-LCL) gene-modified with an adenovirus vector as antigen presenting cells (APCs). As few as 2x105/kg trivirus-specific cytotoxic T lymphocytes (CTL) proliferated by several logs after infusion and appeared to prevent and treat even severe viral disease resistant to other available therapies. The broader implementation of this encouraging approach is limited by high production costs, complexity of manufacture and the prolonged time (4-6 weeks for EBV-LCL generation, and 4-8 weeks for CTL manufacture &#x2013; total 10-14 weeks) for preparation. To overcome these limitations we have developed a new, GMP-compliant CTL production protocol. First, in place of adenovectors to stimulate T-cells we use dendritic cells (DCs) nucleofected with DNA plasmids encoding LMP2, EBNA1 and BZLF1 (EBV), Hexon and Penton (Adv), and pp65 and IE1 (CMV) as antigen-presenting cells. These APCs reactivate T cells specific for all the stimulating antigens. Second, culture of activated T-cells in the presence of IL-4 (1,000U/ml) and IL-7 (10ng/ml) increases and sustains the repertoire and frequency of specific T cells in our lines. Third, we have used a new, gas permeable culture device (G-Rex) that promotes the expansion and survival of large cell numbers after a single stimulation, thus removing the requirement for EBV-LCLs and reducing technician intervention. By implementing these changes we can now produce multispecific CTL targeting EBV, CMV, and Adv at a cost per 106 cells that is reduced by &gt;90%, and in just 10 days rather than 10 weeks using an approach that may be extended to additional protective viral antigens. Our FDA-approved approach should be of value for prophylactic and treatment applications for high risk allogeneic HSCT recipients.

A rapid, simple and cost-effective protocol for the generation of donor-derived multivirus-specific CTLs (rCTL) for infusion to allogeneic hematopoietic stem cell transplant (HSCT) recipients at risk of developing CMV, Adv or EBV infections. This manufacturing process is GMP-compliant and should ensure the broader implementation of T-cell immunotherapy beyond specialized centers.

Génération de cellules T spécifiques Multivirus pour prévenir / traiter les infections virales, après allogreffe de cellules souches hématopoïétiques

Viral infections cause morbidity and mortality in allogeneic hematopoietic stem cell transplant (HSCT) recipients. We and others have successfully ...

Generation of Induced Regulatory T Cells from Primary Human Na&iuml;ve and Memory T Cells

The development and maintenance of immunosuppressive CD4+ regulatory T cells (Tregs) contribute to the peripheral tolerance needed to remain in immunologic homeostasis with the vast amount of self and commensal antigens in and on the human body. Perturbations in the balance between Tregs and inflammatory conventional T cells can result in immunopathology or cancer. Although therapeutic injection of Tregs has been shown to be efficacious in murine models of colitis1 , type I diabetes2 , rheumatoid arthritis and graft versus host disease,4 several fundamental differences in human versus mouse Treg biology5 has thus far precluded clinical use. The lack of sufficient number, purity, stability and homing specificity of therapeutic Tregs necessitated a dynamic platform of human Treg development on which to optimize conditions for their ex vivo expansion6.
Here we describe a method for the differentiation of induced Tregs (iTregs) from a single human peripheral blood donor which can be broken down into four stages: isolation of peripheral blood mononuclear cells, magnetic selection of CD4+ T cells, in vitro cell culture and fluorescence activated cell sorting (FACS) of T cell subsets. Since the Treg signature transcription factor forkhead box P3 (FoxP3) is an activation-induced transcription factor in humans7 and no other unique marker exists, a combinatorial panel of markers must be used to identify T cells with suppressor activity. After six days in culture, cells in our system can be demarcated into na&iuml;ve T cells, memory T cells or iTregs based on their relative expression of CD25 and CD45RA. As memory and na&iuml;ve T cells have different reported polarization requirements and plasticities8 , pre-sorting of the initial T cell population into CD45RA+ and CD45RO+ subsets can be used to examine these discrepancies. Consistent with others, our CD25HiCD45RA- iTregs express high levels of FoxP39 , GITR and CTLA-411 and low levels of CD12712 . Following FACS of each population, resultant cells can be used in a suppressor assay which evaluates the relative ability to retard the proliferation of carboxyfluorescein succinimidyl ester (CFSE)-labeled autologous T cells.

Generation of Induced Regulatory T Cells from Primary Human Na&amp;#239;ve and Memory T Cells

We describe a method for generating regulatory, memory and na&#239;ve T cells from a single human blood donor. Polarized Tregs can be then compared to other subsets in a variety of genetic and functional applications with genetic homogeneity, including a suppression assay also detailed here.

Génération de cellules T régulatrices induites de l&#39;homme primaires cellules T naïves et mémoire

The development and maintenance of immunosuppressive CD4+ regulatory T cells (Tregs) contribute to the peripheral tolerance needed to remain in ...

piggyBac Transposon System Modification of Primary Human T Cells

The piggyBac transposon system is naturally active, originally derived from the cabbage looper moth1,2. This non-viral system is plasmid based, most commonly utilizing two plasmids with one expressing the piggyBac transposase enzyme and a transposon plasmid harboring the gene(s) of interest between inverted repeat elements which are required for gene transfer activity. PiggyBac mediates gene transfer through a "cut and paste" mechanism whereby the transposase integrates the transposon segment into the genome of the target cell(s) of interest. PiggyBac has demonstrated efficient gene delivery activity in a wide variety of insect1,2, mammalian3-5, and human cells6 including primary human T cells7,8. Recently, a hyperactive piggyBac transposase was generated improving gene transfer efficiency9,10.
Human T lymphocytes are of clinical interest for adoptive immunotherapy of cancer11. Of note, the first clinical trial involving transposon modification of human T cells using the Sleeping beauty transposon system has been approved12. We have previously evaluated the utility of piggyBac as a non-viral methodology for genetic modification of human T cells. We found piggyBac to be efficient in genetic modification of human T cells with a reporter gene and a non-immunogenic inducible suicide gene7. Analysis of genomic integration sites revealed a lack of preference for integration into or near known proto-oncogenes13. We used piggyBac to gene-modify cytotoxic T lymphocytes to carry a chimeric antigen receptor directed against the tumor antigen HER2, and found that gene-modified T cells mediated targeted killing of HER2-positive tumor cells in vitro and in vivo in an orthotopic mouse model14. We have also used piggyBac to generate human T cells resistant to rapamycin, which should be useful in cancer therapies where rapamycin is utilized15.
Herein, we describe a method for using piggyBac to genetically modify primary human T cells. This includes isolation of peripheral blood mononuclear cells (PBMCs) from human blood followed by culture, gene modification, and activation of T cells. For the purpose of this report, T cells were modified with a reporter gene (eGFP) for analysis and quantification of gene expression by flow cytometry.
PiggyBac can be used to modify human T cells with a variety of genes of interest. Although we have used piggyBac to direct T cells to tumor antigens14, we have also used piggyBac to add an inducible safety switch in order to eliminate gene modified cells if needed7. The large cargo capacity of piggyBac has also enabled gene transfer of a large rapamycin resistant mTOR molecule (15 kb)15. Therefore, we present a non-viral methodology for stable gene-modification of primary human T cells for a wide variety of purposes.

piggyBac Transposon System Modification of Primary Human T Cells

We describe a method to genetically modify primary human T cells with a transgene using the non-viral piggyBac transposon system. T cells modified to using the piggyBac transposon system exhibit stable transgene expression.

Modification piggyBac système transposon des cellules T humaines primaires

The piggyBac transposon system is naturally active, originally derived from the cabbage looper moth1,2. This non-viral system is plasmid based, most ...

Peptide:MHC Tetramer-based Enrichment of Epitope-specific T cells

A basic necessity for researchers studying adaptive immunity with in vivo experimental models is an ability to identify T cells based on their T cell antigen receptor (TCR) specificity. Many indirect methods are available in which a bulk population of T cells is stimulated in vitro with a specific antigen and epitope-specific T cells are identified through the measurement of a functional response such as proliferation, cytokine production, or expression of activation markers1. However, these methods only identify epitope-specific T cells exhibiting one of many possible functions, and they are not sensitive enough to detect epitope-specific T cells at naive precursor frequencies. A popular alternative is the TCR transgenic adoptive transfer model, in which monoclonal T cells from a TCR transgenic mouse are seeded into histocompatible hosts to create a large precursor population of epitope-specific T cells that can be easily tracked with the use of a congenic marker antibody2,3. While powerful, this method suffers from experimental artifacts associated with the unphysiological frequency of T cells with specificity for a single epitope4,5. Moreover, this system cannot be used to investigate the functional heterogeneity of epitope-specific T cell clones within a polyclonal population.
	The ideal way to study adaptive immunity should involve the direct detection of epitope-specific T cells from the endogenous T cell repertoire using a method that distinguishes TCR specificity solely by its binding to cognate peptide:MHC (pMHC) complexes. The use of pMHC tetramers and flow cytometry accomplishes this6, but is limited to the detection of high frequency populations of epitope-specific T cells only found following antigen-induced clonal expansion. In this protocol, we describe a method that coordinates the use of pMHC tetramers and magnetic cell enrichment technology to enable detection of extremely low frequency epitope-specific T cells from mouse lymphoid tissues3,7. With this technique, one can comprehensively track entire epitope-specific populations of endogenous T cells in mice at all stages of the immune response.

This protocol describes the use of peptide:MHC tetramers and magnetic microbeads to isolate low frequency populations of epitope-specific T cells and analyze them by flow cytometry. This method enables the direct study of endogenous T cell populations of interest from in vivo experimental systems.

Peptide: CMH tétramère basée sur l&#39;enrichissement des cellules T spécifiques d&#39;épitopes

A  basic necessity for researchers studying adaptive immunity with in vivo experimental models is an  ability to identify T cells based on their T cell ...

Accelerated Type 1 Diabetes Induction in Mice by Adoptive Transfer of Diabetogenic CD4+ T Cells

The nonobese diabetic (NOD) mouse spontaneously develops autoimmune diabetes after 12 weeks of age and is the most extensively studied animal model of human Type 1 diabetes (T1D). Cell transfer studies in irradiated recipient mice have established that T cells are pivotal in T1D pathogenesis in this model. We describe herein a simple method to rapidly induce T1D by adoptive transfer of purified, primary CD4+ T cells from pre-diabetic NOD mice transgenic for the islet-specific T cell receptor (TCR) BDC2.5 into NOD.SCID recipient mice. The major advantages of this technique are that isolation and adoptive transfer of diabetogenic T cells can be completed within the same day, irradiation of the recipients is not required, and a high incidence of T1D is elicited within 2 weeks after T cell transfer. Thus, studies of pathogenesis and therapeutic interventions in T1D can proceed at a faster rate than with methods that rely on heterogenous T cell populations or clones derived from diabetic NOD mice.

We provide a reproducible method to induce type 1 diabetes (T1D) in mice within two weeks by the adoptive transfer of islet antigen-specific, primary CD4+ T cells.

Accélération de diabète de type 1 chez la souris par induction transfert adoptif de lymphocytes CD4 + T Cells diabétogéniques

The nonobese diabetic (NOD) mouse spontaneously develops autoimmune diabetes after 12 weeks of age and is the most extensively studied animal model of ...

Induction of Murine Intestinal Inflammation by Adoptive Transfer of Effector CD4+CD45RBhigh T Cells into Immunodeficient Mice

There are many different animal models available for studying the pathogenesis of human inflammatory bowel diseases (IBD), each with its own advantages and disadvantages. We describe here an experimental colitis model that is initiated by adoptive transfer of syngeneic splenic CD4+CD45RBhigh T cells into T and B cell deficient recipient mice. The CD4+CD45RBhigh T cell population that largely consists of na&#239;ve effector cells is capable of inducing chronic intestinal inflammation, closely resembling key aspects of human IBD. This method can be manipulated to study aspects of disease onset and progression. Additionally it can be used to study the function of innate, adaptive, and regulatory immune cell populations, and the role of environmental exposures, i.e., the microbiota, in intestinal inflammation. In this article we illustrate the methodology for inducing colitis with a step-by-step protocol. This includes a video demonstration of key technical aspects required to successfully develop this murine model of experimental colitis for research purposes.

Induction of Murine Intestinal Inflammation by Adoptive Transfer of Effector CD4+CD45RBhigh T Cells into Immunodeficient Mice

Here, we present a protocol to induce colonic inflammation in mice by adoptive transfer of syngeneic CD4+CD45RBhigh T cells into T and B cell deficient recipients. Clinical and histopathological features mimic human inflammatory bowel diseases. This method allows the study of the initiation of colonic inflammation and progression of disease.

Induction de murin inflammation intestinale par transfert adoptif de effecteur CD4<sup&gt; +</sup&gt; CD45RB<sup&gt; Haute</sup&gt; T cellules dans des souris immunodéficientes

There are many different animal models available for studying the pathogenesis of human inflammatory bowel diseases (IBD), each with its own advantages ...

Automated Cell Enrichment of Cytomegalovirus-specific T cells for Clinical Applications using the Cytokine-capture System

The adoptive transfer of pathogen-specific T cells can be used to prevent and treat opportunistic infections such as cytomegalovirus (CMV) infection occurring after allogeneic hematopoietic stem-cell transplantation. Viral-specific T cells from allogeneic donors, including third party donors, can be propagated ex vivo in compliance with current good manufacturing practice (cGMP), employing repeated rounds of antigen-driven stimulation to selectively propagate desired T cells. The identification and isolation of antigen-specific T cells can also be undertaken based upon the cytokine capture system of T cells that have been activated to secrete gamma-interferon (IFN-&#947;). However, widespread human application of the cytokine capture system (CCS) to help restore immunity has been limited as the production process is time-consuming and requires a skilled operator. The development of a second-generation cell enrichment device such as CliniMACS Prodigy now enables investigators to generate viral-specific T cells using an automated, less labor-intensive system. This device separates magnetically labeled cells from unlabeled cells using magnetic activated cell sorting technology to generate clinical-grade products, is engineered as a closed system and can be accessed and operated on the benchtop. We demonstrate the operation of this new automated cell enrichment device to manufacture CMV pp65-specific T cells obtained from a steady-state apheresis product obtained from a CMV seropositive donor. These isolated T cells can then be directly infused into a patient under institutional and federal regulatory supervision. All the bio-processing steps including removal of red blood cells, stimulation of T cells, separation of antigen-specific T cells, purification, and washing are fully automated. Devices such as this raise the possibility that T cells for human application can be manufactured outside of dedicated good manufacturing practice (GMP) facilities and instead be produced in blood banking facilities where staff can supervise automated protocols to produce multiple products.

The goal of this protocol is to manufacture pathogen-specific clinical-grade T cells using a bench-top, automated, second generation cell enrichment device that incorporates a closed cytokine capture system and does not require dedicated staff or use of a GMP facility. The cytomegalovirus pp65-specific-T cells generated can be directly administered to patients.

Cellules T d&#39;enrichissement de cellules automatisé de cytomégalovirus spécifique pour des applications cliniques utilisant le système de capture de cytokine

The adoptive transfer of pathogen-specific T cells can be used to prevent and treat opportunistic infections such as cytomegalovirus (CMV) infection ...

Stereotactic Adoptive Transfer of Cytotoxic Immune Cells in Murine Models of Orthotopic Human Glioblastoma Multiforme Xenografts

Glioblastoma multiforme (GBM), the most frequent and aggressive primary brain cancer in adults, is generally associated with a poor prognosis, and scarce efficient therapies have been proposed over the last decade. Among the promising candidates for designing novel therapeutic strategies, cellular immunotherapies have been targeted to eliminate highly invasive and chemo-radioresistant tumor cells, likely involved in a rapid and fatal relapse of this cancer. Thus, administration(s) of allogeneic GBM-reactive immune cell effectors, such as human V&#978;9V&#948;2 T lymphocytes, in the vicinity of the tumor would represents a unique opportunity to deliver efficient and highly concentrated therapeutic agents directly into the site of brain malignancies. Here, we present a protocol for the preparation and the stereotaxic administration of allogeneic human lymphocytes in immunodeficient mice carrying orthotopic human primary brain tumors. This study provides a preclinical proof-of-concept for both the feasibility and the antitumor efficacy of these cellular immunotherapies that rely on stereotactic injections of allogeneic human lymphocytes within intrabrain tumor beds.

Here, we present a protocol for the preparation and the stereotaxic administration of allogeneic human lymphocytes in immunodeficient mice carrying orthotopic human primary brain tumors. This study provides a proof-of-concept for both the feasibility and the antitumor efficacy of intrabrain-delivered cellular immunotherapies.

Stéréotaxique transfert adoptif de cellules immunitaires cytotoxiques dans des modèles murins de xénogreffes de glioblastome Multiforme Orthotopic homme

Glioblastoma multiforme (GBM), the most frequent and aggressive primary brain cancer in adults, is generally associated with a poor prognosis, and scarce ...

Production of Human CRISPR-Engineered CAR-T Cells

Adoptive cell therapies using chimeric antigen receptor T cells (CAR-T cells) have demonstrated remarkable clinical efficacy in patients with hematological malignancies and are currently being investigated for various solid tumors. CAR-T cells are generated by removing T cells from a patient's blood and engineering them to express a synthetic immune receptor that redirects the T-cells to recognize and eliminate target tumor cells. Gene editing of CAR-T cells has the potential to improve safety of current CAR-T cell therapies and further increase the efficacy of CAR-T cells. Here, we describe methods for the activation, expansion, and characterization of human CRISPR-engineered CD19 directed CAR-T cells. This comprises transduction of the CAR lentiviral vector and use of single guide RNA (sgRNA) and Cas9 endonuclease to target genes of interest in T cells. The methods described in this protocol can be universally applied to other CAR constructs and target genes beyond the ones used for this study. Furthermore, this protocol discusses strategies for gRNA design, lead gRNA selection and target gene knockout validation to reproducibly achieve high-efficiency, multiplex CRISPR-Cas9 engineering of clinical grade human T cells.

Here, we present a protocol for gene editing in primary human T cells using CRISPR Cas Technology to modify CAR-T cells.