Name: generation of car t cells for adoptive therapy in the context of glioblastoma standard of care
Uploaded: 2015-02-16T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 55 s
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The authors would like to acknowledge Dr. Laura Johnson and Dr. Richard Morgan for providing the CAR retroviral construct. The authors also thank Giao Ngyuen for her assistance with dosimetry for whole brain irradiation. This work was supported by an NIH NCI grant 1R01CA177476-01.

이 프로토콜은 쥐 10 10 7 CAR T 세포로 처리하여 각각의 실험 디자인에 기초한다. 이것은 108 CAR의 T 세포가 필요함을 의미한다; 수율은 생존의 손실을 계정에 5 × 10 7 -1 × 10 (8)에 의해 과대 평가되어야한다. 다음 프로토콜은 약 200 × 10 6 세포를 생성하기 위해 조정됩니다. 세포를 기존 KR158B 성상 세포종 또는 B16 흑색 종 세포주에서 개발 구일 설립 동계 EGFRvIII 양성 두개 내 종양 암컷 C57BL / 6 마​​우스에 정맥 내 투여한다. 부수적 CAR T 세포의 생성과, 담암 마우스 lymphodepletive TMZ 하였다 (60 mg / kg) 및 WBI (Gy를 16.5)의 임상 적 투여 량을 투여한다. 마우스는 유지 듀크 대학 의료 센터 (DUMC)에서 무균 조건에서 사육 하였다. 모든 동물 실험은 듀크 대학 기관에 의해 승인 된 프로토콜에 따라 수행 하였다알 동물 관리 및 사용위원회 (IACUC). 담암 마우스에 테모 졸로 마이드 1. 관리 일 0-4 : <ol><li> 마우스의 총 수가 분사되도록 계산하고 스필 (16.5 ml의 TMZ을 고려하여 (예를 들어, 30 마우스 X 0.5 ml의 = 15 ml의 TMZ) 필요한 TMZ 용액의 양을 결정하고,이 부피를 1.5 mL로 추가 0.5이 곱 ). </li><li> 3 MG하여 총 부피를 곱 / ㎖ 필요 TMZ의 동결 건조 중량을 결정하기 위해서 (예 16.5 49.5 × 3 = MG TMZ). 50 ML 원뿔로이 무게. 주의 : TMZ는 흡입, 섭취, 눈, 피부 접촉 및 점막에 의해 독성. 노출의 위험을 감소에 대한 권장 사항에 대한 기관의 산업 안전 및 / 또는 환경 보건과 복지 부서에 문의하십시오. </li><li> 디메틸 설폭 시드의 양을 결정하기 위해 0.15 총 체적을 곱 (DMSO)는 (예를 들어, 16.5 X 필요0.15 = 2.475 ml의 DMSO). 필터 멸균 튜브에 0.2 μm의 필터를 통해 DMSO의 양이 (플러스 스필 오버를 고려하여 추가로 2 ml)에 살균. TMZ 분말에 멸균 DMSO의 2.475 ML을 추가합니다. </li><li> 10 ~ 15 분 동안 65 ° C에서 뜨거운 접시 위에 물을 비이커에 TMZ / DMSO 솔루션을 놓습니다. TMZ가 완전히 용해되면, 용액의 색은 담황색하게한다; 용액이 분홍색이되면 그때 TMZ이 저하되고, 새로운 TMZ 용액의 신선한 많이 준비되어야한다. </li><li> 총 부피 (0.85 X 16.5 ml의 = 14.025 ml의 생리 식염수)에 의해 0.85를 곱하여 필요한 멸균 식염수의 적절한 볼륨을 계산합니다. 50 ML 원뿔에 멸균 생리 식염수 15 ML을 추가합니다. TMZ는 DMSO, 65 ° C의 열 식염수에 용해된다. </li><li> 소용돌이 TMZ / DMSO 솔루션은 TMZ 분말이 완전히 용해 천천히 TMZ / DMSO 용액에 따뜻하게 식염수를 추가되어 있는지 확인합니다. </li><li> 즉시 준비 후, 완전히 15 X 1 ML의 투베르쿨린 syring를로드사일 설립 종양 베어링 생쥐에게 투여 TMZ 솔루션 말이지. </li><li> 다섯 TMZ 행정의 총에서 4 일 1에서이 절차를 반복합니다. </li></ol> 종양 베어링 마우스 2. 뇌 전체 조사 일 2 ~ 4 : <ol><li> X 선 조사 장치 전원을 켜고 워밍업하는 전체 전압 수 있습니다. 적절한 필터가 장소와 입력 적절한 전압 및 전류 설정 (그림 2A)에 있는지 확인합니다. 참고 : 조사부의 선량은 전압 설정 및 그리드 레이아웃 (그림 2A, B) 해당을 결정하기 위해 사전에 수립되어야한다. </li><li> 5.5 Gy의 X 선 조사 될 필요가있는 시간을 계산한다. X 선 2 Gy의 / 분의 속도로 전달되는 경우, 예를 들어, 2.75 분 후, 5.5 Gy의 총을 제공하는 것이 필요하다. 입력 적절한 지속 시간. 참고 : 표 2는 마우스 WBI는 도스 제공인간의 차 임상 등가물. 고급 교종의 맥락에서, 60 Gy를가 WBI (6 주 2 Gy의 분획 5 일 / 주) 분획 치료 임상 표준이며, 여기에 사용 된 뮤린 동등한 16.5 Gy를 (Gy의 X 3 5.5)이다. </li><li> 2 ml의 케타민과 최종 솔루션은 10 ㎎ / ㎖ 케타민 1 ㎎ / ㎖ 자일 라진 (xylazine)가되도록 1 ml의 자일 라진 (xylazine) 17 ㎖에 식염수를 첨가하여 전신 마취에 대한 케타민 / 자일 라진 (xylazine)의 새로운 솔루션을 준비합니다. </li><li> 마우스를 체중 동물은 100 ㎎ / ㎏ 및 10 ㎎ / kg 자일 라진으로 케타민 도즈를 수용하도록 체중 그램 당 복강 케타민 / 자일 라진 10 μL를 관리. 마우스는 완전히 진정과 눈에 띄게 케타민 / 자일 라진 관리의 2 분 이내에 호흡해야합니다. </li><li> 진정제 동물 안과 수분을 유지하기 위해 각각의 눈에 부드럽게 인공 눈물 연고 소량 발라. </li><li> 헤드들은 가장 높은 X 선을 수신하고 영역 내에 위치되도록 상기 그리드에 배치 진정제 생쥐긴장 (그림 2B, C). 아래로 적절하게와 목에서 방패 몸은 전신 X 선 전달 (그림 2D)를 차단하는 리드 튜브 크기. </li><li> 그리드 레이아웃에 X 선 빔의 초점을 나타내는 레이저 좌표 (0,0)이되도록 X 선 빔 아래에 위치 쥐를 놓는다. X 레이 전달을 시작합니다. </li><li> X 레이 배달이 완료되면, 따뜻한 가열 패드의 조사 장치 및 장소에서 동물을 제거합니다. 동물 흉골 드러 누움을 유지하기 위해 충분한 의식을 회복 할 때까지 의식이있는 동물과 진정 동물을 수용하지 마십시오. 동물, 흉골 드러 누움을 유지 다시 자신의 적절한 케이지에 민감한 동물을 배치 할 수 있습니다하면. </li><li> 방사선의 세 가지 분류 된 용량의 총 일 3, 4에이 절차를 반복합니다. </li></ol> 3. 형질 일 -1 : <ol><li> 둘 베코 M 500 ㎖를 50 ㎖의 소 태아 혈청 (FBS)을 첨가하여 D10 매체를 준비odified 독수리 중간 (DMEM). </li><li> 500 ml의 RPMI-1640 미디어에 5.5 ml의 L- 글루타민, 5.5 피루브산 나트륨, 5.5 ml의 비 필수 아미노산, 및 5.5 ml의 pencillin / 스트렙토 마이신 (PEN / 연쇄상 구균)을 첨가하여 T 세포 매체 (TCM)를 준비한다. 다음으로, 2- 머 캅토 에탄올 550 μL 겐타 마이신의 550 μl를 추가합니다. 마지막으로, 50 ㎖의 FBS를 추가합니다. </li><li> 수확 체외 배양 된 세포 및 HEK293T은 D10 배지에서 7.5 × 106 세포 / ml의 농도로 가져온다. </li><li> 플레이트 10 ㎖의 D10 매체 및 16 × 10cm 폴리 D 라이신 (PDL) 코팅 된 플레이트에 각각 HEK293T 세포 현탁액 1 ㎖를 추가한다. </li><li> 5 % CO 2와 37 ° C에서 밤새 품어. </li></ol> 일 0 : <ol start="6"><li> 세포를 형질 감염 전에 10 ml의 신선한 D10 최소 30 분으로 용지를 교체하십시오. </li><li> (1) + (16 + 17 = 1)에 의해 판 14.1 μg의 총 수를 곱하여 형질 전환에 필요한 플라스미드 벡터의 양은, PCL-에코 벡터 및 리포좀 형질 감염 시약을 결정벡터 플라스미드 (14.1 X 17 = 239.7 μg의), 9.9 μg의 PCL-에코 벡터 (9.9 X 17 = 168.3 μg의), 60 μL 리포좀 형질 전환 시약 (60 X 17 = 1,020 μL). 모든 시약은 솔루션을 준비하기 전에 실온에 있어야합니다. </li><li> 튜브에 두 튜브 A와 B 레이블 239.7 μg의 벡터 플라스미드 (1.5 × 17)에 168.3 μg의 PCL-에코 벡터를 추가 감소 혈청 독수리의 매체 (RS-MEM)를 수정 ML. 튜브 B에서 (1.5 × 17) ml의 RS-MEM에 1,020 μL 리포좀 형질 전환 시약을 추가합니다. </li><li> 실온에서 5 분간 별도로 및 B 부화. </li><li> (1-2 초 동안 소용돌이를 수회 반전)와 함께 부드럽게 B를 혼합하고, 지질 / DNA 복합체를 형성하기 위해 실온에서 20 분 동안 배양한다. </li><li> 10cm 접시에 HEK293T 세포에 현명한 지질 / DNA 복합체 드롭을 추가합니다. </li><li> 6 ~ 8 시간 동안 37 ° C에서 품어 또는 하룻​​밤 (24 시간을 초과하지 않음). </li><li> 6-8 시간 배양 한 후, 바이러스 생산을위한 신선한 TCM 12 ml로 매체를 교체하십시오. 이 미디어를 도금T 세포 전달에 대한 바이러스 상등액으로 2 일에 사용될 것이다. </li></ol> 4. 비장 절제술 및 T 세포의 준비 일 0 : <ol><li> 비장 수집을위한 얼음에 50 ML 원뿔 제자리에 TCM 10 ㎖를 붓고. </li><li> CO 2 질식 및 보조 잘린 동물의 적절한 수의 희생 : 찾는 동물 미국 수의학 협회 지침 (5 개 이하 동물 수 없다 당 10-30% 케이지 용적 / 분의 유속에서 CO 2 수신 케이지 호흡이 종료 될 때까지 그 후 2 분)을 동시에 희생. CO 2 챔버에서 동물을 제거하고 목을 벨. 참고 : 약 4.5-5 × 10 7 비장 세포를 얻을 것입니다 6-12 주 된 여성 C57BL / 6 마우스의 비장 한. 여기, 4 비장는 약 200 × 10 6 세포를 수확한다. </li><li> 오른쪽면이 위를 향하도록 마우스를 마련하고,70 % 에탄올로 스프레이. 집게로, 왼쪽 갈비뼈 아래에 피부의 얇은 배를 잡고 가위로 약간의 절개를 잘라. 껍질은 다시 피부는 조심스럽게 집게로 복막의 얇은 배를 잡아, 작은 구멍을 잘라. </li><li> 비장은 평평 콩과 유사한 작은, 연장, 어두운 붉은 기관이다; 섬세 주변의 결합 조직을 멀리 절단 집게와 소비세와 비장을 잡아. 얼음에 TCM 10 ㎖를 포함하는 원추형으로 절제 비장를 놓습니다. </li><li> 메쉬 70 μm의 셀 스트레이너 비장 위에 붓고, 단일 세포 현탁액을 생성하기 위해 5 ㎖ 주사기의 내부 무딘 단부들을 분해하여 당화. 두 비장의 최대 메쉬 스트레이너별로 세분화되어야한다. </li><li> 주의 깊게 남아있는 비장 세포를 수집 세분화를 다음 여과기를 씻어 TCM의 작은 볼륨을 사용합니다. 단일 세포 현탁액 내로 모든 분해 된 비장을 풀. 하나의 세척을위한 TCM와 50ml로 최종 볼륨을 가져와10 분 동안 300 XG에 스핀 거라고. </li><li> 5 ml의 10 배 용해 완충액 45 ㎖의 멸균 수를 첨가하여 용해 1X 버퍼 용액을 준비한다. 부드럽게 피펫 팅 아래로 잘 혼합 적혈구, 50 ML 원뿔의 비장 당 1 배 용해 버퍼 5 ㎖에 재현 탁 펠렛을 제거합니다. 5 비장를 초과하는 경우, 250 ml의 원심 분리기 튜브를 사용합니다. 5 분 37 ° C의 물을 욕조에 원추형 또는 원심 분리기 튜브를 놓습니다. </li><li> 수조에서 용해 반응을 제거하고 1 TCM을 추가 반응을 중화 용해 버퍼와 1의 비율. 10 분 동안 300 XG에서 회전시켜 세척 할 것. </li><li> 로 pipetting 아래로 TCM에서 기음 뜨는 완벽하게 재현 탁 펠렛 (2 ㎖ / 비장, 4 비장 8 ml의 총). </li><li> 190 ㎕의 트리 판 블루 (1시 20분 희석)으로 세포 현탁액 10 μL를 첨가하여 세포를 카운트. 총 세포 수를 얻기 위해 20 X 10 X 4 전량 (8 ㎖)에 의해 리딩 된 네 개의 사각형 중 하나에서 얻은 수를 곱 (예를 들어, 셀 (125) × 20 × 104 </s최대&gt; × 8 ml의 = 200 × 10 6 비장 세포). </li><li> 2 ㎍ / ml의 콘 카나 발린 A (ConA에) 및 50 IU / ml의 재조합 인간 인터루킨 -2 (rhIL-2)가 보충 된 TCM에서 2 × 106 세포 / ml의 농도로 세포를 희석. 따라서, 200 × 10 6 비장 세포에 대해, 8 ml의 세포, 200 μg의 ConA에, 5,000 IU rhIL-2 92 ml의 미디어를 추가 할 수 있습니다. </li><li> 4 × 106 세포를 각 웰이되도록 24 웰 조직 배양 처리 된 플레이트의 각 웰에 2 ㎖의 세포를 추가 (예를 들면, 셀은 약 100 ㎖ (4) 판을 필요로한다). </li><li> 5 % CO 2와 37 ° C에서 밤새 품어. </li></ol> 5. 형질 도입 1 일 : <ol><li> 비 - 조직 배양의 수는 (2)에 의해 수확 된 비장의 수 (8 판이 4 비장에 필요한) 곱하여 전달에 필요한 24- 웰 플레이트를 계산하는 처리. </li><li> 다음에, 재조합 인간 피브로넥틴 프래그먼트 (RHFF) 용액의 필요한 부피를 계산곱하여 코트 판에 필요한 (우물의 총 수 + 3) 0.5 ml의 X (8 판을 X 24 우물 = 192 + 3 = 195) 0.5 ml의 = 97.5 ml의 X. </li><li> 25 μg의 (= 97.5 × 25 μg의 2437.5)에 의해 총 부피를 곱하여 25 ㎍ / ml의 농도로 함유 RHFF 97.5 ml의 포스페이트 완충 식염수 (PBS)를 준비한다. 97.5 ml의 PBS에 RHFF이 금액을 추가합니다. </li><li> 코트 비 - 조직 배양은 웰 당 0.5 ml의 PBS / RHFF 용액을 첨가하여 24- 웰 플레이트를 처리 하였다. </li><li> 4 ℃에서 밤새 품어. </li></ol> 제 2 일 : <ol start="6"><li> 비 조직 배양에서 PBS / RHFF 솔루션을 덤프 24 웰 플레이트를 처리 하였다. </li><li> PBS로 1 ㎖ / 웰 2 % 소 혈청 알부민 (BSA)를 첨가하고, 30 분 동안 실온에서 배양한다. </li><li> 단단히 판을 upending에 의해 BSA를 제거합니다. 2 ml의 PBS를 추가하여 씻으십시오. </li><li> 250 ml의 원심 분리기 튜브에 각 HEK293T PDL 판에서 미디어를 전송하여 바이러스 상층 액을 수집하고 500 x g에서 10 분 스핀. </li><li> 조심스럽게 바이러스 SU를 전송확실히 형성 할 수있는 세포 펠렛을 방해하지되고, 신선한 250 ml의 원심 분리기 튜브에 pernatant. </li><li> 최종 볼륨이 RHFF 코팅 우물에 필요한 양보다 3 ㎖ 이상이되도록 바이러스 상층 액에 신선한 TCM을 추가합니다. 예를 들어, 192 RHFF 코팅 우물 192 + 3 = 195 ㎖를 가하여 바이러스 상청액의 부피를 가져온다. </li><li> 각 3 회에서 잘 - 부드럽게 피펫 아래 (2)에 의해 보육과에 resuspend에서 배양 된 비장 세포를 제거합니다. 250 ML 원뿔로 전송합니다. 이 단계를 신속하게 도움이 될 것입니다 전송하기 전에 멸균 용기를 사용하여 멀티 채널 피펫을 사용하는 경우. 앞서 10 분 동안 300 XG에 설명 스핀을 계산합니다. </li><li> rhIL-2를 추가 바이러스 상등액 50 IU / ㎖의 농도로. 예를 들어, 추가 50 X 195 = 9,750 IU 바이러스 상층 액의 195 ML-2 rhIL. </li><li> 1 × 106 세포 / ml의 바이러스 상등액에서 비장 세포를 재현 탁 </li><li> RHFF 코팅 된 24 웰 플레이트에 / 잘 비장 세포 현탁액 1 ML을 추가합니다. </li><li>다음 설정에 따라 90 분 동안 스핀 : 770 XG, 가속도 = 4, 브레이크 / 감속 = 0, 32 ° C. </li><li> 50 IU / ml의 rhIL-2와 TCM 솔루션을 준비합니다. 예를 들어, 10,000 IU rhIL-2를 첨가하여 200 TCM 용액을 조제. 원심 분리 후 각 웰에 rhIL-2 / TCM의 1 ML을 추가합니다. </li><li> 5 % CO 2 37 ° C에서 하룻밤 문화. </li></ol> 6. CAR T 세포 배양 및 수확 3 일 및 4 : <ol><li> T 세포는&gt; 80 %를 달성 합류하면, 세포 (이것은 일반적으로 제 3 일 또는 4 일에 의해 발생) 분할 될 수있다. 세포 분열, 부드럽게 피펫과 각 웰 2 ~ 3 회에서 아래로, 그리고 신선한 24 잘 조직 문화 처리 플레이트의 새로운 우물에 각 우물에서 1 mL로 이동합니다. 그런 다음, 최종 부피가 모든 웰에 2 ml의 것을 각 웰 등 50 IU / ㎖의 IL-2와 신선한 TCM 1 ㎖를 추가합니다. </li><li> 세포는&gt; 80 % 합류점에 도달하지 않으면 서서히 각각의 상부로부터 용지 1 ㎖를 피펫 팅하여 잘 절반 미디어 변경을 수행한다. D 피미디어를 제거하는 동안 바닥에 정착 세포를 isturbing. rhIL-2 ml의 50 IU /를 포함 신선한 TCM의 1 ML을 추가합니다. </li></ol> 제 5 일 : <ol start="3"><li> 250 ML의 원심 분리 관에 재현 탁 CAR T의 부드럽게 피펫 팅하여 세포와 잘 각각 아래로 3 회 및 전송. 10 분 동안 300 XG에서 세포를 스핀. </li><li> 펠렛을 방해하지 않고 완전히 흡인 상층 액. 두 번째로 전술 한 바와 같이 세포를 계산하고, PBS로 세척, PBS로 한번 세척 할 것. 전형적인 CAR의 T 세포 수율은 웰 당 약 1 × 106 세포 (8 X 24 웰 플레이트 = 192 × 106 CAR의 T 세포)이다. </li><li> 200 μg의 부피에 1 × 107의 주입을위한 5 × 107 / ㎖의 농도로 PBS에 재현 탁 된 세포 (예를 들면, 192 × 106 CAR의 T 세포에 대해, 재현 탁 3.84 ml의 PBS로 펠렛을 세척 하였다). </li></ol> 담암 마우스 7. CAR T 세포 관리 제 5 일 : <ol><li> 견인정맥 주사에​​ 대한 동물 시설에 얼음 RT 세포. 로드 (27)와 인슐린 주사기에 500 ~ 1,000 μL - 모든 거품이 추방되는 것을 보장 31 G 바늘. </li><li> 꼬리의 기지에 마우스를 잡고 튜브 제한 수단에 배치합니다. </li><li> 정맥이 위를 향하도록 팽팽 꼬리를 당기고는 꼬리 정맥에 평행 한 삽입하여 정맥에 바늘을 피부 아래 약 1-2mm 활공. 천천히 정맥에 200 μl를 추방. 바늘이 정확 정맥 내로 삽입되는 경우, 부피가 쉽게 유입 될 것이다; 그렇지 않으면 저항이되며 바늘 테일에서 제거하고 올바르게 다시 삽입해야한다. </li></ol>

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S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transfer+of+a+TCR+gene+derived+from+a+patient+with+a+marked+antitumor+response+conveys+highly+active+T-cell+effector+functions.">Transfer of a TCR gene derived from a patient with a marked antitumor response conveys highly active T-cell effector functions.</a> Hum Gene Ther. 16 (4), 457-472 (2005).</li><li>Morgan, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recognition+of+glioma+stem+cells+by+genetically+modified+T+cells+targeting+EGFRvIII+and+development+of+adoptive+cell+therapy+for+glioma.">Recognition of glioma stem cells by genetically modified T cells targeting EGFRvIII and development of adoptive cell therapy for glioma.</a> Hum Gene Ther. 23 (10), 1043-1053 (2012).</li><li>Kerkar, S. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+engineering+of+murine+CD8++and+CD4++T+cells+for+preclinical+adoptive+immunotherapy+studies.">Genetic engineering of murine CD8+ and CD4+ T cells for preclinical adoptive immunotherapy studies.</a> J Immunother. 34 (4), 343-352 (2011).</li></ol>

The authors have no conflicts of interests to declare.

여기에 설명 된 처리 타임 라인은 치료의 임상 표준 모델 및 차량 대체 요법에 대한 효과를 활용하도록 설계되었습니다. CAR T 세포의 투여 량, TMZ 요법 및 방사선 요법 투여는 생체 내에서 T 세포 활성, lymphodepletion, 및 종양 사멸에 강화하도록 변형 될 수있다. TMZ 섭생 호스트 myeloablation 적응 적 전송 및 셀 (30)의 증가 된 팽창을 수득 증가 될 수있다. 따라서 SOC의 암세포 살상 특...

교 아세포종 (GBM)은 가장 흔한 원발성 뇌종양이며 늘 치명적이다. 치료 화학 요법과 방사선 치료의 비 특정 표준과 함께 수술 적 절제에는이 병 1 명 적은 15 개월 실력 예후 결과, 악성 세포를 제거 할 수 없습니다. 대조적으로, 면역 요법은 특히 종양 세포를 표적으로하는 정확한 방법을 제공하고, 이에 부수적 인 독성 2-4의 위험 감소와 매우 효과적인 치료 플랫폼 역할을 할 가능성이있다. T 세포 항원 수용체 키메라 (자동차), 종양 면역을위한 다용도 전략을 제공 표현을 생체 공학적. 자동차 복잡한 전장 주요 조직 적합성 대신, 하나 이상의 세포 내 T 세포 신호 전달 분자 (들)과 항체의 세포 외 가변 영역을 융합시킴으로써 생성된다 (MHC)는 T 세포 수용체 5 -restricted. 항체와 같은 항원 인식 및 시상식이 모드반응성 항원 - 특이 T 세포는 MHC 인식의 부재하에 종양 항원에 반응 사실상 무한 항원 레퍼토리를 위해 적응 될 수있는 데에 대해 허용. 종양 항원에 대해 다양한 설계 CAR의 T 세포 병원 6-9 전임상 효능과 우수한 가능성을 보여 주었다. 구체적으로는, GBM의 맥락에서, CAR T 세포 플랫폼 타겟팅 표피 성장 인자 수용체 변이체 III (EGFRvIII)는, 종양 특이적인 변이는 세포 표면 (10) 상에 표현 된 신경 교종 - 함유 마우스 (11)의 생존 기간을 연장시키는 것으로보고되었다. 그 다양성에도 불구하고, CAR 대체 요법의 임상 적 이점은 완전히 인해 종양 - 관련 면역 억제 및 면역 회피 12-16뿐만 아니라 생체 내 (in vivo)에서 확립하는 항원 - 특이 T 세포를 유지하는 문제에 대한 부분적으로 실현되지 않았다. 면역 요법으로 치료 (SOC)의 표준을 활용하여 잠재적으로 이러한 리터의 몇 가지 극복 할 수있다모방, 모두 전임상 및 임상 설정에서 강화 된 효능의 결과. 후 절제 GBM에 대한 SOC는 고용량 테모 졸로 마이드 (TMZ), DNA 알킬화제 (17), 및 뇌 전체 조사 (WBI)로 구성 1. 이러한 치료는 종양 MHC 발현 18 ~ 20의 상향 조절과 죽은 종양 세포 17,19,21,22에 의해 항원의 흘림을 통해 종양 백신과 시너지 효과로 추정된다. 실제로, 임상 설정에서 면역 기반 치료의 향상된 항 종양 효능에 TMZ 20,23 또는 WBI 18,24 리드의 추가. 또한, 많은 비 특정 세포 독성 화학 요법처럼, TMZ는 대체 요법 플랫폼 27 ~ 29에 대한 호스트 조절의 수단으로 활용할 수있는 전신 림프구의 (25), (26)을 유발하는 것으로 알려져있다. TMZ 매개 lymphodepletion는 ADOP 효능의 증가로 이어지는, 항원 특이 적 T 세포의 주파수 및 기능을 향상시키는 것으로 밝혀졌다두개 내 종양 (30)에 대하여적인 치료 플랫폼입니다. CAR 요법의 맥락에서 lymphodepletion 모두 그러므로 항 종양 활성 11,34 향상 내인성 억제 T 세포 (31)의 수를 줄이고, 사이토 카인 (33)에 대해 감소 된 경쟁을 통해 항상성 확산 (32)을 유도함으로써 호스트 컨디셔닝 수단을 구성한다. SOC의 맥락에서 새로운 입양 치료 및 백신 플랫폼을 평가하는 효능에 대한 의미있는 결론을 도출 중요하다, GBM의 SOC 및 면역 요법 플랫폼 간의 상승 작용을 감안할 때. 이 프로토콜에서는 EGFRvIII 양성 두개 내 종양 (처리 타임 라인에 대한도 1 참조) 마우스에서 TMZ 베어링과 함께 WBI 뮤린 EGFRvIII CAR에 특이 T 세포의 생성 및 정맥 내 투여를위한 방법을 설명합니다. 간략하게, CAR T 세포가 레트로 바이러스 형질 도입에 의해 생체 외에서 이루어진다. 인간 배아 신장 (HEK) 293T 세포를 수확 및 병렬에서 배양되어 활성화 된 쥐의 비장 세포를 형질 도입하는 데 사용되는 바이러스를 생산하는 (CAR 벡터 및 PCL-에코 플라스미드를 포함) DNA / 지질 복합체를 이용하여 형질 전환된다. CAR 생성하는 과정에서 EGFRvIII 양성 두개 내 종양을 갖는 쥐의 호스트는 임상 SOC에 비해 용량으로 분류 된 전체 뇌의 X 선 조사 및 전신 TMZ 치료를 투여한다. CAR T 세포는 lymphodepleted 호스트로 정맥 내 전달된다. 다음 절차에 따라 7 개의 별개의 단계로 설명되어 담암, 담암 마우스의 (2) 전뇌 조사, 마우스, (3) 형질 감염 테모 졸로 마이드 (1) 관리, (4) 비장 절제술 및 T 세포의 제조, (5 종양 베어링 마우스에 (6) 자동차 T 세포 배양 및 수확하고, (7) 자동차 T 세포 관리) 형질 도입,. 이 단계 6-7 일에 걸쳐 동시에 수행되는 여러 단계로 구성되어 있습니다.

<table><tbody><tr><td>pCL-Eco Retrovirus Packaging Vector</td><td>Imgenex</td><td>10045P</td><td>Helper vector for generating CAR retrovirus</td></tr><tr><td>Concanavalin A</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C2010</td><td>Non-specific mitogen to induce T cell proliferation and viral transduction</td></tr><tr><td>Retronectin</td><td>ClonTech/Takara</td><td>T100B</td><td>Facilitates retroviral transduction of T cells</td></tr><tr><td>Lipofectamine 2000</td><td>Life Technologies</td><td>11668-019</td><td>Transfection reagent</td></tr><tr><td>DMEM, high glucose, pyruvate</td><td>Life technologies</td><td>11995-065</td><td>HEK293 culture media</td></tr><tr><td>RPMI 1640</td><td>Life Technologies</td><td>11875-093</td><td>T cell culture media</td></tr><tr><td>Opti-MEM I Reduced Serum Medium</td><td>Life technologies</td><td>11058-021</td><td>Transfection media</td></tr><tr><td>200 mM L-Glutamine</td><td>Life technologies</td><td>25030-081</td><td>T cell culture media supplement</td></tr><tr><td>100 mM Sodium Pyruvate</td><td>Life technologies</td><td>11360-070</td><td>T cell culture media supplement</td></tr><tr><td>100X MEM Non-Essential Amino Acids Solution</td><td>Life technologies</td><td>11140-050</td><td>T cell culture media supplement</td></tr><tr><td>55 mM 2-Mercaptoethanol</td><td>Life technologies</td><td>21985-023</td><td>Reducing agent to remove free radicals</td></tr><tr><td>Penicillin-Streptomycin (10,000 U/ml)</td><td>Life technologies</td><td>15140-122</td><td>T cell culture media supplement</td></tr><tr><td>Gentamicin (50 mg/ml)</td><td>Life technologies</td><td>15750-060</td><td>T cell culture media supplement</td></tr><tr><td>GemCell U.S. Origin Fetal Bovine Serum</td><td>Gemini Bio Products</td><td>100-500</td><td>Provides growth factors and nutrients for &lt;em&gt;in vitro&lt;/em&gt; cell growth</td></tr><tr><td>Bovine Serum Albumin (BSA), Fraction V&amp;ndash;Standard Grade</td><td>Gemini Bio Products</td><td>700-100P</td><td>Blocks non-specific binding of retrovirus to retronectin-coated plates</td></tr><tr><td>Pharm Lyse (10x concentrate)</td><td>BD Biosciences</td><td>555899</td><td>Lyses red blood cells during splenocyte processing</td></tr><tr><td>70 &amp;mu;m Sterile Cell Strainers</td><td>Corning</td><td>352350</td><td>Filters away large tissue particles during splenocyte processing</td></tr><tr><td>100 mm BioCoat Culture Dishes with Poly-D-Lysine</td><td>Corning</td><td>356469</td><td>Promotes HEK293 cell adhesion to maximize proliferation after transfection</td></tr><tr><td colspan="4">[header]</td></tr><tr><td>Temozolomide</td><td>Best Pharmatech</td><td>N/A</td><td>Lyophilized powder prepared on the day of administration</td></tr><tr><td>Dimethyl Sulfoxide</td><td>Sigma Life Sciences</td><td>D2650</td><td>Necessary for complete dissolution of temozolomide</td></tr><tr><td>Saline</td><td>Hospira</td><td>IM 0132 (5/04)</td><td>Solvent for temozolomide and ketamine/xylazine</td></tr><tr><td>Ketathesia HCl</td><td>Henry Schein Animal Health</td><td>11695-0701-1</td><td>Ketamine solution</td></tr><tr><td>AnaSed</td><td>Lloyd Inc</td><td>N/A</td><td>Xylazine sterile solution 100 mg/ml</td></tr></tbody></table>

generation of car t cells for adoptive therapy in the context of glioblastoma standard of care

Adoptive T cell immunotherapy offers a promising strategy for specifically targeting and eliminating malignant gliomas. T cells can be engineered ex vivo to express chimeric antigen receptors specific for glioma antigens (CAR T cells). The expansion and function of adoptively transferred CAR T cells can be potentiated by the lymphodepletive and tumoricidal effects of standard of care chemotherapy and radiotherapy. We describe a method for generating CAR T cells targeting EGFRvIII, a glioma-specific antigen, and evaluating their efficacy when combined with a murine model of glioblastoma standard of care. T cells are engineered by transduction with a retroviral vector containing the anti-EGFRvIII CAR gene. Tumor-bearing animals are subjected to host conditioning by a course of temozolomide and whole brain irradiation at dose regimens designed to model clinical standard of care. CAR T cells are then delivered intravenously to primed hosts. This method can be used to evaluate the antitumor efficacy of CAR T cells in the context of standard of care.

CAR T 세포 EGFRvIII CAR의 레트로 바이러스 벡터와 함께 형질 도입 (11)에 의해 생성된다. 이 벡터, MSGV1는 쥐의 줄기 세포 바이러스 (MSCV) 긴 터미널 반복, 확장 개그 지역 및 봉투 스플 라이스 사이트가 포함 된 SFGtcLuc_ITE4 벡터 (35)에서 개발 (스플 라이스 기증자, SD, 그리고 수용체 스플 라이스, SA), 바이러스 성되었다 포장 신호 (ψ). 쥐 CD8TM와 탠덤에서 인간의 안티 EGFRvIII 단일 체인 변수 ...

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Generation of CAR T Cells for Adoptive Therapy in the Context of Glioblastoma Standard of Care

The lymphodepletive and immunomodulatory effects of chemotherapy and radiation standard of care can be leveraged to enhance the antitumor efficacy of T cell immunotherapy. We outline a method for generating EGFRvIII-specific chimeric antigen receptor (CAR) T cells and administering them in the context of glioblastoma standard of care.

배려의 아교 모세포종 표준의 맥락에서 입양 치료에 대한 자동차 T 세포의 생성

Adoptive T cell immunotherapy offers a promising strategy for specifically targeting and eliminating malignant gliomas. T cells can be engineered ex vivo ...

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Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

21.3K 조회수.  Duke University. The lymphodepletive and immunomodulatory effects of chemotherapy and radiation standard of care can be leveraged to enhance the antitumor efficacy of T cell immunotherapy. We outline a method for generating EGFRvIII-specific chimeric antigen receptor (CAR) T cells and administering them in the context of glioblastoma standard of care. 

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A Syngeneic Mouse B-Cell Lymphoma Model for Pre-Clinical Evaluation of CD19 CAR T Cells

The astonishing clinical success of CD19 chimeric antigen receptor (CAR) T-cell therapy has led to the approval of two second generation chimeric antigen receptors (CARs) for acute lymphoblastic leukemia (ALL) andnon-Hodgkin lymphoma (NHL). The focus of the field is now on emulating these successes in other hematological malignancies where less impressive complete response rates are observed. Further engineering of CAR T cells or co-administration of other treatment modalities may successfully overcome obstacles to successful therapy in other cancer settings.
We therefore present a model in which others can conduct pre-clinical testing of CD19 CAR T cells. Results in this well tested B-cell lymphoma model are likely to be informative CAR T-cell therapy in general.
This protocol allows the reproducible production of mouse CAR T cells through calcium phosphate transfection of Plat-E producer cells with MP71 retroviral constructs and pCL-Eco packaging plasmid followed by collection of secreted retroviral particles and transduction using recombinant human fibronectin fragment and centrifugation. Validation of retroviral transduction, and confirmation of the ability of CAR T cells to kill target lymphoma cells ex vivo, through the use of flow cytometry, luminometry and enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA), is also described.
Protocols for testing CAR T cells in vivo in lymphoreplete and lymphodepleted syngeneic mice, bearing established, systemic lymphoma are described. Anti-cancer activity is monitored by in vivo bioluminescence and disease progression. We show typical results of eradication of established B-cell lymphoma when utilizing 1st or 2nd generation CARs in combination with lymphodepleting pre-conditioning and a minority of mice achieving long term remissions when utilizing CAR T cells expressing IL-12 in lymphoreplete mice.
These protocols can be used to evaluate CD19 CAR T cells with different additional modification, combinations of CAR T cells and other therapeutic agents or adapted for the use of CAR T cells against different target antigens.

Here, we present a protocol for the production and pre-clinical testing of murine CD19 CAR T cells by retroviral transduction and utilization as a therapy against established syngeneic A20 B-cell lymphoma in BALB/c mice with or without lymphodepleting pre-conditioning.

CD19 자동차 T 세포의 전 임상 평가 위한 Syngeneic 마우스 B-세포 림프 종 모델

The astonishing clinical success of CD19 chimeric antigen receptor (CAR) T-cell therapy has led to the approval of two second generation chimeric antigen ...

연구

암 연구학

In Vitro Tumor Cell Rechallenge For Predictive Evaluation of Chimeric Antigen Receptor T Cell Antitumor Function

The field of chimeric antigen receptor (CAR) T cell therapy is rapidly advancing with improvements in CAR design, gene-engineering approaches and manufacturing optimizations. One challenge for these development efforts, however, has been the establishment of in vitro assays that can robustly inform selection of the optimal CAR T cell products for in vivo therapeutic success. Standard in vitro tumor-lysis assays often fail to reflect the true antitumor potential of the CAR T cells due to the relatively short co-culture time and high T cell to tumor ratio. Here, we describe an in vitro co-culture method to evaluate CAR T cell recursive killing potential at high tumor cell loads. In this assay, long-term cytotoxic function and proliferative capacity of CAR T cells is examined in vitro over 7 days with additional tumor targets administered to the co-culture every other day. This assay can be coupled with profiling T cell activation, exhaustion and memory phenotypes. Using this assay, we have successfully distinguished the functional and phenotypic differences between CD4+ and CD8+ CAR T cells against glioblastoma (GBM) cells, reflecting their differential in vivo antitumor activity in orthotopic xenograft models. This method provides a facile approach to assess CAR T cell potency and to elucidate the functional variations across different CAR T cell products.

Here, we describe an in vitro co-culture method to recursively challenge tumor-targeted T cells, which allows for phenotypic and functional analysis of antitumor T cell activity.

체 외 종양 세포 Rechallenge 공상 항 원 수용 체 T 세포 Antitumor 기능 예측 평가

The field of chimeric antigen receptor (CAR) T cell therapy is rapidly advancing with improvements in CAR design, gene-engineering approaches and ...

Manufacturing Chimeric Antigen Receptor (CAR) T Cells for Adoptive Immunotherapy

Adoptive immunotherapy holds promise for the treatment of cancer and infectious disease. We describe a simple approach to transduce primary human T cells with chimeric antigen receptor (CAR) and expand their progeny ex vivo. We include assays to measure CAR expression as well as differentiation, proliferative capacity and cytolytic activity. We describe assays to measure effector cytokine production and inflammatory cytokine secretion in CAR T cells. Our approach provides a reliable and comprehensive method to culture CAR T cells for preclinical models of adoptive immunotherapy.

Manufacturing Chimeric Antigen Receptor CAR T Cells for Adoptive Immunotherapy

We describe an approach to reliably generate chimeric antigen receptor (CAR) T cells and test their differentiation and function in vitro and in vivo.

입양 면역 요법을 위한 키메라 항원 수용체 (CAR) T 세포 제조

Adoptive immunotherapy holds promise for the treatment of cancer and infectious disease. We describe a simple approach to transduce primary human T cells ...

Intracranial Cannula Implantation for Serial Locoregional Chimeric Antigen Receptor (CAR) T Cell Infusions in Mice

Pediatric CNS tumors are responsible for the majority of cancer-related deaths in children and have poor prognoses, despite advancements in chemotherapy and radiotherapy. As many tumors lack efficacious treatments, there is a crucial need to develop more promising therapeutic options, such as immunotherapies; the use of chimeric antigen receptor (CAR) T cell therapy&#160;directed against CNS tumors is of particular interest. Cell surface targets such as B7-H3, IL13RA2, and the disialoganglioside GD2 are highly expressed on the surface of several pediatric and adult CNS tumors,&#160;raising the opportunity to use CAR T cell therapy against these and other surface targets. To evaluate the repeated locoregional delivery of CAR T cells in preclinical murine models, an indwelling catheter system that recapitulates indwelling catheters currently being used in human clinical trials was established. Unlike stereotactic delivery, the indwelling catheter system allows for repeated dosing without the use of multiple surgeries. This protocol describes the intratumoral placement of a fixed guide cannula that has been used to successfully test serial CAR T cell infusions in orthotopic murine models of pediatric brain tumors. Following orthotopic injection and engraftment of the tumor cells in mice, intratumoral placement of a fixed guide cannula is completed on a stereotactic apparatus and secured with screws and acrylic resin. Treatment cannulas are then inserted through the fixed guide cannula for repeated CAR T cell delivery. Stereotactic placement of the guide cannula can be adjusted to deliver CAR T cells directly into the lateral ventricle or other locations in the brain. This platform offers a reliable mechanism for the preclinical testing of repeated intracranial infusions of CAR T cells and other novel therapeutics for these devastating pediatric tumors.

Intracranial Cannula Implantation for Serial Locoregional Chimeric Antigen Receptor CAR T Cell Infusions in Mice

Central nervous system (CNS) tumors are the leading cause of cancer-related death in children, and locoregional immune-based therapies are increasingly being tested for patients in clinical trials. This protocol describes methods for locoregional cannula implantation in mice for the preclinical evaluation of immunotherapeutic infusions targeting CNS tumors.

마우스에서 연속 국소 키메라 항원 수용체(CAR) T 세포 주입을 위한 두개내 캐뉼라 이식

Pediatric CNS tumors are responsible for the majority of cancer-related deaths in children and have poor prognoses, despite advancements in chemotherapy ...

Tumor Treating Field Therapy in Combination with Bevacizumab for the Treatment of Recurrent Glioblastoma

A novel device that employs TTF therapy has recently been developed and is currently in use for the treatment of recurrent glioblastoma (rGBM). It was FDA approved in April 2011 for the treatment of patients 22 years or older with rGBM. The device delivers alternating electric fields and is programmed to ensure maximal tumor cell kill1.
Glioblastoma is the most common type of glioma and has an estimated incidence of approximately 10,000 new cases per year in the United States alone2. This tumor is particularly resistant to treatment and is uniformly fatal especially in the recurrent setting3-5. Prior to the approval of the TTF System, the only FDA approved treatment for rGBM was bevacizumab6. Bevacizumab is a humanized monoclonal antibody targeted against the vascular endothelial growth factor (VEGF) protein that drives tumor angiogenesis7. By blocking the VEGF pathway, bevacizumab can result in a significant radiographic response (pseudoresponse), improve progression free survival and reduce corticosteroid requirements in rGBM patients8,9. Bevacizumab however failed to prolong overall survival in a recent phase III trial26. A pivotal phase III trial (EF-11) demonstrated comparable overall survival between physicians&#8217; choice chemotherapy and TTF Therapy but better quality of life were observed in the TTF arm10.
There is currently an unmet need to develop novel approaches designed to prolong overall survival and/or improve quality of life in this unfortunate patient population. One appealing approach would be to combine the two currently approved treatment modalities namely bevacizumab and TTF Therapy. These two treatments are currently approved as monotherapy11,12, but their combination has never been evaluated in a clinical trial. We have developed an approach for combining those two treatment modalities and treated 2 rGBM patients. Here we describe a detailed methodology outlining this novel treatment protocol and present representative data from one of the treated patients.

A novel methodology that is employed for the treatment of recurrent glioblastomas is described. This treatment approach employs the application of alternating electric tumor treating fields (TTFields), known as TTF Therapy in combination with bevacizumab, a targeted agent that is currently FDA approved as monotherapy.

재발 성 아교 모세포종의 치료를 위해 베바 시주 맙과 조합하여 필드 요법 치료 종양

A novel device that employs TTF therapy has recently been developed and is currently in use for the treatment of recurrent glioblastoma (rGBM). It was FDA ...

의학

A Nonviral Approach to Generate Transient Chimeric Antigen Receptor T Cells Using mRNA for Cancer Immunotherapy

Chimeric antigen receptor (CAR) T cell therapy has emerged as a pioneering cancer treatment, achieving unprecedented success in treating certain hematological malignancies such as lymphomas and leukemias. However, as more cancer patients receive CAR-T cell therapies, treatment-associated secondary primary malignancies are increasingly being reported partly due to unexpected CAR transgene insertion, raising serious safety concerns. To address this issue, we describe here a nonviral, non-integrating approach to generate transient CAR-T cells using mRNA. We electroporated T cells with modified mRNA encoding a human epidermal growth factor receptor 2 (HER2)-specific CAR and generated transient HER2-targeted CAR-T cells. The CAR was efficiently expressed on the T cell surface 1 day after electroporation, increased by day 2, and dramatically declined by day 5. The transient CAR-T cells exhibited potent cytotoxicity against HER2-positive SKOV-3 ovarian cancer cells and secreted high levels of IFN-&#978;. This protocol provides a step-by-step guide for developing small-scale transient CAR-T cells without permanent CAR transgene integration, describing detailed procedures for preparation of CAR mRNA, activation and transfection of T cells, assessment of CAR expression, and in vitro analysis of CAR-T cell function. This method is suitable for transient CAR-T cell generation in both preclinical and clinical studies.

This protocol outlines a detailed procedure for generating transient chimeric antigen receptor (CAR) T cells using non-integrating mRNA for cancer immunotherapy and provides reliable methods for evaluating CAR-T cells and their cytotoxic function.

암 면역 요법을 위해 mRNA를 사용하여 일시적인 키메라 항원 수용체 T 세포를 생성하는 비바이러스 접근법

Chimeric antigen receptor (CAR) T cell therapy has emerged as a pioneering cancer treatment, achieving unprecedented success in treating certain ...

Stereotactic Adoptive Transfer of Cytotoxic Immune Cells in Murine Models of Orthotopic Human Glioblastoma Multiforme Xenografts

Glioblastoma multiforme (GBM), the most frequent and aggressive primary brain cancer in adults, is generally associated with a poor prognosis, and scarce efficient therapies have been proposed over the last decade. Among the promising candidates for designing novel therapeutic strategies, cellular immunotherapies have been targeted to eliminate highly invasive and chemo-radioresistant tumor cells, likely involved in a rapid and fatal relapse of this cancer. Thus, administration(s) of allogeneic GBM-reactive immune cell effectors, such as human V&#978;9V&#948;2 T lymphocytes, in the vicinity of the tumor would represents a unique opportunity to deliver efficient and highly concentrated therapeutic agents directly into the site of brain malignancies. Here, we present a protocol for the preparation and the stereotaxic administration of allogeneic human lymphocytes in immunodeficient mice carrying orthotopic human primary brain tumors. This study provides a preclinical proof-of-concept for both the feasibility and the antitumor efficacy of these cellular immunotherapies that rely on stereotactic injections of allogeneic human lymphocytes within intrabrain tumor beds.

Here, we present a protocol for the preparation and the stereotaxic administration of allogeneic human lymphocytes in immunodeficient mice carrying orthotopic human primary brain tumors. This study provides a proof-of-concept for both the feasibility and the antitumor efficacy of intrabrain-delivered cellular immunotherapies.

정위 적 입양 전송 Orthotopic 인간 세포종 님 Xenografts Murine 모델에서 세포 독성 면역 세포의

Glioblastoma multiforme (GBM), the most frequent and aggressive primary brain cancer in adults, is generally associated with a poor prognosis, and scarce ...

면역학 및 감염병학

A GMP-Compliant Procedure for the Generation of Gene-Modified T cells

The field of Adoptive Cell Therapy (ACT) has been revolutionized by the development of genetically modified cells, specifically Chimeric Antigen Receptor (CAR)-T cells. These modified cells have shown remarkable clinical responses in patients with hematologic malignancies. However, the high cost of producing these therapies and conducting extensive quality control assessments has limited their accessibility to a broader range of patients. To address this issue, many academic institutions are exploring the feasibility of in-house manufacturing of genetically modified cells, while adhering to guidelines set by national and international regulatory agencies.
Manufacturing genetically modified T cell products on a large scale presents several challenges, particularly in terms of the institution's production capabilities and the need to meet infusion quantity requirements. One major challenge involves producing large-scale viral vectors under Good Manufacturing Practice (GMP) guidelines, which is often outsourced to external companies. Additionally, simplifying the T cell transduction process can help minimize variability between production batches, reduce costs, and facilitate personnel training. In this study, we outline a streamlined process for lentiviral transduction of primary human T cells with a fluorescent marker as the gene of interest. The entire process adheres to GMP-compliant standards and is implemented within our academic institution.

This protocol outlines the process of transducing primary human T cells with a gene of interest, ensuring compatibility with Good Manufacturing Practice (GMP) standards.

유전자 변형 T 세포 생성을 위한 GMP 준수 절차

The field of Adoptive Cell Therapy (ACT) has been revolutionized by the development of genetically modified cells, specifically Chimeric Antigen Receptor ...

생체공학

Syngeneic 모델에서 마우스 CAR-T 세포 생성을 위한 간소화된 프로토콜

Efficient Generation of Murine Chimeric Antigen Receptor (CAR)-T Cells

Engineered cell therapies utilizing chimeric antigen receptor (CAR)-T cells have achieved remarkable effectiveness in individuals with hematological malignancies and are presently undergoing development for the treatment of diverse solid tumors. So far, the preliminary evaluation of novel CAR-T cell products has predominantly taken place in xenograft tumor models using immunodeficient mice. This approach is chosen to facilitate the successful engraftment of human CAR-T cells in the experimental setting. However, syngeneic mouse models, in which tumors and CAR-T cells are derived from the same mouse strain, allow evaluation of new CAR technologies in the context of a functional immune system and comprehensive tumor microenvironment (TME). The protocol described here aims to streamline the process of mouse CAR-T cell generation by presenting standardized methods for retroviral transduction and ex vivo T cell culture. The methods described in this protocol can be applied to other CAR constructs beyond the ones used in this study to enable routine evaluation of new CAR technologies in immune-competent systems.

저자 스포트라이트: Enhancing CAR-T Cell Function in Syngeneic Tumor Models(합성 유전자 종양 모델에서 CAR-T 세포 기능 향상) 

This protocol streamlines retroviral vector production and murine T cell transduction, facilitating the efficient generation of mouse CAR-T cells.

Murine Chimeric Antigen Receptor (CAR)-T cell의 효율적인 생성

Engineered cell therapies utilizing chimeric antigen receptor (CAR)-T cells have achieved remarkable effectiveness in individuals with hematological ...

배려의 아교 모세포종 표준의 맥락에서 입양 치료에 대한 자동차 T 세포의 생성

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CD19 자동차 T 세포의 전 임상 평가 위한 Syngeneic 마우스 B-세포 림프 종 모델

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마우스에서 연속 국소 키메라 항원 수용체(CAR) T 세포 주입을 위한 두개내 캐뉼라 이식

재발 성 아교 모세포종의 치료를 위해 베바 시주 맙과 조합하여 필드 요법 치료 종양

암 면역 요법을 위해 mRNA를 사용하여 일시적인 키메라 항원 수용체 T 세포를 생성하는 비바이러스 접근법

정위 적 입양 전송 Orthotopic 인간 세포종 님 Xenografts Murine 모델에서 세포 독성 면역 세포의

유전자 변형 T 세포 생성을 위한 GMP 준수 절차

Murine Chimeric Antigen Receptor (CAR)-T cell의 효율적인 생성

Murine Chimeric Antigen Receptor (CAR)-T cell의 효율적인 생성