The research was supported by the National Research Council (CNR) of Italy. The authors thank GIRE members for collecting seed samples and are grateful to Alison Garside for revising the English.

1. l&#39;échantillonnage des semences et stockage <ol><li> Surveiller les champs cultivés pour la performance de l&#39;herbicide pauvres injustifiée, à savoir, pas en raison de conditions climatiques défavorables ou de traitements herbicides de faible qualité. </li><li> Prélever un échantillon de semences d&#39;une espèce à la fois et attribuer un code unique. Les graines mûres sont généralement recueillies avant la récolte des cultures de plantes qui avaient survécu au traitement (s) de l&#39;herbicide. Moniteur en temps opportun d&#39;observer si les graines tombent par plante mère à maturité. </li><li> Remplir un formulaire pour chaque échantillon en indiquant le code unique attribué, nom de l&#39;espèce, la date de collecte, coordonnées GPS, la municipalité, le nom de l&#39;agriculteur, la taille du champ, le niveau d&#39;infestation, la culture, l&#39;herbicide (s) utilisés au cours de la saison et des documents historiques du champ . </li><li> Récupérer les graines à partir d&#39;au moins 30 plantes choisies au hasard qui sont représentatifs de l&#39;infestation de champ. Assurez-vous que l&#39;échantillon de semence contient au moins 5000 graines matures. Pour un obligatoires outcrossing espèces de mauvaises herbes(Par exemple, Lolium spp. Ou Amaranthus spp.), De réduire le nombre de plantes à 10-15, en gardant le nombre total de graines autour de 5000 11. </li><li> Sous-échantillonner le champ si des taches de mauvaises herbes sont dispersés sur de vastes zones (plus d&#39;un hectare) que les différents biotypes résistant aux herbicides sont sélectionnés. </li><li> graines de magasins dans des sacs en papier non scellées marquées avec le code unique attribué. </li><li> Laisser évaporer l&#39;humidité pour, mais ne pas exposer les semences à une température élevée (par exemple, éviter de les laisser dans une voiture sous le soleil) ou à des fluctuations extrêmes de température pour éviter l&#39;induction de dormance secondaire. </li><li> Clean (enlever les balles, les graines de coque, etc.) et de les stocker à température ambiante dans un endroit sec. Après avoir effectué les premiers tests de résistance, stocker les semences pour de longues périodes de temps dans une pièce sombre à 4 ° C, de préférence dans des sacs de plastique scellés sous vide. De cette manière, les graines de préserver leur viabilité pendant une période beaucoup plus longue. </li></ol> NOTE: La dormance des graines fournit un mécanisme souple et efficace qui permet d&#39;adapter les mauvaises herbes et de persister dans les agro-écosystèmes. Pour lever la dormance et de permettre la germination des graines, différents protocoles doivent être utilisés en fonction des espèces de mauvaises herbes, à savoir le type de dormance 16. Il existe trois principales façons d&#39;éliminer la dormance: <ol><li> Vernalisation NOTE: Pour obtenir la germination simultanée et la levée des semis, une période de vernalisation de semences allant de quelques jours à une semaine est nécessaire pour éliminer la dormance physiologique de nombreuses espèces:. Par exemple, Amaranthus retroflexus, Chenopodium album, Lolium spp, Avena fatua, Polygonum persicaria , Phalaris paradoxa 17-19. Une période de jusqu&#39;à 15 jours de plus est nécessaire pour Papaver rhoeas, Cyperus difformis et Ammania coccinea et jusqu&#39;à 30 jours pour les Schoenoplectus mucronatus <sup&gt; 20. <ol><li> Mettez un peu d&#39;eau déminéralisée dans les plats en plastique. Coupez deux couches de papier filtre et les faire tremper dans l&#39;eau, enlever tout excès. Placez les graines séchées à l&#39;air sur le papier. Transférer les plats en plastique à un réfrigérateur à 4 ° C pour la période de temps requise. </li></ol></li><li> Scarification NOTE: Certaines espèces de mauvaises herbes sont plus récalcitrants à la germination que d&#39;autres en raison de la dormance mécanique, à savoir les caractéristiques du tégument, et nécessitent l&#39;utilisation d&#39;une scarification chimique utilisant de l&#39;acide sulfurique à germer 21. <ol><li> Préparer un bêcher avec de l&#39;acide sulfurique concentré (95-98%). Préparez un bécher rempli d&#39;eau. Mettez les graines dans une enveloppe de tissu non-tissé. </li><li> Faire tremper par exemple, Echinochloa spp. Ou des graines de sorgho halepense pendant 20 min ou 5 min, respectivement, dans de l&#39;acide sulfurique concentré. </li><li> Prenez l&#39;enveloppe sur le bécher en utilisant une paire de pinces et le mettre dans le bécher rempli d&#39;eau. Ouvrez leenveloppe, mettre les graines dans une petite passoire et rincer abondamment sous l&#39;eau courante. </li></ol> Variante: A. plantago-aquatica a besoin d&#39;un protocole différent 22, 23 <ol><li> Faire tremper les graines pendant 2 min dans du chloroforme. Rincer les graines avec de l&#39;eau déminéralisée et les sécher avec du papier absorbant. Tremper les graines dans de l&#39;acide sulfurique à 80% pendant 5 min. </li><li> Mettez les graines dans une petite passoire et les rincer sous l&#39;eau courante. </li></ol></li><li> Post-récolte maturation des graines NOTE: Graines d&#39;autres espèces de mauvaises herbes ne germent pas du tout pendant quelques mois après l&#39;échéance, quelle que soit la méthode utilisée pour lever la dormance. <ol><li> Stocker les graines pendant une période d&#39;au moins 3-4 mois à température ambiante et une faible humidité et suivez les protocoles ci-dessus pour levée de dormance (par exemple, Oryza sativa var. Sylvatica ou P. rhoeas). </li></ol></li></ol> 3. Germination <ol><li> Placer les semences à germer dans plastic plats contenant 0,6% (m / v) de gélose à 0,1% de nitrate de potassium (KNO 3) ajoutés: <ol><li> Préparer une solution de gélose à 0,6% + 0,1% de KNO 3, en utilisant de l&#39;eau désionisée. Dissoudre la gélose dans un four à micro-ondes. </li><li> Verser la solution d&#39;agar dans des boîtes en plastique. Refroidir le substrat et ensuite mettre dans les graines. </li></ol> Variante: Le sol peut également être utilisé en tant que substrat dans des boîtes de plastique. Cette pratique est particulièrement efficace pour Echinochloa spp., S. halepense et Lolium spp. </li><li> Placer des plats en plastique dans une armoire de germination pendant environ une semaine dans des conditions de lumière et de température en fonction des conditions optimales pour chacune des espèces de mauvaises herbes. Pour la plupart des espèces d&#39;hiver, la plage de température est 15/25 ° C nuit / jour et 12 h photopériode avec des tubes de néon fournissant une densité de photons photosynthétiques Flux (PPFD) de 15-30 pmol m -2 s -1. Pour de nombreuses espèces d&#39;été, la plage de température est 15/30 ° C la nuit / jour. Variante: Some espèces, telles que S. halepense, besoin d&#39;un traitement thermique. Par conséquent après la scarification, les graines de S. halepense sont soumis aux conditions suivantes: cycles de 4 heures à 45 ° C et 20 heures à 24 ° C pendant trois jours dans l&#39;armoire de germination, puis trois jours dans des conditions normales. </li></ol> 4. Semis repiquage et la croissance <ol><li> Transplant quinze à vingt jeunes plants dans des plateaux en plastique (325 x 265 x 95 mm) remplis d&#39;un mélange standard de rempotage (60% loam limoneux, 15% de sable, 15% et 10% agriperlite tourbe - en volume). NOTE: Le repiquage, au lieu de l&#39;ensemencement direct, permet un support uniforme des plantes au même stade de croissance à obtenir, ce qui est une condition préalable importante pour optimiser le rendement du traitement herbicide. </li><li> Identifier chaque plateau avec un code à barres, y compris toutes les informations pour l&#39;identification unique: Code de la population, l&#39;herbicide testé, répliquer nombre et numéro de plateau progressive &lt;./ Li&gt; <li> La place des plateaux dans une des plantes à effet de serre et de l&#39;eau chauffée au besoin pour maintenir le substrat à ou près de la capacité au champ. REMARQUE: La température de croissance varie selon les espèces de mauvaises herbes. Souvent tests sont effectués au cours de l&#39;automne / hiver / printemps, si léger est complété en utilisant des lampes de 400 W aux halogénures métalliques, qui fournissent une PPFD d&#39;environ 150 pmol m -2 s -1 et une photopériode de 12 h 24, 19. Espèces de mauvaises herbes d&#39;été avec C 4 cycle de photosynthèse nécessitent habituellement intensité lumineuse plus élevée et donc des tests sont effectués en fin de printemps-été ou l&#39;intensité de la lumière complété est d&#39;environ 400 pmol m -2 s -1 avec une photopériode de 14 h. </li><li> Utilisez un protocole différent pour certaines espèces de mauvaises herbes qui infestent le riz paddy, par exemple, A. plantago-aquatica, S. et C. mucronatus Difformis comme décrit dans 22. <ol><li> Transplanter les plants dans des barquettes en polystyrène avec 24 cellules rondes (de 55 mm de diamètre, 64 mm de profondeur) filconduit avec 60% loam limoneux, 30% de sable et 10% de tourbe (en volume). </li><li> Définissez les plateaux dans 12 cm contenants de plastique remplis d&#39;eau profondes et fermé hermétiquement par des tiges en acier inoxydable vissés pour empêcher les flottante (figure 1). </li><li> Maintenir le niveau d&#39;eau dans les récipients à 1-2 cm en dessous du niveau de la surface du sol et ajouter 1,5 g de sulfate de cuivre pour chaque récipient (qui contient de 10 à 12 L d&#39;eau) afin d&#39;éviter la prolifération des algues. </li></ol></li></ol> 5. traitements herbicides <ol><li> Les traitements avec des herbicides de prélevée: <ol><li> Après environ trois jours dans l&#39;armoire de germination tels que décrits dans la section 3, transplanter les graines en germination dans des bacs en plastique contenant le substrat décrit ci-dessus et couvrir avec une couche de sol (environ 1 cm). Ceci est une étape cruciale afin d&#39;assurer que les semis ne sortiront pas en raison de l&#39;effet de l&#39;herbicide plutôt que d&#39;une profondeur d&#39;enfouissement excessive. </li><li> Prenez le substrat au champ capaville en plaçant les plateaux, qui ont quelques trous dans le bas, sur les soucoupes remplis d&#39;eau. </li><li> Un jour après la transplantation, les bacs traiter avec l&#39;herbicide de pré-émergence 25. </li><li> Gardez le substrat au niveau ou la capacité de champ proche par addition d&#39;eau au besoin à la fois au-dessus et ci-dessous par capillarité de la soucoupe. Cette procédure favorise la permanence de l&#39;herbicide à la profondeur appropriée (par exemple, où les graines en germination sont) d&#39;une bonne efficacité du traitement. </li></ol></li><li> Les traitements avec des herbicides de post-levée: <ol><li> Vaporiser les plantes quand elles atteignent le stade 2-3 feuilles (ie, le stade de croissance 12-13 de l&#39;échelle de croissance BBCH Extended 26). </li><li> A partir du jour après le traitement, régler le système d&#39;irrigation selon les besoins en eau des espèces de mauvaises herbes et de la saison (par exemple, pour Echinochloa spp., Il fournit de l&#39;eau pendant 3 minutes 4 fois par jour, à intervalles réguliers, de 9 h à 9 h). L&#39;eau est DIScontribué à l&#39;aide d&#39;un système d&#39;irrigation par aspersion automatique. Variante: le glyphosate est appliqué à l&#39;usine BBCH stade 14-21. </li></ol></li><li> la préparation de l&#39;herbicide et de la distribution. REMARQUE: Tous les herbicides (pré- et post-levée) sont appliquées en tant que formulations commerciales avec des tensioactifs à deux doses recommandées, la dose recommandée de champ (1x) et trois fois (3x). <ol><li> Si nécessaire, préparer la solution d&#39;agent tensio-actif en vrac, selon les instructions de l&#39;étiquette; la concentration finale est généralement exprimé comme un pourcentage du volume final (par exemple, 0,3%) ou que le volume à distribuer par unité de surface (par exemple, une L ha -1). </li><li> Utiliser la solution d&#39;agent tensio-actif en tant que solvant pour la solution herbicide (soluté) afin de maintenir la bonne concentration de l&#39;ingrédient actif. Préparer la solution de l&#39;herbicide le plus concentré premier (3x). Calculer la quantité de produit commercial à être dissous dans la solution d&#39;agent tensio-actif (ou dans de l&#39;eau désionisée si unagent tensio-actif est non nécessaire) en utilisant l&#39;équation suivante: herbe Dose = [(Dose champ x Dose max) x V fin] / V del Où: = dose Dose d&#39;herbes aux herbicides (ml), dose champ = champ aux herbicides Dose (ml ha -1), Dose max = dose maximale délivrée, V nageoire = volume final de la solution (L), V del = volume délivré par le banc pulvérisateur (L ha -1). </li><li> Diluer (2: 1, v / v) de la solution herbicide 3x pour préparer le concentré moins une (1 x). Cette procédure réduit le risque de faire des erreurs lors de la pesée ou de pipetage des herbicides. concentration de la solution de l&#39;herbicide est exprimée par le volume à distribuer par unité de surface (L ha -1). </li><li> Lancer la séquence de traitement avec la dose d&#39;herbicide inférieure (1x). De cette façon, il n&#39;y a pas besoin de laver l&#39;armoire de pulvérisation entre deux traitements avec le même herbicide. </li><li> Distribuer la solutio herbiciden aide d&#39;un pulvérisateur de précision banc délivrer 300 L ha -1 (± 1%), à une pression de 215 kPa, et une vitesse de 0,75 m sec -1, avec un boom équipé de trois ventilateurs plat (gamme étendue) des buses hydrauliques . </li><li> Laver l&#39;armoire de pulvérisation deux fois lorsque l&#39;herbicide est modifié en utilisant l&#39;eau de Javel à 1% (v / v), puis rincez. Variante: le glyphosate est appliqué avec un volume de pulvérisation de 200 L ha -1 27. REMARQUE: Une attention particulière doit être payée lorsque herbicides hautement biologiques, tels l&#39;sulfométuron ou flazasulfuron sulfonylurées, sont utilisés. Dans ce dernier cas faire un lavage avec une solution d&#39;eau de Javel et l&#39;autre avec de l&#39;ammoniac (2,5% v / v), suivi d&#39;un rinçage avec de l&#39;eau prudent. </li></ol></li></ol> 6. Collecte et Analyse des données <ol><li> Grâce à un lecteur de code à barres, qui identifie automatiquement chaque plateau, enregistrer le nombre de plantes qui ont survécu au traitement ainsi que la biomasse estimée Visuel (VEB). Les plantes sont culEssed comme étant morts si elles ne montrent pas de croissance active indépendamment de la couleur ou d&#39;une autre apparence. <ol><li> Procéder à l&#39;évaluation de trois ou quatre semaines après traitement (WAT) en fonction des herbicides testés (par exemple, pour trois WAT inhibiteurs ACCase et quatre WAT pour des inhibiteurs de l&#39;ALS ou le glyphosate). </li><li> Évaluer l&#39;efficacité générale de traitement en incluant une population sensible (vérifiez S) dans toutes les expériences, à savoir, une population recueillie dans un site qui n&#39;a jamais ou rarement traitées avec des herbicides. </li><li> La survie des plantes Express comme pourcentage du nombre de plantes traitées, compté juste avant le traitement à l&#39;herbicide, et de calculer l&#39;erreur standard (SE) par valeur moyenne (valeur des deux répétitions signifie). </li><li> Le VEB est obtenue par une comparaison visuelle de la biomasse végétale entre les traités et le contrôle de la même population 25, 28 non-traitées. Une note, allant de 10 pour les plantes ne sont pas affectées par l&#39;herbicide (par rapport au chèque non-traitée) à 0 quandles plantes sont bien morts, est remis à chaque bac traité. </li></ol></li><li> populations attribuent à quatre catégories basées sur les résultats obtenus à partir de traitements avec deux doses d&#39;herbicides: S lorsque moins de 5% des plantes ont survécu à l&#39;1x doses d&#39;herbicide, SR où les survivants ont varié de 5% à 20% à 1x doses d&#39;herbicides, R Lorsque plus 20% des plantes ont survécu aux 1x doses d&#39;herbicides et RR où les survivants sont plus de 20% à la dose d&#39;herbicide 1x et plus de 10% à la dose d&#39;herbicide 3x 17. </li></ol>

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Sci. 69 (2), 200-208 (2013).</li><li>Scarabel, L., Panozzo, S., Savoia, W., Sattin, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Target-site+ACCase-resistant+Johnsongrass+(Sorghum+halepense).+selected+in+summer+dicot+crops.">Target-site ACCase-resistant Johnsongrass (Sorghum halepense). selected in summer dicot crops.</a> Weed Technol. 28 (2), 307-315 (2014).</li><li>Hess, M., Barralis, H., Bleiholder, H., Buhur, L., Eggers, T., Hack, H., Strauss, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+the+extended+BBCH+scale+-+general+for+the+description+of+the+growth+stages+of+mono-+and+dicotyledonous+weed+species.">Use of the extended BBCH scale - general for the description of the growth stages of mono- and dicotyledonous weed species.</a> Weed Res. 37 (6), 433-441 (1997).</li><li>Collavo, A., Sattin, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=First+glyphosate-resistant+Lolium.+spp.+biotypes+found+in+a+European+annual+arable+cropping+system+also+affected+by+ACCase+and+ALS+resistance.">First glyphosate-resistant Lolium. spp. biotypes found in a European annual arable cropping system also affected by ACCase and ALS resistance.</a> Weed Res. 54 (4), 325-334 (2014).</li><li>Scarabel, L., Cenghialta, C., Manuello, D., Sattin, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monitoring+and+management+of+imidazolinone-resistant+red+rice+(Oryza+sativa.+L.,+var.+sylvatica.)+in+Clearfield&#174;+Italian+paddy+rice.">Monitoring and management of imidazolinone-resistant red rice (Oryza sativa. L., var. sylvatica.) in Clearfield&#174; Italian paddy rice.</a> Agronomy. 2 (4), 371-383 (2012).</li><li>Zelaya, I. A., Anderson, J. A. H., Owen, M. D. K., Landes, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+spectrophotometric+and+HPLC+methods+for+shikimic+acid+determination+in+plants:+Models+in+glyphosate-resistant+and-susceptible+crops.">Evaluation of spectrophotometric and HPLC methods for shikimic acid determination in plants: Models in glyphosate-resistant and-susceptible crops.</a> J. Agric. Food Chem. 59 (6), 2202-2212 (2011).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

Plusieurs étapes dans les protocoles sont essentiels pour une évaluation réussie de la résistance aux herbicides dans une population: 1) les graines doivent être prélevés à maturité à partir de plantes qui avaient survécu au traitement (s) de l&#39;herbicide. Maturation des graines sur la plante mère est cruciale pour éviter des difficultés dans la germination des graines plus tard; 2) la bonne conservation des semences est recommandé d&#39;éviter la prolifération de moisissures qui pourraient empêcher...

<html> Les herbicides sont la mesure de contrôle des mauvaises herbes les plus largement utilisés, ce qui représente jusqu&#39;à 50% du marché de la protection mondiale des plantes 1. Ils sont des outils relativement bon marché, éviter les pratiques de la culture des sols main-d&#39;œuvre et de temps, et, finalement, aboutir à une production rentable, sûre et rentable alimentaire 2. Cependant, la grande phénologique et la variabilité génétique présente chez de nombreuses espèces de mauvaises herbes, avec une sur-dépendance sur l&#39;utilisation d&#39;herbicides, se traduit souvent par la sélection des populations de mauvaises herbes résistantes aux herbicides. L&#39;introduction d&#39;herbicides sélectifs avec une cible métabolique très spécifique 3-5 a considérablement augmenté le nombre de cas de résistance au fil des ans. À ce jour, 240 espèces de mauvaises herbes dicotylédones (140 et 100 monocotylédones) à travers le monde ont développé une résistance aux différents sites d&#39;herbicides d&#39;action (SoA) 4. Ceci est une préoccupation majeure pour la gestion des mauvaises herbes et plus généralement pour la production agricole durable. e_content &quot;&gt; La détection précoce de la résistance, basée sur des tests fiables, fréquemment exécutées dans une serre, est une étape clé pour gérer les mauvaises herbes résistantes aux herbicides. Différentes approches ont été développées selon les objectifs, le niveau de précision, le temps et les ressources disponibles nécessaires, comme ainsi que les espèces de mauvaises herbes considérées 6-12. Toutefois, lorsque la confirmation du statut de la résistance d&#39;un nouveau biotype des mauvaises herbes est nécessaire (par exemple, un groupe d&#39;individus qui partagent plusieurs caractéristiques physiologiques, y compris la capacité de survivre un ou plusieurs herbicides appartenant à un groupe particulier est utilisé à une dose qui, normalement, les contrôler), un dosage biologique robuste de la plante entière doit être effectuée dans un environnement contrôlé 4, 11. Un biotype est rarement résistant à un seul herbicide. Chaque biotype est donc caractérisé par un profil de résistance certaine, à savoir, le nombre et le type de SoA des herbicides, il est résistant à, et par une résistance donnéeà chaque niveau 13 herbicide. La détermination précoce et fiable de la tendance de fond ou une résistance multiple 5, 14 est important pour la gestion de la résistance sur le terrain. Il est à noter que la résistance aux herbicides n&#39;a rien à voir avec la tolérance naturelle que certains présentent des espèces de mauvaises herbes à certains herbicides, par exemple, les espèces de dicotylédones vs herbicides ACCase inhibant, espèces monocotylédones vs 2,4-D, Equisetum arvense vs. glyphosate. Cet article présente une approche robuste pour tester biotypes résistants aux herbicides putative échantillonnés dans des domaines où un mauvais contrôle par l&#39;herbicide (s) avait été signalée. Variantes pertinentes aux protocoles standards en ce qui concerne les espèces de mauvaises herbes impliqués sont présentés. Les avantages par rapport à d&#39;autres techniques / protocoles basés soit sur ​​des essais biologiques de la plante entière à l&#39;aide de seulement une dose d&#39;herbicide 15, ou le traitement des graines dans des boîtes de Pétri 8 sont liés à la Reliab ultérieureilité et la possibilité de déduire le niveau de résistance en raison de l&#39;inclusion de deux doses d&#39;herbicides dans les expériences. Cependant, pour les tests de résistance de routine, les mêmes méthodes peuvent être appliquées à une seule dose d&#39;herbicide, réduisant ainsi les coûts. En plus de permettre la confirmation du statut de la résistance, l&#39;information obtenue peut être utilisée à la fois pour optimiser les étapes de recherche suivants et / ou concevoir des stratégies de gestion de la résistance sonores.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Paper bags</td>
			<td>Celcar SAS</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic dishes</td>
			<td>ISI plast S.p.A.</td>
			<td>SO600</td>
			<td>Transparent plastic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sulfuric acid 95-98%</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>320501</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Non-woven fabric</td>
			<td>Carretta Tessitura</td>
			<td>Art.TNT17</td>
			<td>Weight&#160; 17 gr m-&#178;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chloroform &#62;99.5%</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C2432</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agar</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A1296</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium nitrate &#62;99.0%</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P8394</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic containers</td>
			<td>Giganplast</td>
			<td>1875/M</td>
			<td>600 x 400 x 110 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic trays</td>
			<td>Piber plast</td>
			<td>G1210A</td>
			<td>325 x 265 x 95 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polystyrene trays</td>
			<td>Plastisavio</td>
			<td>S24</td>
			<td>537x328x72 mm, 24 round cells (6x4)&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Copper sulfate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>451657</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agriperlite</td>
			<td>Blu Agroingross sas</td>
			<td>AGRI100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Peat</td>
			<td>Blu Agroingross sas</td>
			<td>TORBA250</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Germination cabinet</td>
			<td>KW</td>
			<td>W87R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nozzles</td>
			<td>Teejet</td>
			<td>&#160;XR11002-VK, TP11001-VH</td>
			<td>The second type of nozzles are used only for glyphosate</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Barcode generator</td>
			<td>Toshiba TEC</td>
			<td>SX4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Labels with barcode</td>
			<td>Felga</td>
			<td>TT20200</td>
			<td>Stick-in labels with rounded corners</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Barcode reader</td>
			<td>Cipherlab</td>
			<td>8300-L</td>
			<td>Portable data terminal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bench sprayer</td>
			<td>-</td>
			<td>-</td>
			<td>Built in house</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td colspan="2">HERBICIDES INCLUDED IN THE RESULTS:</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Commercial product</td>
			<td>Active ingredient</td>
			<td>Company</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Altorex</td>
			<td>imazamox</td>
			<td>BASF</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Azimut&#160;</td>
			<td>florasulam</td>
			<td>Dow AgroSciences</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biopower</td>
			<td></td>
			<td>Bayer Crop Science</td>
			<td>Surfact to be used with Hussar WG</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dash</td>
			<td></td>
			<td>BASF</td>
			<td>Surfact to be used with Altorex</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Granstar&#160;</td>
			<td>tribenuron-methyl</td>
			<td>Dupont</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gulliver&#160;</td>
			<td>azimsulfuron</td>
			<td>Dupont</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hussar WG&#160;</td>
			<td>iodosulfuron</td>
			<td>Bayer Crop Science</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nominee&#160;</td>
			<td>bispyribac-Na</td>
			<td>Bayer Crop Science</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Roundup</td>
			<td>glyphosate</td>
			<td>Monsanto</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trend</td>
			<td></td>
			<td>Dupont</td>
			<td>Surfact to be used with Granstar and Gulliver</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Viper&#160;</td>
			<td>penoxsulam</td>
			<td>Dow AgroSciences</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Weedone LV4</td>
			<td>2,4-D</td>
			<td>Isagro</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

protocols for robust herbicide resistance testing in different weed species

Robust protocols to test putative herbicide resistant weed populations at whole plant level are essential to confirm the resistance status. The presented protocols, based on whole-plant bioassays performed in a greenhouse, can be readily adapted to a wide range of weed species and herbicides through appropriate variants. Seed samples from plants that survived a field herbicide treatment are collected and stored dry at low temperature until used. Germination methods differ according to weed species and seed dormancy type. Seedlings at similar growth stage are transplanted and maintained in the greenhouse under appropriate conditions until plants have reached the right growth stage for herbicide treatment. Accuracy is required to prepare the herbicide solution to avoid unverifiable mistakes. Other critical steps such as the application volume and spray speed are also evaluated. The advantages of this protocol, compared to others based on whole plant bioassays using one herbicide dose, are related to the higher reliability and the possibility of inferring the resistance level. Quicker and less expensive in vivo or in vitro diagnostic screening tests have been proposed (Petri dish bioassays, spectrophotometric tests), but they provide only qualitative information and their widespread use is hindered by the laborious set-up that some species may require. For routine resistance testing, the proposed whole plant bioassay can be applied at only one herbicide dose, so reducing the costs.

Pour évaluer l&#39;état de résistance d&#39;une population résistante putative, il est fondamental d&#39;inclure un chèque sensibles dans le test afin de vérifier l&#39;efficacité de l&#39;herbicide. Les résultats d&#39;un test de dépistage effectués sur P. populations rhoeas, une mauvaise herbe qui infestent les champs de blé, sont rapportés dans la figure 2, où l&#39;efficacité de quatre herbicides de post-levée sur un chèque sensibles (09-36) et d&#39;une résistante...

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Protocols for Robust Herbicide Resistance Testing in Different Weed Species

A robust and flexible approach to confirm herbicide resistance in weed populations is presented. This protocol allows the herbicide resistance levels to be inferred and applied to a wide range of weed species and herbicides with minor adaptations.

Protocoles pour les essais la résistance aux herbicides robuste chez différentes espèces de mauvaises herbes

Robust protocols to test putative herbicide resistant weed populations at whole plant level are essential to confirm the resistance status. The presented ...

protocols-for-robust-herbicide-resistance-testing-different-weed

Research

JoVE Journal

Environment

14.4K vues.  National Research Council (CNR), Italy. A robust and flexible approach to confirm herbicide resistance in weed populations is presented. This protocol allows the herbicide resistance levels to be inferred and applied to a wide range of weed species and herbicides with minor adaptations.

Vidéo: Protocols for Robust Herbicide Resistance Testing in Different Weed Species

An Optimized Enrichment Technique for the Isolation of Arthrobacter Bacteriophage Species from Soil Sample Isolates

Bacteriophage isolation from environmental samples has been performed for decades using principles set forth by pioneers in microbiology. The isolation of phages infecting Arthrobacter hosts has been limited, perhaps due to the low success rate of many previous isolation techniques, resulting in an underrepresented group of Arthrobacter phages available for study. The enrichment technique described here, unlike many others, uses a filtered extract free of contaminating bacteria as the base for indicator bacteria growth, Arthrobactersp. KY3901, specifically. By first removing soil bacteria the target phages are not hindered by competition with native soil bacteria present in initial soil samples. This enrichment method has resulted in dozens of unique phages from several different soil types and even produced different types of phages from the same enriched soil sample isolate. The use of this procedure can be expanded to most nutrient rich aerobic media for the isolation of phages in a vast diversity of interesting host bacteria.

An Optimized Enrichment Technique for the Isolation of Arthrobacter Bacteriophage Species from Soil Sample Isolates

We present an enrichment protocol for the isolation of bacteriophages infecting bacteria in the Arthrobacter genus. This enrichment protocol produces fast and reproducible results for the isolation and amplification of Arthrobacter phages from soil isolates.

Une technique d&#39;enrichissement Optimisé pour l&#39;isolement de<em&gt; Arthrobacter</em&gt; Bactériophage Espèces de l&#39;échantillon du sol Isole

Bacteriophage isolation from environmental samples has been performed for decades using principles set forth by pioneers in microbiology. The isolation of ...

Recherche

Environnement

Measuring Rates of Herbicide Metabolism in Dicot Weeds with an Excised Leaf Assay

In order to isolate and accurately determine rates of herbicide metabolism in an obligate-outcrossing dicot weed, waterhemp (Amaranthus tuberculatus), we developed an excised leaf assay combined with a vegetative cloning strategy to normalize herbicide uptake and remove translocation as contributing factors in herbicide-resistant (R) and &#8211;sensitive (S) waterhemp populations. Biokinetic analyses of organic pesticides in plants typically include the determination of uptake, translocation (delivery to the target site), metabolic fate, and interactions with the target site. Herbicide metabolism is an important parameter to measure in herbicide-resistant weeds and herbicide-tolerant crops, and is typically accomplished with whole-plant tests using radiolabeled herbicides. However, one difficulty with interpreting biokinetic parameters derived from whole-plant methods is that translocation is often affected by rates of herbicide metabolism, since polar metabolites are usually not mobile within the plant following herbicide detoxification reactions. Advantages of the protocol described in this manuscript include reproducible, accurate, and rapid determination of herbicide degradation rates in R and S populations, a substantial decrease in the amount of radiolabeled herbicide consumed, a large reduction in radiolabeled plant materials requiring further handling and disposal, and the ability to perform radiolabeled herbicide experiments in the lab or growth chamber instead of a greenhouse. As herbicide resistance continues to develop and spread in dicot weed populations worldwide, the excised leaf assay method developed and described herein will provide an invaluable technique for investigating non-target site-based resistance due to enhanced rates of herbicide metabolism and detoxification.

This manuscript describes how herbicide metabolism rates can be effectively quantified with excised leaves from a dicot weed, thereby reducing variability and removing any possible confounding effects of herbicide uptake or translocation typically observed in whole-plant assays.

Mesurer les taux de métabolisme dans l&#39;herbicide Mauvaises herbes dicotylédones avec un dosage excisés Feuille

In order to isolate and accurately determine rates of herbicide metabolism in an obligate-outcrossing dicot weed, waterhemp (Amaranthus tuberculatus), we ...

Potentiodynamic Corrosion Testing

Different metallic materials have different polarization characteristics as dictated by the open circuit potential, breakdown potential, and passivation potential of the material. The detection of these electrochemical parameters identifies the corrosion factors of a material. A reliable and well-functioning corrosion system is required to achieve this.
Corrosion of the samples was achieved via a potentiodynamic polarization technique employing a three-electrode configuration, consisting of reference, counter, and working electrodes. Prior to commencement a baseline potential is obtained. Following the stabilization of the corrosion potential (Ecorr), the applied potential is ramped at a slow rate in the positive direction relative to the reference electrode. The working electrode was a stainless steel screw. The reference electrode was a standard Ag/AgCl. The counter electrode used was a platinum mesh. Having a reliable and well-functioning in vitro corrosion system to test biomaterials provides an in-expensive technique that allows for the systematic characterization of the material by determining the breakdown potential, to further understand the material's response to corrosion. The goal of the protocol is to set up and run an in vitro potentiodynamic corrosion system to analyze pitting corrosion for small metallic medical devices.

Here, we present a protocol to set up and run an in vitro potentiodynamic corrosion system to analyze pitting corrosion for small metallic medical devices.

Potentiodynamique Testing Corrosion

Different metallic materials have different polarization characteristics as dictated by the open circuit potential, breakdown potential, and passivation ...

Protocols for Quantifying Transferable Pesticide Residues in Turfgrass Systems

Plant canopies in established turfgrass systems can intercept an appreciable amount of sprayed pesticides, which can be transferred through various routes onto humans. For this reason, transferable pesticide residue experiments are required for registration and re-registration by the United States Environmental Protection Agency (USEPA). Although such experiments are required, limited specificity is required pertaining to experimental approach. Experimental approaches used to assess pesticide transfer to humans including hand wiping with cotton gloves, modified California roller (moving a roller of known mass over cotton cloth) and soccer ball roll (ball wrapped with sorbent strip) over three treated turfgrass species (creeping bentgrass, hybrid bermudagrass and tall fescue maintained at 0.4, 5 and 9 cm, respectively) are presented. The modified California roller is the most extensively utilized approach to date, and is best suited for use at low mowing heights due to its reproducibility and large sampling area. The soccer ball roll is a less aggressive transfer approach; however, it mimics a very common occurrence in the most popular international sport, and has many implications for nondietary pesticide exposure from hand-to-mouth contact. Additionally, this approach may be adjusted for other athletic activities with limited modification. Hand wiping is the best approach to transfer pesticides at higher mowing heights, as roller-based approaches can lay blades over; however, it is more subjective due to more variable sampling pressure. Utility of these methods across turfgrass species is presented, and additional considerations to conduct transferable pesticide residue research in turfgrass systems are discussed.

Transferable pesticide residue experiments in turfgrass systems are integral components of human risk exposure assessments. Experimental approaches to measure transferable residues should be adjusted to the human interaction of interest and turfgrass system dynamics. Three transferable pesticide residue protocols are presented and the suitability across three turfgrass systems is discussed.

Les protocoles de quantification des résidus de pesticides transférables dans les systèmes gazons

Plant canopies in established turfgrass systems can intercept an appreciable amount of sprayed pesticides, which can be transferred through various routes ...

Dispersion of Nanomaterials in Aqueous Media: Towards Protocol Optimization

The sonication process is commonly used for de-agglomerating and dispersing nanomaterials in aqueous based media, necessary to improve homogeneity and stability of the suspension. In this study, a systematic step-wise approach is carried out to identify optimal sonication conditions in order to achieve a stable dispersion. This approach has been adopted and shown to be suitable for several nanomaterials (cerium oxide, zinc oxide, and carbon nanotubes) dispersed in deionized (DI) water. However, with any change in either the nanomaterial type or dispersing medium, there needs to be optimization of the basic protocol by adjusting various factors such as sonication time, power, and sonicator type as well as temperature rise during the process. The approach records the dispersion process in detail. This is necessary to identify the time points as well as other above-mentioned conditions during the sonication process in which there may be undesirable changes, such as damage to the particle surface thus affecting surface properties. Our goal is to offer a harmonized approach that can control the quality of the final, produced dispersion. Such a guideline is instrumental in ensuring dispersion quality repeatability in the nanoscience community, particularly in the field of nanotoxicology.

Here, we present a step-wise protocol for the dispersion of nanomaterials in aqueous media with real-time characterization to identify the optimal sonication conditions, intensity, and duration for improved stability and uniformity of nanoparticle dispersions without impacting the sample integrity.

Dispersion des nanomatériaux dans les milieux aqueux : vers l’optimisation des protocoles

The sonication process is commonly used for de-agglomerating and dispersing nanomaterials in aqueous based media, necessary to improve homogeneity and ...

RGB and Spectral Root Imaging for Plant Phenotyping and Physiological Research: Experimental Setup and Imaging Protocols

Better understanding of plant root dynamics is essential to improve resource use efficiency of agricultural systems and increase the resistance of crop cultivars against environmental stresses. An experimental protocol is presented for RGB and hyperspectral imaging of root systems. The approach uses rhizoboxes where plants grow in natural soil over a longer time to observe fully developed root systems. Experimental settings are exemplified for assessing rhizobox plants under water stress and studying the role of roots. An RGB imaging setup is described for cheap and quick quantification of root development over time. Hyperspectral imaging improves root segmentation from the soil background compared to RGB color based thresholding. The particular strength of hyperspectral imaging is the acquisition of chemometric information on the root-soil system for functional understanding. This is demonstrated with high resolution water content mapping. Spectral imaging however is more complex in image acquisition, processing and analysis compared to the RGB approach. A combination of both methods can optimize a comprehensive assessment of the root system. Application examples integrating root and aboveground traits are given for the context of plant phenotyping and plant physiological research. Further improvement of root imaging can be obtained by optimizing RGB image quality with better illumination using different light sources and by extension of image analysis methods to infer on root zone properties from spectral data.

An experimental protocol is presented for assessment of soil grown plant root systems with RGB and hyperspectral imaging. Combination of RGB image time series with chemometric information from hyperspectral scans optimizes insights into plant root dynamics.

RVB et l’imagerie spectrale racine pour le phénotypage de l’usine et la recherche en physiologie : montage expérimental et des protocoles d’imagerie

Better understanding of plant root dynamics is essential to improve resource use efficiency of agricultural systems and increase the resistance of crop ...

Ecosystem Fabrication (EcoFAB) Protocols for The Construction of Laboratory Ecosystems Designed to Study Plant-microbe Interactions

Beneficial plant-microbe interactions offer a sustainable biological solution with the potential to boost low-input food and bioenergy production. A better mechanistic understanding of these complex plant-microbe interactions will be crucial to improving plant production as well as performing basic ecological studies investigating plant-soil-microbe interactions. Here, a detailed description for ecosystem fabrication is presented, using widely available 3D printing technologies, to create controlled laboratory habitats (EcoFABs) for mechanistic studies of plant-microbe interactions within specific environmental conditions. Two sizes of EcoFABs are described that are suited for the investigation of microbial interactions with various plant species, including Arabidopsis thaliana, Brachypodium distachyon, and Panicum virgatum. These flow-through devices allow for controlled manipulation and sampling of root microbiomes, root chemistry as well as imaging of root morphology and microbial localization. This protocol includes the details for maintaining sterile conditions inside EcoFABs and mounting independent LED light systems onto EcoFABs. Detailed methods for addition of different forms of media, including soils, sand, and liquid growth media coupled to the characterization of these systems using imaging and metabolomics are described. Together, these systems enable dynamic and detailed investigation of plant and plant-microbial consortia including the manipulation of microbiome composition (including mutants), the monitoring of plant growth, root morphology, exudate composition, and microbial localization under controlled environmental conditions. We anticipate that these detailed protocols will serve as an important starting point for other researchers, ideally helping create standardized experimental systems for investigating plant-microbe interactions.

Ecosystem Fabrication EcoFAB Protocols for The Construction of Laboratory Ecosystems Designed to Study Plant-microbe Interactions

This article describes detailed protocols for ecosystem fabrication of devices (EcoFABs) that enable the studies of plants and plant-microbe interactions in highly controlled laboratory conditions.

Écosystème des protocoles de Fabrication (EcoFAB) pour la Construction des écosystèmes de laboratoire destiné à étudier les Interactions plantes-microorganismes

Beneficial plant-microbe interactions offer a sustainable biological solution with the potential to boost low-input food and bioenergy production. A ...

Composition and Distribution Analysis of Bioaerosols Under Different Environmental Conditions

Variable microorganisms in particulate matter (PM) under different environmental conditions may have significant impacts on human health. In this study, we described a protocol for multiple analyses of the biological compositions in environmental PM. Five experiments are presented: (1) PM number monitoring by using a laser particle counter; (2) PM collection by using a cyclonic aerosol sampler; (3) PM collection by using a high-volume air sampler with filters; (4) culturable microbes collection by the Andersen six-stage sampler; and (5) detection of biological composition of environmental PM by bacterial 16SrDNA and fungal ITS region sequencing. We selected hazy days and a livestock farm as two typical examples of the application in this protocol. In this study, these two sampling methods, cyclonic aerosol sampler and filter sampler, showed different sampling efficiency. The cyclonic aerosol sampler performed much better in terms of collecting bacteria, while these two methods showed the same efficiency in collecting fungi. Filter samplers can work under low temperature conditions while cyclonic aerosol samplers have a sampling limitation for temperature. A solid impacting sampler, such as an Andersen six-stage sampler, can be used to sample bioaerosols directly into the culture medium, which increases the survival rate of culturable microorganisms. However, this method mainly relies on culture while more than 99% of microbes cannot be cultured. DNA extracted from the culturable bacteria collected by the Andersen six-stage sampler and samples collected by cyclonic aerosol sampler and filter sampler were detected by bacterial 16S rDNA and fungal ITS region sequencing.All the methods above may have wide application in many fields of study, such as environmental monitoring and airborne pathogen detection. From these results, we can conclude that these methods can be used under different conditions and may help other researchers further explore the health impacts of environmental bioaerosols.

Understanding the biological composition of environmental particulate matter is important for the study of its significant impacts on human health and disease spread. Here, we used three types of bioaerosol sampling methods and a biological analysis of airborne microbes to better explore airborne microbial communities under different environmental conditions.

Composition et analyse de la Distribution des bioaérosols sous différentes Conditions environnementales

Variable microorganisms in particulate matter (PM) under different environmental conditions may have significant impacts on human health. In this study, ...

Identifying Per- and Polyfluorinated Chemical Species with a Combined Targeted and Non-Targeted-Screening High-Resolution Mass Spectrometry Workflow

Historical and emerging per- and polyfluoroalkyl substances (PFASs) have garnered significant interest from the public and government agencies from the local to federal levels. The continuing evolution of PFAS chemistries presents a challenge to the environmental monitoring, where ongoing development of targeted methods necessarily lags the discovery of new chemical compounds. There is a need, therefore, to have forward-looking methodologies that can detect emerging and unexpected compounds, monitor these species over time, and resolve details of their chemical structure to enable future work in human health. To this end, non-targeted analysis by high-resolution mass spectrometry offers a broad base detection approach that can be combined with almost any sample preparation scheme and provides significant capabilities for compound identification after detection. Herein, we describe a solid-phase extraction (SPE) based sample concentration method tuned for shorter chain and more hydrophilic PFAS chemistries, such as per fluorinated ether acids and sulfonates, and describe analysis of samples prepared in this fashion in both targeted and non-targeted modes. Targeted methods provide superior quantification when reference standards are available but are intrinsically limited to expected compounds when performing analysis. In contrast, a non-targeted approach can identify the presence of unexpected compounds and provide some information about their chemical structure. Information about chemical features can be used to correlate compounds across sample locations and track abundance and occurrence over time.

Here, we present a protocol for the sequential targeted quantification and non-targeted analysis of fluorinated compounds in water by mass spectrometry. This methodology provides quantitative levels of known fluorochemical compounds and identifies unknown chemicals in related samples with semi-quantitative estimates of their abundance.

Identification par- et les espèces chimiques polyfluorés avec un flux de travail combinée spectrométrie de masse à haute résolution ciblée et Non-ciblés-dépistage

Historical and emerging per- and polyfluoroalkyl substances (PFASs) have garnered significant interest from the public and government agencies from the ...

Sampling for Estimating Frankliniella Species Flower Thrips and Orius Species Predators in Field Experiments

The western flower thrips, Frankliniella occidentalis (Pergande), is a polyphagous pest that has been spread worldwide. The extensive use of insecticides in attempts to control its populations eliminates natural enemies and competitor flower thrips species, thereby increasing its populations. An unsustainable situation develops with concomitant resistant pest populations, secondary pest outbreaks, and environmental degradation. Integrated pest management utilizes knowledge of pest and natural enemy relationships to implement tactics that are environmentally friendly and sustainable. Minute pirate bugs are the most important worldwide predators of thrips. They can suppress and ultimately control Frankliniella species flower thrips. Flower samples taken at least weekly are needed to understand predator-prey dynamics. Shown here is the sampling of the flowers of fruiting vegetables and companion plants to estimate the densities of individual thrips and minute pirate bug species. Representative data illustrates how the protocol is used to determine the efficacy of management tactics over time and how to evaluate the benefits of predation by minute pirate bugs. The sampling protocol is similarly adaptable to sampling thrips and minute pirate bugs in other plant species hosts.

Sampling for Estimating Frankliniella Species Flower Thrips and Orius Species Predators in Field Experiments

Presented here is a protocol to determine the number of thrips and minute pirate bug predators in crops over multiple dates in field experiments. Also illustrated is how to determine the efficacy of management tactics against thrips and evaluate the benefits of predation by minute pirate bugs.

Échantillonnage pour estimer les espèces Frankliniella Flower Thrips et Orius Species Predators in Field Experiments

The western flower thrips, Frankliniella occidentalis (Pergande), is a polyphagous pest that has been spread worldwide. The extensive use of insecticides ...