The authors would like to gratefully thank Steffen Lippert, Khalid Aliyev, Korinna J&#246;hrens and Katharina Struecker for their help during this project.

Les animaux ont été maintenus à la Facilité pour la médecine expérimentale (FEM, Charité, Berlin, Allemagne), et tous les protocoles expérimentaux ont été examinées et approuvées par l&#39;Office d&#39;Etat de la Santé et des Affaires locales (LAGeSo, Berlin, Allemagne;. Reg n ° O 0365 / 11). 1. Foie récolte <ol><li> Préparation pré-opératoire <ol><li> Utilisez une plaque de liège pour la fixation. Mettez un drap médicale sur la plaque. En utilisant quatre aiguilles, fixer un masque d&#39;inhalation sur la plaque de liège pour peropératoire inhalation narcose. </li></ol></li><li> Prédisposition du Portail veineuse canule <ol><li> Connecter un cathéter veineux périphérique (G 20) pour un robinet d&#39;arrêt à trois voies. Cathéter veineux doit être coupé obliquement, avec une longueur d&#39;env. 1,5 cm. </li><li> De l&#39;air le système en utilisant une seringue de 10 ml remplie de solution de Ringer. Il est très important de bien désaérer parce embolie gazeuse peut affecter négativement la décellularisation de perfusion. </li></ol></li><li> Prédispositionde la canule artérielle <ol><li> Utilisez une canule papillon et couper l&#39;aiguille à une longueur de 5 mm. Monter un tube de 5 cm (ID 0,58 mm; OD 0,96 mm) à l&#39;aiguille de 5 mm et la fixer avec de la colle. Insérez un tube de 2 cm de long (ID 0,28 mm; OD 0,61 mm) dans le plus grand tube et le fixer avec de la colle. </li><li> Glissez un autre tube sur cette construction comme une butée et le fixer avec de la colle. De l&#39;air de la canule artérielle avec une seringue de 5 ml rempli d&#39;une solution de Ringer. </li></ol></li><li> Anesthésie et l&#39;analgésie <ol><li> Induire une narcose du rat dans la chambre d&#39;induction de l&#39;anesthésie par 3,5% d&#39;isoflurane dans de l&#39;oxygène à un débit de 1,5 L / min. </li><li> Pour assurer une analgésie sécuritaire pendant l&#39;opération, injecter metamizol (100 mg / kg de masse corporelle) et la kétamine à faible dose / médétomidine (10 mg / 0,1 mg par kg de masse corporelle) par voie intrapéritonéale. </li><li> Fournir 1,5% d&#39;isoflurane dans 1 L / min d&#39;oxygène via le masque d&#39;inhalation pour l&#39;entretien ultérieur de l&#39;anesthésie chirurgicale. </li></ol></li><li> Arrangements préopératoires &lt;ol&gt; <li> Raser l&#39;abdomen généreusement avec une cisaille électrique. Humidifier le site de l&#39;incision de l&#39;abdomen rasé de l&#39;éthanol à 70% pour la désinfection. </li><li> Placez l&#39;animal dans la position couchée sur la plaque préparée, insérer la tête dans le masque d&#39;inhalation et de fixer les branches avec du ruban adhésif médical et broches. Enlever l&#39;excès de l&#39;éthanol et de la fourrure avec une compresse de gaze. </li></ol></li><li> Évaluation de l&#39;anesthésie <ol><li> Évaluer la profondeur de l&#39;anesthésie en observant la fréquence respiratoire. Lorsque l&#39;anesthésie semble assez profond (40-60 respirations / min), vérifier si l&#39;analgésie est suffisante en essayant de déclencher le réflexe orteil pincée aide de pinces chirurgicales de pincer la peau entre les orteils des deux membres postérieurs. </li></ol></li><li> Approche abdominale <ol><li> Faire une incision médiane dans la paroi abdominale caudale dessus de la vessie. Couper de ce point à deux arches latérales côtières dans une forme de V. Prenez soin de ne pas couper dans le diaphragme. Tirez sur la paroi abdominale couper sur la poitrine. </li&gt; <li> Fixer la pointe du sternum avec une pince de Overholt, tirez-crânienne et le fixer avec une bande de caoutchouc. Utilisez des cotons-tiges humides d&#39;évacuer l&#39;intestin. Enveloppez l&#39;intestin dans un bandage de gaze humide. En outre, couvrir toutes les marges abdominaux avec une compresse humide. </li></ol></li><li> Préparation du foie <ol><li> Disséquer le ligament falciforme. Utilisez un pansement de gaze humide pour maintenir les lobes du foie médiales et gauche crânialement sous le dôme du diaphragme. Exposer le pédicule hépatique et l&#39;omental lobe du foie supérieure. </li><li> Utilisez deux microforceps et ciseaux à ressort à disséquer soigneusement le ligament attaché au lobe omental supérieure jusqu&#39;à ce que le lobe est mobile. Déplacez le lobe utilisant des cotons-tiges humides sous la compresse de gaze, tenant les lobes médian et gauche en place. </li><li> Après la mobilisation de l&#39;omental lobe hépatique supérieure, déplacer l&#39;estomac vers la gauche. Fixer l&#39;estomac avec une pince et de disséquer l&#39;épiploon mineur avec microforceps et les ciseaux à ressort. </li><li> Mobiliser l&#39;omenta inférieurel de lobe de foie jusqu&#39;à ce qu&#39;il est mobile et se déplacer ensuite le lobe de retour dans sa cavité. Utilisez une pince Backhaus de conserver le duodénum. Déplacez le duodénum vers la gauche pour étirer et exposer le pédicule hépatique. Circonscrire le canal cholédoque dans le ligament hépato étiré. </li><li> On dissèque la voie biliaire principale du tissu adipeux et du pancréas. Couper le canal biliaire 1,5 cm de la bifurcation de la voie biliaire. Disséquer la veine porte du tissu adipeux environnant. Exposer la veine gastro-duodénale. </li><li> Ligaturer la veine gastro deux fois avec de la soie 6-0 et diviser la veine entre les deux ligatures. Disséquer le tronc coeliaque et l&#39;artère hépatique commune du tissu environnant jusqu&#39;à ce que tous rami artérielle sont révélés. </li><li> Libérer l&#39;artère gastro-duodénale du tissu environnant. Attachez l&#39;artère gastro-duodénale deux fois avec de la soie 6-0, avec les liens éloignés les uns des autres. Disséquer l&#39;artère gastro-duodénale entre les deux ligatures. </li><li> Libérer l&#39;artère spléniquedu tissu environnant. Attachez l&#39;artère splénique deux fois avec de la soie 6-0, avec les liens éloignées l&#39;une de l&#39;autre. Disséquer l&#39;artère splénique entre les deux ligatures. </li><li> Libérer l&#39;artère gastrique gauche du tissu environnant. Attachez l&#39;artère gastrique gauche deux fois avec de la soie 6-0, avec les liens éloignés les uns des autres. Disséquer l&#39;artère entre les deux ligatures. </li><li> Circonscrire la veine cave inférieure entre le rein droit et le lobe droit du foie latérale. Disséquer la veine de l&#39;espace rétro-péritonéal. Exposer l&#39;aorte en suivant le tronc cœliaque. </li><li> Disséquer le tissu adipeux rétropéritonéale. Injecter 1,000 IE héparine dans 1 ml de sérum physiologique dans la veine cave inférieure. Rétracter la canule et fermer l&#39;incision avec un tampon de coton. Attendez 1-2 min de l&#39;effet systémique de l&#39;héparine. </li><li> Circonscrire l&#39;aorte avec une pince. Disséquer l&#39;aorte et être exsangue le rat. En outre, disséquer la veine cave inférieure de manière distale depuis le rein. </li></ol></li><li> Portail veineuse Canulation (utilisation de la canule préparé dans la section 1.2) <ol><li> Faire une incision poissons-bouche dans la veine distale. Ouvrez l&#39;incision avec une pince et cathétériser la veine porte. Rincez le foie avec 20 ml de solution de Ringer jusqu&#39;à ce que les décolore hépatiques et fixer la canule avec ligatures (soie 6-0). </li></ol></li><li> Arterial Canulation (utilisation de la canule préparé dans la section 1.3) <ol><li> Disséquer l&#39;aorte au-dessus du tronc cœliaque. Libérer le segment de l&#39;aorte de l&#39;espace rétro-péritonéal. Couper le segment de l&#39;aorte longitudinalement pour générer un correctif aortique. Insérez la canule construit soi-même dans un support statique. </li><li> Utilisez 2 pinces à glisser le patch aortique au cours de la canule. Ligaturer l&#39;artère hépatique avec de la soie 6-0 sur la canule et fixer le patch à la butée. </li></ol></li><li> Foie explantation <ol><li> Ouvrez le diaphragme, faire une incision circulaire et de disséquer le foie contre les structures environnantes. </li></ol></li><li> Stockage <ol><li> Store le foie dans un réservoir de 500 ml stérile rempli de 350 ml de solution de Ringer jusqu&#39;à utilisation. </li></ol></li></ol> 2. détergents Solutions <ol><li> Solution à 10% de Triton X-100 actions <ol><li> Remplissez une bouteille de 1000 ml avec 900 ml d&#39;eau distillée. et ajouter 100 ml de Triton X-100 (99,9%). Utilisation d&#39;un agitateur pour dissoudre le Triton X-100. Remplir la bouteille avec de l&#39;eau distillée. jusqu&#39;à un volume total de 1000 ml soit atteinte. </li></ol></li><li> 1% de Triton X-100 <ol><li> Ajouter 100 ml de la solution mère (10%) pour une bouteille de 1000 ml. Ajouter 900 ml d&#39;eau distillée. et secouer deux fois la bouteille. Filtrer la solution à 1% de Triton X-100 à travers un filtre stérile. </li></ol></li><li> 10% de SDS Stock Solution <ol><li> Remplissez une bouteille de 1000 ml avec 900 ml d&#39;eau distillée. et d&#39;ajouter 66,99 g SDS (99,9%, la densité de 0,67). Utiliser un agitateur pour dissoudre le SDS. Remplir la bouteille avec de l&#39;eau distillée. jusqu&#39;à un volume total de 1000 ml soit atteinte. </li></ol></li><li> 1% de SDS <ol><li> Ajouter 100 ml de la solution mère (10%) à un 1000 ml botTLE. Ajouter 900 ml d&#39;eau distillée. et secouer deux fois la bouteille. Filtrer la solution à 1% de SDS à travers un filtre stérile. </li></ol></li></ol> 3. Décellularisation <ol><li> Set-up de perfusion périphérique <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/53029/53029fig1.jpg" /></li></ol> Figure 1:. Schéma de l&#39;appareil de perfusion pour l&#39;artériopathie sélective et Portal veineuse perfusion des Quatre Rat Livers sous oscillants Conditions de pression (. Modifié depuis Struecker et al 14) <ol><li> Relier le drain à un robinet à trois voies et une extension Heidelberger pour réguler le niveau de remplissage et remplir le réacteur avec 500 ml de NaCl 0,9%. <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/53029/53029fig2.jpg" /></li></ol> Figure 2:. Schéma de la perfusion set-up Lier la chambre de perfusion (1400 cm 3) (1) à l&#39;extrémité distale (4) du piège à bulles (5) via l&#39;accès veineux portal (2) ou via l&#39;ac artérielleprocessus (3). Le piège à bulles (5) doit être équipé d&#39;une obturation (4) à l&#39;extrémité distale et un évent (6). Branchez le piège à bulles (5) à une extension Heidelberger (7). Liez l&#39;extension Heidelberger au segment de pompe (8). En outre, connecter le segment de pompe (8) à un autre poste Heidelberger (9). Insérez la dernière prorogation Heidelberger (9) dans le flacon de solution de détergent (10). Connecter le respirateur (11) à la chambre de perfusion (ou de la distribution de pression dans le cas des perfusions multiples). Pour drainer les fluides de réacteurs, connectez la sortie à la bouteille de déchets (12). <ol><li> Insérez le segment de pompe dans la pompe. Démarrer la pompe pour combler le cycle avec du PBS, fermer l&#39;extrémité distale de la piège à bulles et d&#39;ouvrir l&#39;évent. Lorsque le fond de la bulle est bien couvert avec du PBS (2-3 cm), fermez l&#39;évent et ouvrir l&#39;extrémité distale de la piège à bulles. </li><li> Foie Installation <ol><li> Liez le robinet à trois voies de la canule de la veine à l&#39;accès du réacteur connexe. Connect la canule artérielle à l&#39;accès artériel. Veillez à ce que l&#39;air ne pénètre dans les systèmes. </li></ol></li><li> Application de oscillantes Conditions de pression <ol><li> Utiliser un respirateur avec une fréquence de 15 battements par minute et une amplitude de 26 mbar (min. 4 mbar, max. 30 mbar). Connectez le respirateur à la chambre de répartition de la pression et de relier la chambre du réacteur. Lancement de l&#39;application de la pression. </li></ol></li><li> Protocole de Décellularisation <ol><li> Effectuer les étapes de perfusion avec un débit de 5 ml / min de débit. Lancer la décellularisation de la perfusion du foie avec 1% de Triton X-100 pendant 90 min. Autoriser déchets effluents via la sortie du dispositif de perfusion pour maintenir le niveau du liquide à l&#39;intérieur de la constante de la chambre de perfusion et du foie perfusé. Après 90 min, changer le détergent à 1% de SDS. <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/53029/53029fig3.jpg" /> <img alt="Tableau 1" src="/files/ftp_upload/53029/53029table1.jpg" /></li></ol></li></ol> &lt;p&gt; Figure 3: Protocole de perfusion pour tous les groupes expérimentaux.

<ol>
	<li>Struecker, B., Raschzok, N., Sauer, I. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Liver+support+strategies:+cutting-edge+technologies.">Liver support strategies: cutting-edge technologies.</a> Nat Rev Gastroenterol Hepatol. 11, 166-176 (2014).</li><li>Crapo, P. M., Gilbert, T. W., Badylak, S. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+overview+of+tissue+and+whole+organ+decellularization+processes.">An overview of tissue and whole organ decellularization processes.</a> Biomaterials. 32, 3233-3243 (2011).</li><li>Wang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Decellularized+liver+scaffolds+effectively+support+the+proliferation+and+differentiation+of+mouse+fetal+hepatic+progenitors.">Decellularized liver scaffolds effectively support the proliferation and differentiation of mouse fetal hepatic progenitors.</a> J Biomed Mater Res A. , (2013).</li><li>Uygun, B. 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Part C, Methods. 17, 677-686 (2011).</li><li>De Kock, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simple+and+quick+method+for+whole-liver+decellularization:+a+novel+in+vitro+three-dimensional+bioengineering+tool.">Simple and quick method for whole-liver decellularization: a novel in vitro three-dimensional bioengineering tool.</a> Archives of toxicology. 85, 607-612 (2011).</li><li>Park, K. M., Woo, H. 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Part C, Methods. , (2014).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Bien que la technique présentée pour la récolte de foie de rat et décellularisation est facilement reproductible, il ya certaines étapes critiques à prendre en considération: Lors de la préparation pour la récolte du foie, il est important d&#39;éviter une hémorragie sévère, car il va activer la coagulation du sang et peut conduire à la formation d&#39;un caillot sanguin dans le foie. À notre avis, il est avantageux d&#39;inciser l&#39;aorte abdominale directement devant une c...

Décellularisation et recellularization peuvent permettre la génération d&#39;organes transplantables, fonctionnels in vitro 1. En éliminant les cellules et du matériel antigénique (par ex., ADN, des epitopes a-Gal) à partir d&#39;un organe, la matrice extracellulaire non immunogène ou moins (ECM) peut être obtenu. Cette matrice conserve la microanatomie trois dimensions d&#39;un organe et peut servir de biomatrice idéal pour le repeuplement de cellules d&#39;une autre, l&#39;origine xénogénique peut-être deux. Ainsi, une matrice de foie de rat décellularisé peut être repeuplée avec des cellules de foie humain. Ce micro-foie humanisé pourrait servir de modèle ex vivo pour la recherche sur les maladies (par exemple, des maladies métaboliques. Innées, les maladies virales ou malignes) ou pour les tests pharmaceutique préclinique 3. Plusieurs protocoles différents pour le foie de rat perfusion décellularisation ont déjà été publiés 4-13. Dans tous les protocoles, decellularsation a été réalisée par perfusion de détergents ioniques ou non ioniques alcalins via la veine canulée. Pour le meilleur de nos connaissances, nous étions le premier groupe à signaler rat décellularisation du foie par perfusion sélective via la veine porte et / ou le rat de l&#39;artère hépatique 14. Activation de la perfusion sélective des différents systèmes vasculaires dans le foie peut permettre de meilleurs résultats de décellularisation et, en outre, peut jouer un rôle important dans repeuplement cellulaire. Dans l&#39;étude détaillée ici, foies ont été perfusés dans un dispositif de perfusion exclusive sur mesure, permettant perfusion dans des conditions de pression oscillants. Ces conditions de pression imitent la perfusion respiratoire dépendant physiologique du foie: in situ, le foie se suspend sous la copule de la membrane, dont le mouvement lors de la respiration a un impact direct sur ​​la perfusion du foie. Inspiration conduit spécifiquement à l&#39;abaissement du diaphragme et pressant du foie, en optimisanthépato-veineuse sortie, tandis expiration conduit à l&#39;élévation du foie et de l&#39;abaissement de la pression intra-abdominale d&#39;optimiser afflux portail 15-veineuse. Notre objectif était d&#39;évaluer si oscillant conditions de pression ont un impact sur ​​l&#39;homogénéité de foie de rat perfusion décellularisation en imitant les conditions intra-abdominales ex vivo. L&#39;homogénéité du processus de décellularisation peut être un facteur sous-estimé dans la perfusion décellularisation. Tous les agents connus utilisés pour décellularisation de provoquer des altérations du foie à l&#39;ECM. Les cellules dans les zones mal perfusés restent dans l&#39;ECM, alors que d&#39;autres zones sont déjà complètement décellularisée. Pour dissoudre les cellules restantes, la durée de perfusion ou de pression doivent être élevés, causant plus de modifications dans les zones bien irrigués. Ainsi, les détergents pour décellularisation devraient être distribués de manière homogène au sein de l&#39;organe.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Self built arterial cannula</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#160;Portex Non Sterile Polyethene Tubing</td>
			<td>SIMS Portex</td>
			<td>REF 800/110/100</td>
			<td>0,28mm ID 0,61mm OD</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#160;Portex Non Sterile Polyethene Tubing</td>
			<td>SIMS Portex</td>
			<td>REF 800/110/200</td>
			<td>0,58mm ID 0,96m OD</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Venodrop Safe butterfly catheter</td>
			<td>Fresenius Kabi</td>
			<td>3275851</td>
			<td>21 G</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>portal vein cannula</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Periphereal Venous Catheter</td>
			<td>BD</td>
			<td>393224</td>
			<td>BD Venflon Pro 20G</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>three-way stopcock</td>
			<td>smiths medical</td>
			<td>888-101RE</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton Sticks</td>
			<td>Hecht-Assistent</td>
			<td>4302</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton Pads&#160;</td>
			<td>Shaoxing Zhengde Surgical dressing</td>
			<td>13H118-03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gauze Bandage</td>
			<td>Hubei Haige&#160; Medical Instruments</td>
			<td>14388</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#160;Ringer Solution</td>
			<td>Fresenius Kabi</td>
			<td>13 HKP022</td>
			<td>1000ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10ml Syringe</td>
			<td>Braun</td>
			<td>4606108V</td>
			<td>10ml/ Luer Solo</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5ml Syringe</td>
			<td>Braun</td>
			<td>4606061V</td>
			<td>5ml /Luer Solo</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture (Silk 6/0)</td>
			<td>Resorba</td>
			<td>H1F</td>
			<td>LOT 105001.81</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>medical drape</td>
			<td>Shaoxing Zhengde Surgical dressing</td>
			<td>D0613011</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>surgical instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>needle holder</td>
			<td>Geuder</td>
			<td>17570</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>micro-forceps</td>
			<td>Inox-Electronic</td>
			<td>91150-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>micro-scissors</td>
			<td>Martin</td>
			<td>11-740-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>micro-forceps</td>
			<td>S&#38;T&#160;</td>
			<td>112314</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clamp</td>
			<td>Aesculap</td>
			<td>BH111R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>scissors</td>
			<td>F S T&#160;</td>
			<td>14501-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>surgical forceps</td>
			<td>Aesculap</td>
			<td>BD 557</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Decellularisation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Respirator</td>
			<td>Resmed</td>
			<td>14.24.11.0004</td>
			<td>SmartAIR ST</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Perfusion Device</td>
			<td>Charite, medical engineering laboratory</td>
			<td>custome-made device</td>
			<td>decellularisation device</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>peristaltic pump ismatec reglo ICC</td>
			<td>IDEX</td>
			<td>ISM4408&#160;</td>
			<td>4-channel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>heidelberger extension 75 cm&#160;</td>
			<td>Fresenius Kabi</td>
			<td>2873</td>
			<td>75 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MS/CA pump-segment</td>
			<td>IDEX</td>
			<td>IS 3510&#160;</td>
			<td>MS/CA/click&#39;n&#39;go/POM-C</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CA 2-stopper tube</td>
			<td>Pharmed</td>
			<td>BPT NSF-51</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>bubble trap&#160;</td>
			<td></td>
			<td>custome-made item</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Luer Lock hose connector</td>
			<td>Neolab</td>
			<td>No. 02-1887</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Detergents</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SDS pellets</td>
			<td>Carl Roth&#160;</td>
			<td>CN30.4&#160;</td>
			<td>2,5 kg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton X-100</td>
			<td>Carl Roth&#160;</td>
			<td>3051.1&#160;</td>
			<td>10l</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS&#160;</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>14190-094</td>
			<td>DPBS</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>staining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eosin 1%</td>
			<td>Morphisto</td>
			<td>10177</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mayer hematoxylin</td>
			<td>AppliChem</td>
			<td>A4840</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>gomori staining</td>
			<td>Morphisto</td>
			<td>11104</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AlcainBlue-PAS staining</td>
			<td>Morphisto</td>
			<td>11388</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Direct Red 80&#160;</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>365548</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

procedure for decellularization of rat livers in an oscillating-pressure perfusion device

Decellularization and recellularization of parenchymal organs may enable the generation of functional organs in vitro, and several protocols for rodent liver decellularization have already been published. We aimed to improve the decellularization process by construction of a proprietary perfusion device enabling selective perfusion via the portal vein and/or the hepatic artery. Furthermore, we sought to perform perfusion under oscillating surrounding pressure conditions to improve the homogeneity of decellularization. The homogeneity of perfusion decellularization has been an underestimated factor to date. During decellularization, areas within the organ that are poorly perfused may still contain cells, whereas the extracellular matrix (ECM) in well-perfused areas may already be affected by alkaline detergents. Oscillating pressure changes can mimic the intraabdominal pressure changes that occur during respiration to optimize microperfusion inside the liver. In the study presented here, decellularized rat liver matrices were analyzed by histological staining, DNA content analysis and corrosion casting. Perfusion via the hepatic artery showed more homogenous results than portal venous perfusion did. The application of oscillating pressure conditions improved the effectiveness of perfusion decellularization. Livers perfused via the hepatic artery and under oscillating pressure conditions showed the best results. The presented techniques for liver harvesting, cannulation and perfusion using our proprietary device enable sophisticated perfusion set-ups to improve decellularization and recellularization experiments in rat livers.

L&#39;homogénéité et donc l&#39;efficacité des différents protocoles de décellularisation ont été évalués par observation macroscopique, l&#39;analyse histologique et l&#39;analyse de la teneur en ADN restant à l&#39;intérieur des matrices de foie décellularisés. En outre, la corrosion coulée a été effectuée pour visualiser le microanatomie intacte du foie après décellularisation. Macroscopie Pendant décellularisation, foies deviennent lucent...

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Procedure for Decellularization of Rat Livers in an Oscillating-pressure Perfusion Device

The presented techniques for liver harvesting, cannulation and perfusion using our proprietary device enable sophisticated perfusion set-ups to improve decellularization and recellularization experiments in rat livers.

Procédure pour Décellularisation du Rat Livers dans une perfusion périphérique oscillant de pression

Decellularization and recellularization of parenchymal organs may enable the generation of functional organs in vitro, and several protocols for rodent ...

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