The authors would like to gratefully thank Steffen Lippert, Khalid Aliyev, Korinna J&#246;hrens and Katharina Struecker for their help during this project.

Os animais foram mantidos no Centro de Medicina Experimental (FEM, Charité, de Berlim, Alemanha), e todos os protocolos experimentais foram revistos e aprovados pela Secretaria de Estado da Saúde e Assuntos Locais (LAGeSo, Berlim, Alemanha; Reg. No. 0365 O / 11). Colheita 1. Fígado <ol><li> Preparação pré-cirúrgica <ol><li> Use uma placa de cortiça para fixação. Coloque uma cortina médico sobre a placa. Usando quatro agulhas, fixar uma máscara de inalação na placa de cortiça para narcose intraoperatória inalação. </li></ol></li><li> Prearrangement do Portal venosa cânula <ol><li> Conecte-se um cateter venoso periférico (G 20) a uma torneira de três vias. O cateter venoso deve ser cortado obliquamente, com um comprimento de aprox. 1,5 cm. </li><li> De-ar do sistema usando uma seringa de 10 ml cheia com solução de Ringer. É muito importante para cuidadosamente-air de embolia gasosa, porque pode afetar negativamente o decellularization perfusão. </li></ol></li><li> Prearrangementda cânula arterial <ol><li> Usar uma cânula borboleta e cortar a agulha com um comprimento de 5 mm. Instale um tubo de 5 centímetros (ID 0,58 milímetros; OD 0,96 milímetros) para a agulha 5 mm e corrigi-lo com supercola. Inserir um tubo 2 cm de comprimento (ID 0,28 milímetros; OD 0,61 milímetros) para dentro do tubo maior e corrigi-lo com supercola. </li><li> Deslizamento outro tubo sobre essa construção como um pilar e corrigi-lo com supercola. De-ar da cânula arterial com uma seringa de 5 ml cheio com solução de Ringer. </li></ol></li><li> Anestesia e Analgesia <ol><li> Induzir narcose do rato na câmara de indução da anestesia de 3,5% de isoflurano em oxigénio a um caudal de 1,5 L / min. </li><li> Para assegurar a analgesia segura durante a operação, metamizol injectar (100 mg / kg de massa corporal) e a cetamina em dose baixa / medetomidina (10 mg / 0,1 mg por kg de massa corporal) por via intraperitoneal. </li><li> Fornecer 1,5% de isoflurano em 1 L / min de oxigênio via máscara de inalação para posterior manutenção da anestesia cirúrgica. </li></ol></li><li> Arranjos pré-operatórios &lt;ol&gt; <li> Raspar o abdômen liberalmente com uma máquina de corte elétrica. Humedecer o local da incisão no abdómen rapado com etanol a 70% para desinfecção. </li><li> Colocar o animal em decúbito dorsal sobre a placa preparado, insira a cabeça para dentro da máscara de inalação e corrigir os membros com fita adesiva médica e pinos. Retire o excesso de etanol e de pele com uma compressa de gaze. </li></ol></li><li> Avaliação anestesia <ol><li> Avaliar a profundidade da anestesia, observando a freqüência respiratória. Quando a anestesia parece suficientemente profundo (40-60 respirações / min), verifique se a analgesia é suficiente, tentando provocar o reflexo toe pitada usando uma pinça cirúrgica para comprimir a pele entre os dedos de ambas as patas traseiras. </li></ol></li><li> Abordagem abdominal <ol><li> Adicione uma incisão mediana na parede abdominal caudal acima da bexiga. Cortar a partir deste ponto para ambos os arcos hipocôndrios de uma maneira em forma de V. Tome cuidado para não cortar o diafragma. Puxe a parede abdominal corte sobre o peito. </li&gt; <li> Fixar o xifóide com uma braçadeira Overholt, puxe-cranial e corrigi-lo com um elástico. Use cotonetes molhados para evacuar o intestino. Enrole intestino em uma atadura de gaze molhada. Além disso, cobrir todas as margens abdominais com compressas húmidas. </li></ol></li><li> Preparação fígado <ol><li> Dissecar o ligamento falciforme. Use uma atadura de gaze molhada para manter os lobos hepáticos medial e cranial esquerda sob a cúpula do diafragma. Expor o ligamento hepatoduodenal eo lóbulo do fígado omental superior. </li><li> Use duas micropinças e tesoura primavera para dissecar cuidadosamente o ligamento anexado ao lobo omental superior até que o lobo é móvel. Mova o lobo usando cotonetes molhados sob a compressa de gaze, segurando os lobos medial e deixados no local. </li><li> Depois de mobilização do lóbulo do fígado omental superior, passar do estômago para a esquerda. Fixar o estômago com uma braçadeira e dissecar o omento menor com micropinças e os tesoura primavera. </li><li> Mobilizar a omentos menorl lóbulo do fígado até que ele é móvel e, posteriormente, mover o lobo de volta em sua cavidade. Usar uma braçadeira Backhaus para reter o duodeno. Mover o duodeno para a esquerda para esticar e expor o ligamento hepatoduodenal. Circunscrever o ducto biliar comum no ligamento hepatoduodenal esticado. </li><li> Dissecar o ducto biliar do tecido adiposo e no pâncreas. Corte o ducto biliar 1,5 cm do bifurcação do ducto biliar. Dissecar a veia porta a partir do tecido adiposo circundante. Expor a veia gastroduodenal. </li><li> Ligadura da veia gastroduodenal duas vezes com seda 6-0 e dividir a veia entre as duas ligaduras. Dissecar o tronco celíaco e da artéria hepática comum do tecido circundante até que todos rami arterial são revelados. </li><li> Libertar a artéria gastroduodenal a partir do tecido circundante. Ate a artéria gastroduodenal duas vezes com seda 6-0, com os laços distantes um do outro. Dissecção da artéria gastroduodenal entre as duas ligaduras. </li><li> Libere a artéria esplênicaa partir do tecido circundante. Amarre a artéria esplênica duas vezes com seda 6-0, com os laços distantes uns dos outros. Dissecção da artéria esplênica entre as duas ligaduras. </li><li> Libertar a artéria gástrica esquerda a partir do tecido circundante. Amarre a artéria gástrica esquerda duas vezes com seda 6-0, com os laços distantes uns dos outros. Dissecção da artéria entre as duas ligaduras. </li><li> Circunscrever a veia cava inferior entre o rim direito e no lobo hepático lateral direito. Dissecar a veia do espaço retroperitoneal. Expor a aorta, seguindo o tronco celíaco. </li><li> Dissecar o tecido adiposo retroperitoneal. Injectar 1000 IE de heparina em 1 ml de solução salina na veia cava inferior. Retrair a cânula e fechar a incisão com um algodão. Espera 1-2 min para o efeito sistémico de heparina. </li><li> Circunscrever a aorta com uma pinça. Dissecar a aorta e desangrar o rato. Além disso, dissecar a veia cava inferior distalmente a partir do rim. </li></ol></li><li> Portal venoso Canulação (Use a cânula preparada na secção 1.2) <ol><li> Faça uma incisão na boca peixe na veia portal distal. Abra a incisão com uma pinça e canular a veia porta. Lave o fígado com 20 ml de solução de Ringer até os descolore fígado e fixar a cânula com ligaduras de seda (6-0). </li></ol></li><li> A canulação arterial (Use a cânula preparada no ponto 1.3) <ol><li> Dissecar a aorta acima do tronco celíaco. Libere o segmento de aorta a partir do espaço retroperitoneal. Corte o segmento de aorta longitudinalmente para gerar um remendo aórtico. Insira a cânula auto-construído em um suporte estático. </li><li> Use uma pinça para deslizar 2 a correção da aorta através da cânula. Ligadura da artéria hepática com seda 6-0 sobre a cânula e corrigir o patch no pilar. </li></ol></li><li> Explantation fígado <ol><li> Abra o diafragma, fazer uma incisão circular e dissecar o fígado a partir das estruturas circundantes. </li></ol></li><li> Armazenamento <ol><li> Store o fígado num tanque estéril de 500 ml cheio com 350 ml de solução de Ringer até à sua utilização. </li></ol></li></ol> 2. As soluções de detergentes <ol><li> Solução Triton X-100 estoque 10% <ol><li> Encha uma garrafa de 1000 ml com 900 ml água destilada. e adiciona-se 100 ml de Triton X-100 (99,9%). Usar um agitador para dissolver o Triton X-100. Encha a garrafa com água destilada. até um volume total de 1000 ml foi atingido. </li></ol></li><li> 1% de Triton X-100 <ol><li> Adiciona-se 100 ml da solução de reserva (10%) a um frasco de 1000 ml. Adicionar 900 ml de água destilada. e agitar o frasco duas vezes. Filtra-se a solução a 1% de Triton X-100 através de um filtro estéril. </li></ol></li><li> SDS a 10% da Solução <ol><li> Encha uma garrafa de 1000 ml com 900 ml água destilada. e adicionar 66,99 g de SDS (99,9%, densidade 0,67). Usar um agitador para dissolver o SDS. Encha a garrafa com água destilada. até um volume total de 1000 ml foi atingido. </li></ol></li><li> SDS a 1% <ol><li> Adiciona-se 100 ml da solução de reserva (10%) de um bot de 1000 mlTLE. Adicionar 900 ml de água destilada. e agitar o frasco duas vezes. Filtra-se a solução de SDS a 1%, através de um filtro estéril. </li></ol></li></ol> 3. Decelularização <ol><li> Set-up de Perfusão Dispositivo <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/53029/53029fig1.jpg" /></li></ol> Figura 1:. Esquema do aparelho de perfusão para a Seletiva Arterial e Venoso Portal Perfusão de quatro fígados de rato sob oscilantes Condições Pressão (. Modificado a partir Struecker et al 14) <ol><li> Vincular o dreno para uma torneira de três vias e uma extensão Heidelberger para regular o nível de preenchimento e preencha o reactor com 500 ml de NaCl 0,9%. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/53029/53029fig2.jpg" /></li></ol> Figura 2:. Esquema da perfusão set-up Ligar a câmara de perfusão (1,400 centímetros 3) (1) à extremidade distai (4) do borbulhador (5) através do acesso venoso portal (2) ou por meio da ac arterialcesso (3). O borbulhador (5) deve ser equipado com uma obturação (4), na extremidade distai e uma abertura (6). Ligue o borbulhador (5) para uma extensão de Heidelberger (7). Ligar a extensão Heidelberger para o segmento de bomba (8). Além disso, ligar o segmento de bomba (8) para o outro ramal de Heidelberger (9). Inserir a última extensão Heidelberger (9) para dentro do frasco de detergente (10). Ligue o respirador (11) para a câmara de perfusão (ou para o distribuidor de pressão no caso de múltiplas perfusões). Para drenar os fluidos do reator, conecte a saída para o frasco de resíduos (12). <ol><li> Inserir o segmento de bomba para dentro da bomba. Iniciar a bomba para encher o ciclo com PBS, fechar a extremidade distal do borbulhador e abrir o respiradouro. Quando o fundo da bolha está firmemente coberto com PBS (03/02 centímetros), a fechar a abertura e abrir a extremidade distal do borbulhador. </li><li> Instalação de fígado <ol><li> Ligar a torneira de três vias da cânula da veia porta para o reactor de acesso relacionados. CONECTE da cânula arterial para o acesso arterial. Tenha cuidado para garantir que nenhum ar entra nos sistemas. </li></ol></li><li> Aplicação de oscilantes Condições Pressão <ol><li> Use uma máscara com uma frequência de 15 bpm e uma amplitude de 26 mbar (min. 4 mbar, 30 max. Mbar). Ligue o respirador para a câmara de distribuição de pressão e ligar a câmara ao reactor. Iniciar a aplicação de pressão. </li></ol></li><li> Decelularização Protocolo <ol><li> Execute as etapas de perfusão com um caudal de 5 ml / min. Iniciar a descelularização com a perfusão do fígado com 1% de Triton X-100 durante 90 min. Permitir effluence resíduos através do fluxo de saída do dispositivo de perfusão para manter o nível do fluido no interior da câmara de perfusão e constante sobre o fígado perfundido. Após 90 min, alterar o detergente a 1% de SDS. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/53029/53029fig3.jpg" /> <img alt="Tabela 1" src="/files/ftp_upload/53029/53029table1.jpg" /></li></ol></li></ol> &lt;p&gt; Figura 3: Protocolo de Perfusão para todos os grupos experimentais.

<ol>
	<li>Struecker, B., Raschzok, N., Sauer, I. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Liver+support+strategies:+cutting-edge+technologies.">Liver support strategies: cutting-edge technologies.</a> Nat Rev Gastroenterol Hepatol. 11, 166-176 (2014).</li><li>Crapo, P. M., Gilbert, T. W., Badylak, S. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+overview+of+tissue+and+whole+organ+decellularization+processes.">An overview of tissue and whole organ decellularization processes.</a> Biomaterials. 32, 3233-3243 (2011).</li><li>Wang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Decellularized+liver+scaffolds+effectively+support+the+proliferation+and+differentiation+of+mouse+fetal+hepatic+progenitors.">Decellularized liver scaffolds effectively support the proliferation and differentiation of mouse fetal hepatic progenitors.</a> J Biomed Mater Res A. , (2013).</li><li>Uygun, B. 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M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+whole+organ+decellularization+for+the+generation+of+a+vascularized+liver+organoid.">The use of whole organ decellularization for the generation of a vascularized liver organoid.</a> Hepatology. 53, 604-617 (2011).</li><li>Soto-Gutierrez, A., Wertheim, J. A., Ott, H. C., Gilbert, T. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Perspectives+on+whole-organ+assembly:+moving+toward+transplantation+on+demand.">Perspectives on whole-organ assembly: moving toward transplantation on demand.</a> J Clin Invest. 122, 3817-3823 (2012).</li><li>Soto-Gutierrez, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+whole-organ+regenerative+medicine+approach+for+liver+replacement.">A whole-organ regenerative medicine approach for liver replacement.</a> Tissue engineering. Part C, Methods. 17, 677-686 (2011).</li><li>De Kock, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simple+and+quick+method+for+whole-liver+decellularization:+a+novel+in+vitro+three-dimensional+bioengineering+tool.">Simple and quick method for whole-liver decellularization: a novel in vitro three-dimensional bioengineering tool.</a> Archives of toxicology. 85, 607-612 (2011).</li><li>Park, K. M., Woo, H. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systemic+decellularization+for+multi-organ+scaffolds+in+rats.">Systemic decellularization for multi-organ scaffolds in rats.</a> Transplantation proceedings. 44, 1151-1154 (2012).</li><li>Shirakigawa, N., Ijima, H., Takei, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Decellularized+liver+as+a+practical+scaffold+with+a+vascular+network+template+for+liver+tissue+engineering.">Decellularized liver as a practical scaffold with a vascular network template for liver tissue engineering.</a> J Biosci Bioeng. , (2012).</li><li>Ren, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+two+decellularization+methods+in+the+development+of+a+whole-organ+decellularized+rat+liver+scaffold.">Evaluation of two decellularization methods in the development of a whole-organ decellularized rat liver scaffold.</a> Liver Int. 33, 448-458 (2013).</li><li>Struecker, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+rat+liver+decellularization+by+arterial+perfusion+under+oscillating+pressure+conditions.">Improved rat liver decellularization by arterial perfusion under oscillating pressure conditions.</a> J Tissue Eng Regen Med. , (2014).</li><li>Struecker, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Porcine+Liver+Decellularization+Under+Oscillating+Pressure+Conditions:+A+Technical+Refinement+to+Improve+the+Homogeneity+of+the+Decellularization+Process.">Porcine Liver Decellularization Under Oscillating Pressure Conditions: A Technical Refinement to Improve the Homogeneity of the Decellularization Process.</a> Tissue engineering. Part C, Methods. , (2014).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Embora a técnica apresentada para a colheita de fígado de rato e descelularização é facilmente reprodutível, existem certos passos críticos a serem considerados: Durante a preparação para a colheita do fígado, é importante para evitar o sangramento grave, porque ele vai activar a coagulação do sangue e podem conduzir à formação de coágulos sanguíneos dentro do fígado. Em nossa opinião, é vantajoso entalhar a aorta abdominal directamente antes da canulação da veia porta...

Descelularização e recelularização pode permitir a geração de órgãos funcionais, transplantáveis ​​in vitro 1. Ao remover as células e material antigénico (por exemplo., ADN, epítopos alfa-Gal) de um órgão, a matriz extracelular ou menos não-imunogénico (ECM) pode ser obtido. Esta matriz conserva a microanatomy tridimensional de um órgão e podem servir como a biomatriz ideal para o repovoamento com células de uma origem diferente, possivelmente xenogénico 2. Assim, uma matriz de fígado de rato descelularizado poderia ser repovoada com células de fígado humano. Este micro-fígado humanizado poderia servir como um modelo ex vivo para a pesquisa sobre doenças (por exemplo., Doenças metabólicas, doenças virais inatos ou neoplasias) ou para testes pré-clínicos farmacêutica 3. Vários protocolos diferentes para perfusão de fígado de rato decellularization já foram publicados 4-13. Em todos os protocolos, decellularção foi conseguida por perfusão de detergentes iónicos ou não-iónicos alcalinas através da veia portal canulada. Para o melhor de nosso conhecimento, fomos o primeiro grupo a relatar rato decellularization fígado por perfusão seletiva através da veia portal e / ou o rato artéria hepática 14. Activar a perfusão selectiva dos diferentes sistemas vasculares no fígado pode permitir melhores resultados decelularização e, além disso, podem desempenhar um papel importante no repovoamento celular. No estudo detalhado aqui, fígados foram perfundidos em um dispositivo de perfusão proprietária feitos sob medida, permitindo a perfusão sob condições de pressão oscilantes. Estas condições de pressão imitar a perfusão fisiológica respiratória dependente do fígado: in situ, o fígado paira sob a cópula do diafragma, cujo movimento durante a respiração tem um impacto direto sobre a perfusão hepática. Inspiração conduz especificamente a redução do diafragma e apertando do fígado, optimizandosaída hepato-venoso, enquanto que leva a expiração do fígado elevação e abaixamento da pressão intra-abdominal para optimizar o fluxo venoso portal-15. O nosso objectivo foi avaliar se a condições de pressão oscilante tem um impacto sobre a homogeneidade de fígado de rato descelularização perfusão intra-abdominais, imitando as condições ex vivo. A homogeneidade do processo de descelularização pode ser um fator subestimado na perfusão descelularização. Todos os agentes conhecidos utilizado para a descelularização fígado provocam alterações nas ECM. Células em áreas mal perfundidos permanecer dentro da ECM, ao passo que outras áreas já estão completamente descelularizados. Para se dissolver as células restantes, a duração ou a pressão de perfusão deve ser elevada, fazendo com que mais alterações às áreas bem perfundidos. Assim, detergentes para a descelularização deve ser distribuído de forma homogénea dentro do órgão.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Self built arterial cannula</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#160;Portex Non Sterile Polyethene Tubing</td>
			<td>SIMS Portex</td>
			<td>REF 800/110/100</td>
			<td>0,28mm ID 0,61mm OD</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#160;Portex Non Sterile Polyethene Tubing</td>
			<td>SIMS Portex</td>
			<td>REF 800/110/200</td>
			<td>0,58mm ID 0,96m OD</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Venodrop Safe butterfly catheter</td>
			<td>Fresenius Kabi</td>
			<td>3275851</td>
			<td>21 G</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>portal vein cannula</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Periphereal Venous Catheter</td>
			<td>BD</td>
			<td>393224</td>
			<td>BD Venflon Pro 20G</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>three-way stopcock</td>
			<td>smiths medical</td>
			<td>888-101RE</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton Sticks</td>
			<td>Hecht-Assistent</td>
			<td>4302</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton Pads&#160;</td>
			<td>Shaoxing Zhengde Surgical dressing</td>
			<td>13H118-03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gauze Bandage</td>
			<td>Hubei Haige&#160; Medical Instruments</td>
			<td>14388</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#160;Ringer Solution</td>
			<td>Fresenius Kabi</td>
			<td>13 HKP022</td>
			<td>1000ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10ml Syringe</td>
			<td>Braun</td>
			<td>4606108V</td>
			<td>10ml/ Luer Solo</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5ml Syringe</td>
			<td>Braun</td>
			<td>4606061V</td>
			<td>5ml /Luer Solo</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture (Silk 6/0)</td>
			<td>Resorba</td>
			<td>H1F</td>
			<td>LOT 105001.81</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>medical drape</td>
			<td>Shaoxing Zhengde Surgical dressing</td>
			<td>D0613011</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>surgical instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>needle holder</td>
			<td>Geuder</td>
			<td>17570</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>micro-forceps</td>
			<td>Inox-Electronic</td>
			<td>91150-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>micro-scissors</td>
			<td>Martin</td>
			<td>11-740-11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>micro-forceps</td>
			<td>S&#38;T&#160;</td>
			<td>112314</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clamp</td>
			<td>Aesculap</td>
			<td>BH111R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>scissors</td>
			<td>F S T&#160;</td>
			<td>14501-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>surgical forceps</td>
			<td>Aesculap</td>
			<td>BD 557</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Decellularisation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Respirator</td>
			<td>Resmed</td>
			<td>14.24.11.0004</td>
			<td>SmartAIR ST</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Perfusion Device</td>
			<td>Charite, medical engineering laboratory</td>
			<td>custome-made device</td>
			<td>decellularisation device</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>peristaltic pump ismatec reglo ICC</td>
			<td>IDEX</td>
			<td>ISM4408&#160;</td>
			<td>4-channel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>heidelberger extension 75 cm&#160;</td>
			<td>Fresenius Kabi</td>
			<td>2873</td>
			<td>75 cm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MS/CA pump-segment</td>
			<td>IDEX</td>
			<td>IS 3510&#160;</td>
			<td>MS/CA/click&#39;n&#39;go/POM-C</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CA 2-stopper tube</td>
			<td>Pharmed</td>
			<td>BPT NSF-51</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>bubble trap&#160;</td>
			<td></td>
			<td>custome-made item</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Luer Lock hose connector</td>
			<td>Neolab</td>
			<td>No. 02-1887</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Detergents</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SDS pellets</td>
			<td>Carl Roth&#160;</td>
			<td>CN30.4&#160;</td>
			<td>2,5 kg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton X-100</td>
			<td>Carl Roth&#160;</td>
			<td>3051.1&#160;</td>
			<td>10l</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS&#160;</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>14190-094</td>
			<td>DPBS</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>staining</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eosin 1%</td>
			<td>Morphisto</td>
			<td>10177</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mayer hematoxylin</td>
			<td>AppliChem</td>
			<td>A4840</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>gomori staining</td>
			<td>Morphisto</td>
			<td>11104</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AlcainBlue-PAS staining</td>
			<td>Morphisto</td>
			<td>11388</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Direct Red 80&#160;</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>365548</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

procedure for decellularization of rat livers in an oscillating-pressure perfusion device

Decellularization and recellularization of parenchymal organs may enable the generation of functional organs in vitro, and several protocols for rodent liver decellularization have already been published. We aimed to improve the decellularization process by construction of a proprietary perfusion device enabling selective perfusion via the portal vein and/or the hepatic artery. Furthermore, we sought to perform perfusion under oscillating surrounding pressure conditions to improve the homogeneity of decellularization. The homogeneity of perfusion decellularization has been an underestimated factor to date. During decellularization, areas within the organ that are poorly perfused may still contain cells, whereas the extracellular matrix (ECM) in well-perfused areas may already be affected by alkaline detergents. Oscillating pressure changes can mimic the intraabdominal pressure changes that occur during respiration to optimize microperfusion inside the liver. In the study presented here, decellularized rat liver matrices were analyzed by histological staining, DNA content analysis and corrosion casting. Perfusion via the hepatic artery showed more homogenous results than portal venous perfusion did. The application of oscillating pressure conditions improved the effectiveness of perfusion decellularization. Livers perfused via the hepatic artery and under oscillating pressure conditions showed the best results. The presented techniques for liver harvesting, cannulation and perfusion using our proprietary device enable sophisticated perfusion set-ups to improve decellularization and recellularization experiments in rat livers.

A homogeneidade e, assim, a eficácia de diferentes protocolos de decelularização foram avaliadas por observação macroscópica, análise histológica e análise do conteúdo de ADN permanecendo dentro do fígado descelularizados matrizes. Além disso, a carcaça corrosão foi realizada para visualizar a microanatomia intacta de fígados após a descelularização. Macroscopia Durante decellularization, fígados tornar Lucent, indicando a remoção de conteúd...

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Procedure for Decellularization of Rat Livers in an Oscillating-pressure Perfusion Device

The presented techniques for liver harvesting, cannulation and perfusion using our proprietary device enable sophisticated perfusion set-ups to improve decellularization and recellularization experiments in rat livers.

Procedimento para Decelularização de fígados de rato em uma Perfusão dispositivo oscilante pressão

Decellularization and recellularization of parenchymal organs may enable the generation of functional organs in vitro, and several protocols for rodent ...

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