Le cancer du sein est le cancer le plus répandu et la deuxième cause de décès lié au cancer chez les femmes aux États-Unis. Les approches de prévention actuelles sont limitées et s’accompagnent d’une variété d’effets secondaires indésirables. De nouvelles interventions de prévention primaire sont nécessaires. Nous avons développé une méthode d’administration intracanalaire d’une solution ablative à base d’éthanol à l’épithélium mammaire de la souris pour la prévention du cancer du sein.
L’injection directement dans l’ouverture du mamelon permet de cibler les cellules épithéliales qui tapissent l’arbre canalaire avec un minimum de dommages tissulaires collatéraux. Cette méthode permet une imagerie in vivo simultanée en utilisant des nanoparticules d’oxyde de tantale comme agent de contraste à haute résolution. Cette méthode peut être adaptée pour être utilisée avec d’autres agents de contraste aux rayons X et divers traitements préventifs avec différentes solutions ablatives chimiques ou thermiques.
La première étape de cette méthode de prévention du cancer du sein guidée par l’image consiste à induire un traitement anti-inflammatoire prolongé par dosage oral de carprofène à l’aide de gobelets en gel de sucralose préparés en laboratoire. Nous préparons l’animal en utilisant une crème dépilatoire pour enlever la fourrure de la zone entourant les mamelons à injecter. Ensuite, les injections intracanalaires sont effectuées à l’aide d’un stéréoscope pour localiser et visualiser au mieux l’ouverture du mamelon pour l’insertion de l’aiguille.
Après l’administration de la solution, les animaux sont photographiés par micro-tomodensitométrie ou fluoroscopie pour déterminer le succès des injections. Les micro-tomodensitogrammes peuvent être traités pour créer des reconstructions 3D de l’arbre canalaire mammaire injecté pour une analyse plus approfondie du remplissage réussi et d’autres mesures. Tout d’abord, préparez le carprofène à la concentration requise.
Nous fabriquons une solution de travail de deux mg par mL pour injecter 0,5 mL et obtenir une dose finale d’un mg par tasse. Vous pouvez ajouter un colorant alimentaire stérile au mélange pour mieux confirmer le mélange complet du médicament dans le sucralose de la tasse. Ensuite, placez les tasses dans un bain-marie à 60 degrés Celsius pendant 15 minutes.
Retirez les gobelets et séchez-les pour minimiser les risques de contamination. Utilisez des lingettes à 70% d’éthanol ou d’éthanol pour nettoyer la surface du couvercle de la tasse et laisser sécher. Utilisez une seringue pour injecter la quantité nécessaire de solution de carprofène à travers le couvercle.
Dans ce cas, nous devons injecter 500 microlitres pour le résultat souhaité. Placez un autocollant sur le trou de l’aiguille et secouez la tasse pendant 15 secondes avant de tourbillonner pendant 15 secondes supplémentaires. Vérifiez la tasse pour un mélange homogène en recherchant des touffes de bleu foncé.
Les gobelets peuvent ensuite être réfrigérés jusqu’à un mois. La préparation de l’animal doit avoir lieu deux à trois jours avant la procédure intracanalaire. Commencez par anesthésier l’animal à l’aide d’isoflurane.
Transférer la souris anesthésiée à un cône de nez qui continue à délivrer de l’isoflurane. Appliquez du lubrifiant pour les yeux sur la souris au niveau du cône du nez, puis positionnez la souris sur le dos. Utilisez un applicateur à pointe de coton pour appliquer une crème dépilatoire sur la zone des glandes mammaires que vous prévoyez d’injecter.
Frottez l’applicateur de haut en bas sur la peau de l’animal dans la zone souhaitée pour aider à un relâchement plus rapide de la fourrure. Il est important de laisser la crème sur la souris le moins de temps possible pour éviter de brûler la peau. Après 10 à 30 secondes d’application, utilisez de l’eau tiède sur de la gaze pour retirer complètement la crème.
Utilisez deux à quatre rinçages pour assurer l’élimination complète avant de sécher la peau avec de la gaze propre. Vérifiez les zones d’enlèvement de la fourrure pour confirmer une bonne visibilité et un bon accès aux mamelons. Répétez la procédure dépilatoire si nécessaire.
Placez la souris dans une cage de récupération propre sur un coussin chauffant pour récupérer de l’anesthésie. Donnez une tasse de carprofène pour préparer les souris dans leur cage à la maison après la récupération. Vous commencerez à nouveau par anesthésier l’animal à l’aide d’une anesthésie à l’isoflurane et déplacerez la souris vers un cône de nez une fois qu’il aura été complètement induit.
Le lubrifiant pour les yeux sera appliqué avant de placer l’animal sur son dos pour des injections. Il peut être utile de scotcher les jambes près des glandes mammaires qui seront injectées, mais ce n’est pas nécessaire. Préparez la seringue avec le volume souhaité de solution injectable plus un microlitre au cas où certains se répandraient après le retrait de l’aiguille.
Il peut être utile de remplir avec un volume supplémentaire pour tester l’aiguille pour la libre circulation de la solution immédiatement avant l’injection. Si vous injectez plus d’une glande mammaire, il peut gagner du temps pour préremplir plusieurs seringues si disponible. Veillez à ne pas le faire trop tôt si la solution est sujette à se boucher lorsqu’elle est laissée assise.
Préparez le mamelon en enlevant toute peau morte visible à l’aide d’une pince à pointe fine si possible. Il n’est pas nécessaire d’enlever toutes les peaux mortes si elles ne bloquent pas l’ouverture du mamelon et si elles résistent au tiraillement. Cela peut parfois causer des blessures et un gonflement du mamelon si la peau morte est fixée à la peau vivante trop étroitement.
Avec le biseau de l’aiguille visible, insérez l’aiguille dans l’ouverture du mamelon avec l’aide de la pince à pointe fine. Selon la longueur et la fermeté du mamelon, il n’est pas toujours possible de tenir le mamelon tout en guidant dans l’aiguille. Il est parfois nécessaire de manœuvrer le mamelon avec l’aiguille pour permettre à la pince de tirer le mamelon vers le haut sur l’aiguille plutôt que de guider l’aiguille vers le bas dans le mamelon.
Une fois que le biseau de l’aiguille est complètement entouré par le mamelon et dans le canal principal, commencez à injecter lentement la solution. Le débit souhaité est d’environ 40 microlitres par minute. Évitez d’injecter plus rapidement que cela pour éviter d’éventuels dommages à l’arbre canalaire.
Après l’injection complète, attendez 30 secondes avant de retirer l’aiguille du mamelon avec l’aide de la pince. Cela minimisera toute fuite du mamelon. Évaluez la zone pour détecter tout signe d’échec de l’injection.
Une apparence en forme de dôme peut indiquer une injection de coussinet adipeux ou un traumatisme dans la région. Il est souvent possible de voir qu’une injection dans le coussinet adipeux se produit si la solution contient du colorant ou si vous recherchez attentivement le dôme au site d’injection, comme on peut le voir ici. Procédez à l’injection des glandes mammaires restantes nécessaires à votre expérience de la même manière, en notant les volumes d’injection et toute incidence de fuite.
Certaines zones de la souris peuvent être plus difficiles à injecter en raison de problèmes tels que le placement maladroit de la main ou des interférences respiratoires. Par exemple, un injecteur droitier aura probablement le plus de mal à injecter les glandes sur le côté supérieur droit de la souris vu ici. Ceux-ci se déplacent davantage en raison de la proximité des poumons et il peut être difficile de trouver un bon placement de la main avec le corps de l’animal dans la façon de reposer le poignet sur la surface.
Certains peuvent trouver plus facile de repositionner la souris si le cône de nez le permet. Lors de l’injection d’une solution contenant de l’éthanol, il faut veiller à éviter l’intoxication alcoolique systémique. Cela nécessite de savoir combien d’éthanol peut être injecté en une seule séance et d’administrer une solution contenant du saccharose IP pendant la procédure pour contrer les effets.
Après la procédure intracanalaire, les animaux peuvent être récupérés dans une cage propre sur un coussin chauffant ou déplacés vers le système de micro-tomodensitométrie pour l’imagerie des arbres canalaires remplis. La souris doit également être récupérée après toute séance d’imagerie. Après avoir déplacé l’animal injecté vers le système de micro-tomodensitométrie, continuer à administrer de l’isoflurane pour maintenir l’anesthésie pendant l’imagerie.
Il peut être utile de normaliser la position de l’imagerie en scotchant les jambes près du site à imager. Par exemple, scotcher les pattes postérieures vers le bas dans une position étendue peut empêcher l’os des jambes d’empêcher la vue des glandes injectées. Scotcher les pattes avant dans une position étendue vers le haut peut également aider à visualiser les glandes supérieures.
Nous avons également constaté que le ruban adhésif sur l’abdomen de la souris peut aider à réduire l’artefact respiratoire pour les glandes inférieures. Il existe de nombreux paramètres de balayage acceptables pour la visualisation de l’arbre canalaire. Il faut toujours veiller à ce que la dose de rayonnement résultant de ces scans ne dépasse pas les limites de rayonnement pour une souche donnée de souris.
Le dosage des rayonnements peut être considérablement réduit en visualisant la fluoroscopie et en notant le succès de la livraison plutôt que d’acquérir des images avec des temps d’exposition plus longs. Nos paramètres de balayage standard sont acceptables pour l’imagerie répétée si vous n’acquérez que de courts scans standard de deux minutes. Des scans plus longs à plus haute résolution jusqu’à 14 minutes sont acceptables comme procédure terminale avant l’euthanasie.
Ces scans plus longs ne sont pas acceptables pour les études longitudinales car ils peuvent causer le mal des radiations chez l’animal. Cet animal a été injecté avec une solution d’éthanol contenant 100 millimolaires d’oxyde de tantale de contraste dans les glandes quatre et neuf. L’acquisition actuelle est un balayage haute résolution de 14 minutes des glandes inférieures injectées.
La fluoroscopie de l’animal nous permet de voir l’architecture de l’arbre canalaire mise en évidence par le contraste au sein de la solution injectable. Le système de micro-tomodensitométrie que nous utilisons dispose d’un logiciel intégré qui permet de créer des rendus rapides pour évaluer le succès de l’injection sans analyse formelle. Cette fonction dispose d’un simple curseur de contraste qui permet une réduction raisonnable du signal au bruit.
La limitation de ces rendus est que les mêmes seuils de signal sont appliqués à l’ensemble de l’image. Cela permet aux signaux lumineux qui ne font clairement pas partie de l’arbre canalaire, tels que le fer dans l’alimentation, de rester dans le rendu. De meilleurs rendus formels peuvent être réalisés à l’aide d’un logiciel d’analyse plus sophistiqué qui permet de segmenter la zone d’intérêt.
Pour obtenir le meilleur rendu de l’arbre canalaire unique, nous vous recommandons de segmenter le tampon adipeux mammaire pour un traitement d’image ultérieur. Ce processus nécessite de tracer les limites du coussinet de graisse sur toute l’épaisseur de l’animal. Nous avons constaté que le traçage d’une tranche sur trois et la propagation de l’objet sont suffisants pour capturer l’intégralité du conduit.
Il peut s’agir d’un processus subjectif, qui nécessite le respect des normes de laboratoire pour le traçage afin d’assurer un résultat similaire de toutes les personnes analysant les scans. La familiarité avec l’anatomie peut aider à faire preuve de jugement sur les domaines à inclure. Après avoir propagé les traces, il est alors possible de seuilr le rendu dans une certaine plage pour n’afficher que le contraste contenu dans la glande mammaire.
Cela devrait être la solution à l’intérieur de l’arbre canalaire, ainsi que toute fuite dans le voisinage immédiat. Une plage de 300 à 3 000 HU a tendance à bien fonctionner dans le cas des solutions contenant de l’oxyde de tantale. Un exemple de rendu entièrement traité peut être vu ici sous plusieurs aspects.
Selon la façon dont l’animal est orienté dans le micro-CT, il peut être nécessaire de réorienter les fichiers DICOM dans le logiciel d’analyse pour représenter un positionnement anatomique intuitif avec la tête de l’animal en haut de l’image. Il peut également être difficile de déterminer quelle glande est visualisée si vous ne prenez pas soin de faire pivoter l’image de la même manière à chaque fois. D’autres mesures telles que le volume ou la longueur peuvent être effectuées une fois que vous avez créé une reconstruction de l’arbre canalaire.
La validation d’une livraison réussie grâce à cette procédure peut être démontrée non seulement par des rendus micro-CT 3D tels que décrits ici, mais également par des supports entiers à double coloration avec du bleu Evans injecté chevauchant tout l’arbre canalaire mis en évidence avec de l’alun de carmin. La microscopie confocale 3D peut mettre en évidence l’architecture de l’arbre canalaire dans une glande dégagée colorée à l’e-cadhérine. La variabilité et l’anatomie du mamelon de souche à souche et de souris à souris peuvent rendre plus ou moins difficile l’injection de glandes.
Ceci est un exemple d’un mamelon idéal pour l’injection avec un profil élevé pour faciliter la préhension. Les mamelons avec des profils plus bas, comme celui-ci, peuvent être plus difficiles à canuler avec succès. Ces différences peuvent le rendre plus susceptible d’obtenir une injection réussie sans traumatisme ou dôme comme on le voit ici ou plus susceptible d’échouer comme le montre l’apparence bombée de cette injection de coussinet adipeux.
En ce qui concerne la prévention du cancer du sein, deux tactiques principales sont actuellement utilisées. La première, l’attente vigilante, n’implique aucune véritable intervention. Les personnes qui suivent cette voie sont régulièrement surveillées pour détecter toute masse dans leur tissu mammaire qui indiquerait la formation d’un cancer.
La détection de la maladie déclencherait alors un traitement. La mastectomie prophylactique est une procédure plus invasive qui élimine toutes les cellules épithéliales à partir desquelles le cancer du sein peut survenir avec le stroma environnant. Cette chirurgie peut avoir des effets secondaires indésirables graves et est rarement choisie comme option prophylactique pour les personnes présentant un risque faible ou modéré de maladie.
Notre approche implique une ablation épithéliale locale par injection d’une solution ablative directement dans l’arbre canalaire mammaire. Cette méthode réduit les dommages collatéraux et serait probablement une option plus attrayante pour les personnes qui ne courent pas un risque grave de maladie. L’ajout de contraste pour l’imagerie immédiate après l’injection rend également cela facilement traduisible à la clinique.
