Ces travaux ont été soutenus par la Royal Melbourne Hospital Neuroscience Foundation (A2087).

Cette étude a été approuvée par le Comité d’éthique animale de Florey (Université de Melbourne, n° 22-025UM) conformément au code australien pour le soin et l’utilisation des animaux à des fins scientifiques. Des souris mâles C57BL/6 (8 semaines), obtenues auprès de l’Animal Resources Centre (Australie), ont été utilisées pour la présente étude.
1. Conception et fabrication de Headstage
REMARQUE : La carte PCB Headstage est une carte compacte à quatre couches de 14 mm x 12 mm conçue pour être placée directement sur la tête de l’animal. Il utilise une puce d’amplification commerciale (voir la table des matériaux), et tous les fichiers de conception et Gerber sont disponibles en ligne (lien GitHub : https://github.com/dechuansun/Intan-headstage/tree/main/pcbway).
<ol><li>Fournir les spécifications suivantes au fabricant : Épaisseur du panneau : 0,6 mm ; Suivi/espacement minimum : 4 mils ; Taille minimale du trou : 0,2 mm.</li>
	<li>Pendant le processus d’assemblage du PCB, suivez cet ordre :<ol><li>Soudez la puce de l’amplificateur sur la carte à l’aide d’un pistolet à air chaud réglé à 350 °C.</li>
		<li>Souder les composants passifs.</li>
		<li>Soudez le connecteur SPI et le connecteur de l’électrode (voir tableau des matériaux).</li>
	</ol></li>
	<li>Inspectez la soudure au microscope pour l’assurance qualité. Fixez le connecteur SPI en place à l’aide d’époxy pour plus de stabilité.</li>
	<li>Utilisez un logiciel d’enregistrement tiers et une carte de contrôle (voir le tableau des matériaux) pour l’acquisition du signal. Reportez-vous au guide d’utilisation du logiciel pour obtenir des instructions détaillées.</li>
	<li>La scène parasite conçue prend en charge 8 canaux. Dans le logiciel, activez les canaux 8, 9, 12, 13, 20, 21, 22 et 23 pour l’enregistrement.</li>
</ol>2. Fabrication d’électrodes
<ol><li>Coupez les fils de tungstène recouverts de PFA (voir le tableau des matériaux) à des longueurs spécifiques pour différents types d’électrodes : électrode du cortex préfrontal (12 mm), électrode de l’hippocampe (10 mm) et électrode de terre (6 mm).</li>
	<li>Coupez le tube en laiton (voir tableau des matériaux) en segments de 3 mm.</li>
	<li>Retirez 2 mm de revêtement à l’extrémité de chaque fil à l’aide d’un briquet, puis soudez solidement le fil de l’électrode au tube en laiton. Le tube en laiton a un diamètre intérieur de 0,45 mm et un diamètre extérieur de 0,60 mm.</li>
	<li>Pour l’électrode de terre, soudez une vis en acier inoxydable M1.2 (voir tableau des matériaux) à l’électrode. Appliquez un flux à base d’acide phosphorique sur la vis pour améliorer la soudure. Après la soudure, nettoyez la vis avec de l’alcool. REMARQUE : Portez des gants pour vous protéger pendant le processus de soudage.</li>
</ol>3. Intervention chirurgicale
<ol><li>Anesthésie la souris dans une chambre d’anesthésie avec 3 % d’isoflurane et un débit d’oxygène de 1 L/min.</li>
	<li>Placez la souris anesthésiée sur un coussin chauffant et fixez-la dans un cadre stéréotaxique (voir le tableau des matériaux).</li>
	<li>Ajustez le taux d’entretien de l’isoflurane à 2,5-3 % et réduisez le débit d’oxygène à 500 mL/min. À l’aide du pincement des orteils, vérifiez si l’animal est toujours sous anesthésie profonde.</li>
	<li>Injecter par voie sous-cutanée du carprofène à 0,5 mg/kg et appliquer une pommade oculaire pour la protection des yeux.</li>
	<li>Rasez et stérilisez la tête de la souris avec de la povidone iodée et de l’éthanol à 80 %.</li>
	<li>Faites une incision de 8 mm le long de la ligne médiane du cuir chevelu, en enlevant le tissu conjonctif dans la zone d’incision.</li>
	<li>Appliquez du peroxyde d’hydrogène pour nettoyer la surface du crâne, en faisant attention de ne pas toucher la peau environnante.</li>
	<li>Alignez les repères bregma et lambda au même niveau pour un placement précis des électrodes (bregma et lambda sont l’endroit où la suture sagittale coupe les sutures coronaire et lambdoïde).</li>
	<li>Percez des trous pour l’électrode de référence/de terre, les vis d’ancrage (fraise de perçage de 0,9 mm) et les électrodes actives (fraise de perçage de 0,3 mm) aux coordonnées spécifiées.</li>
	<li>Fixez l’électrode sur mesure (étape 2) au bras du cadre stéréotaxique et assurez-vous qu’elle est perpendiculaire au cerveau.</li>
	<li>Implantez l’électrode dans la zone CA1 de l’hippocampe (AP - 1,8 mm, ML - 1,3 mm, DV - 1,4 mm). REMARQUE : AP, antéropostérieur ; ML, médiolatéral ; DV, dorso-ventral.</li>
	<li>Implantation répétée d’électrodes dans le cortex préfrontal (AP - 2,0 mm, ML - 0,3 mm, DV - 1,7 mm).</li>
	<li>Fixez les électrodes avec un adhésif puissant disponible dans le commerce et du ciment dentaire (voir le tableau des matériaux).</li>
	<li>Implantez deux vis d’ancrage de 1,2 mm (AP - 1,8 mm, ML - 1,6 mm) pour éviter tout mouvement.</li>
	<li>Positionnez l’électrode de référence/masse en contact direct avec la dure-mère, de 2 mm en arrière et de 2 mm unilatéralement par rapport au repère lambda.</li>
	<li>Connectez le côté tube en laiton des électrodes à un connecteur multicanal (voir le tableau des matériaux) avec l’électrode de terre au milieu.</li>
	<li>Utilisez une gaine thermorétractable de 0,8 mm à l’extérieur de la goupille centrale pour l’isolation.</li>
	<li>Fixez les électrodes, les vis d’ancrage et le connecteur avec de la colle et du ciment dentaire.</li>
</ol>4. Soins postopératoires
<ol><li>Pour soulager la douleur postopératoire, injectez du carprofène à une dose de 5 à 10 mg/kg par voie sous-cutanée toutes les 12 à 24 heures sur la base d’une évaluation de la douleur pendant une période de trois jours.</li>
	<li>Donnez à l’animal une période de récupération d’une semaine avant de commencer tout enregistrement ou procédure expérimentale.</li>
</ol>5. Procédure d’enregistrement
<ol><li>Manipulez l’animal pendant 15 min, deux fois par jour, pendant trois jours consécutifs.</li>
	<li>Prenez les souris en fermant doucement la main autour d’elles sans appliquer de pression excessive.</li>
	<li>Placez la planche de tête sur la tête de l’animal pendant 30 minutes une fois par jour pendant trois jours consécutifs.</li>
	<li>Le jour de l’enregistrement, acclimatez l’animal à la salle d’enregistrement pendant 30 min.</li>
	<li>Placez l’animal dans une petite chambre d’enregistrement à l’intérieur d’une cage de Faraday pour réduire les interférences électriques externes. Fixez le headstage personnalisé pour l’enregistrement.</li>
	<li>Ouvrez le logiciel d’enregistrement et sélectionnez une fréquence d’échantillonnage de 2,00 kHz. Désactivez tous les canaux à l’exception de 13 et 20 en sélectionnant chaque canal et en appuyant sur la barre d’espace.</li>
	<li>Dans la fenêtre de bande passante matérielle, réglez la bande passante inférieure sur 2 Hz et la bande passante supérieure sur 100 Hz.</li>
	<li>Dans la fenêtre de filtrage du logiciel, réglez le filtre passe-bas sur 100 Hz et le filtre passe-haut sur 2 Hz.</li>
	<li>Choisissez le chemin de stockage en cliquant sur Sélectionner le nom du fichier, puis sur Enregistrer.</li>
	<li>Commencez chaque session d’enregistrement par une période d’habituation de 10 minutes suivie d’un enregistrement EEG de base de 15 minutes.</li>
	<li>Après l’enregistrement de base, administrez le médicament par injection intrapéritonéale et poursuivez l’enregistrement pendant 30 minutes supplémentaires sans délai. REMARQUE : Voir la section Résultats pour plus de détails sur les médicaments utilisés.</li>
</ol>

Enregistrement LFP dans le cerveau de souris pour la recherche cognitive et l’analyse de médicaments

<ol>
	<li>Einevoll, G. T., Kayser, C., Logothetis, N. K., Panzeri, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modelling+and+analysis+of+local+field+potentials+for+studying+the+function+of+cortical+circuits.">Modelling and analysis of local field potentials for studying the function of cortical circuits.</a> Nat Rev Neurosci. 14 (11), 770-785 (2013).</li><li>Buzsaki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+origin+of+extracellular+fields+and+currents-EEG,+ECOG,+LFP+and+spikes.">The origin of extracellular fields and currents-EEG, ECOG, LFP and spikes.</a> Nat Rev Neurosci. 13 (6), 407-420 (2012).</li><li>Sigurdsson, T., Stark, K. L., Karayiorgou, M., Gogos, J. A., Gordon, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impaired+hippocampal-prefrontal+synchrony+in+a+genetic+mouse+model+of+schizophrenia.">Impaired hippocampal-prefrontal synchrony in a genetic mouse model of schizophrenia.</a> Nature. 464 (7289), 763-767 (2010).</li><li>Witton, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Disrupted+hippocampal+sharp-wave+ripple-associated+spike+dynamics+in+a+transgenic+mouse+model+of+dementia.">Disrupted hippocampal sharp-wave ripple-associated spike dynamics in a transgenic mouse model of dementia.</a> J Physiol. 594 (16), 4615-4630 (2016).</li><li>Englot, D. J., Konrad, P. E., Morgan, V. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regional+and+global+connectivity+disturbances+in+focal+epilepsy,+related+neurocognitive+sequelae,+and+potential+mechanistic+underpinnings.">Regional and global connectivity disturbances in focal epilepsy, related neurocognitive sequelae, and potential mechanistic underpinnings.</a> Epilepsia. 57 (10), 1546-1557 (2016).</li><li>Pievani, M., De Haan, W., Wu, T., Seeley, W. W., Frisoni, G. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+network+disruption+in+the+degenerative+dementias.">Functional network disruption in the degenerative dementias.</a> Lancet Neurol. 10 (9), 829-843 (2011).</li><li>Sigurdsson, T., Duvarci, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hippocampal-prefrontal+interactions+in+cognition,+behavior+and+psychiatric+disease.">Hippocampal-prefrontal interactions in cognition, behavior and psychiatric disease.</a> Front Syst Neurosci. 9, 190 (2015).</li><li>Sun, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+antipsychotic+drugs+and+potassium+channel+modulators+on+spectral+properties+of+local+field+potentials+in+mouse+hippocampus+and+pre-frontal+cortex.">Effects of antipsychotic drugs and potassium channel modulators on spectral properties of local field potentials in mouse hippocampus and pre-frontal cortex.</a> Neuropharmacology. 191, 108572 (2021).</li><li>Bokil, H., Andrews, P., Kulkarni, J. E., Mehta, S., Mitra, P. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronux:+A+platform+for+analyzing+neural+signals.">Chronux: A platform for analyzing neural signals.</a> J Neurosci Methods. 192 (1), 146-151 (2010).</li><li>Bozkurt, A., Lal, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Low-cost+flexible+printed+circuit+technology+based+microelectrode+array+for+extracellular+stimulation+of+the+invertebrate+locomotory+system.">Low-cost flexible printed circuit technology based microelectrode array for extracellular stimulation of the invertebrate locomotory system.</a> Sens Actuator A Phys. 169 (1), 89-97 (2011).</li><li>Du, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-resolution+mapping+of+in+vivo+gastrointestinal+slow+wave+activity+using+flexible+printed+circuit+board+electrodes:+Methodology+and+validation.">High-resolution mapping of in vivo gastrointestinal slow wave activity using flexible printed circuit board electrodes: Methodology and validation.</a> Ann Biomed Eng. 37, 839-846 (2009).</li><li>JoVE Science Education Database. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuroscience.+Histological+Staining+of+Neural+Tissue.">Neuroscience. Histological Staining of Neural Tissue.</a> JoVE. , (2023).</li></ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Le protocole présenté ici décrit la procédure de construction d’un étage de tête personnalisé spécialement conçu pour l’enregistrement simultané de doubles potentiels de champ local (LFP) dans l’hippocampe (HIP) et le cortex préfrontal (PFC). Les étapes détaillées fournies dans ce protocole offrent suffisamment d’information pour permettre aux chercheurs d’examiner en profondeur la communication des signaux à l’intérieur de chaque région et entre le HIP et le PFC.
...

Les potentiels de champ local (LFP) font référence à l’activité électrique enregistrée à partir de l’espace extracellulaire, reflétant l’activité collective d’un groupe localisé de neurones. Ils présentent une gamme variée de fréquences, allant des ondes lentes à 1 Hz aux oscillations rapides à 100 Hz ou 200 Hz. Des bandes de fréquences spécifiques ont été associées à des fonctions cognitives telles que l’apprentissage, la mémoire et la prise de décision 1,2. Les modifications des propriétés LFP ont été utilisées comme biomarqueurs pour divers troubles neurologiques, notamment la démence et la schizophrénie 3,4. L’analyse des enregistrements LFP peut offrir des informations précieuses sur les mécanismes pathologiques sous-jacents associés à ces conditions et sur les stratégies thérapeutiques potentielles.
L’enregistrement LFP double est une technique utilisée pour mesurer l’activité électrique localisée à l’intérieur et entre deux régions cérébrales spécifiques. Cette technique offre une occasion précieuse d’étudier la dynamique neuronale complexe et la communication des signaux qui se produisent dans et entre des régions cérébrales distinctes. Des études antérieures ont révélé que la détection d’altérations des propriétés neuronales de certaines régions du cerveau peut être complexe, mais des changements dans la communication corticale interrégionale peuvent être observés 5,6. Par conséquent, l’utilisation de l’enregistrement double LFP offre un moyen puissant de résoudre ce problème.
La connectivité hippocampe-préfrontale joue un rôle crucial dans la modulation des fonctions cognitives, et le dysfonctionnement a été lié à divers troubles neurologiques 7,8. L’enregistrement de ces régions à deux électrodes peut fournir des informations sur ces interactions. Malheureusement, il existe peu d’informations disponibles sur les méthodes d’enregistrement LFP à double électrode entre ces zones. De plus, les appareils d’enregistrement disponibles dans le commerce sont généralement coûteux et ne sont pas adaptables à des modèles expérimentaux spécifiques. La méthode conventionnelle d’enregistrement des LFP consiste à utiliser un câble blindé pour connecter l’appareil d’enregistrement à des électrodes implantées dans le cerveau d’un animal. Cependant, cette approche est sensible aux artefacts de mouvement et au bruit environnemental, ce qui a un impact sur la qualité et la fiabilité des signaux enregistrés.
Ce protocole décrit une procédure complète pour effectuer des enregistrements LFP à deux électrodes dans l’hippocampe et le cortex préfrontal de la souris, à l’aide d’un headstage conçu sur mesure à faible coût qui peut être placé sur la tête de l’animal. Ces méthodes permettent aux chercheurs d’étudier des modèles oscillatoires spécifiques à une région dans deux régions cérébrales distinctes et d’explorer l’échange d’informations interrégionales et la connectivité entre ces zones.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Brass tube&#160;</td>
			<td>Albion Alloys, USA</td>
			<td>Inside diameter of 0.45 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carprofen&#160;</td>
			<td>Rimadyl, Pfizer Animal Health&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Commercial amplifier chip</td>
			<td>Intantech</td>
			<td>RHD 2132</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Control board</td>
			<td>Intantech</td>
			<td>RHD recording system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental cement&#160;</td>
			<td>Paladur</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heat shrinks</td>
			<td>Panduit</td>
			<td>0.8 mm diameter</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>M1.2 stainless steel screw</td>
			<td>Watch tools</td>
			<td>Clock and watch screw</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Multichannel socket connector&#160;</td>
			<td>Harwin, AU</td>
			<td>1.27 mm pitch, PCB socket</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PFA-coated tungsten wires&#160;</td>
			<td>A-M SYSTEMS, USA</td>
			<td>Inside diameter of 150 &#181;m&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphoric acid-based flux</td>
			<td>Chip Quik</td>
			<td>CQ4LF-0.5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Recording software</td>
			<td>Intantech</td>
			<td>RHX recording software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereotactic Frame</td>
			<td>World Precision Instruments</td>
			<td>Mouse stereotactic instrument</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Super glue</td>
			<td>UHU</td>
			<td>Ultra fast</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

dual extracellular recordings in the mouse hippocampus and prefrontal cortex

La technique d’enregistrement des potentiels de champ local (LFP) est une méthode électrophysiologique utilisée pour mesurer l’activité électrique de populations neuronales localisées. Il s’agit d’un outil crucial dans la recherche cognitive, en particulier dans les régions du cerveau comme l’hippocampe et le cortex préfrontal. Les enregistrements LFP doubles entre ces zones sont particulièrement intéressants car ils permettent d’explorer la communication de signaux interrégionaux. Cependant, les méthodes de réalisation de ces enregistrements sont rarement décrites, et la plupart des appareils d’enregistrement commerciaux sont soit coûteux, soit manquent d’adaptabilité pour s’adapter à des modèles expérimentaux spécifiques. Cette étude présente un protocole complet pour effectuer des enregistrements LFP à deux électrodes dans l’hippocampe de la souris et le cortex préfrontal afin d’étudier les effets des médicaments antipsychotiques et des modulateurs des canaux potassiques sur les propriétés LFP dans ces zones. La technique permet de mesurer les propriétés LFP, y compris les spectres de puissance dans chaque région du cerveau et la cohérence entre les deux. De plus, un appareil d’enregistrement peu coûteux et conçu sur mesure a été développé pour ces expériences. En résumé, ce protocole fournit un moyen d’enregistrer des signaux avec des rapports signal/bruit élevés dans différentes régions du cerveau, facilitant ainsi l’étude de la communication interrégionale de l’information dans le cerveau.

Local field potentials (LFPs) refer to the electrical activity recorded from the extracellular space, reflecting the collective activity of a localized group of neurons. They exhibit a diverse range of frequencies, spanning from slow waves at 1 Hz to fast oscillations at 100 Hz or 200 Hz. Specific frequency bands have been associated with cognitive functions such as learning, memory, and decision making1,2. Changes in LFP properties have been used as biomarkers for various neurological disorders, including dementia and schizophrenia3,4. Analyzing LFP recordings can offer valuable insights into the underlying pathological mechanisms associated with these conditions and potential therapeutic strategies.
Dual LFP recording is a technique used to measure localized electrical activity within and between two specific brain regions. This technique provides a valuable opportunity to investigate the intricate neural dynamics and signal communication occurring within and between distinct brain regions. Prior studies have revealed that detecting alterations in the neuronal properties of individual brain regions can be complex, but changes in interregional cortical communication can be observed5,6. Therefore, the utilization of dual LFP recording offers a potent means to address this issue.
Hippocampal-prefrontal connectivity plays a crucial role in modulating cognitive functions, and dysfunction has been linked to various neurological disorders7,8. Dual electrode recordings of these regions can provide information about these interactions. Unfortunately, there is limited information available on methods for performing dual electrode LFP recordings between these areas. Moreover, commercially available recording devices are generally expensive and lack adaptability to specific experimental designs. The conventional method for recording LFPs involves using a shielded cable to connect the recording device to electrodes implanted in an animal's brain. However, this approach is susceptible to motion artifacts and environmental noise, impacting the quality and reliability of the recorded signals.
This protocol describes a comprehensive procedure for performing dual-electrode LFP recordings in the mouse hippocampus and prefrontal cortex, using a low-cost custom-designed headstage that can be placed on the animal's head. These methods enable researchers to investigate region-specific oscillatory patterns within two discrete cerebral regions and explore interregional information exchange and connectivity between these areas.

Pleins feux sur l’auteur : Étude des impacts des médicaments sur les signaux cérébraux à l’aide du protocole d’enregistrement Dual LFP chez la souris

Enregistrements extracellulaires doubles dans l’hippocampe et le cortex préfrontal de la souris

This study presents a comprehensive protocol for performing dual-electrode LFP recordings in the mouse hippocampus and the prefrontal cortex to investigate the effects of drugs on LFP properties in these areas. This protocol provides a low-cost and ultra-light brain signal recording device that is fully optimized for cognitive research in mice. This study provides a means to record signals with high signal-noise ratios in different brain regions, facilitating the investigation of interregional information communication within the brain.

Les résultats présentés ici démontrent les effets de plusieurs médicaments sur les propriétés des potentiels de champ local (LFP) testés dans quatre cohortes de souris mâles C57BL/6 (n = 8 pour chaque cohorte ; âge : 8 semaines ; poids : 24,0 ± 0,42 g). Les médicaments testés comprenaient l’antipsychotique clozapine, les modulateurs des canaux potassiques 4-aminopyridine (4-AP) et la retigabine, ainsi que le sérum physiologique de contrôle.
Comme le montre la <strong class="xf...

Watch this Scientific Journal Video about Dual Extracellular Recordings in the Mouse Hippocampus and Prefrontal Cortex at JoVE.com

Ce protocole décrit l’utilisation d’un appareil d’enregistrement conçu sur mesure et d’électrodes pour enregistrer les potentiels de champ locaux et étudier le flux d’information dans l’hippocampe et le cortex préfrontal de la souris.

The technique of recording local field potentials (LFPs) is an electrophysiological method used to measure the electrical activity of localized neuronal ...

Cette étude présente un protocole complet pour effectuer des enregistrements LFP à deux électrodes dans l’hippocampe de la souris et le cortex préfrontal afin d’étudier les effets des médicaments sur les propriétés LFP dans ces zones. Ce protocole fournit un appareil d’enregistrement de signaux cérébraux peu coûteux et ultra-léger, entièrement optimisé pour la recherche cognitive chez la souris. Cette étude fournit un moyen d’enregistrer des signaux avec des rapports signal-bruit élevés dans différentes régions du cerveau, facilitant ainsi l’étude de la communication interrégionale de l’information dans le cerveau.

dual-extracellular-recordings-mouse-hippocampus-prefrontal

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Dual Extracellular Recordings in the Mouse Hippocampus and Prefrontal Cortex

743 vues.  The University of Melbourne. Cette étude présente un protocole complet pour effectuer des enregistrements LFP à deux électrodes dans l’hippocampe de la souris et le cortex préfrontal afin d’étudier les effets des médicaments sur les propriétés LFP dans ces zones. Ce protocole fournit un appareil d’enregistrement de signaux cérébraux peu coûteux et ultra-léger, entièrement optimisé pour la recherche cognitive chez la souris. Cette étude fournit un moyen d’enregistrer des signaux avec des rapports s...

Vidéo: Pleins feux sur l’auteur : Étude des impacts des médicaments sur les signaux cérébraux à l’aide du protocole d’enregistrement Dual LFP chez la souris