In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

הלם דימומי הורג 1.9 מיליון אנשים ברחבי העולם מדי שנה. בעלי חיים קטנים משמשים לעתים קרובות כמודלים להלם דימומי, אך קשורים לסוגיות של סטנדרטיזציה, שכפול ומשמעות קלינית, ובכך מגבילים את הרלוונטיות שלהם. מאמר זה מתאר פיתוח מודל חדש של הלם דימומי רלוונטי מבחינה קלינית בחולדות.

Abstract

במהלך העשורים האחרונים, פיתוח מודלים של בעלי חיים איפשר לנו להבין טוב יותר פתולוגיות שונות ולזהות טיפולים חדשים. הלם דימומי, כלומר אי ספיקת איברים עקב אובדן מהיר של נפח גדול של דם, קשור לפתופיזיולוגיה מורכבת ביותר הכוללת מספר מסלולים. מודלים קיימים רבים של בעלי חיים של הלם דימומי שואפים לשכפל את מה שקורה בבני אדם, אך למודלים אלה יש מגבלות במונחים של רלוונטיות קלינית, יכולת שחזור או סטנדרטיזציה. מטרת מחקר זה הייתה לחדד מודלים אלה כדי לפתח מודל חדש של הלם דימומי. בקצרה, הלם דימומי נגרם בחולדות ויסטאר האן זכרים (בני 11-13 שבועות) על ידי כריתה מבוקרת האחראית לירידה בלחץ העורקי הממוצע. השלב הבא של 75 דקות היה לשמור על לחץ דם עורקי ממוצע נמוך, בין 32 מ"מ כספית ל 38 מ"מ כספית, כדי להפעיל את המסלולים הפתופיזיולוגיים של הלם דימומי. השלב האחרון של הפרוטוקול חיקה את הטיפול בחולה עם מתן נוזלים תוך ורידי, תמיסת רינגר לקטט, כדי להעלות את לחץ הדם. ציוני לקטט והתנהגות הוערכו 16 שעות לאחר תחילת הפרוטוקול, בעוד פרמטרים המודינמיים וסמנים פלסמטיים הוערכו 24 שעות לאחר הפציעה. עשרים וארבע שעות לאחר השראת הלם דימומי, לחץ הדם העורקי והדיאסטולי הממוצע ירד בקבוצת ההלם הדימומי (p < 0.05). קצב הלב ולחץ הדם הסיסטולי נותרו ללא שינוי. כל סמני הנזק לאיברים הוגדלו עם ההלם הדימומי (p < 0.05). ציוני הלקטטמיה וההתנהגות עלו בהשוואה לקבוצת הדמה (p < 0.05). לסיכום, הראינו כי הפרוטוקול המתואר כאן הוא מודל רלוונטי של הלם דימומי שניתן להשתמש בו במחקרים הבאים, במיוחד כדי להעריך את הפוטנציאל הטיפולי של מולקולות חדשות.

Introduction

הלם דימומי (HS) הוא מצב של הלם המאופיין באובדן נפח דם משמעותי, וכתוצאה מכך דיסוקסיה של רקמות. HS היא פתולוגיה מורכבת המקשרת שינויים המודינמיים ומטבוליים יחד עם תגובות פרו ואנטי דלקתיות. כ -1.9 מיליון מקרי מוות ברחבי העולם מיוחסים לדימום והשלכותיו מדי שנה1. ההנחיות הנוכחיות לטיפול כוללות בעיקר מתן נוזלים תוך ורידי (בתוספת או לא עם מולקולות vasoactive) וטיפול בחמצן. עם זאת, טיפולים אלה הם סימפטומטיים ויכולים להיות לא יעילים, מה שמסביר מדוע התמותה הקשורה ל- HS נותרה גבוהה2. זה מצדיק את החשיבות של זיהוי מנגנונים מולקולריים ותאיים חדשים, ובכך טיפולים להפחתת התמותה.

מודלים של בעלי חיים מאפשרים לפענח את המנגנונים הפתופיזיולוגיים המעורבים במחלות ולבחון אסטרטגיות טיפוליות חדשות. מודלים רבים של בעלי חיים של הלם דימומי קיימים בספרות. מודלים אלה נבדלים זה מזה לא רק במינים שבהם נעשה שימוש, אלא גם באמצעים להשראת HS (למשל, לחץ קבוע לעומת נפח קבוע) (טבלה 1, טבלה 2)3,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13 . כמו כן, פרוטוקולים משתנים בתוך אותו סוג של מודל (למשל, זמן דימום, לחץ עורקי ממוצע ממוקד) (טבלה 3)14,15,16,17,18,19,20. בהתחשב במגוון הרחב של מודלים קיימים של הלם דימומי ואת המורכבות של שכפול המצב הקליני, המחקר הפרה-קליני של פתולוגיה זו נותר מוגבל. הפיתוח של מודל הלם דימומי הניתן לשחזור, סטנדרטיזציה וקל ליישום הוא אינטרס של כולם. זה יקל על השוואה בין המחקרים השונים ובכך לפענח את הפתופיזיולוגיה המורכבת של ההלם הדימומי. מטרת פרוטוקול זה הייתה לפתח מודל חדש רלוונטי מבחינה קלינית של הלם דימומי בחולדות באמצעות שני שלבים עוקבים של דימום עם נפח קבוע ואחריו שלב קבוע של לחץ דם נמוך.

טבלה 1: מינים המשמשים כמודל להלם דימומי 3,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13. אנא לחץ כאן כדי להוריד טבלה זו.

טבלה 2: הסוגים השונים של הלם דימומי13. אנא לחץ כאן כדי להוריד טבלה זו.

טבלה 3: דוגמה למגוון המודלים הניסיוניים של הלם דימומי בחולדות המושרה על-ידי פרוטוקול לחץ קבוע. סיכום פרמטרים עבור מודלים ניסיוניים שונים של הלם דימומי. כלי הדם המוצגים באדום הם עורקים, ואלה המוצגים בכחול הם ורידים. לצורך החייאה, נפח הדם שנדגם משמש כנקודת ייחוס (דם: החייאה עם נפח זהה לזה של דם שנדגם בזמן הלם; x2: החייאה עם נפח כפול מזה של דם שנדגם במהלך הלם; x4: החייאה עם נפח עם נפח גדול פי ארבעה מזה של דם שנדגם במהלך הלם). MAP: לחץ עורקי ממוצע; RL: רינגר לקטט 14,15,16,17,18,19,20. אנא לחץ כאן כדי להוריד טבלה זו.

Protocol

כל הנהלים אושרו ובוצעו בהתאם לוועדת האתיקה האזורית (פרוטוקול (#17858 ו- #32499, CEEA-Pays de la Loire, צרפת) על פי דירקטיבה 2010/63/EU של האיחוד האירופי. הדיווח הוא בהתאם להנחיות ARRIVE הנוכחיות ולמדריך המכונים הלאומיים לבריאות (NIH) לטיפול ושימוש בחיות מעבדה (NIH Pub. No. 85-23, מתוקן 2011).

1. מעמד אתי ומידע כללי על חולדות

  1. עכברושי ויסטאר האן זכרים (נהר צ'ארלס, סן-ז'רמן-נואל, צרפת) נמסרו ל-Unité Thérapeutique Expérimentale בגיל 10 שבועות. אכסנו את החולדות למשך שבוע אחד לפחות בטמפרטורה סטנדרטית (21-24 מעלות צלזיוס), לחות (40%-60%), ומחזור אור/חושך של 12 שעות עם תקופת אור החל מהשעה 07:30 בבוקר.
  2. לספק מזון ומים עד ליביטום. השתמשו בחולדות בנות 11-13 שבועות במשקל 300-400 גרם לפרוטוקול.

2. שלבי ההקמה וההכנה של החדר

  1. הפעילו את תחנת ההרדמה, כוונו את משטח החימום לטמפרטורה של 37.5 מעלות צלזיוס וכסו אותו בשפשוף לא סטרילי.
  2. לעקר את כלי הניתוח הדרושים לפרוטוקול: מלקחיים א-טראומטיים של דבייקי (1), מספריים או אזמל עדינים וחדים (1), מלקחיים סטנדרטיים (2), מחזיקי מחטים (1), מספריים לניתוח מיקרו Vannas (1), מהדק (1).
  3. הכינו צנתרים לווריד הצוואר ועורק הירך.
    1. עבור צנתר הווריד הצווארי, יש להרכיב צינור פוליאתילן (PE50) על מחט 23 גרם כאשר הקצה נחתך בקצה.
    2. עבור צנתר עורק הירך, הכינו את זה המתואר בשלב 2.3.1 וחברו צינור PE10 לקצה צינור PE50.
  4. הכינו את מתמר הלחץ והצנתרים לעורק הירך ולווריד הצוואר על ידי מילויו בתמיסת רינגר מניקה בהפרין של 100 UI/mL. מניחים מזרק 2 מ"ל המכיל תמיסת רינגר מניקה בהפרין של 100 UI/מ"ל בקצה הצנתרים ומתמר הלחץ. היזהר לא לקבל בועות, כמו אלה לגרום פגמים אותות.
  5. הפעל את התוכנה המשויכת למתמר הלחץ וכייל אותה בהתאם להוראות הספק.

3. הכנת החולדה לניתוח

  1. מרדימים את החולדה עם תיבת אינדוקציה (פרמטרים: sevoflurane 8%, קצב זרימת אוויר: 1 ליטר לדקה). לאחר בדיקת עומק ההרדמה באמצעות רפלקס הדוושות, יש לשמור על הרדמה ברמה של 4%, עם קצב זרימת אוויר של 0.6 ליטר/דקה. השימוש במשככי כאבים לפני הניתוח נמנע בגלל ההשפעות ההמודינמיות של מולקולות אלה.
    הערה: משלב זה, עומק ההרדמה מוערך כל 20 דקות באמצעות רפלקס הדוושה.
  2. שוקלים את החולדה, מניחים אותה בתנוחת הדקוביטוס הגבי על מחצלת חימום, ומפרקים אותה באזור המפשעה והצוואר.
  3. יש לחטא אזורים מפורקים בתמיסות פובידון-יוד 10% ו-4% לסירוגין (3 פעמים כל אחת) באמצעות רפידות גזה לא סטריליות.
  4. יש למרוח טיפה של משחת עיניים על עיני בעל החיים כדי למנוע התייבשות.
  5. הניחו את החולדה על משטח חימום על שולחן הניתוחים (dorsal decubitus). הניחו את הבדיקה הרקטלית המשומנת כדי לשלוט בחום החולדה. יש לשמור על הרדמה ב-sevoflurane 4%, עם קצב זרימת אוויר של 0.6 ליטר/דקה.
  6. החליפו כפפות לכפפות סטריליות, הניחו את הווילון הסטרילי על החולדה וחתכו אותו באזור המפשעה והצוואר.

4. קנולציה ורידים Jugular

  1. אתר את האזור הצווארי באזור הצוואר הימני התחתון, מעל עצם הבריח, על ידי פעימה נראית לעין. בעזרת המלקחיים הא-טראומטיים של דבייקי, אחזו בעדינות בעור, ואז בצעו חתך מדויק באמצעות מספריים עדינים וחדים או אזמל.
  2. יש למרוח טיפה של חומר הרדמה מקומי (לידוקאין 2%) על האזור החתוך. חותכים בעדינות רקמות עם מלקחיים סטנדרטיים.
  3. אתרו את הווריד הצווארי ושחררו אותו בעדינות מהתא השרירי שלו בעזרת מלקחיים סטנדרטיים. מניחים חוט תפר משי 4/0 ומצמידים היטב את הצד הדיסטלי (לכיוון הראש). השתמש בתפר עם מחזיקי המחט כדי למתוח את הווריד הצווארי.
  4. מניחים תפר 4/0 בצד הפרוקסימלי (לכיוון הלב) ומכינים קשר מנתח מבלי להדק אותו. בצע חתך קטן בווריד הצוואר באמצעות מספריים לניתוח מיקרו Vannas.
  5. לאחר אחיזה זהירה בדופן הווריד עם מלקחיים קטנים, הכנס את צנתר PE50 לווריד הצוואר ביד או עם מלקחיים סטנדרטיים. בשלב זה, השתמש פד גזה סטרילי כדי לנגב טיפות דם בסופו של דבר, אשר עלול לדלוף מן הווריד.
  6. מקדמים מעט את הצנתר (0.5 ס"מ) ומוודאים את מיקומו הנכון בווריד על ידי לקיחת כמות קטנה של דם ולאחר מכן הזרקתו מחדש (הדם בצינורית מציין שהוא נמצא בווריד). הדקו את הקשר שהוכן מראש כדי לאבטח את הצנתר.
  7. השאירו את הצנתר במקומו, מחובר למזרק ממולא מראש בתמיסת רינגר מניקה, וכסו את האזור החתוך בפד גזה סטרילי לח.

5. קנולציה של עורק הירך

  1. השתמש במלקחיים א-טראומטיים של דבייקי כדי לתפוס את העור של משולש סקארפה ברגל שמאל ולבצע חתך עם מספריים עדינים וחדים או אזמל. יש למרוח טיפה של חומר הרדמה מקומי (לידוקאין 2%) על האזור החתוך. יש לרטט בעדינות את הרקמה בעזרת מלקחיים סטנדרטיים.
  2. אתר את שילוש הירך (עורק, וריד ועצב). מעבירים מלקחיים אחת מתחת לשלישייה, ובעזרת המלקחיים הסטנדרטיים השניים, מפרידים בעדינות רבה את העורק מהעצב ומווריד הירך.
    הערה: העורק קטן יותר, ורוד ופועם. זהו צעד קריטי; הווריד והעורק שבירים ויכולים להיקרע בקלות.
  3. מניחים תפר 4/0 וסוגרים את עורק הירך באופן מרוחק (צד הרגל). קח את התפר עם מחזיקי המחט כדי לשים מתח את עורק הירך. מניחים תפר 4/0 בצד הפרוקסימלי (צד הלב) ומכינים קשר מבלי לסגור אותו. מהדקים את העורק (מניחים את המהדק במעלה הזרם של התפר הצדדי הפרוקסימלי).
  4. חותכים את עורק הירך לרוחב עם מספריים Vannas micro dissecting (נפח קטן של דם צריך לזרום מהעורק). בעזרת מלקחיים סטנדרטיים, אחזו בעדינות בדופן העורק וקשרו את עורק הירך עם הצנתר (PE10 הסתיים), והחזיקו אותו במלקחיים.
  5. שחררו בעדינות את המהדק כדי לבדוק אם יש דליפות ולאחר מכן בדקו את אות הלחץ (מוודא שהקטטר נמצא בעורק הירך), ובדקו שהדם אינו זורם חזרה לצנתר (סימן לדליפה מהשסתומים/מתמר הלחץ).
  6. אם האות טוב (ערכים צפויים: לחץ דם סיסטולי: 120 מ"מ כספית, לחץ דם דיאסטולי: 80 מ"מ כספית) ואין סימני דליפה, מקדמים מעט את הצנתר (0.5 ס"מ) ומהדקים את קשר המנתח שהוכן מראש.
  7. יש למרוח את החיה במשקל של 100 UI/kg ולמרוח פד גזה סטרילי לח על האזור החתוך. לאחר הניתוח, יש להרדים ב-3% ב-sevoflurane בקצב זרימת אוויר של 0.6 ליטר/דקה.

6. פרוטוקול הלם דימומי (איור 1)

  1. שלב 1: ייצוב (5 דקות).
    1. לאחר הפריניזציה, המתן 10 דקות עד שערכי הלחץ יתייצבו. בצע הקלטה של 5 דקות עבור ערכים המודינמיים בסיסיים.
  2. שלב 2: אקסנגווינציה (5 דקות):
    הערה: שלב זה מתאים לשלב הנפח הקבוע של המודל.
    1. יש לשאוב 5 מ"ל דם מעורק הירך במשך 5 דקות (500 מיקרוליטר/30 שניות) באמצעות מזרק 1 מ"ל (ערכים צפויים: לחץ דם סיסטולי: 45 מ"מ כספית, לחץ דם דיאסטולי: 30 מ"מ כספית).
    2. הכינו תערובת של תמיסת רינגר 50% מונקה עם 50% דם שנאסף בטמפרטורת החדר. מניחים את התערובת במזרק 2 מ"ל ומניחים אותה בקצה צינורית הווריד הצווארית.
  3. שלב 3: הלם דימומי (75 דקות)
    הערה: שלב זה הוא שלב הלחץ הקבוע של המודל.
    1. לשמור על לחץ עורקי ממוצע בממוצע של 35 מ"מ כספית. כאשר לחץ העורקים הממוצע הוא מעל או שווה ל 38 מ"מ כספית, למשוך 200 μL של דם דרך עורק הירך (ממוצע על n = 12 חולדות: 10.2 מ"ל).
    2. אם הלחץ העורקי הממוצע יורד מתחת ל-32 מ"מ כספית, יש להזריק 200 מיקרוליטר של תערובת תמיסת רינגר 50% בדם עד 50% חלב דרך הווריד הצווארי (ממוצע על n = 12 חולדות: 0.90 מ"ל).
    3. למדוד לקטט דם היקפי על טיפת דם מקצה הזנב באמצעות קצה מחט (26 גרם) לאחר הכנה סטרילית של הזנב עם כרית גזה בסוף שלב ההלם הדימומי.
  4. שלב 4: החייאה תוך ורידית נוזלים (20 דקות)
    1. החייאה עם תמיסת רינגר הנקה בטמפרטורת החדר (RT) ב-10 מ"ל/ק"ג במשך 20 דקות (קצב זרימה של 10.5 מ"ל/שעה לחולדה של 350 גרם) עם מזרק 20 מ"ל דרך הצנתר הצווארי עם משאבת מזרק.

7. סיום ניתוח והחלמה ומעקב לאחר ניתוח

  1. מהדקים את וריד הצוואר ואת עורק הירך ומוציאים את הצנתר. כלי ליגט. בדקו היטב שלא דולף דם החוצה.
  2. יש להוסיף טיפת חומר הרדמה מקומי לאזורים החתוכים. תפר אזורים חתוכים עם תפרים תת עוריים ועוריים באמצעות תפר סטרילי 5-0. יש לחטא בתמיסת 10% פובידון-יוד.
  3. תת עורית להזריק buprenorphine (0.05 מ"ג / ק"ג, 0.3 מ"ל / ק"ג) באמצעות מזרק 1 מ"ל עם מחט 26 גרם.
  4. המתינו עד שהחולדה תיגמל מההרדמה תוך כדי ניטור טמפרטורה. כאשר היא מראה סימני התעוררות (ויבריסה זזה, תנועות כפות), הסירו את הבדיקה הרקטלית והניחו את החולדה בכלוב שלה על מחצלת חימום. כעבור 10 דקות, החזירו את החולדה לחדר הלינה שלו.
  5. מתן buprenorphine תת עורית (0.05 מ"ג / ק"ג, 0.3 מ"ל / ק"ג) כל 8 שעות.
  6. להעריך את קצב הנשימה, ההתנהגות, הטמפרטורה והלקטט בדם 16 שעות לאחר השראת הלם דימומי, כמתואר בשלב 6.3.

figure-protocol-8225
איור 1: מודל של הלם דימומי מעורב של חולדות. נוצר באמצעות BioRender.com לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

8. 24 שעות לאחר השראת הלם דימומי

  1. להרדים את בעל החיים כמתואר בשלב 3.1. הניחו את בעל החיים על שולחן הניתוחים והכניסו את הבדיקה הרקטלית כמתואר בשלב 3.5. הכינו את הצנתר לקנולציה של עורק התרדמה כמתואר לווריד הצווארי בשלבים 2.3 ו-2.4.
  2. השתמש במלקחיים א-טראומטיים של DeBakey כדי לתפוס את העור ולבצע חתך באמצע הצוואר עם מספריים עדינים וחדים או אזמל. יש למרוח טיפה של חומר הרדמה מקומי (לידוקאין 2%).
  3. יש לרטט בעדינות את הרקמה בעזרת מלקחיים סטנדרטיים. להפריד את בלוטות הרוק, ולאחר מכן לפתוח את שריר קנה הנשימה כדי לחשוף את טבעות קנה הנשימה.
  4. קח את עורק התרדמה השמאלי והפרד אותו מהעצב באמצעות מלקחיים סטנדרטיים (סביר מאוד שנשימת החיה תואץ). קשרו את עורק התרדמה בצורה דיסטלית (צד הראש) עם חוט משי 4/0.
  5. מניחים חוט תפר בצד הפרוקסימלי (צד הלב) ומכינים קשר מנתח מבלי לסגור אותו. מהדקים את העורק (מניחים את המהדק במעלה הזרם של התפר הצדדי הפרוקסימלי).
  6. חותכים את עורק התרדמה עם מספריים מנתחים מיקרו Vannas (נפח קטן של דם צריך לזרום מהעורק). באמצעות מלקחיים סטנדרטיים, אחזו בעדינות בדופן העורק כדי להגדיל את הפתח וקשרו את עורק התרדמה עם הצנתר שסופק, והחזיקו אותו במלקחיים.
  7. שחררו את המהדק ובדקו את אות הלחץ כדי לאשר את מיקום הצנתר, ובדקו שהדם אינו זורם חזרה לצנתר (סימן לדליפה מהשסתומים/מתמר הלחץ).
  8. אם האות טוב ואין דליפה, מקדמים מעט את הצנתר (0.5 ס"מ) ומהדקים ומהדקים את קשר המנתח שהוכן מראש.
  9. יש למרוח את בעל החיים במשקל של 100 UI/kg ולמרוח קומפרס סטרילי לח על החתך.
  10. לאחר הניתוח, יש להרדים באמצעות סבופלורן 3% בקצב זרימת אוויר של 0.6 ליטר/דקה.
  11. המתן 10 דקות כדי לרשום ערכים המודינמיים של 24 שעות (ערכים צפויים: לחץ דם סיסטולי: 120 מ"מ כספית, לחץ דם דיאסטולי: 60 מ"מ כספית).
  12. כדי להעריך סמנים פלסמטיים של נזק לאיברים, לשאוב 1 מ"ל של דם מעורק התרדמה וצנטריפוגה ב 1600 x גרם במשך 10 דקות. Aliquot ולשמור פלזמה לניתוח נוסף.
  13. להקריב את החולדה מיד לאחר מדידת ערכים המודינמיים ב 24 שעות ולאסוף דם.
    הערה: יש להתאים את שיטת המתת החסד לפרמטרים או לדגימות הספציפיות שייאספו לאחר מכן. קבוצת הדמה עוברת ניתוח בלבד (סעיפים 1-5, 7 ו-8) ללא הליך של הלם דימום (סעיף 6). בעלי חיים חולקו באופן אקראי על ידי הנסיין בין קבוצות הלם דמה והלם דימומי. רק הנסיין היה מודע להקצאת הקבוצות בשלבים השונים של הניסוי.

תוצאות

בעקבות הפרוטוקול המתואר לעיל, הערכנו מספר פרמטרים המודינמיים 24 שעות לאחר השראת ההלם הדימומי. לחץ העורקים הממוצע הבסיסי (לפני תחילת פרוטוקול ההלם הדימומי) דומה בין קבוצות ההלם הדמה וההלם הדימומי (איור 2A). כצפוי, הלחץ העורקי הממוצע יורד באופן משמעותי עם פרוטוקול הלם דימומי, אשר יכול להיות מוסבר על ידי ירידה בלחץ הדם הדיאסטולי (לחץ דם ממוצע עורקי: Sham: 92 מ"מ כספית ± 3 מ"מ כספית; HS: 82 מ"מ כספית ± 2 מ"מ כספית; לחץ דם דיאסטולי: 73 מ"מ כספית ± 3 מ"מ כספית; HS: 61 מ"מ כספית ± 2 מ"מ כספית) (איור 2B, C). הלם דימומי אינו משפיע על לחץ הדם הסיסטולי, על לחץ הדופק ועל קצב הלב (איור 2D-F). מדד ההלם (קצב לב/יחס לחץ דם סיסטולי) ומדד ההלם המותאם (MSI) (קצב לב/יחס לחץ דם ממוצע) הם שני מנבאים לתמותה בחולים קשים 14,15. ככל שהערכים גבוהים יותר, כך גדל הסיכון לתמותה. במודל זה, מדד ההלם אינו משתנה בין שתי הקבוצות, בעוד שמדד ההלם המתוקן נוטה לעלות בהלם הדימומי (MSI: Sham: 4.24 ± 0.11; HS: 4.70 ± 0.15) (איור 2G,H).

figure-results-1251
איור 2: השפעת הלם דימומי על פרמטרים המודינמיים. (A) לחץ עורקי ממוצע בסיסי, (B) לחץ עורקי ממוצע, (C) לחץ דם דיאסטולי, (D) לחץ דם סיסטולי, (E) לחץ דופק, (F) קצב לב, (G) מדד הלם, ו -(H) מדד הלם שונה בין חיות הלם דימומיות לבין חיות הלם דימומי. התוצאות מיוצגות כממוצע ± SEM. מובהקות סטטיסטית הוערכה על ידי מבחן t לא מזווג. *: P < 0.05; עמ' < 0.001.: n = 6-12. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

ליקוי מטבולי גלובלי במהלך הלם hemorrhagic ניתן להעריך על ידי lactatemia. כצפוי, הלקטמיה עלתה לאחר פרוטוקול הלם דימום ו -16 שעות לאחר (סוף פרוטוקול: Sham: 1.13 mmol / L ± 0.14 mmol / L; HS: 5.98 mmol / L ± 0.39 mmol / L; H+16: שאם: 1.95 mmol / L ± 0.23 mmol / L; HS: 2.95 mmol / L ± 0.19 mmol / L) (איור 3A,B). טמפרטורה וקצב נשימה הם שני מרכיבים של תסמונת התגובה הדלקתית המערכתית (SIRS), תגובה פרו-דלקתית האופיינית למצב של הלם. לא הטמפרטורה ולא קצב הנשימה משתנים בין שתי הקבוצות 16 שעות לאחר השראת ההלם הדימום (איור 3C,D). הערכנו את ההשפעה של ההלם הדימומי על כמה פרמטרים התנהגותיים כמו יציבה, פעילות וכו' (קובץ משלים 1). הניקוד ההתנהגותי עולה בקבוצת ההלם הדימומי 16 שעות לאחר הפרוטוקול (Sham: 0.33 ± 0.21; HS: 2.27 ± 0.69) (איור 3E).

figure-results-3000
איור 3: השפעת הלם דימומי על לקטטמיה, טמפרטורה, קצב נשימה וציון התנהגותי. (A) לקטטמיה בסוף פרוטוקול הלם דימומי, (B) לקטמיה, (C) טמפרטורה, (D) קצב נשימה, ו-(E) ציון התנהגותי 16 שעות לאחר השראת הלם דימומי בין חיות הלם דימומי. התוצאות מיוצגות כממוצע ± SEM. מובהקות סטטיסטית הוערכה על ידי מבחן t לא מזווג. *: P < 0.05; **: עמ' < 0.01; עמ' < 0.001.: n = 6-12. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

ההלם הדימומי קשור לתפקוד לקוי של איברים. על מנת להעריך אם המודל יכול להיות רלוונטי מבחינה קלינית, הערכנו סמנים פלסמטיים של פגיעה באיברים 24 שעות לאחר הפרוטוקול. קריאטינין (Sham: 19.13 μmol/L ± 0.33 μmol/L; HS: 28.88 μmol/L ± 2.69 μmol/L), טרופונין הלב T (Sham: 9.38 ng/L ± 1.87 ng/L; HS: 35.62 ng/L ± 2.28 ng/L), ואת aspartate ו alanine amino transferase (ASAT: Sham: 221 UI/L ± 48 UI/L; HS: 963 UI/L ± 144 UI/L; ALAT: Sham: 36 UI/L ± 4 UI/L; HS: 323 UI/L ± 13 UI/L) אשר משקפים נזקים לכליות, ללב ולכבד בהתאמה כולם מוגברים באופן משמעותי עם ההלם הדימומי (איור 4).

figure-results-4406
איור 4: מודל ההלם הדימומי קשור לתפקוד לקוי של איברים. (A) קריאטינמיה, (B) טרופונין לבבי T, (C) אמינוטרנספראז אספרטט, ו-(D) רמות אלנין אמינוטרנספראז 24 שעות לאחר השראת הלם דימומי בין חיות הלם דימומיות לבין חיות הלם דימומי. התוצאות מיוצגות כממוצע ± SEM. מובהקות סטטיסטית הוערכה על ידי מבחן t לא מזווג. *: P < 0.05; **: עמ' < 0.01; עמ' < 0.001.: n = 4 לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.

קובץ משלים 1: פרטי ציון התנהגותי אנא לחץ כאן להורדת קובץ זה.

Discussion

במאמר זה תיארנו לראשונה מודל חולדה מייצג של הלם דימומי המבוסס על שילוב בין הלחץ הקבוע לבין מודלים של נפח קבוע. הראינו כי 24 שעות לאחר השראת ההלם, המודל שלנו קשור לשינוי של פרמטרים המודינמיים ומטבוליזם.

בשל הפתופיזיולוגיה המורכבת שלה, המחקר של הלם hemorrhagic דורש ניצול של מודלים משולבים של בעלי חיים. ואכן, גישות במבחנה אינן יכולות לחקות את כל המסלולים המעורבים במחלה זו. התעוררות בעלי החיים לאחר פרוטוקול הלם דימום היא צעד המבטיח שכפול טוב יותר של המצב הקליני. בגלל הקושי הכרוך בהתעוררות בעלי החיים, מעט מאוד מחקרים כללו שלב זה. המחקרים הנדירים שמעירים בעלי חיים מקריבים אותם בזמנים קצרים (שעתיים או 6 שעות), מה שלא משקף באופן מלא את מה שקורה לחולים 16,18,23,24. למרות הפיתוח של מודלים של הלם דימומי, רק מחקרים מעטים העריכו פרמטרים (דלקת, אפופטוזיס, תפקוד לקוי של איברים) 24 שעות לאחר השראת ההלם, ובכך הדגישו את הקושי של סוג זה של פרוטוקול 25,26,27. פיתוח מודלים ממוחשבים ומתמטיים חולל מהפכה במחקר. מודלים מתמטיים רבים של הלם דימומי פותחו, אך רוב המודלים הללו אינם לוקחים בחשבון את מלוא טווח חילופי נוזלי הגוף במהלך הלם דימומי ודורשים שיפור לפני יישום קליני פוטנציאלי28. נכון להיום, אחד האתגרים המרכזיים הוא פיתוח מודל חייתי המחקה את הפתולוגיה בבני אדם ככל האפשר.

מספר רב של מודלים של הלם דימומי מתוארים בספרות ונבדלים זה מזה באמצעות גישות כלי דם, נפחי דם שנשאבו או לחץ ממוקד13. באופן כללי יותר, ניתן לסווג את מודלי ההלם הדימומי לשלוש קבוצות: דימום בנפח קבוע, דימום בלחץ קבוע ודימום בלתי מבוקר. הסטנדרטיזציה והשחזור עם דימום בנפח קבוע הם קשים ומוסברים על ידי יחס נפח הדם / משקל הגוף, אשר יורד באופן ליניארי עם משקל החולדה. דימום בלחץ קבוע נמצא בשימוש נרחב, ובכך מסביר כי ההגדרות (לחץ ממוקד, משך ההלם) משתנות מאוד ממחקר אחד למשנהו, מה שמקשה על העברת תוצאות ממודל אחד למשנהו. חשוב גם לציין כי ליקוי המודינמי, הממלא תפקיד מרכזי בפתופיזיולוגיה של הלם דימומי, אינו מוערך באופן שיטתי, מה שעלול להגדיל את הפער בתוצאות בין המחקרים. לבסוף, מודל הדימום הבלתי מבוקר, למרות שהוא רלוונטי מבחינה קלינית, מעלה שאלות של שכפול ואתיקה. על מנת ליישב ככל האפשר רלוונטיות קלינית, סטנדרטיזציה ויכולת שחזור, פיתחנו מודל מעורב עם שלבים בנפח קבוע ובלחץ קבוע.

במודל המתואר כאן, הטמפרטורה וקצב הנשימה אינם משתנים 24 שעות לאחר הניתוח. ניתן להסביר זאת בכך שהניתוח מתבצע בתנאים סטריליים, ובכך מגביל את התגובה הפרו-דלקתית. הלם דימומי מוגדר ככשל חריף במחזור הדם עקב איבוד דם הקשור לירידה בלחץ הדם. כמו בבני אדם, מודל זה של הלם דימומי גורם לירידה בלחץ העורקים הממוצע, בעיקר בשל ירידה בלחץ הדם הדיאסטולי. מעניין, וכפי שתואר קודם לכן, קצב הלב אינו משתנה לאחר שלב ההחייאה במודל זה של הלם דימומי 29,30,31. הירידה בלחץ העורקי הממוצע קשורה ככל הנראה לירידה בזילוח האיברים, מה שמוביל לתפקוד לקוי של ריבוי הקרביים, אשר ניתן להמחיש על ידי עלייה בסמנים פלסמטיים שונים במודל שלנו (קריאטינמיה, טרופונין לבבי T, ASAT ו- ALAT). ההפרעה באספקת החמצן מובילה לחילוף חומרים אנאירובי, הגורם לעלייה בלקטטמיה32. כפי שתואר קודם לכן, מודל זה של הלם דימומי מוביל לעלייה ברמות הלקטט בדם30. עלייה זו יכולה להיות קשורה לאיסכמיה הנגרמת ברמה של עורק הירך. עם זאת, בהתחשב בכך שבעלי החיים בקבוצת הדמה סובלים מלקטמיה פיזיולוגית ועברו את אותו הליך כירורגי כמו קבוצת ההלם הדימומי, נראה כי עלייה זו קשורה לפרוטוקול הלם דימומי. יחד, כל הנתונים הללו מאשרים כי הפרוטוקול המתואר במחקר זה מאפשר פיתוח מודל רלוונטי חדש של הלם דימומי בחולדה.

המגבלה של מודל זה היא השימוש בהפרין, שהוא חיוני כדי להפחית את הקרישה הטבעית של הדם כאשר הוא בא במגע עם חומרים פלסטיים כגון צינוריות. עם זאת, השימוש בהפרין יכול להשפיע על הקרישה הקשורה להלם דימומי טראומטי33. מחקר זה כלל בעלי חיים זכרים בריאים בגילאי 11-13 שבועות. בהתחשב בכך שמין, גיל ותחלואה נלווית (יתר לחץ דם, סוכרת וכו ') יכולים להשפיע על התוצאות, יהיה רלוונטי להעריך את השפעתם במודל שלנו. בפרוטוקול, שלב ההחייאה מתבצע באמצעות הזרקה של רינגר לקטט, גבישי שיכול לקדם קרישת דם ובצקת רקמות34. למרות שהשימוש במוצרי דם הוא אופטימלי, הם נדירים ומתכלים, ועלול להיות קשה להחזיק מלאי מספיק של דם חולדות לכל הפרוטוקול. תוצרי דם ומודלים של הלם דימומי החייאה מבוססי קריסטלואידים/קולואידים הם שתי גישות משלימות.

נקודות החוזק של מודל זה הן: 1) יכולת השחזור הגבוהה שלו (המודגמת על ידי השונות הנמוכה בתוצאות), 2) קלות היישום שלו (רוב המכשירים הם גישות קלאסיות וכלי דם ידועים) ו -3) הרלוונטיות הקלינית שלו, בעיקר בשל התעוררות בעלי החיים ותפקוד רב קרביים. בהתבסס על הניקוד ההתנהגותי המתואר בקובץ משלים 1, נקבעו נקודות מגבלה. הקרבן יידון אם יגיע לציון מעל 9, לפי הטבלה המצורפת. אם מגיעים לציון 11, החיה תעבור המתת חסד שיטתית. במחקר זה, אף אחד מבעלי החיים לא הגיע לציון גבוה מ-8, ולכן אף אחד מהם לא נכלל במחקר. זה עשוי להסביר מדוע המודל המתואר כאן קשור לשיעור תמותה נמוך פי 3 מזה של המחקר האחר בן 24 השעות (16% לעומת 47%)25.

השלב הקריטי של המודל הוא שלב ההלם הדימומי. חשוב לכבד את טווח הלחץ של 32-38 מ"מ כספית. למעשה, ראינו כי שמירה על לחץ עורקי ממוצע מתחת ל-32 מ"מ כספית הביאה לירידה מהירה ופתאומית בלחץ. לעומת זאת, שמירה על לחץ מעל 38 מ"מ כספית אינה מספקת מודל קרוב מספיק למציאות הקלינית. תצפיות אלה הן בהתאם למרווח הלחץ העורקי הממוצע הממוקד במודלים אחרים13.

לסיכום, הראינו כי מודל ההלם הדימום של חולדות המפורט במחקר זה רלוונטי מבחינה קלינית ויכול להיות שימושי הן בהבנת מנגנונים פתופיזיולוגיים על ידי זיהוי שחקנים/מסלולים ביולוגיים חדשים והן בזיהוי אסטרטגיות טיפוליות חדשות על ידי בדיקת מולקולות מועמדות שונות.

Disclosures

המחברים מצהירים כי לא ידוע על אינטרסים כלכליים מתחרים או יחסים אישיים שהיו יכולים להשפיע על העבודה המדווחת במאמר זה. הנתונים התומכים בממצאי מחקר זה זמינים ממחברים מתאימים על פי בקשה סבירה.

Acknowledgements

עבודה זו נתמכה על ידי "Société Française d'Anesthésie et de Réanimation" (פריז, צרפת), "Fondation d'entreprises Genavie" (נאנט, צרפת), "Fédération française de cardiologie" (צרפת), "Agence nationale de la recherche" (20-ASTC-0032-01-hErOiSmE) (פריז, צרפת) ו-"Direction Générale de l'Armement" (פריז, צרפת). תומאס דופאס נתמך על ידי מענקים מ-Direction Générale de l'Armement (DGA), צרפת ו-Région des Pays de la Loire במהלך הדוקטורט שלו. אנטואן פרסלו נתמך על ידי מענקים מ-InFlectis BioScience, צרפת במהלך הדוקטורט שלו. אנו מודים ל-"Agence Nationale de la Recherche" (פריז, צרפת), ל-"Direction Générale de l'Armement" (פריז, צרפת) ולאגודת "Sauve ton coeur" (צרפת) על התמיכה בעבודה זו. אנו מודים למתקן הליבה של UTE IRS-UN (SFR Bonamy, Nantes Université, Nantes, France) ולמתקן הליבה של IBISA Therassay (נאנט, צרפת) על עזרתם ותמיכתם הטכנית.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
1 mL syringeTERUMOMDSS01SE
2.5 mL syringeTERUMOSS*02SE1
20 mL syringeTERUMOMDSS20ESE
Anesthesia induction chamberTEMSEGAHUBBIV4
BD Microlance 3 23 G needleBecton Dickinson300800
BD Microlance 3 26 G needleBecton Dickinson304300
Blood pressure transduceremka TECHNOLOGIESBP_T
BuprecareAxienceN/A1 mL vial, buprenorphine 0.3 mg/mL
DE BAKEY, Atraumatic Vascular ForcepsALLGAIER instrumente medical09-543-150
Dermal Betadine 10%MylanN/A125 mL bottle
Fine Forceps - Curved / SerratedFine Science Tools11065-07
GraphPad Prism 8GraphPad by Dotmatics-
Heating matsTEMSEGAOPT/THERM_MATELASSTEREORATS
Heparin sodiumPANPHARMA N/A5 mL bottle, 5,000 UI/mL
IOX2 softwareemka TECHNOLOGIESIOX_BASE_4c + IOX_FULLCARDIO_4a
Iris Scissors - ToughCutFine Science Tools14058-11
LidocaineFreseniusN/A10 mL bootle, 8.11 mg, lidocaine hydrochloride
MiniHub-V3.2TEMSEGAPF006
Moria 201/A Vessel Clamp - StraightFine Science Tools18320-11
Non sterile compressesRaffin70189
Non sterile drapeDutscher 30786
Olsen-Hegar Needle Holder with Scissors Fine Science Tools12002-12
Polyethylene tubing PE10PHYMEPBTPE-10
Polyethylene tubing PE50PHYMEPBTPE-50
RatsCharles Rivers-Male WISTAR HAN (10 weeks)
Rectal probeTEMSEGASONDE_TEMP_RATS
Ringer LactatesFresenius Kabi964175
Scrub Betadine 4%MylanN/A125 mL bottle
SevofluraneAbbottN/A250 mL bottle, gas 100%
Sevoflurane VaporizerTEMSEGASEVOTEC3NSELEC
StatStrip lactate test stripsNova Biomedical47486
StatStrip Xpress lactate MeterNova Biomedical47486
Sterile compressesLaboratoire SYLAMED211S05-50
Sterile drapeMölnlycke800330
Steriles glovesMEDLINEMSG7275
SutureOptilene3097141
Suture for vesselsSMI8150046
Syringe pumpVial médical16010
usbAMPemka TECHNOLOGIES-
Vannas Spring ScissorsFine Science Tools15000-00
VaselineCooperN/A10 mL vial
Vitamin A Dulcis (ALLERGAN)AllerganN/A10 g tube, Retinol

References

  1. Cannon, J. W. Hemorrhagic Shock. New Eng J Med. 378 (4), 370-379 (2018).
  2. Fox, E. E., Holcomb, J. B., Wade, C. E., Bulger, E. M., Tilley, B. C. Earlier endpoints are required for hemorrhagic shock trials among severely injured patients. Shock. 47 (5), 567-573 (2017).
  3. Frink, M., Andruszkow, H., Zeckey, C., Krettek, C., Hildebrand, F. Experimental trauma models: an update. J Biomed Biotechnol. 2011, 797383 (2011).
  4. Hauser, C. J. Preclinical models of traumatic, hemorrhagic shock. Shock. 24, 24-32 (2005).
  5. Kemming, G., et al. Can we continue research in splenectomized dogs? Mycoplasma haemocanis: Old problem - new insight. Eur Sur Res. 36 (4), 198-205 (2004).
  6. Carroll, R. G., Iamsa, S. G., Pryor, W. H., Allison, E. J. Single hemorrhage: A clinically relevant canine model of hemorrhagic shock. Resuscitation. 16 (2), 119-126 (1988).
  7. Cheung, A. T., Duong, P. L., Driessen, B., Chen, P. C., Jahr, J. S., Gunther, R. A. Systemic function, oxygenation and microvascular correlation during treatment of hemorrhagic shock with blood substitutes. Clin Hemorheol Microcirc. 34 (1-2), 325-334 (2006).
  8. . Hemorrhage and hemorrhagic shock in swine: A review Available from: https://apps.dtic.mil/sti/citations/ADA221297 (1990)
  9. Lomas-Niera, J. L., Perl, M., Chung, C. -. S., Ayala, A. Shock and hemorrhage: an overview of animal models. Shock. 24, 33-39 (2005).
  10. Redl, H., Bahrami, S. Large animal models: baboons for trauma, shock, and sepsis studies. Shock. 24, 88-93 (2005).
  11. Marques-Bonet, T., Cheng, Z., She, X., Eichler, E. E., Navarro, A. The genomic distribution of intraspecific and interspecific sequence divergence of human segmental duplications relative to human/chimpanzee chromosomal rearrangements. BMC Genom. 9, 384 (2008).
  12. Schlag, G., Redl, H. R., Till, G. O., Davies, J., Martin, U., Dumont, L. Anti-L-selectin antibody treatment of hemorrhagic-traumatic shock in baboons. Crit Care Med. 27 (9), 1900 (1999).
  13. Fülöp, A., Turóczi, Z., Garbaisz, D., Harsányi, L., Szijártó, A. Experimental models of hemorrhagic shock: A review. Eur Surg Res. 50 (2), 57-70 (2013).
  14. Zingarelli, B., Ischiropoulos, H., Salzman, A. L., Szabó, C. Amelioration by mercaptoethylguanidine of the vascular and energetic failure in haemorrhagic shock in the anesthetised rat. Eur J Pharmacol. 338 (1), 55-65 (1997).
  15. Gonzalez, R. J., Moore, E. E., Ciesla, D. J., Nieto, J. R., Johnson, J. L., Silliman, C. C. Post-hemorrhagic shock mesenteric lymph activates human pulmonary microvascular endothelium for in vitro neutrophil-mediated injury: the role of intercellular adhesion molecule-1. J Trauma. 54 (2), 219-223 (2003).
  16. Hoppen, R. A., Corso, C. O., Grezzana, T. J. M., Severino, A., Dal-Pizzol, F., Ritter, C. Hypertonic saline and hemorrhagic shock: hepatocellular function and integrity after six hours of treatment. Acta Cir Bras. 20 (6), 414-417 (2005).
  17. Rupani, B., et al. Relationship between disruption of the unstirred mucus layer and intestinal restitution in loss of gut barrier function after trauma hemorrhagic shock. Surgery. 141 (4), 481-489 (2007).
  18. Cai, B., Dong, W., Sharpe, S., Deitch, E. A., Ulloa, L. Survival and inflammatory responses in experimental models of hemorrhage. J Surg Res. 169 (2), 257-266 (2011).
  19. Esiobu, P., Childs, E. W. A rat model of hemorrhagic shock for studying vascular hyperpermeability. Methods Mol Biol. 1717, 53-60 (2018).
  20. Sordi, R., Chiazza, F., Patel, N. S. A., Doyle, R. A., Collino, M., Thiemermann, C. Preconditioning' with low dose lipopolysaccharide aggravates the organ injury / dysfunction caused by hemorrhagic shock in rats. PLoS One. 10 (4), 0122096 (2015).
  21. Liu, Y., et al. Modified shock index and mortality rate of emergency patients. World J Emerg Med. 3 (2), 114-117 (2012).
  22. Sahu, N., et al. Shock index as a marker for mortality rates in those admitted to the medical intensive care unit from the emergency department. Cureus. 12 (4), e7903 (2020).
  23. Zou, L., et al. Glucosamine improves cardiac function following trauma-hemorrhage by increased protein O-GlcNAcylation and attenuation of NF-κB signaling. Am J Physiol Heart Circ Phy. 296 (2), H515-H523 (2009).
  24. Nöt, L. G., Marchase, R. B., Fülöp, N., Brocks, C. A., Chatham, J. C. Glucosamine administration improves survival rate after severe hemorrhagic shock combined with trauma in rats. Shock. 28 (3), 345 (2007).
  25. Nöt, L. G., Brocks, C. A., Vámhidy, L., Marchase, R. B., Chatham, J. C. Increased O-linked β-N-acetylglucosamine levels on proteins improves survival, reduces inflammation and organ damage 24 hours after trauma-hemorrhage in rats. Crit Care Med. 38 (2), 562-571 (2010).
  26. Patel, N. M., et al. Inhibition of macrophage migration inhibitory factor activity attenuates haemorrhagic shock-induced multiple organ dysfunction in rats. Front Immunol. 13, 886421 (2022).
  27. Patel, N. M., et al. Inhibition of Bruton's tyrosine kinase activity attenuates hemorrhagic shock-induced multiple organ dysfunction in rats. Ann Surg. 277 (3), e624-e633 (2023).
  28. Curcio, L., D'Orsi, L., De Gaetano, A. Seven mathematical models of hemorrhagic shock. Comput Math Methods Med. 2021, e6640638 (2021).
  29. Rönn, T., Lendemans, S., de Groot, H., Petrat, F. A new model of severe hemorrhagic shock in rats. Comp Med. 61 (5), 419-426 (2011).
  30. Hussmann, B., Lendemans, S., de Groot, H., Rohrig, R. Volume replacement with Ringer-lactate is detrimental in severe hemorrhagic shock but protective in moderate hemorrhagic shock: studies in a rat model. Crit Care. 18 (1), 5 (2014).
  31. Mihara, R., Takasu, A., Maemura, K., Minami, T. Prolonged severe hemorrhagic shock at a mean arterial pressure of 40 mmHg does not lead to brain damage in rats. Acute Med Surg. 5 (4), 350-357 (2018).
  32. Vincent, J. -. L., De Backer, D. Circulatory shock. N Engl J Med. 369 (18), 1726-1734 (2013).
  33. Halbgebauer, R., et al. Hemorrhagic shock drives glycocalyx, barrier and organ dysfunction early after polytrauma. J Crit Care. 44, 229-237 (2018).
  34. Chipman, A. M., Jenne, C., Wu, F., Kozar, R. A. Contemporary resuscitation of hemorrhagic shock: What will the future hold. Am J Surg. 220, 580-588 (2020).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved