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要約

出血性ショックは、世界中で毎年190万人が亡くなっています。小動物は出血性ショックモデルとしてよく使用されますが、標準化、再現性、および臨床的意義の問題に関連しているため、関連性が制限されています。この記事では、ラットにおける臨床的に関連性のある新しい出血性ショックモデルの開発について説明します。

要約

ここ数十年で、動物モデルの開発により、さまざまな病状をよりよく理解し、新しい治療法を特定することができました。出血性ショック、すなわち大量の血液の急速な喪失による臓器不全は、いくつかの経路が関与する非常に複雑な病態生理学に関連しています。出血性ショックの既存の動物モデルは数多くあり、ヒトで起こることを再現しようと試みていますが、これらのモデルには臨床的関連性、再現性、または標準化の点で限界があります。この研究の目的は、これらのモデルを改良して、出血性ショックの新しいモデルを開発することでした。簡単に言えば、出血性ショックは、平均動脈圧の低下の原因となる制御された放血によって、雄のWistar Hanラット(11〜13週齢)に誘発されました。.次の 75 分間のフェーズは、平均動脈血圧を 32 mmHg から 38 mmHg の間低く維持して、出血性ショックの病態生理学的経路をトリガーすることでした。プロトコルの最終段階では、血圧を上昇させるために静脈内輸液であるリンゲル乳酸溶液を投与する患者のケアを模倣しました。乳酸スコアと行動スコアはプロトコル開始の 16 時間後に評価されましたが、血行動態パラメーターと血漿マーカーは損傷の 24 時間後に評価されました。出血性ショック誘発の24時間後、出血性ショック群の平均動脈血圧と拡張期血圧が低下しました(p < 0.05)。心拍数と収縮期血圧は変化しませんでした。すべての臓器損傷マーカーは、出血性ショックとともに増加しました(p < 0.05)。乳酸血症と行動スコアは、偽群と比較して増加しました(p < 0.05)。結論として、ここで説明するプロトコルは、出血性ショックの関連モデルであり、特に新しい分子の治療可能性を評価するために、その後の研究で使用できることを示しました。

概要

出血性ショック(HS)は、血液量の大幅な減少を特徴とするショック状態であり、組織異毒症を引き起こします。HSは、血行動態および代謝の変化を、炎症誘発性および抗炎症反応とともに関連付ける複雑な病理です。世界中で毎年約190万人が出血とその影響に起因しています1。現在のケアのガイドラインには、主に静脈内輸液投与(血管作用分子が補充されているかどうか)と酸素療法が含まれます。ただし、これらの治療法は対症療法であり、効果がない可能性があるため、HS関連の死亡率が高いままである理由を説明しています2。このことは、新たな分子・細胞メカニズムを特定し、死亡率を低下させる治療法を特定することの重要性を正当化するものです。

動物モデルにより、疾患に関与する病態生理学的メカニズムを解読し、新しい治療戦略を試験することができます。出血性ショックの多数の動物モデルが文献に存在します。これらのモデルは、使用される種だけでなく、HSを誘導する手段(例えば、固定圧力対固定体積)も異なります(表1、表2)3,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13 .また、プロトコルは、同じタイプのモデル内で異なります(例:出血の時間、目標平均動脈圧)(表3)14,15,16,17,18,19,20。既存の出血性ショックモデルが多種多様であることと、臨床状況を再現することの複雑さを考慮すると、この病状の前臨床研究は限られたままです。再現性があり、標準化可能で、実装が容易な出血性ショックモデルの開発は、すべての人の利益になります。これにより、さまざまな研究間の比較が容易になり、出血性ショックの複雑な病態生理学が解明されます。このプロトコルの目的は、固定容量の出血の 2 つの連続したフェーズとそれに続く固定低血圧フェーズを使用して、ラットの出血性ショックの新しい臨床的に関連するモデルを開発することでした。

表1:出血性ショックのモデルとして使用された種3,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13。この表をダウンロードするには、ここをクリックしてください。

表2:出血性ショックの種類13.この表をダウンロードするには、ここをクリックしてください。

表3:固定圧力プロトコルによって誘発されたラットの出血性ショックの実験モデルの多様性の例。 出血性ショックのさまざまな実験モデルのパラメータの要約。赤で示した血管が動脈、青で示した血管が静脈です。蘇生法は、採血した血液量を参考にしています(血液:ショック時に採取した血液と同量の蘇生法、x2:ショック時に採取した血液の2倍の蘇生法、x4:ショック時に採取した血液の4倍の蘇生法)。MAP:平均動脈圧;RL:リンゲル乳酸14,15,16,17,18,19,20。この表をダウンロードするには、ここをクリックしてください。

プロトコル

すべての手続きは、欧州連合の指令2010/63 / EUに従って、地域の倫理委員会(プロトコル(#17858および#32499、CEEA-Pays de la Loire、France))に準拠して承認および実行されました。この報告は、現行のARRIVEガイドラインおよびNational Institutes of Health(NIH)のGuide for the Care and Use of Laboratory Animals(NIH Pub. No. 85-23, revised 2011)に準拠しています。

1. ラットの倫理的地位と一般情報

  1. オスのウィスターハンラット(フランス、サンジェルマンヌエル、シャルル川)は、生後10週でUnitéThérapeutiqueExpérimentaleに届けられました。ラットを標準温度(21-24°C)、湿度(40%-60%)、および午前7時30分から始まる明暗サイクル12時間の明暗サイクルで少なくとも1週間飼育します。
  2. 食べ物 と水を自由に提供します。プロトコルには、体重300〜400gの11〜13週齢のラットを使用してください。

2. 部屋のセットアップと準備の手順

  1. 麻酔ステーションのスイッチを入れ、加熱マットを37.5°Cに設定し、非滅菌のドレープで覆います。
  2. プロトコルに必要な手術器具を滅菌します:DeBakey非外傷性鉗子(1)、細くて鋭いはさみまたはメス(1)、標準パターン鉗子(2)、ニードルホルダー(1)、Vannasマイクロ解剖はさみ(1)、クランプ(1)。
  3. 頸静脈と大腿動脈用のカテーテルを準備します。
    1. 頸静脈カテーテルの場合、ポリエチレン(PE)チューブ(PE50)を23Gの針に取り付け、先端を端で切り取ります。
    2. 大腿動脈カテーテルの場合は、ステップ2.3.1で説明したものを準備し、PE50チューブの端にPE10チューブを取り付けます。
  4. 大腿動脈と頸静脈の圧力トランスデューサーとカテーテルを、100 UI/mL でヘパリン処理した授乳リンゲル液で満たして準備します。100 UI / mLでヘパリン化された乳酸リンゲル溶液を含む2 mLシリンジを、カテーテルと圧力トランスデューサーの端に置きます。.気泡が入らないように注意してください、これらは信号の欠陥の原因となりますので。
  5. 圧力トランスデューサに関連付けられているソフトウェアのスイッチを入れ、サプライヤーの指示に従って校正します。

3.ラットの手術の準備

  1. 誘導ボックスでラットに麻酔をかけます(パラメータ:セボフルラン8%、空気流量:1L /分)。ペダル反射で麻酔の深さを確認した後、麻酔をセボフルラン4%、気流量0.6L / minで維持します。術前の鎮痛薬の使用は、これらの分子の血行力学的効果のために避けられました。
    注:このステップから、麻酔の深さはペダル反射を介して20分ごとに評価されます。
  2. ラットの体重を量り、加熱マットの上の背側褥瘡の位置に置き、鼠径部と首の領域で脱毛します。
  3. 脱毛した領域を、非滅菌ガーゼパッドを使用して、10%と4%のポビドンヨード溶液(各3回)を交互に使用して消毒します。
  4. 乾燥を防ぐために、動物の目に眼科用軟膏を一滴垂らします。
  5. ラットを手術台(背側褥瘡)の上の加熱マットの上に置きます。ラットの温度を制御するために、潤滑された直腸プローブを配置します。麻酔をセボフルラン 4% で維持し、空気流量は 0.6 L/分です。
  6. 手袋を滅菌手袋と交換し、滅菌ドレープをラットに置き、鼠径部と首の領域で切断します。

4.頸静脈カニューレ挿入術

  1. 頸静脈領域を、目に見える脈動によって、鎖骨の上の右下頸部領域に配置します。DeBakey非外傷性鉗子を利用して、皮膚を優しくつかみ、細くて鋭いハサミまたはメスを使用して正確な切開を行います。
  2. 切開した領域に局所麻酔薬(リドカイン2%)を一滴塗布します。.標準パターンの鉗子で組織をやさしく切ります。
  3. 頸静脈を特定し、標準的なパターンの鉗子でその筋肉コンパートメントから穏やかに解放します。4/0シルク縫合糸を置き、遠位側(頭に向かって)をしっかりと結紮します。針ホルダー付きの縫合糸を使用して、頸静脈に張力をかけます。
  4. 近位側(心臓に向かって)に4/0縫合糸を留置し、締め付けずに外科医の結び目を準備します。Vannasマイクロ解剖ハサミを使用して頸静脈に小さな切開を行います。
  5. 小さな鉗子で静脈壁を慎重につかんだ後、PE50カテーテルを手または標準パターンの鉗子で頸静脈に挿入します。この段階では、滅菌ガーゼパッドを使用して、静脈から漏れる可能性のある最終的な血液の滴を拭きます。
  6. カテーテルをわずかに(0.5 cm)進め、少量の血液を採取してから再注入することにより、静脈内のカテーテルの正しい位置を確認します(カニューレ内の血液は静脈内にあることを示しています)。前に準備した結び目を締めて、カテーテルを固定します。
  7. カテーテルを所定の位置に置き、授乳中のリンゲル液をあらかじめ充填したシリンジに取り付け、切開した領域を湿らせた滅菌ガーゼパッドで覆います。

5.大腿動脈カニューレ挿入術

  1. DeBakey非外傷性鉗子を使用して、左脚のスカルパ三角形の皮膚をつかみ、細かくて鋭いハサミまたはメスで切開します。切開した領域に局所麻酔薬(リドカイン2%)を一滴塗布します。.標準パターンの鉗子で組織を優しく縫合します。
  2. 大腿骨トライアド(動脈、静脈、神経)の位置を特定します。1つの鉗子をトライアドの下に通し、2番目の標準パターンの鉗子を使用して、動脈を神経と大腿静脈から非常に穏やかに分離します。
    注:動脈は小さく、ピンク色で、脈動しています。これは重要なステップです。静脈と動脈は壊れやすく、簡単に破裂する可能性があります。
  3. 4/0縫合糸を留置し、大腿動脈を遠位(脚側)に結紮します。ニードルホルダーで縫合糸を取り、大腿動脈に張力をかけます。近位側(心臓側)に4/0縫合糸を留置し、閉じずに結び目を準備します。動脈をクランプします(クランプを近位側縫合糸の上流に配置します)。
  4. Vannasマイクロ解剖ハサミで大腿動脈を横方向に切開します(動脈から少量の血液が流れる必要があります)。標準的なパターンの鉗子を使用して、動脈壁を優しくつかみ、カテーテル(PE10端)で大腿動脈をカニューレし、鉗子で保持します。
  5. クランプを静かに解除して漏れがないか確認し、圧力信号を確認し(カテーテルが大腿動脈にあることを確認)、血液がカテーテルに逆流していないことを確認します(バルブ/圧力トランスデューサーからの漏れの兆候)。
  6. 信号が良好(期待値:収縮期血圧:120mmHg、拡張期血圧:80mmHg)で漏れの兆候がない場合は、カテーテルを少し進め(0.5cm)、あらかじめ用意した外科医の結び目を締めます。
  7. 動物を100UI / kgでヘパリン処理し、切開した領域に湿らせた滅菌ガーゼパッドを塗布します。.手術後、0.6 L / minの空気流量でセボフルラン3%で麻酔を維持します。.

6. 出血性ショックプロトコル(図1)

  1. フェーズ 1: 安定化 (5 分)。
    1. ヘパリン化後、圧力値が安定するまで10分待ちます。基礎血行動態値について5分間の記録を行います。
  2. フェーズ2:放血(5分):
    注: このフェーズは、モデルの固定ボリューム フェーズに対応します。
    1. 1 mL シリンジを使用して、大腿動脈から 5 分 (500 μL/30 秒) で 5 mL の血液を採取します (期待値: 収縮期血圧: 45 mmHg、拡張期血圧: 30 mmHg)。
    2. 50%乳酸リンゲル液と50%の収集血液を室温で混合します。.混合物を2mLのシリンジに入れ、頸静脈カニューレの端に置きます。.
  3. フェーズ3:出血性ショック(75分)
    注: このフェーズは、モデルの固定圧力フェーズです。
    1. 平均動脈圧を平均35mmHgに維持します。平均動脈圧が38mmHg以上の場合は、大腿動脈から200μLの血液を採取します(n = 12ラットの平均:10.2mL)。
    2. 平均動脈圧が32 mmHgを下回った場合は、頸静脈を介して50%血液-50%乳酸リンゲル液混合物200μLを注入します(n = 12ラットの平均:0.90 mL)。
    3. 出血性ショック期の終わりにガーゼパッドで尾を無菌調製した後、針の先端(26G)を使用して、尾の端から一滴の末梢血乳酸を測定します。
  4. フェーズ4:静脈内輸液蘇生法(20分)
    1. 乳酸リンゲル液を室温(RT)で10 mL/kgで20分間(350 gラットの流量は10.5 mL/h)で蘇生し、20 mLシリンジで頸静脈カテーテルとシリンジポンプを通します。

7. 手術終了と回復期、術後の経過観察

  1. 頸静脈と大腿動脈をクランプし、カテーテルを抜去します。結紮船。血液が漏れていないかよく確認してください。
  2. 切開した領域に局所麻酔薬を一滴加えます。5-0滅菌縫合糸を使用して、皮下および皮膚の縫合糸で切開された領域を縫合します。10%ポビドンヨード溶液で消毒します。
  3. ブプレノルフィン(0.05 mg / kg、0.3 mL / kg)を、26 G針付きの1 mLシリンジを使用して皮下注射します。.
  4. ラットが麻酔から離脱するのを待ちながら、温度を監視します。目を覚ます兆候(振動の動き、足の動き)が現れたら、直腸プローブを取り外し、ラットをケージに入れて加熱マットに置きます。10分後、ラットを彼の宿泊施設の部屋に戻します。
  5. ブプレノルフィンを8時間ごとに皮下投与します(0.05 mg / kg、0.3 mL / kg)。
  6. ステップ 6.3 で説明されているように、出血性ショック導入の 16 時間後の呼吸数、行動、体温、および血中乳酸を評価します。

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図1:混合ラット出血性ショックのモデル。 BioRender.com で作成 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。

8. 出血性ショック誘発の24時間後

  1. ステップ3.1で説明されているように動物に麻酔をかけます。動物を手術台に置き、ステップ3.5で説明されているように直腸プローブを挿入します。ステップ 2.3 と 2.4 で頸静脈について説明したように、頸動脈カニューレ挿入用のカテーテルを準備します。
  2. DeBakey非外傷性鉗子を使用して皮膚をつかみ、細かくて鋭いハサミまたはメスで首の中央を切開します。局所麻酔薬(リドカイン2%)を一滴塗布します。
  3. 標準パターンの鉗子で組織を優しく縫合します。唾液腺を分離し、気管筋を開いて気管リングを露出させます。
  4. 左頸動脈を採取し、標準パターンの鉗子で神経から分離します(動物の呼吸が加速する可能性が高いです)。頸動脈を遠位(頭側)に4/0の絹糸で結紮します。
  5. 近位側(心臓側)に縫合糸を留置し、閉じずに外科医用結び目を準備します。動脈をクランプします(クランプを近位側縫合糸の上流に配置します)。
  6. Vannasマイクロ解剖ハサミで頸動脈を切開します(動脈から少量の血液が流れる必要があります)。標準的なパターンの鉗子を使用して、動脈壁をそっとつかんで開口部を拡大し、付属のカテーテルで頸動脈をカニューレし、鉗子で保持します。
  7. クランプを解除して圧力信号を確認し、カテーテルの配置を確認し、血液がカテーテルに逆流していないことを確認します(バルブ/圧力トランスデューサーからの漏れの兆候)。
  8. 信号が良好で漏れがない場合は、カテーテルを少し(0.5cm)進め、事前に準備した外科医の結び目を締めて固定します。
  9. 動物を100UI / kgでヘパリン処理し、切開部に湿らせた滅菌湿布を適用します。
  10. 手術後、セボフルラン3%を使用して0.6 L / minの気流速度で麻酔を維持します。.
  11. 10 分待って 24 時間の血行動態値 (期待値: 収縮期血圧: 120 mmHg、拡張期血圧: 60 mmHg) を記録します。
  12. 臓器損傷の血漿マーカーを評価するには、頸動脈から1 mLの血液を採取し、1600 x g で10分間遠心分離します。.さらなる分析のために血漿を分注して保存します。
  13. 24時間で血行動態値を測定した直後にラットを犠牲にし、採血します。
    注:安楽死の方法は、後で収集される特定のパラメータまたはサンプルに適合させる必要があります。偽グループは、出血性ショックの手順(セクション6)なしで手術のみを受けます(セクション1〜5、7、および8)。動物は、実験者によって偽ショック群と出血性ショック群に無作為に割り付けられた。実験のさまざまな段階でのグループの割り当てを認識していたのは実験者だけでした。

代表的な結果

上記のプロトコルに従って、出血性ショックの誘発から 24 時間後にいくつかの血行動態パラメーターを評価しました。基礎平均動脈圧(出血性ショックプロトコルの開始前)は、偽ショック群と出血性ショック群で類似しています(図2A)。予想通り、出血性ショックプロトコルでは平均動脈圧が大幅に低下し、拡張期血圧の低下によって説明できます (平均動脈圧: 偽: 92 mmHg ± 3 mmHg;HS:82 mmHg±2 mmHg;拡張期血圧:73 mmHg±3 mmHg;HS:61 mmHg ± 2 mmHg)(図2B、C)。出血性ショックは、収縮期血圧、脈圧、および心拍数に影響を与えません(図2D-F)。ショック指数(心拍数/収縮期血圧比)と修正ショック指数(MSI)(心拍数/平均血圧比)は、重症患者の死亡率の2つの予測因子です14,15。値が高いほど、死亡リスクが高くなります。このモデルでは、ショック指数は2つのグループ間で変更されていませんが、修正されたショック指数は出血性ショックで増加する傾向があります(MSI:Sham:4.24 ± 0.11;HS:4.70 ± 0.15)(図2G、H)。

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図2:出血性ショックが血行動態パラメータに与える影響。 (A)基礎平均動脈圧、(B)平均動脈圧、(C)拡張期血圧、(D)収縮期血圧、(E)脈圧、(F)心拍数、(G)ショック指数、 および(H) シャムと出血性ショック動物との間の修正ショック指数。結果はSEM±平均として表され、統計的有意性は対応のないt検定によって評価されました。*:p < 0.05;: p < 0.001.n = 6-12 です。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。

出血性ショック時の全体的な代謝障害は、乳酸血症によって評価できます。予想通り、乳酸血症は出血性ショックプロトコル後および16時間後に増加した(プロトコル終了:偽:1.13 mmol / L±0.14 mmol / L;HS:5.98 mmol / L±0.39mmol / L;H + 16:偽:1.95 mmol / L±0.23 mmol / L;HS:2.95 mmol / L±0.19mmol / L)(図3A、B)。体温と呼吸数は、ショック状態に特徴的な炎症誘発性反応である全身性炎症反応症候群(SIRS)の2つの要素です。出血性ショック誘発の16時間後、2つのグループ間で体温も呼吸数も変化しません(図3C、D)。出血性ショックが姿勢や活動などのいくつかの行動パラメータに与える影響を評価しました(補足ファイル1)。行動スコアは、プロトコルの16時間後に出血性ショック群で増加します(偽:0.33 ± 0.21;HS: 2.27 ± 0.69) (図 3E)。

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図3:出血性ショックが乳酸血症、体温、呼吸数、行動スコアに及ぼす影響 (A)出血性ショックプロトコル終了時の乳酸血症、(B)乳酸血症、(C)体温、(D)呼吸数、(E)シャムと出血性ショック動物との間の出血性ショック誘発の16時間後の行動スコア。結果はSEM±平均として表され、統計的有意性は対応のないt検定によって評価されました。*:p < 0.05;**:P<0.01;: p < 0.001.n = 6-12 です。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。

出血性ショックは、臓器機能障害に関連しています。モデルが臨床的に関連性があるかどうかを評価するために、プロトコルの 24 時間後に臓器損傷の血漿マーカーを評価しました。クレアチニン血症(偽:19.13μmol/L±0.33μmol/L;HS:28.88μmol/L±2.69μmol/L)、心筋トロポニンT(偽:9.38 ng/L ± 1.87 ng/L;HS:35.62 ng/L ± 2.28 ng/L)、アスパラギン酸およびアラニンアミノトランスフェラーゼ(ASAT:Sham:221 UI/L ± 48 UI/L;HS:963 UI / L±144 UI / L;ALAT:偽:36 UI / L±4 UI / L;HS:323 UI/L ± 13 UI/L)は、腎臓、心臓、肝臓のそれぞれへの損傷を反映しており、出血性ショックによりすべて大幅に増加します(図4)。

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(A)クレアチニン血症、(B)心筋トロポニンT、(C)アスパラギン酸アミノトランスフェラーゼ、(D)シャムと出血性ショック動物との間の出血性ショック誘発の24時間後のアラニンアミノトランスフェラーゼレベル。結果はSEM±平均として表され、統計的有意性は対応のないt検定によって評価されました。*:p < 0.05;**:P<0.01;: p < 0.001.n = 4 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。

補足ファイル1:行動スコアの詳細このファイルをダウンロードするには、ここをクリックしてください。

ディスカッション

本論文では、固定圧モデルと固定体積モデルの組み合わせに基づく出血性ショックの代表的なラットモデルを初めて記述した。ショック導入の24時間後、私たちのモデルは血行動態パラメータと代謝の変化に関連していることを示しました。

その複雑な病態生理学のために、出血性ショックの研究には統合された動物モデルの利用が必要です。実際、in vitroアプローチでは、この疾患に関与するすべての経路を模倣することはできません。出血性ショックプロトコルの後に動物を目覚めさせることは、臨床状況のより良い再現を確実にするステップです。動物を起こすのが難しいため、この段階を含む研究はほとんどありません。動物を目覚めさせる珍しい研究では、短時間(2時間または6時間)で動物を犠牲にしていますが、これは患者16,18,23,24に何が起こっているかを完全には反映していません。出血性ショックモデルの開発にもかかわらず、ショック導入の24時間後にパラメータ(炎症、アポトーシス、臓器機能障害)を評価した研究はごくわずかであり、この種のプロトコルの難しさを強調しています25,26,27。コンピュータモデルと数理モデルの開発は、研究に革命をもたらしました。出血性ショックの数多くの数学的モデルが開発されてきたが、これらのモデルのほとんどは、出血性ショック中の体液交換の全範囲を考慮に入れておらず、潜在的な臨床適用性28の前に改善が必要である。これまでの主な課題の1つは、人間の病理を可能な限り忠実に模倣した動物モデルの開発でした。

多数の出血性ショックモデルが文献に記載されており、血管アプローチ、採取された血液の量、または目標圧力13によって異なる。より一般的には、出血性ショックモデルは、固定量出血、固定圧出血、および制御不能な出血の3つのグループに分類できます。固定容量出血の標準化と再現性は難しく、ラットの体重に比例して減少する血液量/体重比によって説明されます。固定圧出血は広く使用されているため、設定(目標圧力、ショックの持続時間)は研究ごとに大きく異なり、あるモデルから別のモデルに結果を転置するのが困難であることを説明しています。また、出血性ショックの病態生理学において極めて重要な役割を果たす血行動態障害は系統的に評価されていないため、研究間の結果の不一致が増加する可能性があることを指摘することも重要です。最後に、制御不能な出血モデルは、臨床的には関連性がありますが、再現性と倫理の問題を提起します。臨床的関連性、標準化、再現性を可能な限り調和させるために、固定容量相と固定圧力相の両方を備えた混合モデルを開発しました。

ここで説明するモデルでは、手術後24時間で体温と呼吸数は変更されません。これは、手術が無菌条件下で行われるため、炎症誘発性反応が制限されるという事実によって説明できます。出血性ショックは、血圧の低下に伴う失血による急性循環不全と定義されています。ヒトと同様に、この出血性ショックのモデルは、特に拡張期血圧の低下により、平均動脈圧の低下を引き起こします。興味深いことに、そして前述のように、この出血性ショックのモデルでは、蘇生段階後も心拍数は変化しません29,30,31。平均動脈圧の低下は、おそらく臓器灌流の減少と関連しており、多臓機能障害を引き起こし、これは私たちのモデルのさまざまな血漿マーカー(クレアチニン血症、心筋トロポニンT、ASAT、およびALAT)の増加によって説明できます。酸素供給の混乱は嫌気性代謝を引き起こし、それが乳酸血症の増加を引き起こします32。前述のように、この出血性ショックのモデルは、血中乳酸レベル30の増加につながります。この増加は、大腿動脈のレベルで引き起こされる虚血に関連している可能性があります。しかし、偽群の動物が生理的乳酸血症を患っており、出血性ショック群と同じ外科的処置を受けたことを考えると、この増加は出血性ショックプロトコルに関連しているように思われます。まとめると、これらすべてのデータは、この研究で説明されているプロトコルが、ラットの出血性ショックの新しい関連モデルの開発を可能にすることを確認しています。

このモデルの制限は、カニューレなどのプラスチック材料と接触する血液の自然な凝固を減らすために不可欠なヘパリンの使用です。しかし、ヘパリンの使用は、外傷性出血性ショックに関連する凝固障害に影響を与える可能性がある33。この研究は、生後11〜13週齢の健康な雄動物を対象としています。性別、年齢、併存疾患(高血圧、糖尿病など)が結果に影響を与える可能性があることを考えると、私たちのモデルでそれらの影響を評価することは適切です。プロトコルでは、蘇生ステップは、凝固障害および組織浮腫34を促進する可能性のある晶質であるリンゲル乳酸の注射を介して行われる。血液製剤の使用は最適ですが、これらは希少で腐りやすく、プロトコル全体に対してラットの血液を十分にストックするのは難しい場合があります。血液製剤とクリスタロイド/コロイドベースの蘇生出血性ショックモデルは、2つの補完的なアプローチです。

このモデルの強みは、1) その高い再現性 (結果の変動性が低いことで示されます)、2) 適用の容易さ (ほとんどの器具は古典的であり、血管アプローチが知られています)、および 3) 特に動物の覚醒と多臓機能障害による臨床的関連性です。 補足ファイル1に記載の行動スコアに基づき、リミットポイントを設定しました。犠牲は、添付の表に従って9を超えるスコアに達した場合に話し合われます。スコアが11に達した場合、動物は体系的に安楽死させられます。この研究では、どの動物も8を超えるスコアに達しなかったため、研究から除外された動物はいません。これは、ここで説明したモデルが、他の24時間研究の死亡率よりも3倍低い死亡率(16%対47%)と関連している理由を説明している可能性があります25。

モデルの重要なステップは、出血性ショック期です。32〜38 mmHgの圧力範囲を尊重することが重要です。実際、平均動脈圧を32mmHg未満に維持すると、圧力が急激かつ急激に低下することが観察されました。逆に、38 mmHgを超える圧力を維持することでは、臨床の現実に十分に近いモデルが得られません。これらの観察結果は、他のモデル13で目標とされた平均動脈圧の区間と一致しています。

結論として、この研究で詳述されたラット出血性ショックモデルは臨床的に関連性があり、新しい生物学的アクター/経路を特定することによる病態生理学的メカニズムの理解と、さまざまな候補分子をテストすることによる新しい治療戦略の特定の両方に役立つ可能性があることを示しました。

開示事項

著者らは、この論文で報告された研究に影響を与えた可能性のある既知の競合する金銭的利益や個人的な関係がないことを宣言します。この研究の結果を裏付けるデータは、合理的な要求に応じて、対応する著者から入手できます。

謝辞

本研究は、Société Française d'Anesthésie et de Réanimation(パリ、フランス)、Fondation d'entreprises Genavie(ナント、フランス)、Fédération française de cardiologie(フランス)、Agence nationale de la recherche(20-ASTC-0032-01-hErOiSmE)(パリ、フランス)、Direction Générale de l'Armement(パリ、フランス)の助成を受けて行われました。Thomas Dupasは、博士課程の期間にフランスのDirection Générale de l'Armement(DGA)とRégion des Pays de la Loireからの助成金を受けました。この活動を支援してくださった「Agence Nationale de la Recherche」(フランス・パリ)、「Direction Générale de l'Armement」(フランス・パリ)、「Sauve ton coeur」協会(フランス)に感謝いたします。我々は、UTEのIRS-UN中核施設(SFR Bonamy, Nantes Université, Nantes, France)及びIBISAの中核施設Therassay(フランス・ナント)の支援と技術支援に感謝する。

資料

NameCompanyCatalog NumberComments
1 mL syringeTERUMOMDSS01SE
2.5 mL syringeTERUMOSS*02SE1
20 mL syringeTERUMOMDSS20ESE
Anesthesia induction chamberTEMSEGAHUBBIV4
BD Microlance 3 23 G needleBecton Dickinson300800
BD Microlance 3 26 G needleBecton Dickinson304300
Blood pressure transduceremka TECHNOLOGIESBP_T
BuprecareAxienceN/A1 mL vial, buprenorphine 0.3 mg/mL
DE BAKEY, Atraumatic Vascular ForcepsALLGAIER instrumente medical09-543-150
Dermal Betadine 10%MylanN/A125 mL bottle
Fine Forceps - Curved / SerratedFine Science Tools11065-07
GraphPad Prism 8GraphPad by Dotmatics-
Heating matsTEMSEGAOPT/THERM_MATELASSTEREORATS
Heparin sodiumPANPHARMA N/A5 mL bottle, 5,000 UI/mL
IOX2 softwareemka TECHNOLOGIESIOX_BASE_4c + IOX_FULLCARDIO_4a
Iris Scissors - ToughCutFine Science Tools14058-11
LidocaineFreseniusN/A10 mL bootle, 8.11 mg, lidocaine hydrochloride
MiniHub-V3.2TEMSEGAPF006
Moria 201/A Vessel Clamp - StraightFine Science Tools18320-11
Non sterile compressesRaffin70189
Non sterile drapeDutscher 30786
Olsen-Hegar Needle Holder with Scissors Fine Science Tools12002-12
Polyethylene tubing PE10PHYMEPBTPE-10
Polyethylene tubing PE50PHYMEPBTPE-50
RatsCharles Rivers-Male WISTAR HAN (10 weeks)
Rectal probeTEMSEGASONDE_TEMP_RATS
Ringer LactatesFresenius Kabi964175
Scrub Betadine 4%MylanN/A125 mL bottle
SevofluraneAbbottN/A250 mL bottle, gas 100%
Sevoflurane VaporizerTEMSEGASEVOTEC3NSELEC
StatStrip lactate test stripsNova Biomedical47486
StatStrip Xpress lactate MeterNova Biomedical47486
Sterile compressesLaboratoire SYLAMED211S05-50
Sterile drapeMölnlycke800330
Steriles glovesMEDLINEMSG7275
SutureOptilene3097141
Suture for vesselsSMI8150046
Syringe pumpVial médical16010
usbAMPemka TECHNOLOGIES-
Vannas Spring ScissorsFine Science Tools15000-00
VaselineCooperN/A10 mL vial
Vitamin A Dulcis (ALLERGAN)AllerganN/A10 g tube, Retinol

参考文献

  1. Cannon, J. W. Hemorrhagic Shock. New Eng J Med. 378 (4), 370-379 (2018).
  2. Fox, E. E., Holcomb, J. B., Wade, C. E., Bulger, E. M., Tilley, B. C. Earlier endpoints are required for hemorrhagic shock trials among severely injured patients. Shock. 47 (5), 567-573 (2017).
  3. Frink, M., Andruszkow, H., Zeckey, C., Krettek, C., Hildebrand, F. Experimental trauma models: an update. J Biomed Biotechnol. 2011, 797383 (2011).
  4. Hauser, C. J. Preclinical models of traumatic, hemorrhagic shock. Shock. 24, 24-32 (2005).
  5. Kemming, G., et al. Can we continue research in splenectomized dogs? Mycoplasma haemocanis: Old problem - new insight. Eur Sur Res. 36 (4), 198-205 (2004).
  6. Carroll, R. G., Iamsa, S. G., Pryor, W. H., Allison, E. J. Single hemorrhage: A clinically relevant canine model of hemorrhagic shock. Resuscitation. 16 (2), 119-126 (1988).
  7. Cheung, A. T., Duong, P. L., Driessen, B., Chen, P. C., Jahr, J. S., Gunther, R. A. Systemic function, oxygenation and microvascular correlation during treatment of hemorrhagic shock with blood substitutes. Clin Hemorheol Microcirc. 34 (1-2), 325-334 (2006).
  8. . Hemorrhage and hemorrhagic shock in swine: A review Available from: https://apps.dtic.mil/sti/citations/ADA221297 (1990)
  9. Lomas-Niera, J. L., Perl, M., Chung, C. -. S., Ayala, A. Shock and hemorrhage: an overview of animal models. Shock. 24, 33-39 (2005).
  10. Redl, H., Bahrami, S. Large animal models: baboons for trauma, shock, and sepsis studies. Shock. 24, 88-93 (2005).
  11. Marques-Bonet, T., Cheng, Z., She, X., Eichler, E. E., Navarro, A. The genomic distribution of intraspecific and interspecific sequence divergence of human segmental duplications relative to human/chimpanzee chromosomal rearrangements. BMC Genom. 9, 384 (2008).
  12. Schlag, G., Redl, H. R., Till, G. O., Davies, J., Martin, U., Dumont, L. Anti-L-selectin antibody treatment of hemorrhagic-traumatic shock in baboons. Crit Care Med. 27 (9), 1900 (1999).
  13. Fülöp, A., Turóczi, Z., Garbaisz, D., Harsányi, L., Szijártó, A. Experimental models of hemorrhagic shock: A review. Eur Surg Res. 50 (2), 57-70 (2013).
  14. Zingarelli, B., Ischiropoulos, H., Salzman, A. L., Szabó, C. Amelioration by mercaptoethylguanidine of the vascular and energetic failure in haemorrhagic shock in the anesthetised rat. Eur J Pharmacol. 338 (1), 55-65 (1997).
  15. Gonzalez, R. J., Moore, E. E., Ciesla, D. J., Nieto, J. R., Johnson, J. L., Silliman, C. C. Post-hemorrhagic shock mesenteric lymph activates human pulmonary microvascular endothelium for in vitro neutrophil-mediated injury: the role of intercellular adhesion molecule-1. J Trauma. 54 (2), 219-223 (2003).
  16. Hoppen, R. A., Corso, C. O., Grezzana, T. J. M., Severino, A., Dal-Pizzol, F., Ritter, C. Hypertonic saline and hemorrhagic shock: hepatocellular function and integrity after six hours of treatment. Acta Cir Bras. 20 (6), 414-417 (2005).
  17. Rupani, B., et al. Relationship between disruption of the unstirred mucus layer and intestinal restitution in loss of gut barrier function after trauma hemorrhagic shock. Surgery. 141 (4), 481-489 (2007).
  18. Cai, B., Dong, W., Sharpe, S., Deitch, E. A., Ulloa, L. Survival and inflammatory responses in experimental models of hemorrhage. J Surg Res. 169 (2), 257-266 (2011).
  19. Esiobu, P., Childs, E. W. A rat model of hemorrhagic shock for studying vascular hyperpermeability. Methods Mol Biol. 1717, 53-60 (2018).
  20. Sordi, R., Chiazza, F., Patel, N. S. A., Doyle, R. A., Collino, M., Thiemermann, C. Preconditioning' with low dose lipopolysaccharide aggravates the organ injury / dysfunction caused by hemorrhagic shock in rats. PLoS One. 10 (4), 0122096 (2015).
  21. Liu, Y., et al. Modified shock index and mortality rate of emergency patients. World J Emerg Med. 3 (2), 114-117 (2012).
  22. Sahu, N., et al. Shock index as a marker for mortality rates in those admitted to the medical intensive care unit from the emergency department. Cureus. 12 (4), e7903 (2020).
  23. Zou, L., et al. Glucosamine improves cardiac function following trauma-hemorrhage by increased protein O-GlcNAcylation and attenuation of NF-κB signaling. Am J Physiol Heart Circ Phy. 296 (2), H515-H523 (2009).
  24. Nöt, L. G., Marchase, R. B., Fülöp, N., Brocks, C. A., Chatham, J. C. Glucosamine administration improves survival rate after severe hemorrhagic shock combined with trauma in rats. Shock. 28 (3), 345 (2007).
  25. Nöt, L. G., Brocks, C. A., Vámhidy, L., Marchase, R. B., Chatham, J. C. Increased O-linked β-N-acetylglucosamine levels on proteins improves survival, reduces inflammation and organ damage 24 hours after trauma-hemorrhage in rats. Crit Care Med. 38 (2), 562-571 (2010).
  26. Patel, N. M., et al. Inhibition of macrophage migration inhibitory factor activity attenuates haemorrhagic shock-induced multiple organ dysfunction in rats. Front Immunol. 13, 886421 (2022).
  27. Patel, N. M., et al. Inhibition of Bruton's tyrosine kinase activity attenuates hemorrhagic shock-induced multiple organ dysfunction in rats. Ann Surg. 277 (3), e624-e633 (2023).
  28. Curcio, L., D'Orsi, L., De Gaetano, A. Seven mathematical models of hemorrhagic shock. Comput Math Methods Med. 2021, e6640638 (2021).
  29. Rönn, T., Lendemans, S., de Groot, H., Petrat, F. A new model of severe hemorrhagic shock in rats. Comp Med. 61 (5), 419-426 (2011).
  30. Hussmann, B., Lendemans, S., de Groot, H., Rohrig, R. Volume replacement with Ringer-lactate is detrimental in severe hemorrhagic shock but protective in moderate hemorrhagic shock: studies in a rat model. Crit Care. 18 (1), 5 (2014).
  31. Mihara, R., Takasu, A., Maemura, K., Minami, T. Prolonged severe hemorrhagic shock at a mean arterial pressure of 40 mmHg does not lead to brain damage in rats. Acute Med Surg. 5 (4), 350-357 (2018).
  32. Vincent, J. -. L., De Backer, D. Circulatory shock. N Engl J Med. 369 (18), 1726-1734 (2013).
  33. Halbgebauer, R., et al. Hemorrhagic shock drives glycocalyx, barrier and organ dysfunction early after polytrauma. J Crit Care. 44, 229-237 (2018).
  34. Chipman, A. M., Jenne, C., Wu, F., Kozar, R. A. Contemporary resuscitation of hemorrhagic shock: What will the future hold. Am J Surg. 220, 580-588 (2020).

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