1. האסיפה של מערכת תא זרימה עם כל הרכיבים מערכת זרימה התאספו כוללת: צינורות autoclavable, מלכודות בועה, בינוני / בקבוק פסולת ותאי הזרימה כפי שמוצג באיור 1. כל החלקים הללו ניתן לעשות שימוש חוזר בין הניסויים. <img src="/files/ftp_upload/2383/2383fig1.jpg" alt="איור 1" /> באיור 1. התא זרימה מערכת ההתקנה (מרכיבים חיוניים של ההתקנה). מערכת התא זרימה מורכב מספר מרכיבים: בקבוק בינוני, משאבה peristaltic, מלכודות בועה, התא זרימה, בקבוק פסולת, וחתכים שונים של צינורות מחוברים על ידי מחברים שונים. איור מספקים בנדיבותם על ידי רונה Lyngklip. 2. האסיפה של התא זרימה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התא זרימה (איור 2 א) מטופל עם נתיבי דקה של דבק סיליקון, באמצעות מזרק (איור 3). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים פיסת לכסות על גבי קווי סיליקון (איור 3). תלושי זכוכית לכסות משמשים תשתית עבור פ aeruginosa בעוד פתקי PVC לכסות מוחלים על S. cerevisiae biofilm. </li></ol><img src="/files/ftp_upload/2383/2383fig2.jpg" alt="איור 2" /> איור 2. שרטוט סכמטי של התא זרימה מלכודת בועה 2. תיאור מפורט של ממדים המשמש לייצור של מלכודת) תא ב) בועה זרימה, ביולוגיה DTU מערכות. והודפס מחדש באישור וג&#39;ון וילי ובניו בע&quot;מ (DTU Systems Biology היה זכאי בעבר Biocentrum, כמתואר באיור) <img src="/files/ftp_upload/2383/2383fig3.jpg" alt="איור 3" /> איור 3. איור של דבק סיליקון קווי הבקשה מצורף של תשתית הזכוכית. הזכוכית המכסה הצביעו מושם על הדבק סיליקון לצרף אותו התא זרימה. <ol start="3" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעל את התא זרימה מעל ולמקם אותו על משטח שטוח עם הצד לכסות להחליק למטה. לחצו בעדינות על גבו של התא זרימה לדחוף את תלוש לכסות על בסיס של התא זרימה. הפעל את התא זרימה מעל ולבדוק עבור אזורים שאינם חתומים על ידי הסיליקון. (בוכנה) ידית חלק מזרק יכול לשמש ככלי בעדינות ללחוץ על תא הזכוכית וזרימת יחד. </li></ol> 3. בקבוק בינוני <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח סיליקון צינור האכלה (2 מ&quot;מ קוטר פנימי) בבקבוק בינוני להוסיף מחבר ישר בקצה השני. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף בינוני עד הבקבוק (עבור תוכן בינוני לראות &quot;התקשורת&quot; פסקה) כיסוי מחבר בקבוק עם רדיד מתכת החיטוי הבינוני. ודא כי בסופו של צינור אספקה ​​קבועה מעל פני הנוזל בבקבוק בינוני או אפקט סיפון עשוי לרוקן את בקבוק בינוני כאשר מעוקר. </li></ol> 4. חיבור מלכודת הבועה, תזרים תא משאבה להרכיב את כל צינורות על פי המתווה באיור 1. השתמש בצינור סיליקון למעט החלק שעובר המשאבה peristaltic שם צינורות Marprene מוחל. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לחבר את הצינור מהבקבוק בינוני לכל חדרי תזרים בודדים, לפצל צינור למספר הנדרש של פתחי הכניסה מוחל בניסוי. השתמש ב-T-מחברים כדי להפוך את המספר הרצוי של צינורות חיבור בין צינור ההזנה של צינורות Marprene בתוך המשאבה (ראה איור 1, T-מחבר). זה בדרך כלל רעיון טוב כדי לשמור על הסדר אותו רצף של צינורות ותאי לזרום בכל המערכת, כדי להקל על זיהוי של רכיבים במקרה של תקלות במערכת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חיבור כל צינור האכלה בודדים (2 מ&quot;מ קוטר) כדי Marprene צינורות המשאבה באמצעות מחברים ישר. חבר את צינורות Marprene ללכוד בועה (איור 2b) דרך צינור סיליקון ביניים (1 מ&quot;מ קוטר). ודא כי המשאבה מחוברת כניסת בחלק הגבוה של המלכודת בועה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר את צינור מוצא וכתוצאה מכך של מלכודות בועה אל מפרצון את זרימת התא (1 מ&quot;מ קוטר), לוודא כי אורך tubings אלה מאפשר התא זרימה להתרגש לשלב של המיקרוסקופ confocal (בדרך כלל 1 מ &#39;). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקום 5 מזרקים מ&quot;ל על גבי מלכודות בועה. סגור את צמרות עם כמוסות מתאימות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> על מוצא התא זרימה חיבור קצר, כ 40 מ&quot;מ של חתיכה (1 מ&quot;מ קוטר), צינורות ולהשתמש &quot;צמצום&quot; מחבר ישר לצרף צינור פסולת (2 מ&quot;מ קוטר) באורך הדרוש. המקום צינורות פסולת במיכל הפסולת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חשוב לציין, מיכל פסולת חייב תמיד להיות ממוקם באותה רמה כמו תאים הזרימה, מעולם מתחת לרמה תזרים תאים. כמו כן, ודא כי בסופו של צינורות הפסולת הוא קבוע מעל פני הצפוי של פסולת נוזלית כדי למנוע סומק גב עקב אפקט הסיפון בעת ​​טיפול בתאי לזרום. </li></ol> 5. חיטוי ושטיפת מערכת זרימת <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר מלכודת כמוסות בועה ולמקם אותם באתנול 70% כדי לשמור אותם סטריליים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעלת המשאבה במהירות הגבוהה ביותר כדי למלא את המערכת עם 0.5% (V / V) hypochlorite נתרן במים. &lt;/ Li&gt; <li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את מלכודת כמוסות בועה בחזרה כאשר מלכודות בועה מלאים לחלוטין. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחץ על תאים זרימת כדי להסיר בועות בחדר זרימה. הקפד לא לפגוע זכוכית לכסות שביר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אפשר מערכת לעקר עבור 3-4 שעות בקצב הזרימה של 3 מ&quot;ל / שעה / ערוץ (0.2 מ&quot;מ / s קצב זרימה ליניארי). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשטוף את המערכת 2-3 פעמים כדי לשטוף את כל hypochlorite. מילוי לרוקן את המערכת עם מים סטריליים. מלכודות הבועה צריך להיות מרוקן לחלוטין בין כל לשטוף. ניתן לעשות זאת על ידי שאיבה באוויר עד מלכודות בועה כבר התרוקן. לאחר ריקון, להסיר כמוסות מן מלכודות בועה לפני מילוי המערכת. החלף כמוסות לאחר מלכודות בועה מולאו לחלוטין בנוזל. חזור כנדרש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעל מים סטריליים באמצעות המערכת בקצב זרימה נמוכה (1-3 מ&quot;ל / שעה / ערוץ) במשך לילה או להמשיך לשלב הבא. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר את בקבוק בינוני עד כניסת ולשטוף את המערכת עם בינוני במשך הלילה בקצב זרימה נמוכה (3 מ&quot;ל / שעה / ערוץ) בטמפרטורה שבה הניסוי יבוצע. הערה: מלכודות בועה יש לרוקן את המים לפני מערכת מתמלא בינוני. </li></ol> 6. הרכבה של התא זרימה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מתוך התרבות לילה לעשות דילול צפיפות אופטית הרצוי (למשל עבור aeruginosa פ 0.001 OD 600nm ו - 0.1 OD 600nm עבור cerevisiae ס). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש במזרק 0.5 מ&quot;ל עם מחט 27G לטעון inoculum מספיק כדי למלא את החדר. 250 μL מספיק עבור לתאי תזרים בעל הממדים שצוינו בעבודה זו (איור 2., 40 מ&quot;מ x 4 מ&quot;מ x 1 מ&quot;מ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עצור את המשאבה peristaltic. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הצמד את צינורות סיליקון מובילים אל התא זרימה כדי למנוע חזרה לזרום לתוך המערכת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעקר את האתר חיסון על צינורות סיליקון ידי מנגב אותו עם אתנול 70%. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את המחט לתוך הצינור סיליקון להציג את קצה לתוך מפרצון של התא זרימה. לאט לאט להזריק את inoculum החדרה (להיזהר לא להזריק בועות אוויר). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את המחט למחוק את האתר עם הזרקת אתנול 70% ואחריו אטימה מיידית של החור באמצעות דבק סיליקון על הזריקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפוך את התא זרימה ולתת מיקרו אורגניזמים לדבוק לתשתית במשך שעה 1 ללא לזרום דרך התא זרימה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעל את התא זרימה, להפעיל את המשאבה בינוני (3 מ&quot;ל / שעה / ערוץ) ולקחת את מהדק את שפופרת סיליקון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המערכת ממוקמת על הדגירה, בשעה 37 ° C במקרה של פ aeruginosa ו - 30 ° C במקרה של ס cerevisiae. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Biofilm בתאי תזרים כעת ניתן דמיינו ידי CLSM. </li></ol> 7. הכתמה של biofilm עבור מיקרוסקופיה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ביצוע דילול מכתים המתאים (למשל 1:1000 Syto 9 לחיות כתם על cerevisiae ס) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עצור את המשאבה peristaltic. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קלאמפ של צינורות סיליקון המוביל התא זרימה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעקר אתר חיסון על צינורות סיליקון ידי מנגב אותו עם אתנול 70%. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש במזרק 0.5 מ&quot;ל עם מחט 27G לטעון פתרון מכתים מספיק כדי למלא את החדר. 250 μL מספיק עבור לתאי תזרים משמש כאן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את המחט לתוך הצינור סיליקון להציג את קצה לתוך מפרצון של התא זרימה. לאט לאט להזריק את הפתרון מכתים החדרה (להיזהר לא להזריק בועות). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את המחט למחוק את האתר עם הזרקת אתנול 70% ואחריו איטום המיידית של הזריקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השאר את התא זרימה ללא זרימה במשך 15 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תוריד את מהדק ולהתחיל את הזרימה (3 מ&quot;ל / שעה / ערוץ) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רוכשת את הנתונים עם CLSM </li></ol>

<ol>
	<li>Costerton, J. W., Stewart, P. S., Greenberg, E. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bacterial+biofilms:+a+common+cause+of+persistent+infections.">Bacterial biofilms: a common cause of persistent infections.</a> Science. 284, 1318-1322 (1999).</li><li>Sternberg, C., Tolker-Nielsen, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Growing+and+analyzing+biofilms+in+flow+cells.">Growing and analyzing biofilms in flow cells.</a> Curr Protoc Microbiol. Chapter 1, 2-2 (2006).</li><li>Heydorn, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+reproducibility+in+flow-chamber+biofilms.">Experimental reproducibility in flow-chamber biofilms.</a> Microbiology. 146, 2409-2415 (2000).</li><li>Pamp, S. J., Tolker-Nielsen, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multiple+roles+of+biosurfactants+in+structural+biofilm+development+by+Pseudomonas+aeruginosa.">Multiple roles of biosurfactants in structural biofilm development by Pseudomonas aeruginosa.</a> J Bacteriol. 189, 2531-2539 (2007).</li><li>Haagensen, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differentiation+and+distribution+of+colistin-+and+sodium+dodecyl+sulfate-tolerant+cells+in+Pseudomonas+aeruginosa+biofilms.">Differentiation and distribution of colistin- and sodium dodecyl sulfate-tolerant cells in Pseudomonas aeruginosa biofilms.</a> J Bacteriol. 189, 28-37 (2007).</li><li>Klausen, M., Aaes-Jorgensen, A., Molin, S., Tolker-Nielsen, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Involvement+of+bacterial+migration+in+the+development+of+complex+multicellular+structures+in+Pseudomonas+aeruginosa+biofilms.">Involvement of bacterial migration in the development of complex multicellular structures in Pseudomonas aeruginosa biofilms.</a> Mol Microbiol. 50, 61-68 (2003).</li><li>Pamp, S. J., Gjermansen, M., Johansen, H. K., Tolker-Nielsen, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tolerance+to+the+antimicrobial+peptide+colistin+in+Pseudomonas+aeruginosa+biofilms+is+linked+to+metabolically+active+cells,+and+depends+on+the+pmr+and+mexAB-oprM+genes.">Tolerance to the antimicrobial peptide colistin in Pseudomonas aeruginosa biofilms is linked to metabolically active cells, and depends on the pmr and mexAB-oprM genes.</a> Mol Microbiol. 68, 223-240 (2008).</li><li>Pamp, S. J., Sternberg, C., Tolker-Nielsen, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insight+into+the+microbial+multicellular+lifestyle+via+flow-cell+technology+and+confocal+microscopy.">Insight into the microbial multicellular lifestyle via flow-cell technology and confocal microscopy.</a> Cytometry Part A. 75A, 90-103 (2009).</li><li>Barken, K. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Roles+of+type+IV+pili,+flagellum-mediated+motility+and+extracellular+DNA+in+the+formation+of+mature+multicellular+structures+in+Pseudomonas+aeruginosa+biofilms.">Roles of type IV pili, flagellum-mediated motility and extracellular DNA in the formation of mature multicellular structures in Pseudomonas aeruginosa biofilms.</a> Environ Microbiol. 10, 2331-2343 (2008).</li><li>Qin, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+autolysin-mediated+DNA+release+in+biofilm+formation+of+Staphylococcus+epidermidis.">Role of autolysin-mediated DNA release in biofilm formation of Staphylococcus epidermidis.</a> Microbiology. 153, 2083-2092 (2007).</li><li>Allesen-Holm, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+characterization+of+DNA+release+in+Pseudomonas+aeruginosa+cultures+and+biofilms.">A characterization of DNA release in Pseudomonas aeruginosa cultures and biofilms.</a> Mol Microbiol. 59, 1114-1128 (2006).</li><li>Heydorn, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantification+of+biofilm+structures+by+the+novel+computer+program+COMSTAT.">Quantification of biofilm structures by the novel computer program COMSTAT.</a> Microbiology. 146, 2395-2407 (2000).</li><li>Palmer, R. J., Haagensen, J. A., Neu, T. R., Sternberg, C., Palmer, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Handbook of Biological Confocal Microscopy. , 882-900 (2006).</li><li>Haagensen, J. A., Regenberg, B., Sternberg, C., M&#252;ller, S., Bley, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> High Resolution Microbial Single Cell Analytics Advances in Biochemical Engineering and Biotechnology. , (2010).</li></ol>

אין ניגודי אינטרסים הכריז.

אנחנו הוכיחו תא זרימה מערכת המייצגת כלי רב עוצמה בחקירות biofilm. בשילוב עם הדמיה 3D ידי מיקרוסקופיה confocal, המערכת מציעה מגוון יתרונות בהשוואה לשיטות אחרות של ניתוח biofilms חיידקים באמצעות שיטות מיקרוסקופיות מסורתיים יותר. מערכת זו מאפשרת הדמיית 3D של חיים מיקרוביאליים קהילות biofilm ללא הפרעה של הקהילה. במיקרוסקופ אור לא תספק מידע מפורט על נישות של biofilm ובעוד במיקרוסקופ אלקטרונים מספקת רזולוציה ננומטרי של biofilm, הוא אינו מאפשר הדמיה תא חי. באמצעות ערוץ המתואר זרימת מערכת הובהר לנו בעבר את הפריסה המרחבית של תאים חיידקיים רגיש לאנטיביוטיקה מספר 5-8 (איור 4 א), הפצה של חומרים תאיים, למשל DNA ו 9-11, חלוקת תאים ניעתי ולא ניעתי של מאותו המין בתוך קהילה חיידקי 4,6,9 (איור 4 ג&#39;). אנו צופים כי המערכת התא זרימה ניתן ללמוד היבטים של biofilms שמרים. זה עשוי להיות הפצה spatio הזמני של biofilm שמרים בתגובה גורמים סביבתיים כמו קוטלי פטריות, וכן זיהוי של גנים המעורבים בהתפתחות biofilm שמרים. למרות שמרים לא ידוע להתמיין לתאי ניעתי ולא ניעתי, היבטים אחרים של גיוון עשוי להיות biofilm מחקרים כגון השינוי המורפולוגי של שמרים לתאי pseudohyphal ואת המעבר הפלואידים לתאי דיפלואידי. הראינו מערכת לציית מינים של חיידקים כמה יעבוד עם טכניקות צביעה שונות. מגוון בדיקות מכתים שונים חלבוני ניאון, כגון ה-GFP, לאפשר חקירות נישה ספציפיים biofilm המתפתח והוא מהווה כלי יעיל בניתוח ההשפעה של סוכני מיקרוביאלית או גורמים סביבתיים אחרים. המידע ניתן להשיג מפורט מאוד (איור 4) ותכונות biofilm ניתן לכמת עם תוכנות מחשב כגון סטטמ&quot;מ 12,13. בסך הכל, ההיבט הקריטי ביותר של פרוטוקול היא העובדה כי זהו תהליך גוזל זמן. זה גם מגבלה כי התאים צריכים להיות מסוגלים לגדול על משטח שאינו פלורסנט שקוף. . מכיוון biofilm נוצר מנותח באמצעות מיקרוסקופ confocal, עומק שניתן לחקור מוגבלת מאה מיקרומטר מספר 14 יש עוד מגבלות טכניות הטמון בעיצוב: המערכת אינו מתאים להקרנה תפוקה גבוהה, כחוקר מנוסה יכול לטפל בכ 15 ערוצי ביותר בכל ניסוי, אשר בתורו יכול לקחת כמה ימים כדי להתכונן. עם זאת, אנטיביוטיקה או מוטציות שנחשבים רלוונטיים ללימודי biofilm יכולים בתחילה להיות מסה הוקרן עם שיטות אחרות כגון מכתים סגול גביש לפני המועמדים המעניינים ביותר מועברים למערכת התא זרימה. יריעות כיסוי זכוכית דקים מאוד לשבור בקלות, יש להיזהר בעת הטיפול במערכות. בנוסף צינורות יש לבחון מדי יום במהלך הריצה של ניסוי, כמו רב &quot;גב צמיחה&quot; של צינורות כניסת רק נגד הזרם של תאים זרימת יכול להתרחש. זיהום מסוג זה ניתן לפתור על ידי הסרת כמה סנטימטרים של צינור סיליקון מהצד מפרצון של תאים הזרימה, באמצעות טכניקה סטרילית. <img src="/files/ftp_upload/2383/2383fig4.jpg" alt="איור 4" /> איור 4 PAO1 הישן) יום 4 -. Biofilm GFP שטופלו במשך 24 שעות עם Colistin ו יודיד Propidium עבור מכתים מת (כתם אדום) ב) מצגת 3D של יום שלוש פ &#39;הישן aeruginosa PAO1 (סוג P. aeruginosa בר) - GFP biofilm 6 ג) 3D מצגת תמונה של PAO1 - CFP Pila מוטציה (כחול) עם PAO1 סוג YFP בר (צהוב) ד) 5, יום PAO1 בן - GFP biofilm כפי שהוצגו 3D דואר תמונה) 26 ש &#39;ח (PTR3 מוטנטי CEN.PK רקע) biofilm cerevisiae מוכתם Syto-9 15.

<ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הבועה מלכודות, פוליאתילן (DTU Systems Biology, האוניברסיטה הטכנית של דנמרק, http://www.csm.bio.dtu.dk/Instrument 20Center/Resources/Biofilm% 20Setup.aspx%) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נקה פלסטיק פוליפרופילן המחברים ו-T-מחברים (קול לבן הזוג, 1 / 8 אינץ&#39; (3.175 מ&quot;מ) 1 / 16 אינץ&#39; (1.588 מ&quot;מ)) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Clamps </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Confocal מיקרוסקופ (Zeiss, Meta LSM510) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Coverslips, זכוכית (Knittel גלזר) 50 x 24 מ&quot;מ </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Coverslips, PVC coverslips (Rinzl) 50 x 24 מ&quot;מ </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תזרים תאים, פוליאתילן (DTU Systems Biology, האוניברסיטה הטכנית של דנמרק, http://www.csm.bio.dtu.dk/Instrument 20Center/Resources/Biofilm% 20Setup.aspx% </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בקבוקי בינוני (שוט) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Peristaltic משאבה (ווטסון, מרלו, 205S) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רולינג עגלה עבור מערכות זרימה ומשאבות </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דבק סיליקון (3M איטום סופר סיליקון שקוף) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מזרק 5 מ&quot;ל (Terumo) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Syto 9 (בדיקות מולקולריות) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מזרקים 0.5 מ&quot;ל עם מחטים (27G, Terumo LU-100) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מיכל פסולת </li></ul> Tubing: <ul style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סיליקון, 3 מ&quot;מ קוטר חיצוני, 1 מ&quot;מ קוטר פנימי (אולה דיך) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סיליקון, 4 מ&quot;מ קוטר חיצוני, קוטר פנימי 2 מ&quot;מ (אולה דיך) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Marprene, בקוטר של 3 מ&quot;מ החיצוני, 1 מ&quot;מ קוטר פנימי (ווטסון, מרלו) </li></ul> מדיה <table border="0" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td colspan="2"> P. aeruginosa בינוני </td></tr><tr><td> A10 </td><td> g / L </td></tr><tr><td> (NH 4) 2 SO4 </td><td> 2.0 </td></tr><tr><td> Na 2 HPO 4 X 2H 2 O </td><td> 6.0 </td></tr><tr><td> KH 2 PO 4 </td><td> 3.0 </td></tr><tr><td> NaCl </td><td> 3.0 </td></tr><tr><td> דוד לחץ </td><td></td></tr><tr><td colspan="2"></td></tr><tr><td colspan="2"> פנסיון מלא </td></tr><tr><td> MgCl 2 6 שעות 2 O </td><td> 0.20 </td></tr><tr><td> 1 מ&quot;ל 1 M CaCl 2 </td><td> 0.01 </td></tr><tr><td colspan="2"> 100 μL / L עקבות מתכות (עבור P. aeruginosa-biofilms) 4 </td></tr><tr><td colspan="2"> דוד לחץ </td></tr><tr><td colspan="2"> מערבבים A10 ו FB על יחס של 1:10. </td></tr><tr><td colspan="2"> הוסף מקור פחמן בריכוז הרצוי. </td></tr></tbody></table> <table border="0" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td colspan="2"> ס סינתטי cerevisiae בינוני מלא (SC) </td></tr><tr><td></td><td> g / L </td></tr><tr><td> אדנין סולפט </td><td> 0.02 </td></tr><tr><td> L-טריפטופן </td><td> 0.02 </td></tr><tr><td> L-היסטידין-HCL </td><td> 0.02 </td></tr><tr><td> L-ארגנין-HCL </td><td> 0.04 </td></tr><tr><td> L-מתיונין </td><td> 0.02 </td></tr><tr><td> L-tyrosine </td><td> 0.05 </td></tr><tr><td> L-לאוצין </td><td> 0.06 </td></tr><tr><td> L-isoleucine </td><td> 0.06 </td></tr><tr><td> L-ליזין-HCL </td><td> 0.05 </td></tr><tr><td> L-פנילאלנין </td><td> 0.05 </td></tr><tr><td> L-חומצה אספרטית </td><td> 0.10 </td></tr><tr><td> L-חומצה גלוטמית </td><td> 0.10 </td></tr><tr><td> L-valine </td><td> 0.15 </td></tr><tr><td> L-תראונין </td><td> 0.20 </td></tr><tr><td> L-סרין </td><td> 0.40 </td></tr><tr><td> שמרים ניטרוגן בסיס w / o חומצות אמינו אמוניום (Bacto) </td><td> 1.6 </td></tr><tr><td> אמוניום סולפט </td><td> 5.0 </td></tr><tr><td> NaOH </td><td> 6.0 </td></tr><tr><td> Succinic חומצה </td><td> 10.0 </td></tr><tr><td> דוד לחץ </td><td></td></tr><tr><td> גלוקוז (autoclaved בנפרד) </td><td> 0.20 </td></tr></tbody></table>

pseudomonas aeruginosa and saccharomyces cerevisiae biofilm in flow cells

תאים של חיידקים רבים יש את היכולת ליצור קהילות מיקרוביאלי נייחים כהגדרתו biofilms כי שינו תכונות פיזיולוגיות פתולוגי לעומת מיקרואורגניזמים שחיים חינם. Biofilms בטבע הם לעתים קרובות קשה לחקור מתגוררים תחת תנאים מוגדרים היטב 1. באמצעות תשתית שקוף זה אפשרי למכשיר מערכת שבה biofilms פשוטה ניתן לבדוק באופן בלתי הרסניות בזמן אמת: כאן אנו מדגימים את הרכבה והפעלה של מערכת התא זרימה מודל, עבור במבחנה 3D של biofilms חיידקים יצירת reproducibility גבוהה תחת תנאים מוגדרים היטב 2,3. המערכת כוללת תא זרימה המשמש חדר הצמיחה biofilm. התא זרימה מסופק עם חומרי מזון וחמצן מן הבקבוק בינוני באמצעות משאבה peristaltic ובינוניים בילה נאסף במיכל אשפה. זה בנייה של מערכת הזרימה מאפשר אספקה ​​רציפה של חומרים מזינים מתן אנטיביוטיקה למשל עם הפרעה מינימלית של תאים בוגרים בחדר זרימה. יתר על כן, תנאי הזרימה בתוך התא זרימה לאפשר מחקרים biofilm שנחשפו ללחץ גזירה. בועה השמנה גבולות מכשיר בועות אוויר מן הצינור, אשר אחרת עלולה לשבש את המבנה biofilm בתוך התא זרימה. מערכת התא זרימה תואמת מיקרוסקופית סריקה Confocal לייזר (CLSM) והוא יכול ובכך לספק מידע 3D מפורט ביותר על פיתוח biofilms חיידקים. תאים biofilm יכול להיות מתויג עם בדיקות ניאון או חלבונים בקנה אחד עם ניתוח CLSM. זה מאפשר הדמיה מקוונת המאפשרת חקירת נישות biofilm המתפתח. הגומלין מיקרוביאלית, חקירת סוכני מיקרוביאלית או את הביטוי של גנים ספציפיים, הם של ניסויים רבים setups שניתן לחקור במערכת התא זרימה.

Watch this Scientific Journal Video about Pseudomonas aeruginosa and Saccharomyces cerevisiae Biofilm in Flow Cells at JoVE.com

Pseudomonas aeruginosa and Saccharomyces cerevisiae Biofilm in Flow Cells

הפרוטוקול מתאר את היישום של מערכת התא זרימה לגידול וניתוח biofilms חיידקים מיקרוסקופית סריקה Confocal לייזר (CLSM).

Pseudomonas aeruginosa ו biofilm Saccharomyces cerevisiae בתוך תאים Flow

Many microbial cells have the ability to form sessile microbial communities defined as biofilms that have altered physiological and pathological ...

pseudomonas-aeruginosa-saccharomyces-cerevisiae-biofilm-flow

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Pseudomonas aeruginosa and Saccharomyces cerevisiae Biofilm in Flow Cells

36.7K Views.  Danish Technical University. הפרוטוקול מתאר את היישום של מערכת התא זרימה לגידול וניתוח biofilms חיידקים מיקרוסקופית סריקה Confocal לייזר (CLSM).

Video: Pseudomonas aeruginosa and Saccharomyces cerevisiae Biofilm in Flow Cells

Co-culture Models of Pseudomonas aeruginosa Biofilms Grown on Live Human Airway Cells

Bacterial biofilms have been associated with a number of different human diseases, but biofilm development has generally been studied on non-living surfaces. In this paper, we describe protocols for forming Pseudomonas aeruginosa biofilms on human airway epithelial cells (CFBE cells) grown in culture. In the first method (termed the Static Co-culture Biofilm Model), P. aeruginosa is incubated with CFBE cells grown as confluent monolayers on standard tissue culture plates. Although the bacterium is quite toxic to epithelial cells, the addition of arginine delays the destruction of the monolayer long enough for biofilms to form on the CFBE cells. The second method (termed the Flow Cell Co-culture Biofilm Model), involves adaptation of a biofilm flow cell apparatus, which is often used in biofilm research, to accommodate a glass coverslip supporting a confluent monolayer of CFBE cells. This monolayer is inoculated with P. aeruginosa and a peristaltic pump then flows fresh medium across the cells. In both systems, bacterial biofilms form within 6-8 hours after inoculation. Visualization of the biofilm is enhanced by the use of P. aeruginosa strains constitutively expressing green fluorescent protein (GFP). The Static and Flow Cell Co-culture Biofilm assays are model systems for early P. aeruginosa infection of the Cystic Fibrosis (CF) lung, and these techniques allow different aspects of P. aeruginosa biofilm formation and virulence to be studied, including biofilm cytotoxicity, measurement of biofilm CFU, and staining and visualizing the biofilm.

Co-culture Models of Pseudomonas aeruginosa Biofilms Grown on Live Human Airway Cells

This paper describes different methods of growing Pseudomonas aeruginosa biofilms on cultured human airway epithelial cells. These protocols can be adapted to study different aspects of biofilm formation, including visualization of the biofilm, staining of the biofilm, measuring the colony forming units (CFU) of the biofilm, and studying biofilm cytotoxicity.

Co-מודלים של תרבות Pseudomonas aeruginosa Biofilms גדל על תאים חיים Airway האדם

Bacterial biofilms have been associated with a number of different human diseases, but biofilm development has generally been studied on non-living ...

Microtiter Dish Biofilm Formation Assay

Biofilms are communities of microbes attached to surfaces, which can be found in medical, industrial and natural settings. In fact, life in a biofilm probably represents the predominate mode of growth for microbes in most environments. Mature biofilms have a few distinct characteristics. Biofilm microbes are typically surrounded by an extracellular matrix that provides structure and protection to the community. Microbes growing in a biofilm also have a characteristic architecture generally comprised of macrocolonies (containing thousands of cells) surrounded by fluid-filled channels. Biofilm-grown microbes are also notorious for their resistance to a range of antimicrobial agents including clinically relevant antibiotics.
The microtiter dish assay is an important tool for the study of the early stages in biofilm formation, and has been applied primarily for the study of bacterial biofilms, although this assay has also been used to study fungal biofilm formation. Because this assay uses static, batch-growth conditions, it does not allow for the formation of the mature biofilms typically associated with flow cell systems. However, the assay has been effective at identifying many factors required for initiation of biofilm formation (i.e, flagella, pili, adhesins, enzymes involved in cyclic-di-GMP binding and metabolism) and well as genes involved in extracellular polysaccharide production. Furthermore, published work indicates that biofilms grown in microtiter dishes do develop some properties of mature biofilms, such a antibiotic tolerance and resistance to immune system effectors.
This simple microtiter dish assay allows for the formation of a biofilm on the wall and/or bottom of a microtiter dish. The high throughput nature of the assay makes it useful for genetic screens, as well as testing biofilm formation by multiple strains under various growth conditions. Variants of this assay have been used to assess early biofilm formation for a wide variety of microbes, including but not limited to, pseudomonads, Vibrio cholerae, Escherichia coli, staphylocci, enterococci, mycobacteria and fungi.
In the protocol described here, we will focus on the use of this assay to study biofilm formation by the model organism Pseudomonas aeruginosa. In this assay, the extent of biofilm formation is measured using the dye crystal violet (CV). However, a number of other colorimetric and metabolic stains have been reported for the quantification of biofilm formation using the microtiter plate assay. The ease, low cost and flexibility of the microtiter plate assay has made it a critical tool for the study of biofilms.

The assay describes a rapid means to measure early biofilm formation in bacteria and fungi. This method uses a microtiter plate as the substratum for microbial biofilm formation, and the biofilm is visualized using crystal violet strain. The assay provides either a qualitative or quantitative assay for early biofilm formation.

Biofilm microtiter תבשיל גיבוש Assay

Biofilms are communities of microbes attached to surfaces, which can be found in medical, industrial and natural settings.  In fact, life in a biofilm ...

The Use of Drip Flow and Rotating Disk Reactors for Staphylococcus aureus Biofilm Analysis

Most microbes in nature are thought to exist as surface-associated communities in biofilms.1 Bacterial biofilms are encased within a matrix and attached to a surface.2 Biofilm formation and development are commonly studied in the laboratory using batch systems such as microtiter plates or flow systems, such as flow-cells. These methodologies are useful for screening mutant and chemical libraries (microtiter plates)3 or growing biofilms for visualization (flow cells)4. Here we present detailed protocols for growing Staphylococcus aureus in two additional types of flow system biofilms: the drip flow biofilm reactor and the rotating disk biofilm reactor.
Drip flow biofilm reactors are designed for the study of biofilms grown under low shear conditions.5 The drip flow reactor consists of four parallel test channels, each capable of holding one standard glass microscope slide sized coupon, or a length of catheter or stint. The drip flow reactor is ideal for microsensor monitoring, general biofilm studies, biofilm cryosectioning samples, high biomass production, medical material evaluations, and indwelling medical device testing.6,7,8,9
The rotating disk reactor consists of a teflon disk containing recesses for removable coupons.10 The removable coupons can by made from any machinable material. The bottom of the rotating disk contains a bar magnet to allow disk rotation to create liquid surface shear across surface-flush coupons. The entire disk containing 18 coupons is placed in a 1000 mL glass side-arm reactor vessel. A liquid growth media is circulated through the vessel while the disk is rotated by a magnetic stirrer. The coupons are removed from the reactor vessel and then scraped to collect the biofilm sample for further study or microscopy imaging. Rotating disc reactors are designed for laboratory evaluations of biocide efficacy, biofilm removal, and performance of anti-fouling materials.9,11,12,13

The Use of Drip Flow and Rotating Disk Reactors for Staphylococcus aureus Biofilm Analysis

Protocols for utilizing open system flow biofilms with drip flow reactors and rotating disk reactors are presented in detail.

השימוש זרימה טפטוף ו כורים דיסק סיבוב עבור Staphylococcus aureus Biofilm ניתוח

Most microbes in nature are thought to exist as surface-associated communities in biofilms.1  Bacterial biofilms are encased within a matrix and attached ...

Protocol for Biofilm Streamer Formation in a Microfluidic Device with Micro-pillars

Several bacterial species possess the ability to attach to surfaces and colonize them in the form of thin films called biofilms. Biofilms that grow in porous media are relevant to several industrial and environmental processes such as wastewater treatment and CO2 sequestration. We used Pseudomonas fluorescens, a Gram-negative aerobic bacterium, to investigate biofilm formation in a microfluidic device that mimics porous media. The microfluidic device consists of an array of micro-posts, which were fabricated using soft-lithography. Subsequently, biofilm formation in these devices with flow was investigated and we demonstrate the formation of filamentous biofilms known as streamers in our device. The detailed protocols for fabrication and assembly of microfluidic device are provided here along with the bacterial culture protocols. Detailed procedures for experimentation with the microfluidic device are also presented along with representative results.

Protocols for the study of biofilm formation in a microfluidic device that mimics porous media are discussed. The microfluidic device consists of an array of micro-pillars and biofilm formation by Pseudomonas fluorescens in this device is investigated.

פרוטוקול ליצירת biofilm Streamer במכשיר microfluidic עם מיקרו עמודים

Several bacterial species possess the ability to attach to surfaces and colonize them in the form of thin films called biofilms. Biofilms that grow in ...

Bioengineering

Methods for Characterizing the Co-development of Biofilm and Habitat Heterogeneity

Biofilms are surface-attached microbial communities that have complex structures and produce significant spatial heterogeneities. Biofilm development is strongly regulated by the surrounding flow and nutritional environment. Biofilm growth also increases the heterogeneity of the local microenvironment by generating complex flow fields and solute transport patterns. To investigate the development of heterogeneity in biofilms and interactions between biofilms and their local micro-habitat, we grew mono-species biofilms of Pseudomonas aeruginosa and dual-species biofilms of P. aeruginosa and Escherichia coli under nutritional gradients in a microfluidic flow cell. We provide detailed protocols for creating nutrient gradients within the flow cell and for growing and visualizing biofilm development under these conditions. We also present protocols for a series of optical methods to quantify spatial patterns in biofilm structure, flow distributions over biofilms, and mass transport around and within biofilm colonies. These methods support comprehensive investigations of the co-development of biofilm and habitat heterogeneity.

Biofilms have complex interactions with their surrounding environment. To comprehensively investigate biofilm-environment interactions, we present here a series of methods to create heterogeneous chemical environment for biofilm development, to quantify local flow velocity, and to analyze mass transport in and around biofilm colonies.

שיטות לאפיון Co-הפיתוח של Biofilm ובית גידול הטרוגניות

Biofilms are surface-attached microbial communities that have complex structures and produce significant spatial heterogeneities. Biofilm development is ...

Live Cell Analysis of Shear Stress on Pseudomonas aeruginosa Using an Automated Higher-Throughput Microfluidic System

A higher-throughput microfluidic in vitro bioreactor coupled with fluorescence microscopy has been used to study bacterial biofilm growth and morphology, including Pseudomonas aeruginosa (P. aeruginosa). Here, we will describe how the system can be used to study the growth kinetics and the morphological properties such as the surface roughness and textural entropy of P. aeruginosa strain PA01 that expresses an enhanced green fluorescent protein (PA01-EGFP). A detailed protocol will describe how to grow and seed PA01-EGFP cultures, how to set up the microscope and autorun, and conduct the image analysis to determine growth rate and morphological properties using a variety of shear forces that are controlled by the microfluidic device. This article will provide a detailed description of a technique to improve the study of PA01-EGFP biofilms which eventually can be applied towards other strains of bacteria, fungi, or algae biofilms using the microfluidic platform.

Live Cell Analysis of Shear Stress on Pseudomonas aeruginosa Using an Automated Higher-Throughput Microfluidic System

Here, we describe the use of a higher-throughput microfluidic bioreactor coupled with a fluorescent microscope for the analysis of shear stress effects on Pseudomonas aeruginosa biofilms expressing green fluorescent proteins, including instrument set up, the determination of biofilm coverage, growth rate, and morphological properties.

חיים תא ניתוח של גזירה על Pseudomonas aeruginosa באמצעות מערכת אוטומטית Microfluidic תפוקה גבוהה

A higher-throughput microfluidic in vitro bioreactor coupled with fluorescence microscopy has been used to study bacterial biofilm growth and morphology, ...

Visualization of Biofilm Formation in Candida albicans Using an Automated Microfluidic Device

Candida albicans is the most common fungal pathogen of humans, causing about 15% of hospital-acquired sepsis cases. A major virulence attribute of C. albicans is its ability to form biofilms, structured communities of cells attached to biotic and abiotic surfaces. C. albicans biofilms can form on host tissues, such as mucosal layers, and on medical devices, such as catheters, pacemakers, dentures, and joint prostheses. Biofilms pose significant clinical challenges because they are highly resistant to physical and chemical perturbations, and can act as reservoirs to seed disseminated infections. Various in vitro assays have been utilized to study C. albicans biofilm formation, such as microtiter plate assays, dry weight measurements, cell viability assays, and confocal scanning laser microscopy. All of these assays are single end-point assays, where biofilm formation is assessed at a specific time point. Here, we describe a protocol to study biofilm formation in real-time using an automated microfluidic device under laminar flow conditions. This method allows for the observation of biofilm formation as the biofilm develops over time, using customizable conditions that mimic those of the host, such as those encountered in vascular catheters. This protocol can be used to assess the biofilm defects of genetic mutants as well as the inhibitory effects of antimicrobial agents on biofilm development in real-time.

Visualization of Biofilm Formation in Candida albicans Using an Automated Microfluidic Device

This protocol describes the use of a customizable automated microfluidic device to visualize biofilm formation in Candida albicans under host physiological conditions.

ויזואליזציה של ביופילמים ב קנדידה אלביקנס שימוש בהתקן Microfluidic אוטומטי

Candida albicans is the most common fungal pathogen of humans, causing about 15% of hospital-acquired sepsis cases. A major virulence attribute of C. ...

Real-time Imaging and Quantification of Fungal Biofilm Development Using a Two-Phase Recirculating Flow System

In oropharyngeal candidiasis, members of the genus Candida must adhere to and grow on the oral mucosal surface while under the effects of salivary flow. While models for the growth under flow have been developed, many of these systems are expensive, or do not allow imaging while the cells are under flow. We have developed a novel apparatus that allows us to image the growth and development of Candida albicans cells under flow and in real-time. Here, we detail the protocol for the assembly and use of this flow apparatus, as well as the quantification of data that are generated. We are able to quantify the rates that the cells attach to and detach from the slide, as well as to determine a measure of the biomass on the slide over time. This system is both economical and versatile, working with many types of light microscopes, including inexpensive benchtop microscopes, and is capable of extended imaging times compared to other flow systems. Overall, this is a low-throughput system that can provide highly detailed real-time information on the biofilm growth of fungal species under flow.

We describe the assembly, operation, and cleaning of a flow apparatus designed to image fungal biofilm formation in real time while under flow. We also provide and discuss quantitative algorithms to be used on the acquired images.

הדמיה בזמן אמת, כימות של פיתוח Biofilm פטרייתי באמצעות מערכת זרימת Recirculating דו-שלבית

In oropharyngeal candidiasis, members of the genus Candida must adhere to and grow on the oral mucosal surface while under the effects of salivary flow. ...

Generation of Greater Bacterial Biofilm Biomass using PCR-Plate Deep Well Microplate Devices

Bacterial biofilms are difficult to eradicate from surfaces using conventional antimicrobial interventions. High-throughput 96-well microplate methods are frequently used to cultivate bacterial biofilms for rapid antimicrobial susceptibility testing to calculate minimal biofilm eradication concentration (MBEC) values. Standard biofilm devices consist of polystyrene pegged-lids fitted to 96-well microplates and are ideal for measuring biofilm biomass and MBEC values, but these devices are limited by available peg surface area for biomass accumulation and cost. Here, we outline a protocol to use self-assembled polypropylene 96-well deep well PCR-plate pegged-lid device to grow Escherichia coli BW25113 and Pseudomonas aeruginosa PAO1 biofilms. A comparison of 24-hour biofilms formed on standard and deep well devices by each species using crystal violet biomass staining and MBEC determination assays are described. The larger surface area of deep well devices expectedly increased overall biofilm formation by both species 2-4-fold. P. aeruginosa formed significantly greater biomass/mm2 on deep well pegs as compared to the standard device. E. coli had greater biomass/mm2 on standard polystyrene devices as compared the deep well device. Biofilm eradication assays with disinfectants such as sodium hypochlorite (bleach) or benzalkonium chloride (BZK) showed that both compounds could eliminate E. coli and P. aeruginosa biofilms from both devices but at different MBEC values. BZK biofilm eradication resulted in variable E. coli MBEC values between devices, however, bleach demonstrated reproducible MBEC values for both species and devices. This study provides a high throughput deep well method for growing larger quantities of biofilms on polypropylene devices for downstream studies requiring higher amounts of static biofilm.

This protocol presents methodology to perform biofilm growth and biomass measurements using self-assembled deep well PCR-plate devices for high-throughput 96-well pegged lid static biofilm screening.

ייצור ביופילם ביומסה חיידקית גדולה יותר באמצעות מכשירי מיקרופלאט עמוק באר עמוקה צלחת PCR

Bacterial biofilms are difficult to eradicate from surfaces using conventional antimicrobial interventions. High-throughput 96-well microplate methods are ...

<meta charset="utf8"></head><body>מודל CF ניתן להתאמה לבדיקות אנטי-מיקרוביאליות וניתוח דינמיקה מיקרוביאלית

Development of a Polymicrobial Colony Biofilm Model to Test Antimicrobials in Cystic Fibrosis

A range of bacteria biofilm models exist for the testing of antibiotics. However, many of these are limited to a single experimental output, such as colony-forming units or metabolic activity. Furthermore, many biofilm models do not reflect the biological and physiochemical properties of the human host environment. This is an important issue in many conditions, but most noticeably in cystic fibrosis (CF). A large proportion of people with CF suffer from both chronic and intermittent infections, and in vitro, antibiotic susceptibility testing poorly correlates with patient treatment outcomes. Some biofilm models incorporate CF lung-relevant media, including synthetic sputum mimics, but do not consider the polymicrobial nature of the environment, which alters biofilm architecture, physiology, and the way microbes respond to treatment. The solid-air interface colony biofilm model described here is highly adaptable and incorporates both CF-relevant media and a polymicrobial context. This model can also be used for mid-throughput screening of antimicrobials and to study their effect on polymicrobial dynamics. Output measurements from the model can be colony-forming units, metabolic activity, and confocal microscopy analysis. The model can easily be adapted to different microorganisms, media, temperatures, and variable oxygen conditions and can be used to test a wide range of chemical, biological, and physical treatments.

<meta charset="utf8"></head><body>פיתוח מודל ביופילם של מושבה פולימיקרוביאלית לבדיקת אנטי-מיקרוביאלים בסיסטיק פיברוזיס

This methodology allows for the establishment of a polymicrobial biofilm model in cystic fibrosis for antimicrobial sensitivity testing in research and clinical laboratories. This model provides accurate and reliable results over a range of outputs.

פיתוח מודל ביופילם של מושבה פולימיקרוביאלית לבדיקת אנטי-מיקרוביאלים בסיסטיק פיברוזיס

A range of bacteria biofilm models exist for the testing of antibiotics. However, many of these are limited to a single experimental output, such as ...