המחברים מבקשים להודות לתמי Esmaili על סיועה בניהול של חומרים מתכלה במעבדה. AA הוא מקבל מלגת דוקטורט מהמרכז למצוינות לחקר מחלת אלצהיימר והטיפוח, בית הספר למדעי רפואה, אוניברסיטת אדית קוואן. MC מקבל תמיכה במימון תואר דוקטור ממועדון רוטרי, פרת&#39;. בבוקר, GV, KT, וRNM ממומנים על ידי קרן המחקר של McCusker אלצהיימר.

1. תחזוקת מערכת <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דג זברה נשמר במערכת כי ברציפות במחזור מסננים וaerates מערכת המים כדי לשמור על איכות המים הנדרשת לסביבה מימית בריאה. המערכה המחזורית גם עוזרת לסנן עודפי מזון וצואת דגים. חברות שונות מספקות מערכות דג זברה אבל אנחנו משתמשים במערכות מבתי גידול מימיים, ארה&quot;ב במעבדה שלנו. טמפרטורת החדר או טמפרטורת הטנק נשמרת בדרך כלל בין 26-28.5 מעלות צלזיוס ותנאי התאורה הן 14:10 לשעה (אור: כהה). מערכת דג זברה מבתי גידול מימיים (לדוגמה, מערכת Benchtop) עלויות ~ 9,000 דולר. מערכת benchtop זה עם שני מדפים יכולה להחזיק 10-6 ליטר, 12 3-ליטר, או 20 טנקים 1.5-ליטר על כל מדף. שורות מרובות של דגים (למשל, סוג מהונדס, מוטציה, פרא) יכולות גם להיות מאוחסן באותה המערכת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קבוצה של סוגים שונים של מסננים נמצאים בשימוש במערכת. במערכת שלנו, מים מכל טנקי האב &#39;sses באמצעות 120-מיקרון מסנן בלוק, מכל מסנן מסנן 50-מיקרון, ביולוגי, מסנן פחם פעיל ספיגת מסנן UV וחיטוי לפני שהופץ בחזרה לתוך הטנק. מי De-chlorinated/aged משמשים במערכת דג הזברה. מים יכולים להיות דה כלור על ידי הזדקנות לפחות 48 שעות. בתנאים אידיאליים, מים צריכים להישמר במאגר עם משאבה במחזור המים כדי לשמור אותו חם, ומזרזים את דה כלורינציה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ה-pH של מי המערכת יש לבדוק מדי יום ונשמרה בין 6.8 ו -7.5. בעת צורך, סודה לשתייה יש להשתמש כדי להגדיל את רמת החומציות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> טנקי דגים יש לנקות באופן קבוע. כדי לנקות האקווריום, לסגור את זרימת המים למכל הזה, ניקוז מים עודפים על ידי הטיית הטנק לאחור ולהסיר את המכל בזהירות מהמערכת. צמיחת לכלוך ואצות תהיה ברורה על תחתית והדפנות של הטנק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח לבלבל לתוך מכל נקי, וממלא במים עם כלור דה-(aka המערכה water). בזהירות להעביר את הדגים למכל הזה עם רשת דייגים. סגור את המכסה ולהעביר את תג השם של הטנק. זהירות למקם את המכל הנקי למערכת ולהפעיל את אספקת המים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לטהר את רשת דגים, התרסיס עם אתנול 70%, יש לשטוף במים, ולתת לו להתייבש לפני השימוש מחדש. הסרת המחיצה מהמכל המלוכלך ולרסס את שני חלקים עם אתנול 70%. לשטוף היטב במים ברז ולאפשר לטנק ולבלבל לייבוש מלא לפני השימוש מחדש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מסנן את המערכה במחזור יש לבדוק ולשנות באופן קבוע על מנת להבטיח התפקוד התקין שלהם. מסננים אלה צריכים להיות שונים באופן קבוע, כדי להבטיח אספקת מים תקינה ונקיה לכל טנקי דגים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> משטח המסנן 120-מיקרון בדרך כלל מיקומו או להחלפה יומית; למקם כיוון זרימת המים כדי להשתמש בו לחלוטין לפני חזרת עם אחד חדש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מסנן הקופסה צריך להיות מוחלף מדי שבוע. כדי לשנות את מסנן המכל, הסר את יחידת המסנן על ידי סיבוב נמלהiclockwise עם ברגים או ידות. הנח סדין או מגבת למטה כדי למנוע או לספוג דליפת מים מפלסטיק. החלף את מסנן המכל עם אחד חדש ולהתאים את יחידת המסנן חזרה לתוך המערכת, להדק היטב עם ידות וברגים במידת צורך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מסנן הפחם צריך להיות שונה דו שבועי (אחת לשבועות). כדי לשנות את מסנן הפחם, הוצא את יחידת מסנן הפחם בזהירות עם מפתח ברגים. השלך את הפחם הפעיל בשימוש ולהחליף אותו בפחם פעיל חדש. להתאים מחדש את מחזיק הפחם והנח אותו חזרה ליחידת מסנן. Fit חזרה יחידת המסנן למערכת. הפעל את המערכת ולבדוק את המים שזורמים למסנן. במידת צורך, לשטוף קצת מים בצינורות לניקוי לכלוך בצינורות לפני התקנת המסנן למערכת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פילטר הביולוגי יש לנקות כל שישה חודשים. הפילטר ביולוגי ממוקם בדרך כלל בין המכל ומסנן פחם במערכת המחזורית. כדי לשנות את המסנן הביולוגי, remאובת יחידת המסנן מהמערכת. לשחרר את הלחץ מהמסנן על ידי לחיצה על לחצן שחרור לחץ. הברג החוצה את המסנן עם מפתח ברגים. באופן כללי שני אנשים נדרשים לצעד זה. הסר את המכסה של יחידת המסנן. רוקן את התוכן של המסנן למכל מנופה להפריד siporax מהמים. הערה: Siporax היא מדיה נקבובית קנס יו סינון שיש לו את היכולת לבצע הן ניטריפיקציה ודה ניטריפיקציה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם siporax מלוכלך מאוד להחליף אותו עם חדש. מלא את יחידת המסנן במי מערכת (דה כלור במים), לסגור את המכסה, להחזיר את יחידת המסנן למערכת והפעל את אספקת המים. הערה: באקווריום התאקלם, siporax יהיה ביתם של כמה חיידקי nitrifying. מיקרואורגניזמים אלה הם קריטיים לשמירה על מחזור החנקן באקווריום, והסרה של הדיור העיקרי לפילטר הביולוגי (siporax המלוכלך) עלול לגרום לעלייה חדה אמוניה רצינית, ואחרי ספייק ניטריט ואילו new הביולוגי מסנן (עם siporax החדש) הוא הקמה מחדש-. שני אלה מצבי הביניים של מחזור החנקן עשויים להיות רעילים לאורגניזמים ימיים, ועלולים להרוג את דג זברה אם לא הגיבו לכראוי. לכן, חשוב לי פילטר ביולוגי משני מקום אחר במערכת דיור דג הזברה (לדוגמה, במכל האיסוף במערכת בתי גידול מימית) כדי לאפשר אכלוס מהיר של מיקרואורגניזמים החשובים אלה בsiporax החדש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מסנני UV המשמשים לבקרת מזהמים ביולוגיים של מערכת (כגון חיידקים) ויש להחליף כל 9-10 חודשים. יש לציין כי שיעור מינון UV מסנן חיטוי הוא ~ 110 mJ / 2 סנטימטר בתחילת חיי המנורה ושיעור המינון יורד במשך הזמן, ולכן יש צורך להחליף את העולם גם כשזה נראה שהוא עדיין פונקציונלי. </li></ol> 2. האכלה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דג זברה יכול להיות מוזן במזון יבש (גודל 100 מיקרון מזון לזחלים לאo 300/400 מיקרון לדגים בוגרים) או מזון חי (שרימפס מלח). בריין שרימפס (הארטמיה sp.) ביצים זמינות בחנויות לחיות מחמד מקומיות וניתן בקעו במעבדה על ידי ביצוע הפעולות הפשוטות מתוארות להלן. <ol class="lalpha" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפזר מלח ים אדום במים מיושנים על ידי נחת כוס במלח בstirrer מגנטי למסיסות טובה יותר. לחלופין, מלח יכול להיות מומס במים על ידי הגזת אותו עם צינור האוורור. מלח אוקיינוס ​​מיידי יכול לשמש גם כפתרון בקיעה אם מלח הים האדום אינו זמין. שרימפס מלח יכול לסבול מגוון רחב של מליחויות, אך אנו בקיעת ארטמיה (10-15 גרם) במי 30-35 ג&#39;/ ליטר אדום מלח ים. הערה: במקרה ביצי ארטמיה אינן זמינות בחנויות לחיות המחמד המקומיות אז שרימפס תמלחות מארז יכול לשמש גם לאחר &quot;decapping&quot; אותם בקבוצות לפני שמוסיף אותם למדגרת השרימפס. זה עשוי גם להימנע מביקורים תכופים בחנות לחיות המחמד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מלא האצ&#39; ארטמיה עם saמי הליטר ולהוסיף את ביצי שרימפס בריכוז של 1.2 כפות / ליטר. לאוורר את האצ&#39; נמרץ עם משאבת אוויר ומשאיר את ביצי ארטמיה לבקוע ל~ 48 שעות. הערה: יש לציין שארטמיה בלתי מועשרת תאבד ערך תזונתי כל שעה שלאחר בקיעה. לכן, זה יכול להיות מתאים לכל אחד הפתח שמעל 24 שעות או 48 שעתי העשרה על מנת לקבל את הערך התזונתי מקסימאלי מארטמיה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שפכים ממערכת הבקיעה מתווספים לפסולת הסגר חייב לחטא באקונומיקה ונפטרו מאוחר יותר. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לאסוף את שרימפס המלח, להסיר את צינור האוויר ולאפשר התרבות להסתפק בדקות 4-5 אך לא יותר מ 10 דקות. את שרימפס המלח בקע לאסוף בתחתית האצ&#39;. <ol class="lalpha" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> איסוף שרימפס תמלחות באמצעות ברז בתחתית האצ&#39;. השלך את הזרימה הראשונית אשר מורכבת מביצי ארטמיה בלתי בקע. </li><li&gt; לאחר שלכת את שרימפס מלח בלתי בקע, לאסוף את שרימפס המלח בקע אשר ישמשו כמזון דג זברה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפרד את שרימפס המלח מהמים המלוחים, באמצעות נטו אוסף ארטמיה (~ 350 רשת ניילון מיקרון). שוטף את שרימפס המלח מהרשת למכל מים באמצעות מערכת. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> את שרימפס המלח שנאסף בדרך כלל מצוי בריכוז גבוה בתחתית המכל נותן לו צבע ולא כתום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להאכיל את שרימפס המלח לדג הזברה באמצעות פיפטה או בקבוק מזלף / squeezy. כמות המזון שחלק תלוי בגודל האוכלוסייה של טנקים בודדים. היחס המקובל לדג הזברה הוא לקבל 4% ממשקל גוף במזון ליום. דג הזברה לא צריך להיות יתר על מידה כמו זה עלול להגביר את רמת ההחנקות במים, ואולי להשפיע על הרבייה שלהם, או הכדאיות, כמו כמה דגים עלולים למות כתוצאה מאכילת יתר. <ol class="lalpha" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר הזרקת מזון לתוךמי דגים, רעבים לשחות כדי לתפוס את שרימפס המלח. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> האכלה יבשה יכולה להתבצע באמצעות מערכת אקולוגית מתקן אוכל פשוט האביב מבוסס דגים של Aquatic / בתי גידול מימיים. לחלופין, האכלה יבשה יכולה גם להתבצע באמצעות כפית פשוטה או על ידי חיתוך מזלף פלסטיק אלכסון במספריים כדי לתת לו מראה של כפית קטנה. </li></ol> 3. רבייה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דג זברה ליזום רבייה בתחילת האור. ביצים מופרות ניתן לקבל גם באמצעות רבייה בטנקים או רביית pairwise. בעוד גידול בטנקים הוא יותר עבודה יעילה ומיושם לאוסף עובר רגיל במעבדה שלנו, רביית pairwise עדיף כאשר גנים או מוטציות הם להיות מוקרנים מדג בודד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לרבייה בטנקים, להרכיב את המגדל בטנקים ושחרר לאט לתוך האקווריום לאחר ההופעה של אור. לחלופין, בטנקי רביית הגדרה ניתן להשאיר בלילה באקווריום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Lגגו המגדל בטנקים לכ 15 דקות על מנת לאפשר לדגים לזדווג לפני הסרת המגדל מהמכל ואוסף את הביצים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רביית Pairwise בדרך כלל להגדיר את שעתי אחר הצהריים מאוחרים לאחר ההאכלה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הרכב את מכל הרבייה ולמלא אותו במי מערכת מיושנים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להעביר נקבה אחת וזכר אחד לשני צדי מתרס של מכל הרבייה. נקבות ניתן להבחין בין זכרים בגלל הבטן הגדולה שלהם. גברים גם ניתן להבדיל בין נקבות כי הם יותר דקים וצבע כהים יותר מאשר נקבות. יתר על כן, לזכרים יש colouration צהוב יותר בסנפיר האנאלי בהשוואה לנשים (ראה תרשים 1). כאשר במבט ספק לצינור ההטלה בדג זברת נקבה (ראה איור 4). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסרת המחיצה למחרת בבוקר זמן קצר לאחר תחילתו של אור. לאפשר הזדווגות להתרחש באין מפריעים במשך 20 דקות או עד שכמות מספקת של עוברים מונחות בחלק התחתון של הטנק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר הרבייה,להחזיר את הדגים לטנקים. לאסוף את הביצים באמצעות מסננת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שטוף את העוברים ביסודיות במים במערכת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להעביר את העוברים לצלחת פטרי על ידי שטיפה עם המסננת בינונית עובר; aka EM3 (NaCl, 13.7 מ&quot;מ; KCl, 0.54 מ&quot;מ; MgSO 4, 1.0 מ&quot;מ; CaCl 2, 1.3 מ&quot;מ; Na 2 HPO 4, 0.025 מ&quot;מ; KH 2 ת.ד. 4, 0.044 מ&quot;מ; 3 NaHCO, 4.2 מ&quot;מ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עוברים ניתן לראות מתחת למיקרוסקופ. ביצים מופרות אז מופרדות מן הביצים המופרות באמצעות מחט ופיפטה (ראה איור 3). </li></ol> 4. גיוס של זחלים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ביציות מופרות נשמרות באינקובטור (~ 28.5 מעלות צלזיוס) במשך 72 שעות עד שהם בקעו הזחלים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עכשיו הזחלים מחוץ לסיסיים וחייה בחופשיות הם מוכנים להעביר לאקווריום ראשי. זחלים צריכים להיות מוזנים מ5 ימים לאחר ההפריה (DPF) ונשמרים במדיום עובר (רכב מתואר בחלק 3, 10) או מים במערכת. זחלים יכולים להיות כל זמן במאכלים עגולים עם ~ 50% או יותר של מים השתנו בה על בסיס יומי. החלפת המים צריכה לכלול הסרת זחלים מתים או חולים וכל פסולת אחרת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להעביר את הזחלים בעדינות לתוך טנק המכיל מחיצה בגודל קטנה (של כ 300-400 מיקרון). זחלים מתים וחולים יש להסיר וכמה מיליליטרים של מים יש להוסיף באיטיות על בסיס יומי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר 14 ימים, טנקי זחלים יכולים להיות נגנזו למערכת, ומסופקים עם זרם קטן של מים על אופניים (1-2 טיפין לשנייה). כזחלים לגדול, זרימת מים יכולה להיות מוגברת. גדלים שונים של מחסומים ניתן להשתמש בהתאם לגודל של הזחלים (למשל גודל לבלבל 300-400, 500, 700-750, ו1000 מיקרון) ולבלבל פלסטיק רגיל יש להשתמש לדגים הבוגרים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדרך כלל זה לוקח 3 חודשים לעוברים להתפתח למבוגר לבגרות מינית. </li></ol>

<ol>
	<li>Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stages+of+embryonic+development+of+the+zebrafish.">Stages of embryonic development of the zebrafish.</a> Dev. Dyn. 203, 253-310 (1995).</li><li>Avdesh, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+color+preference+in+zebrafish+for+learning+and+memory.">Evaluation of color preference in zebrafish for learning and memory.</a> J. Alzheimers Dis. 28, 459-469 (2012).</li><li>Spence, R., Gerlach, G., Lawrence, C., Smith, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+behaviour+and+ecology+of+the+zebrafish,+Danio+rerio.">The behaviour and ecology of the zebrafish, Danio rerio.</a> Biol. Rev. Camb. Philos. Soc. 83, 13-34 (2008).</li><li>Best, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Non-associative+learning+in+larval+zebrafish.">Non-associative learning in larval zebrafish.</a> Neuropsychopharmacology. 33, 1206-1215 (2008).</li><li>Wolman, M. A., Jain, R. A., Liss, L., Granato, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemical+modulation+of+memory+formation+in+larval+zebrafish.">Chemical modulation of memory formation in larval zebrafish.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108, 15468-15473 (2011).</li><li>Rosen, J. N., Sweeney, M. F., Mably, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microinjection+of+Zebrafish+Embryos+to+Analyze+Gene+Function.">Microinjection of Zebrafish Embryos to Analyze Gene Function.</a> J. Vis. Exp. (25), e1115 (2009).</li><li>Gerlai, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebra+fish:+an+uncharted+behavior+genetic+model.">Zebra fish: an uncharted behavior genetic model.</a> Behav. Genet. 33, 461-468 (2003).</li><li>Eddins, D., Petro, A., Williams, P., Cerutti, D. T., Levin, E. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nicotine+effects+on+learning+in+zebrafish:+the+role+of+dopaminergic+systems.">Nicotine effects on learning in zebrafish: the role of dopaminergic systems.</a> Psychopharmacology. (Berl). 202, 103-109 (2009).</li><li>Colwill, R. M., Raymond, M. P., Ferreira, L., Escudero, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visual+discrimination+learning+in+zebrafish+(Danio+rerio.">Visual discrimination learning in zebrafish (Danio rerio.</a> Behav. Processes. 70, 19-31 (2005).</li><li>Blaser, R. E., Chadwick, L., McGinnis, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+measures+of+anxiety+in+zebrafish+(Danio+rerio).">Behavioral measures of anxiety in zebrafish (Danio rerio).</a> Behav. Brain Res. 208, 56-62 (2010).</li><li>Westerfield, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+guide+for+the+laboratory+use+of+zebrafish+(Danio+rerio).">A guide for the laboratory use of zebrafish (Danio rerio).</a> THE ZEBRAFISH BOOK. , (2007).</li><li>Delaney, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Social+interaction+and+distribution+of+female+zebrafish+(Danio+rerio)+in+a+large+aquarium.">Social interaction and distribution of female zebrafish (Danio rerio) in a large aquarium.</a> Biol. Bull. 203, 240-241 (2002).</li></ol>

אין ניגודי האינטרסים הכריזו.

דג זברת מקורן נהר הגנגס בצפון הודו והופכים פופולריים במחקר בשניהם בוגרים ושלבי זחל 2, נסקר על ידי ספנס et al. 3. דג זברה יש מספר יתרונות על פני מודלים של בעלי חיים אחרים כגון פוריות גבוהה, קלות התחזוקה, פינוי אופטי של עוברים, התפתחות עוברית מהירה, ועלות תחזוקה נמוכה. הם ניתנים למניפולציה גנטית 6 ומתאימים לסריקת תרופות תפוקה גבוהה 4,5. ההפריה שלהם היא חיצונית וזה יתרון עבור השימוש בם על ידי ביולוגים התפתחותיים. בשל תכונותיו החיוביות אלה, דג הזברה צובר פופולרי ב7 גנטיקה, תרופתי 8, ומחקר התנהגותי 9,10. יש מספר האתגרים לשמירה על מתקן דג זברה וגידול בעלי דג זברה להשיג עוברים. בזאת, אנו מתארים חוויות וההמלצות שלנו בהתמודדות עם אתגרים אלה וoutline פרוטוקול לתחזוקת מערכת, האכלה, ריבוי וגידול של הזחלים. תחזוקת מערכת כדי לשמור על דג זברה במצב בריא, חשוב לספק להם סביבה נקיה במערכת האקווריום מתפקד כראוי. חלק חשוב בזה משתנה מסנני מערכת באופן קבוע, כך שכל הטנקים יקבלו זרימת מים תקינות ומים נקיים. זה חיוני כדי למנוע כשל באספקת מי הרכיבה על האופניים לכל טנק עקב צינורות מערכת חסומה. הצינורות ניתן לנקות באמצעות לחץ מים גבוהה מרגיל וזרימה אם חסימה מתרחשת. באופן אידיאלי, בסביבות 10% מהמים של המערכת צריכים להיות מוחלפים מדי יום כדי לשמור על איכות מים טובה. לחלופין, ניתן להחליף מים בעת החלפת המכל או מסנן פחם. הדבר מבטיח כי הלכלוך הופקד בצינורות המחברים מסננים אלה הוסר. איכות מים צריכה להיבדק על בסיס קבוע. פרמטרים כגון האלקליניות, pH, temperatיור, קשיות, אמוניה, חמצן מומס, מליחות, ומוליכות צריך להיחשב כגורמים חשובים בייצוג איכות מי המערכת (ראה טבלה 2 לפרטים נוספים). בחנק הפחות, pH וטמפרטורה צריכה להיות במעקב על בסיס קבוע על מנת להבטיח את איכות מים טובה לדג זברת דיור. האידיאלי ניטראט (NO 3 -) רמות &lt;50 מ&quot;ג / 11 ליטר, ואם אלה הרמות גבוהות יכולות להיות מופחתות על ידי החלפת המים במערכת מסתובבת עם מערכת מים הטריים. לעתים, מסננים לא מתאימים היטב ולדלוף ולכן מומלץ לבדוק כל דליפות לאחר שינוי מסנן. אם זרימת המים מהמאגר הראשי חסומה גם לאחר שינוי משאבת מים או שינוי מסנן, זרימת המים יכולה להיות משוחזרת על ידי מי מהתרופפות או סר של המסנן לכמה שניות כדי לשחרר את כל ואקום שנוצר בצינורות. הזמן הדרוש כדי לשנות מסננים יכול להשתנות בהתאם לגורמים שונים כגון סך העומס o הביולוגיתn המערכת, הניקיון של מסננים אחרים, והלכלוך שהופקדו בצינורות. לפיכך, מסננים צריכים מייד להיות שונים אם הם מופיעים מלוכלכים או אם כל הטנקים לא מקבלים אספקת המים הנכונה. מומלץ גם שרשת הדגים לנקות עם אתנול 70%, ונשטפה במים כדי לטהר אותו, ולהתייבש לפני שימוש מחדש. ייבוש מבטיח אידוי של אתנול שאחרת הוא רעיל לדגים. רוב מערכות דג הזברה להשתמש דה כלור מים ברז, ואולם, חלק ממערכות משתמשות במי deionized. זה חשוב לשמור על המוליכות של מי המערכה בין 300 ל ~ 1,500 μS כזה מקטין את אנרגית הדגים צריכים לשמור על מלחים בגוף. לכן, דג זברה לא יכול להיות כל זמן במים, אלא אם כן deionised מלחים נוספים כדי לשמור על רמת המוליכות האופטימלית. קיים סיכון של ריכוזי נחושת גבוהים אפשריים במי המערכת אם מי ברז משמש כי מסנן הפחם אינו מסיר את הנחושת. לכן, uSERS צריך לבדוק לריכוזי נחושת ולהימנע מנחושת הצנרת במידת ההאפשר. האכלה דג הזברה לא צריך להיות יתר על מידה כמו זה עלול להגביר את רמת ההחנקות במים, ואולי להשפיע על הרבייה שלהם 11, או הכדאיות, כמו כמה דגים עלולים למות כתוצאה מאכילת יתר. אנו ממליצים לא לספק יותר מזון במהלך כל האכלה מטנק של דגים יכולים לסיים תוך 10 דקות. חשוב מאוד להסיר מלח משרימפס המלח לפני שהאכיל אותם לדג הזברה כריכוז עודף מלח גורם למוות. אם יותר ביצי דג זברה נדרשות, דגים ניתן לאכול שלוש פעמים ביום. ניקוי מכלי דגי המגדל יומי גם משפר את רמות ייצור ביצים. כאשר האכלה על מערכות בתי גידול המימיות אנחנו בדרך כלל לכבות את משאבת מים ומשאבת אוויר כדי לאפשר לדגים לאכול את האוכל למשך 10 דקות. זה מקטין את כמות המזון שנשטפה למסננים. עם זאת, משתמשים חייבים להיות זהירים כדי remגחלת להפעיל משאבות אלה שוב לאחר מכן. רבייה דג זברה הוא בדרך כלל בתנאי הרבייה אופטימלי בין ~ 3 וגיל 18 חודשים. רביית Pairwise לא צריכה להתבצע במשך 11 ימים רצופים, אולם גידול בטנקים ניתן לבצע מדי יום כטנק יכול להחזיק דגים רבים המקטינים את הסיכויים של אותו הזוג של דגים שגדלו במשך ימים ברציפות. גידול צריך להתבצע במרווחי זמן קבועים, גם אם ביצים אינן נדרשות. תהליך זה יבטיח את מחזור הרבייה של הדג נשמר. מומלץ כי יש יותר נשים מאשר גברים ברביית הגדרה. דג זברת זכר לשנות בנות זוגם על בסיס יומי 12 נוספים אשר תומכות בהמלצה זו. יתר על כן, בתוך המעבדה שלנו אנחנו בתחילה חווינו בעיות עם רבייה, לעומת זאת, משתמשים יותר נקבות מזכרים ברביית הגדרה עזרה לפתור את הבעיה. יתר על כן, האכלה עם חלבון גבוהה קונטהnt דיאטה וארטמיה 2-3 פעמים ביום, דגי ערבוב מטנקים שונים (מהורים שונים), שמירה על הטמפרטורה של רביית הגדרה בין 27 ל 28 מעלות צלזיוס, ולוחץ את הבטן של נקבות עם צינורות שחלה חסומה באמצעות עיסוי עדין השתפר ייצור ביצים נוספות. אנו ממליצים לשמור על שיא של קווי דגים / מקורות, כדי למנוע ברבייה בין אחים. עוד דבר זה משפר את ייצור עובר. שמירה על שיא של מספר העוברים שנקבעו על ידי דגים מכל טנק גם מומלץ. זה מסייע בשמירה על מסלול של טנקי דגים הטובים הרבייה ונקיטת אמצעים לשיפור רבייה בדגים לא יטילו ביצים. גיוס של זחלים האכלה של זחלים צריכה להתחיל מ 5 DPF (ימי הפרית הודעה). זחלים צעירים ניתן להאכיל במזון יבש של ~ 100 מיקרון בגודל (למשל, ZM100) או מזון חי כגון הסנדלית וrotifers (אשר ממריץ צמיחה). גודל האוכל לאט ניתן להגדילל200 מיקרון (למשל ZM200) או מיקרון 300/400 (למשל ZM300). אוכלוסייה של דגים בוגרים צריכה להיות בסביבות 6-7 דגים לליטר מים. תרגול זה מומלץ לתחזוקה טובה יותר של BOD (צריכת חמצן ביולוגית) לטנקים.

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> שם מגיב / ציוד </td><td> חברה </td><td> מספר קטלוגים </td><td></td></tr><tr><td> דג זברה במחזור המערכת </td><td> בתי גידול מימיים, ארה&quot;ב </td><td> אחאב, מערכות עצמאיות עליונה ספסל </td><td></td></tr><tr><td> סודיום ביקרבונט </td><td> סיגמה אולדריץ </td><td> S6297 </td><td></td></tr><tr><td> דיספנסר מזון דגים / מזין מזון יבש </td><td> בתי גידול מימיים, ארה&quot;ב </td><td> AH19 </td><td></td></tr><tr><td> מיקרוסקופ </td><td> אולימפוס </td><td> SZX12 </td><td></td></tr><tr><td> מזון יבש </td><td> אוכל ZM דגים, בריטניה </td><td> ZM100, ZM200, ZM300 </td><td></td></tr><tr><td> ביצי ארטמיה </td><td> סולט קריק, Inc, ארה&quot;ב </td><td> כיתת פרימיום </td><td></td></tr><tr><td> מגדלים בטנקים</td><td> בתי גידול מימיים, ארה&quot;ב </td><td> ITSTS- </td><td></td></tr><tr><td> פחם פעיל </td><td> פן Plax-Pro-סרטן, ארה&quot;ב </td><td> PBC3MF </td><td></td></tr><tr><td> טנקי רבייה </td><td> בתי גידול מימיים, ארה&quot;ב </td><td> SBTANK (1 ליטר) מגדל הטנק-2 (2L) </td><td></td></tr><tr><td> מלח הים אדום </td><td> מלח הים אדום, ארה&quot;ב </td><td> חנות לחיות מחמד מקומית / <a href="http://www.redseafish.com" target="_blank">www.redseafish.com</a> </td><td></td></tr><tr><td> מסננים (קופסה, רפידות מסנן, וUV) </td><td> בתי גידול מימיים, ארה&quot;ב </td><td> <a href="http://www.aquatichabitats.com" target="_blank">aquatichabitats.com</a> </td><td></td></tr><tr><td> Siporax מדיה </td><td> בתי גידול מימיים, ארה&quot;ב </td><td> BF 820 </td><td></td></tr><tr><td> נטו ארטמיה </td><td> בתי גידול מימיים, ארה&quot;ב </td><td> BSN1 </td><td></td></tr><tr><td> האצ&#39; ארטמיה </td><td> בתי גידול מימיים, ארה&quot;ב </td><td> BS252 </td><td></td></tr><tr><td> מבלבל </td><td> בתי גידול מימיים, ארה&quot;ב </td><td> <a href="http://www.aquatichabitats.com" target="_blank">aquatichabitats.com</a> </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> טבלת 1. טבלה של חומרים כימיים וציוד ספציפיים בשימוש בפרוטוקול זה. </td></tr></tbody></table>

regular care and maintenance of a zebrafish (danio rerio) laboratory: an introduction

פרוטוקול זה מתאר טיפול ותחזוקה שוטף של מעבדת דג זברה. דג זברה עכשיו צובר פופולרי בגנטיקה, מחקר תרופתי והתנהגותי. כחוליות, דמיון דג זברת חלק ניכר גנטי רצף עם בני אדם ונמצא בשימוש כמודל חיה לתנאי מחלה אנושי שונה. היתרונות של דג זברה בהשוואה לדגמי החולייתנים נפוצים אחרים כוללים פוריות גבוהה, עלות תחזוקה נמוכה, עוברים שקופים, והתפתחות מהירה. בשל ההחלטה של ​​עניין במחקר דג זברה, בצורך להקים ולתחזק מתקן דיור דג זברה פורה הוא גם גדל. למרות שהספרות זמינה עבור התחזוקה של מעבדת דג זברה, פרוטוקול וידאו מתומצת חסר. סרטון זה מדגים את הפרוטוקול לדיור קבוע, האכלה, ריבוי וגידול של זחלי דג זברה. תהליך זה יסייע לחוקרים להבין את התנאים אופטימליים והתנהגות הטבעית של zebrafisח גידול בעלי ומכאן לפתור בעיות ניסיוניות שמקורן בתנאי הגידול בעלי הדגים. פרוטוקול זה יהיה לעזר עצום לחוקרים מתכננים להקים מעבדת דג זברה, וגם לתלמידים תארים מתקדמים המתעתדים להשתמש בדג זברה כמודל חיה.

דיור ואחזקת דג זברה הוא קל יותר וזול יותר ממודלים מכרסמים מסורתיים. דג זברה כמה אלף יכול להיות מאוחסן במעבדה קטנה. כתוצאה מפרוטוקול זה, חוקרים יוכלו לנהל מתקן דג זברה, אשר יספק תנאים בריאים לדג הזברה. בנוסף, האיורים הבאים יעזרו ביצים מופרות לזהות, דג זברה בוגר, ומזונם. איור של דג זברת זכר (איור 1 א) ודג זברת נקבה (האיור 1B &amp; 1C) מוצג כדי לסייע לחוקרים להבחין בין זכר ונקבת דג זברה לרביית מטרת איור 2 מתאר נוף מיקרוסקופי של;. שרימפס מלח ב12X (איור 2A), שרימפס במי מלח אחת 90X (איור 2 ב &#39;), וביצה מופרה בארטמיה 90X (האיור 2C). זה יעזור בהבנת ההבדל בין שרימפס תמלחות מופרת ומופרה לאבזרמטרות האכלת ER. ביצים מופרות ומופרות מוצגות באיור 3. האיור 3A ממחיש מבט מיקרוסקופי של עוברים מופרים ומופרים. עוברים מופרים הם בדרך כלל אטומים ו / או בתא מהקרע (הים) בתוך סיסי (חץ שחור) בעוד עוברים מופרים נראה שלם וגדל למדינת חלוקת התא הבאה (לקריאה מפורטת של שלבים שונים של עוברי דג זברה ראה 1). נוף גבוה יותר גדלה של מופרה וביצה מופרה מוצגת באיור 3B ו3C בהתאמה. איור 4 ממחיש צינור ההטלה של דג זברת נקבה כדי לסייע לחוקרים להבחין בין זכר ונקבת דג זברה. מספר בעיות קריטיות שעלולות להתרחש במעבדת דג זברה כוללות חסימה של אספקת מים לאדם / כל הטנקים במערכת הדיור, איכות מים ירודה, וזליגה בצנרת או מאגר של המערכה המחזורית. בנוסף,בעיות בהשגת עוברים מגידול יכולות להיות מקור נוסף לדאגה. פתרון בעיות בנושאים אלה נדון בהמשך. <img src="/files/ftp_upload/4196/4196fig1.jpg" alt="איור 1" /> איור 1. איור של דג זברת זכר () ונקבת דג זברה (B, C). <img src="/files/ftp_upload/4196/4196fig2.jpg" alt="איור 2" /> איור 2. מבט מיקרוסקופי של שרימפס במלח 12X (), שרימפס במי מלח אחת 90X (ב &#39;), וביצה מופרה בארטמיה 90X (C). <img src="/files/ftp_upload/4196/4196fig3.jpg" alt="איור 3" /> איור 3. מבט מיקרוסקופי (16X) של ביצים מופרות ומופרות, שבו רק שתי ביצים מופרות, את הביצים המופרות מצוינים עם חצים שחורים (). גבוהה יותר גדלהתצוגה (90X) של מופרה (B) וביצה מופרה (C). <img src="/files/ftp_upload/4196/4196fig4.jpg" alt="איור 4" /> איור 4. צינור ההטלה של דג זברה נקבה (מסומן בחץ שחור) האיור. <table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td fo:width="2in"> פרמטר </td><td fo:width="3in"> טווח אופטימלי </td></tr><tr><td> האלקליניות </td><td> 50-150 מ&quot;ג / ליטר CaCO 3 </td></tr><tr><td> pH </td><td> 6.8-7.5 (6.0-8.5 נסבלים) </td></tr><tr><td> טמפרטורה </td><td> 26-28.5 מעלות צלזיוס </td></tr><tr><td> קשיות </td><td> 50-100 מ&quot;ג / ליטר CaCO 3 </td></tr><tr><td> אמוניה בלתי מיוננת </td><td> &lt;0.02 מ&quot;ג / ליטר </td></tr><tr><td> ניטראט (NO 3 -) </td><td> &lt;50 מ&quot;ג / ליטר </td></tr><tr><td> ניטריט (NO 2 -) </td><td> &lt;0.1 מ&quot;ג / ליטר </td></tr><tr><td> חמצן מומס </td><td> &gt; 6.0 מ&quot;ג / ליטר </td></tr><tr><td> מליחות </td><td> 0.5-1 גר &#39;/ ל&#39; </td></tr><tr><td> מוליכות </td><td> 300 -1,500 μS </td></tr></tbody></table> טבלה 2. פרמטרים של מים איכותיים. פרמטרי איכות מים. טווח אופטימלי של פרמטרים סביבתיים בדג הזברה 11 אקווריום.

Watch this Scientific Journal Video about Regular Care and Maintenance of a Zebrafish Danio rerio Laboratory: An Introduction at JoVE.com

Regular Care and Maintenance of a Zebrafish Danio rerio Laboratory: An Introduction

פרוטוקול זה מתאר תחזוקה וטיפול קבוע כדי לשמור על תנאים אופטימליים לגידול בעלי דג זברה. הסרטון מדגים את הפרוטוקול לתחזוקת מערכת, דיור רגיל, הזנה, רבייה, וגידול של זחלי דג זברה.

טיפול קבוע ותחזוקה של דג זברה (<em&gt; Danio rerio</em&gt;) מעבדה: מבוא

This protocol describes regular care and maintenance of a zebrafish laboratory. Zebrafish are now gaining popularity in genetics, pharmacological and ...

regular-care-maintenance-zebrafish-danio-rerio-laboratory-an

Research

JoVE Journal

Biology

Regular Care and Maintenance of a Zebrafish (Danio rerio) Laboratory: An Introduction

88.8K Views.  Edith Cowan University. פרוטוקול זה מתאר תחזוקה וטיפול קבוע כדי לשמור על תנאים אופטימליים לגידול בעלי דג זברה. הסרטון מדגים את הפרוטוקול לתחזוקת מערכת, דיור רגיל, הזנה, רבייה, וגידול של זחלי דג זברה.

Video: Regular Care and Maintenance of a Zebrafish Danio rerio Laboratory: An Introduction

Proper Care and Cleaning of the Microscope

Keeping the microscope optics clean is important for high-quality imaging. Dust, fingerprints, excess immersion oil, or mounting medium on or in a microscope causes reduction in contrast and resolution. DIC is especially sensitive to contamination and scratches on the lens surfaces. This protocol details the procedure for keeping the microscope clean.

Keeping the microscope optics clean is important for high-quality imaging. Dust, fingerprints, excess immersion oil, or mounting medium on or in a microscope causes reduction in contrast and resolution. DIC is especially sensitive to contamination and scratches on the lens surfaces. This protocol details the procedure for keeping the microscope clean.

טיפול ניקוי נאות של המיקרוסקופ

Keeping the microscope optics clean is important for high-quality imaging. Dust, fingerprints, excess immersion oil, or mounting medium on or in a ...

Preparation and Maintenance of Dorsal Root Ganglia Neurons in Compartmented Cultures

Neurons extend axonal processes that are far removed from the cell body to innervate target tissues, where target-derived growth factors are required for neuronal survival and function. Neurotrophins are specifically required to maintain the survival and differentiation of innervating sensory neurons but the question of how these target-derived neurotrophins communicate to the cell body of innervating neurons has been an area of active research for over 30 years. The most commonly accepted model of how neurotrophin signals reach the cell body proposes that signaling endosomes carry this signal retrogradely along the axon. In order to study retrograde transport, a culture system was originally devised by Robert Campenot, in which cell bodies are isolated from their axons. The technique of preparing these compartmented chambers for culturing sensory neurons recapitulates the selective stimulation of neuron terminals that occurs in vivo following release of target-derived neurotrophins. Retrograde signaling events that require long-range microtubule dependent retrograde transport have important implications for the treatment of neurodegenerative disorders.

Here we describe the technique of preparing and maintaining compartmented chambers for culturing sensory neurons of the dorsal root ganglia.

הכנה ותחזוקה של הגב הגרעינים נוירונים רוט בתרבויות מחולקים

Neurons extend axonal processes that are far removed from the cell body to innervate target tissues, where target-derived growth factors are required for ...

Gross and Fine Dissection of Inner Ear Sensory Epithelia in Adult Zebrafish (Danio rerio)

Neurosensory epithelia in the inner ear are the crucial structures for hearing and balance functions. Therefore, it is important to understand the cellular and molecular features of the epithelia, which are mainly composed of two types of cells: hair cells (HCs) and supporting cells (SCs). Here we choose to study the inner ear sensory epithelia in adult zebrafish not only because the epithelial structures are highly conserved in all vertebrates studied, but also because the adult zebrafish is able to regenerate HCs, an ability that mammals lose shortly after birth. We use the inner ear of adult zebrafish as a model system to study the mechanisms of inner ear HC regeneration in adult vertebrates that could be helpful for clinical therapy of hearing/balance deficits in human as a result of HC loss.
Here we demonstrate how to do gross and fine dissections of inner ear sensory epithelia in adult zebrafish. The gross dissection removes the tissues surrounding the inner ear and is helpful for preparing tissue sections, which allows us to examine the detailed structure of the sensory epithelia. The fine dissection cleans up the non-sensory-epithelial tissues of each individual epithelium and enables us to examine the heterogeneity of the whole epithelium easily in whole-mount epithelial samples.

Gross and Fine Dissection of Inner Ear Sensory Epithelia in Adult Zebrafish Danio rerio

The inner ear sensory epithelium of adult zebrafish is a good model system for understanding the mechanisms of hair cell regeneration in adult vertebrates. This protocol demonstrates the fine dissection of the epithelia, through which we can get tissue samples for studying the regenerative events at cellular and subcellular levels.

Dissection גרוס פיין epithelia של האוזן הפנימית חושית למבוגרים דג הזברה ( Danio rerio)

Neurosensory epithelia in the inner ear are the crucial structures for hearing and balance functions. Therefore, it is important to understand the ...

Heart Dissection in Larval, Juvenile and Adult Zebrafish, Danio rerio

Zebrafish have become a beneficial and practical model organism for the study of embryonic heart development (see recent reviews1-6), however, work examining post-embryonic through adult cardiac development has been limited7-10. Examining the changing morphology of the maturing and aging heart are restricted by the lack of techniques available for staging and isolating juvenile and adult hearts. In order to analyze heart development over the fish's lifespan, we dissect zebrafish hearts at numerous stages and photograph them for further analysis11. The morphological features of the heart can easily be quantified and individual hearts can be further analyzed by a host of standard methods. Zebrafish grow at variable rates and maturation correlates better with fish size than age, thus, post-fixation, we photograph and measure fish length as a gauge of fish maturation. This protocol explains two distinct, size dependent dissection techniques for zebrafish, ranging from larvae 3.5mm standard length (SL) with hearts of 100&mu;m ventricle length (VL), to adults, with SL of 30mm and VL 1mm or larger. Larval and adult fish have quite distinct body and organ morphology. Larvae are not only significantly smaller, they have less pigment and each organ is visually very difficult to identify. For this reason, we use distinct dissection techniques.
We used pre-dissection fixation procedures, as we discovered that hearts dissected directly after euthanization have a more variable morphology, with very loose and balloon like atria compared with hearts removed following fixation. The fish fixed prior to dissection, retain in vivo morphology and chamber position (data not shown). In addition, for demonstration purposes, we take advantage of the heart (myocardial) specific GFP transgenic Tg(myl7:GFP)twu34 (12), which allows us to visualize the entire heart and is particularly useful at early stages in development when the cardiac morphology is less distinct from surrounding tissues. Dissection of the heart makes further analysis of the cell and molecular biology underlying heart development and maturation using in situ hybridization, immunohistochemistry, RNA extraction or other analytical methods easier in post-embryonic zebrafish. This protocol will provide a valuable technique for the study of cardiac development maturation and aging.

Heart Dissection in Larval, Juvenile and Adult Zebrafish, Danio rerio

A clear, standardized method for dissection and isolation of the zebrafish heart at multiple developmental stages are described. Annotation and quantification techniques are also discussed.

הלב Dissection ב הזחל, דג הזברה לנוער ו למבוגרים, Danio rerio</em

Zebrafish have become a beneficial and practical model organism for the study of embryonic heart development (see recent reviews1-6), however, work ...

In Vivo Modeling of the Morbid Human Genome using Danio rerio

Here, we present methods for the development of assays to query potentially clinically significant nonsynonymous changes using in vivo complementation in zebrafish. Zebrafish (Danio rerio) are a useful animal system due to their experimental tractability; embryos are transparent to enable facile viewing, undergo rapid development ex vivo, and can be genetically manipulated.1 These aspects have allowed for significant advances in the analysis of embryogenesis, molecular processes, and morphogenetic signaling. Taken together, the advantages of this vertebrate model make zebrafish highly amenable to modeling the developmental defects in pediatric disease, and in some cases, adult-onset disorders. Because the zebrafish genome is highly conserved with that of humans (~70% orthologous), it is possible to recapitulate human disease states in zebrafish. This is accomplished either through the injection of mutant human mRNA to induce dominant negative or gain of function alleles, or utilization of morpholino (MO) antisense oligonucleotides to suppress genes to mimic loss of function variants. Through complementation of MO-induced phenotypes with capped human mRNA, our approach enables the interpretation of the deleterious effect of mutations on human protein sequence based on the ability of mutant mRNA to rescue a measurable, physiologically relevant phenotype. Modeling of the human disease alleles occurs through microinjection of zebrafish embryos with MO and/or human mRNA at the 1-4 cell stage, and phenotyping up to seven days post fertilization (dpf). This general strategy can be extended to a wide range of disease phenotypes, as demonstrated in the following protocol. We present our established models for morphogenetic signaling, craniofacial, cardiac, vascular integrity, renal function, and skeletal muscle disorder phenotypes, as well as others.

In Vivo Modeling of the Morbid Human Genome using Danio rerio

Here, we present a systematic approach for developing physiologically relevant, sensitive and specific in vivo assays for interpreting variation in human pathology. Transient genetic manipulation via microinjection of WT and mutant human mRNA and morpholino (MO) antisense oligonucleotides harness the tractability of the developing zebrafish embryo to rapidly assay pathogenic mutations, especially, but not exclusively, in the context of human developmental disorders.

בדוגמנות Vivo של הגנום האנושי החולנית באמצעות Danio rerio

Here,  we present methods for the development of assays to query potentially clinically  significant nonsynonymous changes using in  vivo complementation ...

High Throughput Danio Rerio Energy Expenditure Assay

Zebrafish are an important model organism with inherent advantages that have the potential to make zebrafish a widely applied model for the study of energy homeostasis and obesity. The small size of zebrafish allows for assays on embryos to be conducted in a 96- or 384-well plate format, Morpholino and CRISPR based technologies promote ease of genetic manipulation, and drug treatment by bath application is viable. Moreover, zebrafish are ideal for forward genetic screens allowing for novel gene discovery. Given the relative novelty of zebrafish as a model for obesity, it is necessary to develop tools that fully exploit these benefits. Herein, we describe a method to measure energy expenditure in thousands of embryonic zebrafish simultaneously. We have developed a whole animal microplate platform in which we use 96-well plates to isolate individual fish and we assess cumulative NADH2 production using the commercially available cell culture viability reagent alamarBlue. In poikilotherms the relationship between NADH2 production and energy expenditure is tightly linked. This energy expenditure assay creates the potential to rapidly screen pharmacological or genetic manipulations that directly alter energy expenditure or alter the response to an applied drug (e.g. insulin sensitizers).

High Throughput Danio Rerio Energy Expenditure Assay

Zebrafish are an important model organism for the study of energy homeostasis. By utilizing a NADH2 sensitive redox indicator, alamar Blue, we have developed an assay that measures the metabolic rate of zebrafish larvae in a 96 well plate format and can be applied to drug or gene discovery.

תפוקה גבוהה<em&gt; Danio rerio</em&gt; Assay הוצאה אנרגיה

Zebrafish are an important model organism with inherent advantages that have the potential to make zebrafish a widely applied model for the study of ...

Maintenance of a Drosophila melanogaster Population Cage

Large quantities of DNA, RNA, proteins and other cellular components are often required for biochemistry and molecular biology experiments. The short life cycle of Drosophila enables collection of large quantities of material from embryos, larvae, pupae and adult flies, in a synchronized way, at a low economic cost. A major strategy for propagating large numbers of flies is the use of a fly population cage. This useful and common tool in the Drososphila community is an efficient way to regularly produce milligrams to tens of grams of embryos, depending on uniformity of developmental stage desired. While a population cage can be time consuming to set up, maintaining a cage over months takes much less time and enables rapid collection of biological material in a short period. This paper describes a detailed and flexible protocol for the maintenance of a Drosophila melanogaster population cage, starting with 1.5 g of harvested material from the previous cycle.

Maintenance of a Drosophila melanogaster Population Cage

This manuscript reports a detailed protocol for culturing, on a regular basis, a population of Drosophila melanogaster using a fly population cage.

תחזוקה של<em&gt; תסיסנית</em&gt; אוכלוסיית קייג

Large quantities of DNA, RNA, proteins and other cellular components are often required for biochemistry and molecular biology experiments. The short life ...

Nephrotoxin Microinjection in Zebrafish to Model Acute Kidney Injury

The kidneys are susceptible to harm from exposure to chemicals they filter from the bloodstream. This can lead to organ injury associated with a rapid decline in renal function and development of the clinical syndrome known as acute kidney injury (AKI). Pharmacological agents used to treat medical circumstances ranging from bacterial infection to cancer, when administered individually or in combination with other drugs, can initiate AKI. Zebrafish are a useful animal model to study the chemical effects on renal function in vivo, as they form an embryonic kidney comprised of nephron functional units that are conserved with higher vertebrates, including humans. Further, zebrafish can be utilized to perform genetic and chemical screens, which provide opportunities to elucidate the cellular and molecular facets of AKI and develop therapeutic strategies such as the identification of nephroprotective molecules. Here, we demonstrate how microinjection into the zebrafish embryo can be utilized as a paradigm for nephrotoxin studies.

Renal injuries incurred from nephrotoxins, which include drugs ranging from antibiotics to chemotherapeutics, can result in complex disorders whose pathogenesis remains incompletely understood. This protocol demonstrates how zebrafish can be used for disease modeling of these conditions, which can be applied to the identification of renoprotective measures.

Nephrotoxin Microinjection דג הזברה למודל אי-ספיקת כליות חריפה

The kidneys are susceptible to harm from exposure to chemicals they filter from the bloodstream. This can lead to organ injury associated with a rapid ...

Detecting Estrogenic Ligands in Personal Care Products using a Yeast Estrogen Screen Optimized for the Undergraduate Teaching Laboratory

The Yeast Estrogen Screen (YES) is used to detect estrogenic ligands in environmental samples and has been broadly applied in studies of endocrine disruption. Estrogenic ligands include both natural and manmade &#34;Environmental Estrogens&#34; (EEs) found in many consumer goods including Personal Care Products (PCPs), plastics, pesticides, and foods. EEs disrupt hormone signaling in humans and other animals, potentially reducing fertility and increasing disease risk. Despite the importance of EEs and other Endocrine Disrupting Chemicals (EDCs) to public health, endocrine disruption is not typically included in undergraduate curricula. This shortcoming is partly due to a lack of relevant laboratory activities that illustrate the principles involved while also being accessible to undergraduate students. This article presents an optimized YES for quantifying ligands in personal care products that bind estrogen receptors alpha (ER&#945;) and/or beta (ER&#946;). The method incorporates one of the two colorimetric substrates (ortho-nitrophenyl-&#946;-D-galactopyranoside (ONPG) or chlorophenol red-&#946;-D-galactopyranoside (CPRG)) that are cleaved by &#946;-galactosidase, a 6-day refrigerated incubation step to facilitate use in undergraduate laboratory courses, an automated application for LacZ calculations, and R code for the associated 4-parameter logistic regression analysis. The protocol has been designed to allow undergraduate students to develop and conduct experiments in which they screen products of their choosing for estrogen mimics. In the process, they learn about endocrine disruption, cell culture, receptor binding, enzyme activity, genetic engineering, statistics, and experimental design. Simultaneously, they also practice fundamental and broadly applicable laboratory skills, such as: calculating concentrations; making solutions; demonstrating sterile technique; serially diluting standards; constructing and interpolating standard curves; identifying variables and controls; collecting, organizing, and analyzing data; constructing and interpreting graphs; and using common laboratory equipment such as micropipettors and spectrophotometers. Thus, implementing this assay encourages students to engage in inquiry-based learning while exploring emerging issues in environmental science and health.

This article presents an optimized yeast estrogen screen for quantifying ligands in Personal Care Products (PCPs) that bind estrogen receptors alpha (ER&#945;) and/or beta (ER&#946;). The method incorporates two colorimetric substrate options, a six-day refrigerated incubation for use in undergraduate courses, and statistical tools for data analysis.

זיהוי ליגנדים אסטרוגניים במוצרי טיפוח אישי באמצעות של שמרים אסטרוגן מסך ממוטב עבור המעבדה הוראה לתואר ראשון

The Yeast Estrogen Screen (YES) is used to detect estrogenic ligands in environmental samples and has been broadly applied in studies of endocrine ...

Anaerobic Growth and Maintenance of Mammalian Cell Lines

Most mucosal surfaces along with the midpoints in tumors and stem cell niches are geographic areas of the body that are anoxic. Previous studies show that the incubation in normoxic (5% CO2 in air) or hypoxic (low oxygen levels) conditions followed by an anoxic incubation (an absence of free oxygen) results in limited viability (2&#8211;3 days). A novel methodology was developed that enables an anoxic cell cultivation (for at least 17 days; the maximum time tested). The most critical aspect of this methodology is to ensure that no oxygen is introduced into the system. This is obtained by the degassing of media, and by flushing tubes, dishes, flasks, and pipettes with an anaerobic gas mixture (H2, CO2, N2) followed by permitting the materials to equilibrate to the anoxic (non-oxygen) environment prior to usage.&#160;Additional care must be exercised when acquiring photomicrographs to ensure that the micrographs obtained do not contain artifacts. In the absence of oxygen, cell morphology is significantly altered. Two distinct morphotypes are noted for all anaerobically-grown cells. The ability to grow and maintain mammalian cells in the absence of oxygen can be applied to the analysis of cell physiology, polymicrobial interactions, and the characterization of biosynthetic pathways for novel cancer drug development.

Here, we describe a new method that enables the anaerobic long-term cultivation of established cell lines. The maximum survival time that was tested is 17 days. This method is suitable for the testing of cytotoxic agents and exploring the physiology of anoxically replicating cells.

צמיחה אנאירובית ותחזוקה של שורות תאים בתרבית

Most mucosal surfaces along with the midpoints in tumors and stem cell niches are geographic areas of the body that are anoxic. Previous studies show that ...