המחבר מבקש להודות לפיטר קסטרו ומתיו Dinday על מאמציהם המוקדמים להקמת דג זברה במעבדה. עבודה זו מומנה על ידי המכונים הלאומיים לבריאות מענק EUREKA (# R01NS079214-01).

<html> 1. ייצור ביצים ואוספות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דג זברת גידול בעלי כדלקמן נהלים סטנדרטיים שתוארו בעבר 8. בקצרה, דג זברה בוגר מוגדר ברביית טנקים עם חוצצים במקום. כאשר האורות בחדר הגיעו בבוקר שלמחרת, חוצצים יוסרו מרביית טנקים ודגים מותרים כ 20-60 דקות של זמן זיווג באין מפריע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ביצים מטנקי הרבייה נאספות במסננת ולשטוף במי ביצה. ביצים ואז מועברות לצלחת פטרי עם מי ביצה. ביצים ופסולות מופרים יוסרו באמצעות פיפטה העברה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צלחת פטרי המכילה מקום לביצים שנאספו בחממה (28-32 מעלות צלזיוס). לאחר בקיעה, סביב שני ימים לאחר ההפריה (DPF), להסיר סיסי וכל פסולת אחרת עם פיפטה העברה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ביום רצוי לאחר ההפריה (3-8 DPF) להסיר צלחת פטרי המכיל זחלי חופשיות חייה ומקום על שולחן מעבדה בטמפרטורת חדר. </li></ol>ss = &quot;jove_title&quot;&gt; 2. Microelectrode מושך והכנה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש חולץ micropipette, מושך 1.2 מ&quot;מ OD ורוסיליקט זכוכית נימי לשתי מחטים וחנות בצלחת פטרי 150 מ&quot;מ או תיבת פיפטה ריקה על ידי נחת מעל רמפות מרק טיפשיות. מחטים יכולות להיות משך מראש. OD שונות זכוכית נימים ניתן להשתמש בהתאם לסוג של המגבר headstage הזמין. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Backload microelectrode עם פתרון הקלטה תאי (2 M NaCl) באמצעות מזרק 1 מ&quot;ל עם מזרק Nalgene מסנן (4-מ&quot;מ) וMicrofil נימה (מכשירי ורנר Precision) המצורפת. לנער או קש בולוס לעבר קצה המחט עד שיש כמה בועות או לא הנותרים. </li></ol> 3. ריתוק אגר <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את פתרון חדש של אגר 1.2% נמוכים היתוך נקודה במי ביצה. פתרון אגר מקום בסט אמבט מים ב ~ 37 ° C. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן coverslip עם חדר הקלטה ומקום במקפיא (5-10 דקות). חדר ההקלטה צריך matcשעות שהשתמשו באסדת electrophysiology. אנו משתמשים בחדר בפרופיל נמוך פתוח יהלומי אמבטית הדמיה מורנר מכשירים (הדגם RC-26GLP). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש פסטר או ההעברה פיפטה, מקום דג זברת זחל אחד בטיפה קטנה של מי ביצה בצלחת פטרי צלחת נקיה. לאגל זה, להוסיף טיפה של תמיסה המכילה חומר הרדמה (0.02% tricaine) וסוכן משתק (1 α-bungarotoxin מ&quot;ג / מ&quot;ל). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פקח על דג זברה לאובדן של תנועה (5 עד 10 דקות). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את coverslip / חדר הקלטה ממקפיא. הנח קאמרי על הבמה של stereomicroscope. באמצעות פיפטה העברה, לערבב כמה מ&quot;ל של 1.2% ההיתוך agarose נקודה הנמוך עם פתרון טרנספר (עם דגים) לתא coverslip / הקלטת אגל ו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות קצה פיפטה או מחט בוטה בסדר, זחלי עמדה תחת stereomicroscope כך שההיבט הגבי של הדג חשוף למשטח ג&#39;ל agarose. אפשר agarose להקשיח (5-10 דקות), ולאחר מכן באמצעות העברת מרית שטוחה ב אגרתנעל לחדר הקלטה להגדיר על אסדת electrophysiology. </li></ol> 3. הקלטת שדה תאית <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף 2-5 מ&quot;ל של הקלטת מדיה דג זברה לתא ההקלטה. אם שינויי סמים קאמריים צורך, ינקבו עם פתרון הקלטה בקצב של כ 1 מ&quot;ל / דקה. אין חמצון של פתרון ההקלטה הוא הכרחי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס microelectrode (כ 1 מיקרומטר קוטר קצה, 2-7 MΩ) לheadstage המגבר רכוב על micromanipulator תלת ממדי. בדקו שmicromanipulator הוא בתנוחה נכונה על מנת לאפשר טווח התנועה וההסתגלות. הבא את קצה microelectrode לתוך מטוס מבט של מיקרוסקופ, גבוה מעל הבמה, ובאמצעות התאמה גסה נמוכים יותר לנקודה שמעל ומעט לפני ראש דג הזברה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עם המגבר ב&quot;-מהדק נוכחי &quot;מצב אפס אלקטרודה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות התאמה גסה נמוכה קצה האלקטרודה כך שהוא רק נוגע בשלurface של דג הזברה, מעט לפני המוח הקדמי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות צעדי התאמה עדינים לקדם את קצה האלקטרודה עד שמחורר את העור של דג הזברה. אפשר להתיישב ולאחר מכן לקדם את האלקטרודה כמה מיקרונים לתוך המוח קדמי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להקליט פעילות חשמלית במצב הנוכחי מהדק באמצעות תוכנת Axoscope. נתונים נרכשים בקצב דגימה של 10 קילוהרץ. </li></ol>

<ol>
	<li>Clark, K. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stressing+zebrafish+for+behavioral+genetics.">Stressing zebrafish for behavioral genetics.</a> Reviews in Neuroscience. 22 (1), 49 (2011).</li><li>Rinkwitz, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebrafish:+an+integrative+system+for+neurogenomics+and+neurosciences.">Zebrafish: an integrative system for neurogenomics and neurosciences.</a> Progress in Neurobiology. 93 (2), 231 (2011).</li><li>Penberthy, W. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+zebrafish+as+a+model+for+human+disease.">The zebrafish as a model for human disease.</a> Frontiers in Bioscience. 7, d1439 (2002).</li><li>Letamendia, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+and+validation+of+an+automated+high-throughput+system+for+zebrafish+in+vivo+screenings.">Development and validation of an automated high-throughput system for zebrafish in vivo screenings.</a> PLoS One. 7, e36690 (2012).</li><li>Nasevicius, A., Ekker, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effective+targeted+gene+'knockdown'+in+zebrafish.">Effective targeted gene 'knockdown' in zebrafish.</a> Nature Genetics. 26 (2), 216 (2000).</li><li>Haffter, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mutations+affecting+development+of+the+zebrafish+inner+ear+and+lateral+line.">Mutations affecting development of the zebrafish inner ear and lateral line.</a> Development. 123, 1 (1996).</li><li>Suster, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transgenesis+in+zebrafish+with+the+tol2+transposon+system.">Transgenesis in zebrafish with the tol2 transposon system.</a> Methods Molecular Biology. 561, 41 (2009).</li><li>Rosen, J. N., Sweeney, M. F., Mably, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microinjection+of+Zebrafish+Embryos+to+Analyze+Gene+Function.">Microinjection of Zebrafish Embryos to Analyze Gene Function.</a> J. Vis. Exp. (25), e1115 (2009).</li><li>Baraban, S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pentylenetetrazole+induced+changes+in+zebrafish+behavior,+neural+activity+and+c-fos+expression.">Pentylenetetrazole induced changes in zebrafish behavior, neural activity and c-fos expression.</a> Neuroscience. 131 (3), 759 (2005).</li><li>Baraban, S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+large-scale+mutagenesis+screen+to+identify+seizure-resistant+zebrafish.">A large-scale mutagenesis screen to identify seizure-resistant zebrafish.</a> Epilepsia. 48 (6), 1151 (2007).</li><li>Williams, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+radiotelemetry+to+evaluate+electrographic+seizures+in+rats+with+kainate-induced+epilepsy.">The use of radiotelemetry to evaluate electrographic seizures in rats with kainate-induced epilepsy.</a> Journal of Neuroscience Methods. 155 (1), 39 (2006).</li><li>Marsh, E. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interictal+EEG+spikes+identify+the+region+of+electrographic+seizure+onset+in+some,+but+not+all,+pediatric+epilepsy+patients.">Interictal EEG spikes identify the region of electrographic seizure onset in some, but not all, pediatric epilepsy patients.</a> Epilepsia. 51 (4), 592 (2010).</li><li>Zhu, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+and+application+of+modularly+assembled+zinc-finger+nucleases+in+zebrafish.">Evaluation and application of modularly assembled zinc-finger nucleases in zebrafish.</a> Development. 138 (20), 4555 (2011).</li></ol>

אין ניגודי האינטרסים הכריזו.

שיטת ההקלטה התאית מוצגת כאן מאפשרת ניתוח מאוד רגיש ומהיר של פעילות המוח. הקלטות אלה הן מקבילות לניטור electroencephalographic (EEG) משמש בדרך כלל כדי להעריך את הנוכחות של פריקה חשמלית חריגה (כלומר, תפיסה) במכרסמים של 11 חולי אפילפסיה ו12. הקלטות תאיות יכולות להיות מש...

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> שם המגיב </td><td> חברה </td><td> מספר קטלוגים </td><td> תגובות (אופציונלי) </td></tr><tr><td> התכה נמוכה agarose </td><td> פישר סיינטיפיק </td><td> BP1360-100 </td><td> לפזר בתקשורת עובר ב1.2% </td></tr><tr><td> הקלטת מדיה </td><td> פישר סיינטיפיק </td><td> BP3581, P330-3, BP410-1, BP214-500, D16-1, C77-500 </td><td> 1 המ&quot;מ NaCl, 2.9 mM KCl, 10 HEPES מ&quot;מ, 1.2 המ&quot;מ MgCl 2, 10 mM דקסטרוז, 2.1 המ&quot;מ CaCl 2 pH לכ 7.3 עם N NaOH 1 </td></tr><tr><td> Tricaine </td><td> מעבדות argent </td><td> MS-222 </td><td> 0.02% </td></tr><tr><td> α-bungarotoxin </td><td> Tocris Bioscience </td><td> 2133 </td><td> 1 מ&quot;ג / מ&quot;ל </td></tr><tr><td> צינורות זכוכית נימים </td><td> וורנר מכשירים </td><td> G120TF-3 </td><td> משוך להתנגדות של 2 -7 MΩ </td></tr><tr><td> מגבר מהדק תיקון </td><td> וורנר מכשירים </td><td> PC-505B </td><td> אנו משתמשים במגבר וורנר במצב מהדק שוטף; רווח נקבע ברמה של 2 mV / Pa ו Bessel המסנן נקבע על 2K. מודלים דומים ניתן להשתמש על פי הוראות היצרן. </td></tr><tr><td> מסנן / מגבר </td><td> סיגנוס טכנולוגיה </td><td> FLA-01 </td><td> אנו משתמשים בקדם מגבר Cygnus; רווח נקבע על 10-20; תדירות Cut-off להגדיר ב 1-2K; מסנן חריץ ב. מודלים דומים ניתן להשתמש על פי הוראות היצרן. </td></tr><tr><td> אקסון / D לוח ותוכנת Axoscope </td><td> התקנים מולקולריים </td><td> אקסון Digidata 1320A; Axoscope 8.2 </td><td> נתונים נאספים בשימוש במצב Axoscope רכישה ללא פער; דגימה ב 10 קילוהרץ. ניתן להשתמש במודלים ותוכניות דומים על פי הוראות היצרן. </td></tr><tr><td> מי ביצה </td><td&gt; מיידי אוקיינוס </td><td></td><td> 3 גרם מיידי אוקיינוס ​​ים מלח, מ&quot;ל 0.1% כחול 2 תילן במי 10 מ&quot;ל deionized </td></tr></tbody></table>

forebrain electrophysiological recording in larval zebrafish

אפילפסיה משפיעה על כמעט 3 מיליון בני אדם בארצות הברית ועד 50 מיליון אנשים ברחבי עולם. מוגדר כהתרחשות של התקפי התגרות ספונטניים, אפילפסיה יכולה להיות שנרכשה כתוצאה מפגיעה במוח או מוטציה גנטית. מאמצים להתקפי מודל בבעלי חיים בעיקר נצלו רכשו עלבונות (תרופות convulsant, גירוי או ניזק מוחי) ומניפולציות גנטיות (מציאת antisense, הומולוגי רקומבינציה או transgenesis) במכרסמים. דג זברה הוא מודל למערכת חוליות 1-3 שיכולים לספק חלופה רבה ערך למחקר אפילפסיה מכרסם מבוסס. דג הזברה נמצאים בשימוש נרחב במחקר של חוליות לגנטיקה או פיתוח, להפגין מידה רבה של דמיון גנטי ליונקים ולהביע homologs ל~ 85% ממוטציות אנושיות ידועות בגן בודד אפילפסיה. בשל גודלם הקטן (4-6 מ&quot;מ אורך), זחלי דג זברה יכולים להישמר בנפחי נוזלים נמוכים כמו 100 μl במהלך ההתפתחות המוקדמת וערהyed בצלחות רבות גם. ריאגנטים ניתן להוסיף ישירות לפתרון שבו עוברים מתפתחים, לפשט את מנהל תרופות ומאפשרים מהיר בהקרנת vivo של תרכובות בדיקה 4. oligonucleotides הסינטטי (morpholinos), mutagenesis, אבץ האצבע nuclease וגישות מהונדסות ניתן להשתמש במהירות כדי לייצר מציאת גן או מוטציה בדג זברת 5-7. מאפיינים אלה להרשות מחקרי דג זברת יתרון חסר תקדים סטטיסטי כוח ניתוח על מכרסמים בחקר הפרעות נוירולוגיות כמו אפילפסיה. בגלל &quot;תקן הזהב&quot; למחקר אפילפסיה הוא לנטר ולנתח את ההפרשות החריגות החשמל שמקורן במבנה מרכזי במוח (כלומר, פרכוסים), שיטה יעילה כדי לתעד את פעילות מוח בזחל דג זברה מתוארת כאן. שיטה זו היא עיבוד של טכניקות הקלטה תאיות קונבנציונליות ומאפשרת ניטור יציב לטווח ארוך של פעילות מוחית בזחלי דג זברה ללא פגע. Sהקלטות שפע מוצגות להתקפים חריפים הנגרמים על ידי יישום של תרופות convulsant אמבטיה והתקפים ספונטניים שנרשמו בדגים מהונדסים גנטי.

דוגמאות לפריקת התקפים דמוי electrographic נרשמה במוח הקדמי של זחלי דג זברה אגר-מוטבעים מוצגות באיור 1. פריקת פרץ גדול משרעת רבת עלייה חדה בדגימות אלה הייתה מעורר על ידי יישום אמבט של תרופת convulsant, pilocarpine mM 40 (ב; 6 DPF) או picrotoxin mM 1 (בנקודת B, 8 DPF). בהקלטות אלה, משותקים ודג הזב?...

Watch this Scientific Journal Video about Forebrain Electrophysiological Recording in Larval Zebrafish at JoVE.com

Forebrain Electrophysiological Recording in Larval Zebrafish

שיטה פשוטה להקליט פוטנציאלי שדה תאיים במוח הקדמי דג זברת הזחל מתוארת. השיטה מספקת חזקה<em&gt; In vivo</em&gt; לקריאה מתוך התקף כמו פעילות. טכניקה זו יכולה להיות בשימוש עם זחלי דג זברה מהונדסת גנטי נושאים גנים הקשורים לאפילפסיה או התקפים שהומצאו על ידי מתן של תרופות convulsant.

הקלטת אלקטרו מוח קדמי בזחל דג זברה

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked ...

forebrain-electrophysiological-recording-in-larval-zebrafish

Research

JoVE Journal

Neuroscience

17.0K Views.  University of California, San Francisco. שיטה פשוטה להקליט פוטנציאלי שדה תאיים במוח הקדמי דג זברת הזחל מתוארת. השיטה מספקת חזקה In vivo לקריאה מתוך התקף כמו פעילות. טכניקה זו יכולה להיות בשימוש עם זחלי דג זברה מהונדסת גנטי נושאים גנים הקשורים לאפילפסיה או התקפים שהומצאו על ידי מתן של תרופות convulsant.

Video: Forebrain Electrophysiological Recording in Larval Zebrafish

Time-lapse Live Imaging of Clonally Related Neural Progenitor Cells in the Developing Zebrafish Forebrain

Precise patterns of division, migration and differentiation of neural progenitor cells are crucial for proper brain development and function1,2. To understand the behavior of neural progenitor cells in the complex in vivo environment, time-lapse live imaging of neural progenitor cells in an intact brain is critically required. In this video, we exploit the unique features of zebrafish embryos to visualize the development of forebrain neural progenitor cells in vivo. We use electroporation to genetically and sparsely label individual neural progenitor cells. Briefly, DNA constructs coding for fluorescent markers were injected into the forebrain ventricle of 22 hours post fertilization (hpf) zebrafish embryos and electric pulses were delivered immediately. Six hours later, the electroporated zebrafish embryos were mounted with low melting point agarose in glass bottom culture dishes. Fluorescently labeled neural progenitor cells were then imaged for 36hours with fixed intervals under a confocal microscope using water dipping objective lens. The present method provides a way to gain insights into the in vivo development of forebrain neural progenitor cells and can be applied to other parts of the central nervous system of the zebrafish embryo.

The present video demonstrates a method which takes advantage of the combination of electroporation and confocal microscopy to perform live imaging on individual neural progenitor cells in the developing zebrafish forebrain. In vivo analysis of the development of forebrain neural progenitor cells at a clonal level can be achieved in this way.

זמן לשגות הדמיה חיה של Related Clonally ובתאים עצבית של פיתוח דג הזברה forebrain

Precise patterns of division, migration and differentiation of neural progenitor cells are crucial for proper brain development and function1,2. To ...

Simultaneous Electrophysiological Recording and Calcium Imaging of Suprachiasmatic Nucleus Neurons

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in regulating the intracellular calcium concentration. Changing environmental conditions, such as the light-dark cycle, can modify neuronal and neural network activity and the expression of a family of circadian clock genes within the suprachiasmatic nucleus (SCN), the location of the master circadian clock in the mammalian brain. Excitatory synaptic transmission leads to an increase in the postsynaptic Ca2+ concentration that is believed to activate the signaling pathways that shifts the rhythmic expression of circadian clock genes. Hypothalamic slices containing the SCN were patch clamped using microelectrodes filled with an internal solution containing the calcium indicator bis-fura-2. After a seal was formed between the microelectrode and the SCN neuronal membrane, the membrane was ruptured using gentle suction and the calcium probe diffused into the neuron filling both the soma and dendrites. Quantitative ratiometric measurements of the intracellular calcium concentration were recorded simultaneously with membrane potential or current. Using these methods it is possible to study the role of changes of the intracellular calcium concentration produced by synaptic activity and action potential firing of individual neurons. In this presentation we demonstrate the methods to simultaneously record electrophysiological activity along with intracellular calcium from individual SCN neurons maintained in brain slices.

Procedures are described to perform simultaneous recordings of membrane potential or current and changes of intracellular calcium concentration. Suprachiasmatic nucleus neurons are filled with the calcium indicator bis-fura-2 using a patch clamp electrode in the whole cell patch clamp configuration.

אלקטרו הקלטה בו זמנית ובסידן הדמיה של suprachiasmatic גרעין נוירונים

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in ...

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram recordings. This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments, allowing recording of neural activity. Immobilization of the adult requires a mechanism to deliver dissolved oxygen to the gills in lieu of buccal and opercular movement. With our technique, animals are immobilized and perfused with habitat water to fulfill this requirement. A craniotomy is performed under tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anesthesia to provide access to the brain. The primary electrode is then positioned within the craniotomy window to record extracellular brain activity. Through the use of a multitube perfusion system, a variety of pharmacological compounds can be administered to the adult fish and any alterations in the neural activity can be observed. The methodology not only allows for observations to be made regarding changes in neurological activity, but it also allows for comparisons to be made between larval and adult zebrafish. This gives researchers the ability to identify the alterations in neurological activity due to the introduction of various compounds at different life stages.

This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments to allow recordings and manipulation of neural activity in an intact animal.

הקלטת אלקטרו במוח של דג הזברה למבוגר שלמה

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the researcher to measure gustatory responses directly and quantitatively, reflecting the sensory input that the insect nervous system receives from taste stimuli in its environment. This protocol outlines all key steps in performing this technique. The critical steps in assembling an electrophysiology rig, such as selection of necessary equipment and a suitable environment for recording, are delineated. We also describe how to prepare for recording by making appropriate reference and recording electrodes, and tastant solutions. We describe in detail the method used for preparing the insect by insertion of a glass reference electrode into the fly in order to immobilize the proboscis. We show traces of the electrical impulses fired by taste neurons in response to a sugar and a bitter compound. Aspects of the protocol are technically challenging and we include an extensive description of some common technical challenges that may be encountered, such as lack of signal or excessive noise in the system, and potential solutions. The technique has limitations, such as the inability to deliver temporally complex stimuli, observe background firing immediately prior to stimulus delivery, or use water-insoluble taste compounds conveniently. Despite these limitations, this technique (including minor variations referenced in the protocol) is a standard, broadly accepted procedure for recording Drosophila neuronal responses to taste compounds.

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

This protocol describes extracellular recording of the action potential responses fired by labellar taste neurons in Drosophila.

הקלטת אלקטרו מ<em&gt; דרוזופילה</em&gt; Labellar טעם Sensilla

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the ...

Spinal Cord Transection in the Larval Zebrafish

Mammals fail in sensory and motor recovery following spinal cord injury due to lack of axonal regrowth below the level of injury as well as an inability to reinitiate spinal neurogenesis. However, some anamniotes including the zebrafish Danio rerio exhibit both sensory and functional recovery even after complete transection of the spinal cord. The adult zebrafish is an established model organism for studying regeneration following spinal cord injury, with sensory and motor recovery by 6&#160;weeks post-injury. To take advantage of in vivo analysis of the regenerative process available in the transparent larval zebrafish as well as genetic tools not accessible in the adult, we use the larval zebrafish to study regeneration after spinal cord transection. Here we demonstrate a method for reproducibly and verifiably transecting the larval spinal cord. After transection, our data shows sensory recovery beginning at 2&#160;days post-injury (dpi), with the C-bend movement detectable by 3 dpi and resumption of free swimming by 5 dpi. Thus we propose the larval zebrafish as a companion tool to the adult zebrafish for the study of recovery after spinal cord injury.

After spinal transection, adult zebrafish have functional recovery by six weeks post-injury. To take advantage of larval transparency and faster recovery, we present a method for transecting the larval spinal cord. After transection, we observe sensory recovery beginning at 2&#160;days post-injury, and C-bend movement by 3 days post-injury.

חיתוך רוחב חוט השדרה בדג הזברה הזחל

Mammals fail in sensory and motor recovery following spinal cord injury due to lack of axonal regrowth below the level of injury as well as an inability ...

Simultaneous Electrophysiological Recording and Micro-injections of Inhibitory Agents in the Rodent Brain

Here we describe a method for the construction of a single-use &#8220;injectrode&#8221; using commercially accessible and affordable parts. A probing system was developed that allows for the injection of a drug while recording electrophysiological signals from the affected neuronal population. This method provides a simple and economical alternative to commercial solutions. A glass pipette was modified by combining it with a hypodermic needle and a silver filament. The injectrode is attached to commercial microsyringe pump for drug delivery. This results in a technique that provides real-time pharmacodynamics feedback through multi-unit extracellular signals originating from the site of drug delivery. As a proof of concept, we recorded neuronal activity from the superior colliculus elicited by flashes of light in rats, concomitantly with delivery of drugs through the injectrode. The injectrode recording capacity permits the functional characterization of the injection site favoring precise control over the localization of drug delivery. Application of this method also extends far beyond what is demonstrated here, as the choice of chemical substance loaded into the injectrode is vast, including tracing markers for anatomic experiments.

Here, we craft a glass pipette with dual functions: inhibition of deep brain structures by microinjections of drugs and real-time monitoring of their effects through simultaneous electrophysiological recordings.

אלקטרו הקלטה בו זמנית ומייקרו-הזרקות של סוכנים מעכבים במוח מכרסם

Here we describe a method for the construction of a single-use &#8220;injectrode&#8221; using commercially accessible and affordable parts. A probing ...

Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility

Insects rely on their sense of smell to guide a wide range of behaviors that are critical for their survival, such as food-seeking, predator avoidance, oviposition, and mating. Myriad chemicals of varying volatilities have been identified as natural odorants that activate insect Olfactory Receptor Neurons (ORNs). However, studying the olfactory responses to low-volatility odorants has been hampered by an inability to effectively present such stimuli using conventional odor-delivery methods. Here, we describe a procedure that permits the effective presentation of low-volatility odorants for in vivo Single-Sensillum Recording (SSR). By minimizing the distance between the odor source and the target tissue, this method allows for the application of biologically salient but hitherto inaccessible odorants, including palmitoleic acid, a stimulatory pheromone with a demonstrated effect on ORNs involved in courtship and mating behavior1. Our procedure thus affords a new avenue to assay a host of low-volatility odorants for the study of insect olfaction and pheromone communication.

Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility

The overall goal of this protocol is to demonstrate how to present odorants of low volatility for single-sensillum recording from Drosophila olfactory receptor neurons that respond to long-chain cuticular pheromones.

הקלטה אלקטרופיזיולוגית מ<em&gt; תסיסנית</em&gt; Trichoid Sensilla בתגובה ריחות של תנודתיות נמוכה

Insects rely on their sense of smell to guide a wide range of behaviors that are critical for their survival, such as food-seeking, predator avoidance, ...

In Vivo Calcium Imaging of Lateral-line Hair Cells in Larval Zebrafish

Sensory hair cells are mechanoreceptors found in the inner ear that are required for hearing and balance. Hair cells are activated in response to sensory stimuli that mechanically deflect apical protrusions called hair bundles. Deflection opens mechanotransduction (MET) channels in hair bundles, leading to an influx of cations, including calcium. This cation influx depolarizes the cell and opens voltage-gated calcium channels located basally at the hair-cell presynapse. In mammals, hair cells are encased in bone, and it is challenging to functionally assess these activities in vivo. In contrast, larval zebrafish are transparent and possess an externally located lateral-line organ that contains hair cells. These hair cells are functionally and structurally similar to mammalian hair cells and can be functionally assessed in vivo. This article outlines a technique that utilizes a genetically encoded calcium indicator (GECI), GCaMP6s, to measure stimulus-evoked calcium signals in zebrafish lateral-line hair cells. GCaMP6s can be used, along with confocal imaging, to measure in vivo calcium signals at the apex and base of lateral-line hair cells. These signals provide a real-time, quantifiable readout of both mechanosensation- and presynapse-dependent calcium activities within these hair cells. These calcium signals also provide important functional information regarding how hair cells detect and transmit sensory stimuli. Overall, this technique generates useful data about relative changes in calcium activity in vivo. It is less well-suited for quantification of the absolute magnitude of calcium changes. This in vivo technique is sensitive to motion artifacts. A reasonable amount of practice and skill are required for proper positioning, immobilization, and stimulation of larvae. Ultimately, when properly executed, the protocol outlined in this article provides a powerful way to collect valuable information about the activity of hair-cells in their natural, fully integrated states within a live animal.

The zebrafish is a model system that has many valuable features including optical clarity, rapid external development, and, of particular importance to the field of hearing and balance, externally located sensory hair cells. This article outlines how transgenic zebrafish can be used to assay both hair-cell mechanosensation and presynaptic function in toto.

בתחום ההדמיה סידן Vivo של קו הצד תאים שיער בזחל דג זברה

Sensory hair cells are mechanoreceptors found in the inner ear that are required for hearing and balance. Hair cells are activated in response to sensory ...

Investigating Long-term Synaptic Plasticity in Interlamellar Hippocampus CA1 by Electrophysiological Field Recording

The study of synaptic plasticity in the hippocampus has focused on the use of the CA3-CA1 lamellar network. Less attention has been given to the longitudinal interlamellar CA1-CA1 network. Recently however, an associational connection between CA1-CA1 pyramidal neurons has been shown. Therefore, there is the need to investigate whether the longitudinal interlamellar CA1-CA1 network of the hippocampus supports synaptic plasticity.
We designed a protocol to investigate the presence or absence of long-term synaptic plasticity in the interlamellar hippocampal CA1 network using electrophysiological field recordings both in vivo and in vitro. For in vivo extracellular field recordings, the recording and stimulation electrodes were placed in a septal-temporal axis of the dorsal hippocampus at a longitudinal angle, to evoke field excitatory postsynaptic potentials. For in vitro extracellular field recordings, hippocampal longitudinal slices were cut parallel to the septal-temporal plane. Recording and stimulation electrodes were placed in the stratum oriens (S.O) and the stratum radiatum (S.R) of the hippocampus along the longitudinal axis. This enabled us to investigate the directional and layer specificity of evoked excitatory postsynaptic potentials. Already established protocols were used to induce long-term potentiation (LTP) and long-term depression (LTD) both in vivo and in vitro. Our results demonstrated that the longitudinal interlamellar CA1 network supports N-methyl-D-aspartate (NMDA) receptor-dependent long-term potentiation (LTP) with no directional or layer specificity. The interlamellar network, however, in contrast to the transverse lamellar network, did not present with any significant long-term depression (LTD).

We used recording and stimulation electrodes in longitudinal hippocampal brain slices and longitudinally positioned recording and stimulation electrodes in the dorsal hippocampus in vivo to evoke extracellular postsynaptic potentials and demonstrate long-term synaptic plasticity along the longitudinal interlamellar CA1.

חקירת הפלסטיות הסינפטית לטווח ארוך בהיפוקמפוס הCA1 על ידי אלקטרופיזיולוגיה הקלטת שדה

The study of synaptic plasticity in the hippocampus has focused on the use of the CA3-CA1 lamellar network. Less attention has been given to the ...

Wireless Electrophysiological Recording of Neurons by Movable Tetrodes in Freely Swimming Fish

The neural mechanisms governing fish behavior remain mostly unknown, although fish constitute the majority of all vertebrates. The ability to record brain activity from freely moving fish would advance research on the neural basis of fish behavior considerably. Moreover, precise control of the recording location in the brain is critical to studying coordinated neural activity across regions in fish brain. Here, we present a technique that records wirelessly from the brain of freely swimming fish while controlling for the depth of the recording location. The system is based on a neural logger associated with a novel water-compatible implant that can adjust the recording location by microdrive-controlled tetrodes. The capabilities of the system are illustrated through recordings from the telencephalon of goldfish.

A novel wireless technique for recording extracellular neural signals from the brain of freely swimming goldfish is presented. The recording device is composed of two tetrodes, a microdrive, a neural data logger, and a waterproof case. All parts are custom-made except for the data logger and its connector.

הקלטה אלקטרופיסיולוגית של הנוירונים על ידי להזזה Tetrodes בחינם שחייה דגים

The neural mechanisms governing fish behavior remain mostly unknown, although fish constitute the majority of all vertebrates. The ability to record brain ...