עבודה זו נתמכה על ידי קרנות מהמחלקה למדעי בעלי חיים ועופות לBT.

כל הניסויים בבעלי החיים אושרו על ידי הטיפול בבעלי חיים פינת Beltsville והשימוש Comittees (BAACUC 11-015) בהתאם משרד החקלאות טיפול בבעלי חיים ושימוש בהנחיות. 1. הרדמה ושיכוך כאבים (משותף לשני פרוצדורות כירורגיות) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשקול את העכבר ולטעון את חומרי ההרדמה ומשככי כאבים הבאים בשני מזרקים 1 מיליליטר עם 27 מחטי G: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קטמין (0.1 מ&quot;ג / גר &#39;: 0.01 מיליליטר / גרם של פתרון 10 מ&quot;ג / מיליליטר) ו xylazine (0.01 מ&quot;ג / גר&#39;: 0.005 מיליליטר / גרם של פתרון 2 מ&quot;ג / מיליליטר). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עצירות (0.1 מיקרוגרם / g: 0.01 מיליליטר של פתרון 0.01 מ&quot;ג / מיליליטר). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשתק את העכבר על ידי להרים את העורף שלה קרוב ללסתות ככל האפשר עם האגודל ואצבע מורה ומחזיק את הזנב בין האצבעות הקטנות וטבעת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזרק תערובת קטמין-Xylazine intraperitoneally. על מנת להימנע מניקוב איברים פנימיים, להחזיק את העכבר עםראשו מעט מתחת לרמה של ירכיה (איור 1 א) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להזריק תת עורי עצירות בעורפו של צוואר אחיזה בין האגודל ואצבע המורה (איור 1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השאר את העכבר בכלוב (הנקי וללא כל בעל חיים אחרים) על במה חמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברגע שלא מודע, לבדוק על היעדריו של רפלקס האחורי ברגל (נבדק על ידי קמצוץ הבוהן). החל משחה העין כדי למנוע יובש בעיניים ולבדוק על היעדריו של רפלקס palpebral (תרשים 1C). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פרוטוקול זה מספק מטוס כירורגית בהרדמה למינימום של 30 דקות, מספיק כדי לבצע את ההליכים המתוארים להלן (פרוטוקולים 2 ו -3). אם פעמים יותר נדרשות, זריקה נוספת של קטמין + xylazine עם מחצית מהמינון שתואר ב1.1.1 יכולה להיות מיושמת לאחר 30 דקות. שינוי בדפוס נשימה לאחד מהיר ולא סדיר מצביע על loss של מטוס ההרדמה המתאים. </li></ol> 2. ניתוח עיקור <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בגברים עם ביצועי הזדווגות מוכחות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעקר מכשירי ניתוח, לנקות את המשטחים שבו ניתוח יבוצע ולנגב אותם עם 70% אתנול. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבצע הרדמה כמפורט לעיל (פרוטוקול 1), בדיקה לאובדן הרפלקסים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את העכבר על במה חמה, להסיר את פרווה עם קוצץ חשמלי מאזור הגחון בין שני קווים רוחביים דמיוניים להציב 0.5 סנטימטר ו2.5 ס&quot;מ מעל הפין (איור 2 א). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לטהר את האזור המגולח ידי ניגוב רציף עם 10% יוד povidone ו70% אתנול. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את העכבר במצב שכיבה עם הזנב לכיוון המנתח ומכסה במגבת סטרילית עם חור חושף את האזור המגולח. להאיר את אזור הניתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע incisio עור אורך 10-15 מ&quot;מn בקו המדיאלי של הבטן, כ 1 סנטימטר מעל לפין. את העור עם רוטב מלקחיים משוננים ולאחר מכן לגזור במספריים (2A דמויות ו2B). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע חתך אורכי 5-10 מ&quot;מ בalba Linea. החזק את השרירים עם microdissecting מלקחיים משוננים ולגזור במספריים (איור 2 ג). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תפוס את רפידת שומן האשכים של צד אחד עם מיקרו לנתח מלקחיים משוננים ולמשוך אותו לחשוף את האשך, צינור זרע ויותרת אשך. זרע זרע ממוקם המדיאלי לאשך וזה צינור בחינם להבחין בבירור (לא צמוד לקיר כמו האשך יותרת האשך) עם כלי דם רצו לאורך צד אחד (איור 2 ד). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחזיק את צינור זרע עם מלקחיים לנתח מיקרו משונן, מלקחיים הלבשה להבה עד שהם הופכים לאדומים (איור 2E </strong&gt;), ולאחר מכן להשתמש בם כדי לגזור ולצרוב את צינור הזרע בשתי נקודות בו זמנית (איור 2F). החתך צריך להסיר את החלק של כ -5 מ&quot;מ ולהשאיר שני יופרדו בצורה ברורה קצוות צרובים (איור 2G). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזז את האשך, יותרת האשך וצינור זרע חזרה לחלל הבטן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להמשיך משלב 9 באשך השני. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תפרת את השריר עם תפרים מזרן אופקיים אחד או שניים עשו עם 5/0 תפר נספג (איור 2H). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לתפור את העור עם קוצץ אחד או שניים פצע (איור 2 ט). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זהה את זכר vasectomised (טבעת אוזן, קעקוע אצבע ...), להעביר אותו לכלוב שהונח על במה חמה ולהתבונן עד שהוא מתאושש מהרדמה (מודעת ולשמור על עינת חזה). הזרקה תת עורית מיליליטר 0.5-1 של תמיסת מלח חמימה משפרת מחדשcovery. רשום את מקרים האפשריים המתרחשים בעת העברת כריתת צינור זרע, להוסיף אנטיביוטיקה למי השתייה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ניתן להסיר קליפים פצע 10 ימים לאחר כריתת צינור זרע עם מסיר גוזז פצע או זוג המלקחיים שיניים. הזכר שעוקר יהיה מוכן להזדווג 2 שבועות לאחר ניתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדוק את פוריותו של הזכר שעוקר על ידי הזדווגות עם נקבות פורה לפני השימוש בו כדי להשיג נמענים. </li></ol> 3. חזרת עוברים ברחם, חצוצרות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עכבר morulae או בלסטוציטים ניתן להעביר על ידי טכניקה זו לנקבת נמען pseudopregnant ב2.5 DPC. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את פיפטה זכוכית המניפולציה עובר: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ללטש את קצות נימי זכוכית על מנת למנוע נזק לבעל פיפטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לרכך את החלק אמצעי של נימי זכוכית על ידי חימום עם להבה עדינה תוך סיבוב מעטהנימים בשתי הידיים באופן סינכרוני. ברגע שסעיף הנימים הופך להיות רך וגמיש (צבע אדום בהיר), לסגת ממנו במהירות מהאש ולמשוך את שני הקצוות כדי לצמצם בקוטר החיצוני שלה ל130-150 מיקרומטר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חכה לזכוכית להתקרר ולאחר מכן לחתוך אותו בקלילות הבקיע החלק הצר בעיפרון יהלומי נקודה, אבן מחוספסת או פצירה ומושך משני הצדדים. צריכה להיות ההפסקה נקייה ובניצב </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ללטש את הקצה על ידי בוער מהר מאוד, והשאיר הפתח 100-130 מיקרומטר. טפטפות יכולה להיות מאוחסנת לשימוש מאוחר יותר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תקשורת מניפולציה עובר החמה (CZBH או M2, ראה דיון). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעקר מכשירי ניתוח, לנקות את המשטחים שבו ניתוח יבוצע ולנגב אותם עם 70% אתנול. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבצע הרדמה כמפורט לעיל (פרוטוקול 1), בדיקה לאובדן הרפלקסים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שמירה על tהוא העכבר על במה חמה, להסיר את הפרווה עם קוצץ חשמלי מאזור הגב בין הברכיים וצלעות דיסטלי (3A דמויות ו3B). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לטהר את האזור המגולח ידי ניגוב רציף עם 10% יוד povidone ו70% אתנול. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזז את העוברים מן החממה לתקשורת המניפולציה עובר prewarmed. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזז את הנמען לבמה חמה מתחת לסטראו ולמקם אותו בעמדה נוטה רוחבי למנתח (בראשה מביט לימין או לצד שמאל של המנתח). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מכסה את האזור במגבת סטרילית עם חור חושף את האזור המגולח ולהאיר את אזור הניתוח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בצע רוחבי 1 סנטימטר חתך (אנכי) בעור במיקום ממוקם על ⅓ הגולגולת של הקו בין הצלע האחרונה והירכיים ו⅓ הגב של הקו בין הגב והבטן (3A דמויותnd 3B). את העור עם רוטב מלקחיים משוננים ולגזור במספריים (איור 3 ג). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברגע שהעור נחתך, השחלה (אדום / כתום) או כרית השומן המקיפה את השחלה (לבנה) יכול להיות דמיינו דרך קיר הגוף. בצע שוכל סנטימטר 0.3-0.5 חתך (אנכי) בקיר הגוף על השחלה או כרית שומן במקום שבו החתך לא לחתוך את כל כלי דם גדולים. החזק את השרירים עם מלקחיים משוננים לנתח מיקרו ולגזור במספריים (איור 3D). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להזיז את העכבר כדי לקבל את ראשו פונה כלפי המנתח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> טען את פיפטה עובר המניפולציה (3E איור): <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאפשר תקשורת CZBH לעלות בנימיות דרך החלק הצר של פיפטה המניפולציה עד כ -5 מ&quot;מ של חלק הרחב יותר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קח את בועת אוויר קטנה (0.2-0.5 מ&quot;מ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להציג את העוברים (5-10) בכמות מינימאלית של תקשורת (2-4 מ&quot;מ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קח את עוד בועת אוויר קטנה (0.2-0.5 מ&quot;מ) וכמות קטנה של מדיה (0.5-1 מ&quot;מ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השאר את פיפטה הזכוכית מחוברת לבעל aspirator פה או למכשיר מופעל ביד, מוכן לצעד 3.17. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תפוס את רפידת השומן המקיפה את השחלה עם מלקחיים משוננים לנתח מיקרו ולמשוך אותו לכיוון ראש העכבר כדי לחשוף את השחלה, oviduct, וחלק קטן של הרחם העליון מחוץ לחלל הבטן (3F דמויות ודור 3). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחזיק חתיכת הפה aspirator בפה, מוכן לשימוש, תופס את כרית השומן עם מלקחיים משוננים לנתח מיקרו כדי להזיז את oviduct ולחשוף את צומת הרחם-תובל (כלומר היכן oviduct עומד ברחם). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שמירה על צומת הרחם-תובל נגיש, לקחת מלקחיים מעוקלים קלים מיקרו לנתיחה ביד שמאל (אם ימניים) ולמקם אותם ממש מתחתצומת הרחם-תובל תופסת oviduct כ 2 מ&quot;מ מעל חלק זה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחזיק את צומת הרחם-חצוצרות עם המלקחיים נתיחה קלים המעוגלים מיקרו, לנקב את סעיף oviduct הקרוב למלקחיים עם מחט G 27 (איור 3H). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את פיפטה המניפולציה העובר לתוך פתח הופיע עם המחט ומראש לרחם דרך צומת הרחם-תובל (איורים 3I ו3J). ברגע שפיפטה עברה את הצומת ברחם, חצוצרות (איור 3K) הוא מחליק בקלות. לא יתקדם רחוק מאוד אל תוך הרחם כדי למנוע נזק של רירית הרחם (לא יותר מ 3 מ&quot;מ) וחסימת פיפטה על ידי הפסולת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שחרר את העוברים לתוך הרחם על ידי בעדינות נושבת (איור 3L). שני בועות האוויר חייבים לעבור דרך הרחם. חלק מכלי התקשורת מעל הבועה הראשונהיכול גם להשתחרר אל תוך הרחם, אבל למנוע החדרת אוויר יותר, מכיוון שהוא עלול לעכב השתלה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את פיפטה רק לאחר העוברים שוחררו אל תוך הרחם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזז את oviduct ושחלה חזרה לחלל הבטן על ידי גרירת כרית השומן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תפרת את השריר עם תפר מזרן אופקי עם 5/0 תפר נספג (איור 3M). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לתפור את העור עם גוזז פצע (איור 3N). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להמשיך משלב 10 בצד השני, אם נדרש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זהה את הנמען (טבעת אוזן, קעקוע אצבע ...), להעביר אותה לכלוב שלה (שהונח על במה חמה) ולבחון עד שהוא מתאושש מהרדמה (מודעת ולשמור על עינת חזה). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סמן במקרים האפשריים המתרחשים במהלך חזרת עוברים ולהוסיף אנטיביוטיקה למי השתייה. הזרקה תת עורית מיליליטר 0.5-1 של סאלי החמהפתרון ne משפר את ההתאוששות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ניתן להסיר קליפים פצע 10 ימים לאחר חזרת עוברים עם מסיר גוזז פצע או שני זוגות מלקחיים (איור 3O). הנמען יכול להישקל באותו יום כדי להעריך את ההריון ולהעריך את מספר הגורים. לספק חומר גוזל לנמען 15 ימים לאחר חזרת עוברים. </li></ol>

<ol>
	<li>Fernandez-Gonzalez, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+effect+of+in+vitro+culture+of+mouse+embryos+with+serum+on+mRNA+expression+of+imprinting+genes,+development,+and+behavior.">Long-term effect of in vitro culture of mouse embryos with serum on mRNA expression of imprinting genes, development, and behavior.</a> Proc. Natl. Acad. Sci USA. 101, 5880-5885 (2004).</li><li>Bermejo-Alvarez, P., Roberts, R. M., Rosenfeld, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+glucose+concentration+during+in+vitro+culture+of+mouse+embryos+on+development+to+blastocyst,+success+of+embryo+transfer,+and+litter+sex+ratio.">Effect of glucose concentration during in vitro culture of mouse embryos on development to blastocyst, success of embryo transfer, and litter sex ratio.</a> 79, 329-336 (2012).</li><li>Tarkowski, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experiments+on+the+development+of+isolated+blastomers+of+mouse+eggs.">Experiments on the development of isolated blastomers of mouse eggs.</a> Nature. 184, 1286-1287 (1959).</li><li>Whittingham, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fertilization+of+mouse+eggs+in+vitro.">Fertilization of mouse eggs in vitro.</a> Nature. 220, 592-593 (1968).</li><li>McLaren, A., Biggers, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Successful+development+and+birth+of+mice+cultivated+in+vitro+as+early+as+early+embryos.">Successful development and birth of mice cultivated in vitro as early as early embryos.</a> Nature. 182, 877-878 (1958).</li><li>McLaren, A., Michie, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Studies+on+the+transfer+of+fertilized+mouse+eggs+to+uterine+foster-mothers.+I.+Factors+affecting+the+implantation+and+survival+of+native+and+transferred+eggs.">Studies on the transfer of fertilized mouse eggs to uterine foster-mothers. I. Factors affecting the implantation and survival of native and transferred eggs.</a> J. Exp. Biol. 33, 394-416 (1956).</li><li>Goto, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+fate+of+embryos+transferred+into+the+uterus.">The fate of embryos transferred into the uterus.</a> J. Assist. Reprod. Gen. 10, 197-201 (1993).</li><li>Nagy, A., Gertsenstein, M., Vintersten, K., Behringer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Manipulating the Mouse Embryo: A Laboratory Manual. , (2003).</li><li>Chin, H. J., Wang, C. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Utero-tubal+transfer+of+mouse+embryos.">Utero-tubal transfer of mouse embryos.</a> Genesis. 30, 77-81 (2001).</li><li>Ramirez, M. A., Fernandez-Gonzalez, R., Perez-Crespo, M., Pericuesta, E., Gutierrez-Adan, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+stem+cell+activation,+culture+media+of+manipulated+embryos,+and+site+of+embryo+transfer+in+the+production+of+F0+embryonic+stem+cell+mice.">Effect of stem cell activation, culture media of manipulated embryos, and site of embryo transfer in the production of F0 embryonic stem cell mice.</a> Biol. Reprod. 80, 1216-1222 (2009).</li><li>Miller, A. M., Wright-Williams, S. L., Flecknell, P. A., Roughan, J. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparison+of+abdominal+and+scrotal+approach+methods+of+vasectomy+and+the+influence+of+analgesic+treatment+in+laboratory+mice.">A comparison of abdominal and scrotal approach methods of vasectomy and the influence of analgesic treatment in laboratory mice.</a> Lab. Anim. 46, 304-310 (2012).</li><li>Flecknell, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Laboratory Animal Anaesthesia. , (2009).</li><li>Erhardt, W., Hebestedt, A., Aschenbrenner, G., Pichotka, B., Blumel, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparative+study+with+various+anesthetics+in+mice+(pentobarbitone+ketamine-xylazine,carfentanyl-etomidate).">A comparative study with various anesthetics in mice (pentobarbitone ketamine-xylazine,carfentanyl-etomidate).</a> Res. Exp. Med. 184, 159-169 (1984).</li><li>Tarin, D., Sturdee, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surgical+anaesthesia+of+mice:+evaluation+of+tribromo-ethanol,+ether,+halothane+and+methoxyflurane+and+development+of+a+reliable+technique.">Surgical anaesthesia of mice: evaluation of tribromo-ethanol, ether, halothane and methoxyflurane and development of a reliable technique.</a> Lab. Anim. 6, 79-84 (1972).</li><li>Zeller, W., Meier, G., Burki, K., Panoussis, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adverse+effects+of+tribromoethanol+as+used+in+the+production+of+transgenic+mice.">Adverse effects of tribromoethanol as used in the production of transgenic mice.</a> Lab. Anim. 32, 407-413 (1998).</li><li>Lieggi, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficacy+and+safety+of+stored+and+newly+prepared+tribromoethanol+in+ICR+mice.">Efficacy and safety of stored and newly prepared tribromoethanol in ICR mice.</a> Contemp. Top. Lab. Anim. Sci. 44, 17-22 (2005).</li><li>Lieggi, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+evaluation+of+preparation+methods+and+storage+conditions+of+tribromoethanol.">An evaluation of preparation methods and storage conditions of tribromoethanol.</a> Contemp. Top. Lab. Anim. Sci. 44, 11-16 (2005).</li><li>Meyer, R. E., Fish, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+review+of+tribromoethanol+anesthesia+for+production+of+genetically+engineered+mice+and+rats.">A review of tribromoethanol anesthesia for production of genetically engineered mice and rats.</a> Lab. Anim. 34, 47-52 (2005).</li><li>Chatot, C. L., Lewis, J. L., Torres, I., Ziomek, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+1-cell+embryos+from+different+strains+of+mice+in+CZB+medium.">Development of 1-cell embryos from different strains of mice in CZB medium.</a> Biol. Reprod. 42, 432-440 (1990).</li><li>Quinn, P., Barros, C., Whittingham, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preservation+of+hamster+oocytes+to+assay+the+fertilizing+capacity+of+human+spermatozoa.">Preservation of hamster oocytes to assay the fertilizing capacity of human spermatozoa.</a> J. Reprod. Fertil. 66, 161-168 (1982).</li><li>Dios Hourcade, d. e., Perez-Crespo, J., Serrano, M., Gutierrez-Adan, A., A, B., Pintado, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+and+in+vivo+development+of+mice+morulae+after+storage+in+non-frozen+conditions.">In vitro and in vivo development of mice morulae after storage in non-frozen conditions.</a> Reprod. Biol. Endocrinol. 10, 62 (2012).</li></ol>

המחברים מצהירים שום אינטרסים כלכליים מתחרים.

ניתוח העיקור הוא טכניקה כירורגית קדימה יחסית ישרה שאינו כרוכה בקשיים גדולים. כאשר חיטוי עם יוד povidone ואתנול לוודא כי השטיפה האחרונה (עם אתנול) מסירה יוד povidone, מכיוון שהוא עלול לגרום לגירוי הצפק. הגישה לצינור זרע גם יכולה להיות מושגת על ידי שק האשכים או ביצוע חתך רו...

חזרת עוברים הוא כנראה ההליך הכירורגי השכיח ביותר שבוצע במודל העכבר. טכניקה זו היא חיונית כדי להשיג צאצאים מעוברים נתון במבחנה טכניקות מניפולציה, ולכן מהווה צעד הכרחי לפיתוח של מודלים מהונדסים גנטי על ידי הזרקת pronuclear, התמרה lentiviral, או היווצרות הכימרה. חוץ מזה, הטכניקה מאפשרת הלימוד של ההשפעות התפתחותיות של עלבונות מגוונים המתרחשים במהלך התפתחות preimplantation. השימוש בטכניקות מלאכותיות רבייה 1 או החשיפה לריכוזים חריגים של חומרים או מטבוליטים 2 שונים עשוי להשפיע על התפתחות עובר וכתוצאה מכישלונות השתלה או placentation והשפעות ארוך טווח בצאצאים. טכניקת חזרת עוברים אמינה לשחזור היא חיונית כדי לבדוק את ההשפעות שליליות האפשרית של טיפול ניסיוני בהשתלה והתפתחות העובר באדם עקבינר. ניתן להעביר עוברי preimplantation Murine לנקבת נמען או לתוך oviduct באמצעות ampullae פוסט 0.5 ימים coitum הנמענים (DPC) pseudopregnant (העברת oviduct) 3,4 או לתוך הרחם של 2.5 נמען pseudopregnant DPC (העברת רחם) 5,6 בהתאם לשלב ההתפתחותי שלהם. עוברים בשלב הבלסטוציסט, כגון אלו המשמשים ליצירת עכברי chimeric על ידי הזרקה של תאי גזע pluripotent עובריים או מושרה, הם מועברים בדרך כלל על ידי העברת רחם. יכול גם להיות מועבר בלסטוציטים לoviduct של נמען DPC 0.5, אבל היא מהווה מבחן פחות פיסיולוגי למשבשים התפתחותי, כי העובר עובר diapause ויש לו 2 ימים להתאושש מהעלבון לפני ההשתלה מתרחשת. העברה ברחם כרוכה ניקוב דופן הרחם בעזרת מחט צרה על מנת ליצור הפתח המאפשר הגישה של פיפטה מניפולציה עובר לתוך לומן הרחם.lthough טכניקה זו יכולה להניב תוצאות טובות, ההישרדות לטווח (כלומר אחוז העוברים הועברו המתפתחים לגור) היא לעתים קרובות נמוכה ובלתי צפוי 7,8. ניקוב דופן הרחם כרוך כמה תופעות לוואי מזיקות. ראשית, myometrium היא רקמת vascularized מאוד ולנקבה לעתים קרובות תוצאות דימום קטן. דם עלול לחסום את טפטפת העברת עובר או לפלוש ללומן רחם גרימת מוות עוברי ו / או כישלון השתלה. זה רלוונטי במיוחד כאשר עובר ללא Zona מועברים, כמו תאי הדם והפסולת יכולים לצרף לסטומרים. שנית, הפתיחה שבוצעה אינה חותמת אחרי העוברים הועברו, ולכן הם יכולים לזרום בחזרה דרך פתח ולהיות מגורשים לחלל הבטן, כאשר נפח גדול מדי כבר להכניס לתוך הרחם. העברת העובר ברחם, חצוצרות שתוארו במסמך זה לנצל את צומת הרחם-חצוצרות כדי לספק embryos לתוך הרחם ללא הצורך בניקוב דופן רחם ובכך להימנע מההשלכות השליליות שלה 9. נקבות נמען pseudopregnant משמשות להעברת עובר מתקבלות על ידי הזדווגות טבעית עם זכרים עוקרו 8. הפרשות המכוננת המיוצרים על ידי זכר סטרילי נדרשות לרחם להפוך פתוח לעוברים שהועברו. כדי להשיג נמען, למקסימום של 2 נקבות של 8 שבועות עד 6 חודשים של גיל מונחים עם זכר שעוקר בשעתי אחר הצהריים. למחרת בבוקר, נשים נבדקות לנוכחות של תקע הזדווגות בנרתיק, סבך של חלבונים קרוש מנוזל הזרע הגברי. כהזדווגות מתרחשת בדרך כלל בחצות, היום של גילוי תוסף נרתיק נחשב 0.5 DPC. למרות שניתן לרכוש זכרים עוקרו מכמה ספקים, ההליך הכירורגי שתואר במסמך זה הוא קל יחסית ואינו דורש כל מכשירים נוספים מהנדרש להעברת עובר.

<table><tbody><tr><td>Ketamine</td><td>VEDCO</td><td>Ketaved ANADA 200-257</td><td>To be ordered by a licensed veterinarian.</td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Lloyd Laboratories</td><td>Anased NADA #139-236</td><td>To be ordered by a licensed veterinarian.</td></tr><tr><td>Buprenorphine</td><td>Generic</td><td>NDC 400-42-010-01</td><td>To be ordered by a licensed veterinarian.</td></tr><tr><td>Eye ointment</td><td>Novartis</td><td>Genteal</td><td></td></tr><tr><td>Antibiotic</td><td>Pfizer</td><td>Clavamox NADA #55-101.</td><td>Added to drinking water (0.3 mg/ml of amoxicillin trihydrate and 0.075 mg/ml of clavulanate potassium). Add 1.5 ml of the reconstituted 15 ml bottle to 250 ml of water.</td></tr><tr><td>Dressing serrated forceps</td><td>ROBOZ</td><td>RS-8120</td><td>Any medium size surgical-grade steel straight forceps will work.</td></tr><tr><td>Microdissecting serrated forceps</td><td>ROBOZ</td><td>RS-5137</td><td>These ones are curved at a 90&amp;ordm; angle. Straight forceps can be used if preferred.</td></tr><tr><td>Slight curved micro dissection forceps</td><td>ROBOZ</td><td>RS-5136</td><td>This model is particularly useful to hold the oviduct.</td></tr><tr><td>Scissors</td><td>ROBOZ</td><td>RS-5880</td><td>Any regular surgical grade steel small straight scissors will work.</td></tr><tr><td>27 G needles</td><td>Beckton-Dickinson</td><td>305136</td><td>Smaller needles (30 G) can be also used. 25 G may be a bit too big.</td></tr><tr><td>Clip applier</td><td>MiKRon</td><td>42763</td><td></td></tr><tr><td>9 mm Clips</td><td>MiKRon</td><td>427631</td><td></td></tr><tr><td>Clip remover</td><td>MiKRon</td><td>7637</td><td>Two pairs of teeth forceps (ROBOZ RS-8160) can be used instead.</td></tr><tr><td>Suture needle holder</td><td>ROBOZ</td><td>RS-7820</td><td></td></tr><tr><td>Suture</td><td>Dowist Gell</td><td>5-0 Dexon S 7204-21</td><td>Can be substituted for any 4-0 to 6-0 absorbable suture with a narrow curved needle.</td></tr><tr><td>Glass capillaries</td><td>VWR</td><td>100 ul calibrated pipettes 53432-921</td><td>It includes a mouth aspirator system that only requires to attach a 0.22 &amp;#181;m filter in the tubing to be ready to use. More information can be obtained in Nagy &lt;em&gt;et al&lt;/em&gt;.&lt;sup&gt;8&lt;/sup&gt;</td></tr><tr><td>Burner</td><td>KISAG AG</td><td>Typ 2002</td><td>Gas operated burner, can be charged with Kigas (CH-4512, from the same vendor). Alcohol burners may be also used, but gas provides a higher temperature and this burner provides a small and precise flame.</td></tr><tr><td>Stereomicroscope</td><td>Leica</td><td>MZFLIII</td><td>This is an expensive estereomicroscope with fluorescence, that can be also used for other purposes. There are cheaper options such as Leica MZ8 or Nikon SMZ-10 or SMZ-2B, to name a few. It is better to use two stereomicroscopes, one for handling the embryos (which does not need to be a very nice one) and another one for the recipient. The one used for the recipient should display a long distance from the stage plate to the objective lense, in order to be able to focus 3-4 cm above the stage plate (where the oviduct will be placed) and still leave some room for the surgeon; most of the stereomicroscopes can do this, but some cannot.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Fiber optics ilumination</td><td>Dolan Jenner</td><td>Fiber lite</td><td>To iluminate the surgical area. There are different systems available.</td></tr><tr><td>Warm stages</td><td>American scope</td><td>&lt;a href=&quot;https://exch.mail.umd.edu/owa/redir.aspx?C=1qTJKejamUSfudeYG_MlZHvTY3dsJM9Iaqr2SnwGD4ECWGzB8e8Rpg--_L7u0vJmyatXQJzGQ0k.&amp;amp;URL=http%3a%2f%2fstore.amscope.com%2ftcs-100.html&quot; target=&quot;_blank&quot;&gt;http://store.amscope.com/tcs-100.html&lt;/a&gt;</td><td>These can be placed over the stage plate of the stereomicroscope. Some modifications (inserting a stick to level the stage) may be needed if it is too short for the stereomicroscope. A big warm stage can be used for warming the cage if it is available. If not, a regular heating pad can be used, but temperature must be checked.</td></tr><tr><td>Culture dishes for embryo manipulation</td><td>Falcon</td><td>353001</td><td>351008 may be also used; they made narrower drops.</td></tr></tbody></table>

utero-tubal embryo transfer and vasectomy in the mouse model

העברת עוברי preimplantation לנקבה פונדקאית היא צעד הנדרש לייצורם של עכברים מהונדסים גנטי או כדי לחקור את ההשפעות של שינויים אפיגנטיים מקורו במהלך פיתוח preimplantation על בריאות פיתוח ומבוגר עוברית שלאחר מכן. השימוש בטכניקת העברת עובר יעילה ועקבית הוא חיונית כדי לשפר את הדור של בעלי חיים מהונדסים גנטי ועל מנת לקבוע את ההשפעה של טיפולים שונים על שיעורי השרשה והישרדות לטווח. עוברים בשלב הבלסטוציסט בדרך כלל מועברים על ידי העברת רחם, ביצוע לנקב בדופן הרחם להציג פיפטה המניפולציה עובר. פתח שבוצע ברחם אינו נסגר לאחר פיפטה בוטלה, והעוברים יכולים יצוא לחלל הבטן עקב הלחץ החיובי של הרחם. לנקב יכול גם לייצר דימום הפוגע בהשתלה, בלוקים טפטפת ההעברה ועלולה להשפיע על עובר דevelopment, במיוחד כאשר עובר ללא Zona מועברים. כתוצאה מכך, טכניקה זו לעתים קרובות תוצאות בשיעורי הישרדות עובר נמוך מאוד משתנים וכוללים. הימנעות השפעות השליליות אלה, העברת עובר ברחם, חצוצרות לנצל את צומת רחם-חצוצרות כמחסום טבעי המונע יצוא עובר ולהימנע מניקוב דופן הרחם. זכרים שעוקרו נדרשים לקבלת מקבלי pseudopregnant. טכניקה לביצוע ניתוח עיקור מתוארת כהשלמה לעוברים ברחם, חצוצרות.

<html> העברת עובר ברחם, חצוצרות מספקת מתכוון להעביר עוברים אל רחם הימנעות חלק מהסיבוכים הקשורים לעוברים ברחם 2,9,10. בטבלה 1 אנו מראים כמה תוצאת נציג השגנו העברת בלסטוציטים CD1 נתון למיני מניפולציות לנמעני CD1 שונים בעקבות הפרוטוקול המתואר. ההישרדות לטווח (% מע?...

Watch this Scientific Journal Video about Utero-tubal Embryo Transfer and Vasectomy in the Mouse Model at JoVE.com

Utero-tubal Embryo Transfer and Vasectomy in the Mouse Model

העברת עובר ברחם, חצוצרות משתמשת בצומת הרחם-חצוצרות כמחסום כדי למנוע את יצוא העובר שעלול להתרחש בעת ביצוע העברה ברחם. זכרים שעוקרו נדרשים להשיג מקבלי pseudopregnant לעוברים. שני הטכניקות הם דנו.

העברת רחם-תובל עובר ועיקור במודל העכבר

The transfer of preimplantation embryos to a surrogate female is a required step for the production of genetically modified mice or to study the effects ...

utero-tubal-embryo-transfer-and-vasectomy-in-the-mouse-model

Research

JoVE Journal

Biology

47.5K Views.  United States Department of Agriculture.  העברת עובר ברחם, חצוצרות משתמשת בצומת הרחם-חצוצרות כמחסום כדי למנוע את יצוא העובר שעלול להתרחש בעת ביצוע העברה ברחם. זכרים שעוקרו נדרשים להשיג מקבלי pseudopregnant לעוברים. שני הטכניקות הם דנו. 

Video: Utero-tubal Embryo Transfer and Vasectomy in the Mouse Model

A Mouse Model of in Utero Transplantation

The transplantation of stem cells and viruses in utero has tremendous potential for treating congenital disorders in the human fetus. For example, in utero transplantation (IUT) of hematopoietic stem cells has been used to successfully treat patients with severe combined immunodeficiency.1,2 In several other conditions, however, IUT has been attempted without success.3 Given these mixed results, the availability of an efficient non-human model to study the biological sequelae of stem cell transplantation and gene therapy is critical to advance this field. We and others have used the mouse model of IUT to study factors affecting successful engraftment of in utero transplanted hematopoietic stem cells in both wild-type mice4-7 and those with genetic diseases.8,9 The fetal environment also offers considerable advantages for the success of in utero gene therapy. For example, the delivery of adenoviral10, adeno-associated viral10, retroviral11, and lentiviral vectors12,13 into the fetus has resulted in the transduction of multiple organs distant from the site of injection with long-term gene expression. in utero gene therapy may therefore be considered as a possible treatment strategy for single gene disorders such as muscular dystrophy or cystic fibrosis. Another potential advantage of IUT is the ability to induce immune tolerance to a specific antigen. As seen in mice with hemophilia, the introduction of Factor IX early in development results in tolerance to this protein.14 
In addition to its use in investigating potential human therapies, the mouse model of IUT can be a powerful tool to study basic questions in developmental and stem cell biology. For example, one can deliver various small molecules to induce or inhibit specific gene expression at defined gestational stages and manipulate developmental pathways. The impact of these alterations can be assessed at various timepoints after the initial transplantation. Furthermore, one can transplant pluripotent or lineage specific progenitor cells into the fetal environment to study stem cell differentiation in a non-irradiated and unperturbed host environment.
The mouse model of IUT has already provided numerous insights within the fields of immunology, and developmental and stem cell biology. In this video-based protocol, we describe a step-by-step approach to performing IUT in mouse fetuses and outline the critical steps and potential pitfalls of this technique.

A Mouse Model of in Utero Transplantation

The mouse model of in utero transplantation is a versatile tool that can be used to study the potential clinical applications of stem cell transplantation and gene therapy in the fetus. In this protocol, we present a general approach to performing this technique

במודל עכבר של בתוך הרחם השתלה

The transplantation of stem cells and viruses in utero has tremendous potential for treating congenital disorders in the human fetus.  For example, in ...

Medicine

Ultrasound-Guided Microinjection into the Mouse Forebrain In Utero at E9.5

In utero survival surgery in mice permits the molecular manipulation of gene expression during development. However, because the uterine wall is opaque during early embryogenesis, the ability to target specific parts of the embryo for microinjection is greatly limited. Fortunately, high-frequency ultrasound imaging permits the generation of images that can be used in real time to guide a microinjection needle into the embryonic region of interest. Here we describe the use of such imaging to guide the injection of retroviral vectors into the ventricular system of the mouse forebrain at embryonic day (E) 9.5. This method uses a laparotomy to permit access to the uterine horns, and a specially designed plate that permits host embryos to be bathed in saline while they are imaged and injected. Successful surgeries often result in most or all of the injected embryos surviving to any subsequent time point of interest (embryonically or postnatally). The principles described here can be used with slight modifications to perform injections into the amnionic fluid of E8.5 embryos (thereby permitting infection along the anterior posterior extent of the neural tube, which has not yet closed), or into the ventricular system of the brain at E10.5/11.5. Furthermore, at mid-neurogenic ages (~E13.5), ultrasound imaging can be used direct injection into specific brain regions for viral infection or cell transplantation. The use of ultrasound imaging to guide in utero injections in mice is a very powerful technique that permits the molecular and cellular manipulation of mouse embryos in ways that would otherwise be exceptionally difficult if not impossible.

Ultrasound-Guided Microinjection into the Mouse Forebrain In Utero at E9.5

In utero survival surgery in mice permits the molecular manipulation of gene expression during development. Here we describe the use of high-frequency ultrasound imaging to guide the injection of retroviral vectors into the mouse brain at embryonic day (E) 9.5.

אולטרסאונד מונחה Microinjection לתוך forebrain העכבר בתוך הרחם ב E9.5

In utero survival surgery in mice permits the molecular manipulation of gene expression during development.  However, because the uterine wall is opaque ...

Neuroscience

Use of Freeze-thawed Embryos for High-efficiency Production of Genetically Modified Mice

The use of genetically modified (GM) mice has become crucial for understanding gene function and deciphering the underlying mechanisms of human diseases. The CRISPR/Cas9 system allows researchers to modify the genome with unprecedented efficiency, fidelity, and simplicity. Harnessing this technology, researchers are seeking a rapid, efficient, and easy protocol for generating GM mice. Here we introduce an improved method for cryopreservation of one-cell embryos that leads to a higher developmental rate of the freeze-thawed embryos. By combining it with optimized electroporation conditions, this protocol allows for the generation of knockout and knock-in mice with high efficiency and low mosaic rates within a short time. Furthermore, we show a step-by-step explanation of our optimized protocol, covering CRISPR reagent preparation, in vitro fertilization, cryopreservation and thawing of one-cell embryos, electroporation of CRISPR reagents, mouse generation, and genotyping of the founders. Using this protocol, researchers should be able to prepare GM mice with unparalleled ease, speed, and efficiency.

Here, we present a modified method for cryopreservation of one-cell embryos as well as a protocol that couples the use of freeze-thawed embryos and electroporation for the efficient generation of genetically modified mice.

השימוש של עוברים הקפאת-הפשפה לייצור יעילות גבוהה של עכברים ששונו גנטית

The use of genetically modified (GM) mice has become crucial for understanding gene function and deciphering the underlying mechanisms of human diseases. ...

Genetics

Intravenous and Intra-amniotic In Utero Transplantation in the Murine Model

In utero transplantation (IUT) is a unique and versatile mode of therapy that can be used to introduce stem cells, viral vectors, or any other substances early in the gestation. The rationale behind IUT for therapeutic purposes is based on the small size of the fetus, the fetal immunologic immaturity, the accessibility and proliferative nature of the fetal stem or progenitor cells, and the potential to treat a disease or the onset of symptoms prior to birth. Taking advantage of these normal developmental properties of the fetus, the delivery of hematopoietic stem cells (HSC) via an IUT has the potential to treat congenital hematologic disorders such as sickle cell disease, without the required myeloablative or immunosuppressive conditioning required for postnatal HSC transplants. Similarly, the accessibility of progenitor cells in multiple organs during development potentially allows for a more efficient targeting of stem/progenitor cells following an IUT of viral vectors for gene therapy or genome editing. Additionally, IUT can be used to study normal developmental processes including, but not limited to, the development of immunologic tolerance. The murine model provides a valuable and affordable means to understanding the potential and limitations of IUT prior to pre-clinical large animal studies and an eventual clinical application. Here, we describe a protocol for performing an IUT in the murine fetus through intravenous and intra-amniotic routes. This protocol has been used successfully to elucidate the necessary conditions and mechanisms behind in utero hematopoietic stem cell transplantation, tolerance induction, and in utero gene therapy.

Intravenous and Intra-amniotic In Utero Transplantation in the Murine Model

We describe a protocol for performing an in utero transplantation (IUT) through intravenous and intra-amniotic routes of injection in the murine model. This protocol can be used to introduce cells, viral vectors, and other substances into the unique immune-tolerant fetal environment.

תוך ורידי, אינטרה-שפיר בתוך הרחם השתלת במודל מאתר

In utero transplantation (IUT) is a unique and versatile mode of therapy that can be used to introduce stem cells, viral vectors, or any other substances ...

Developmental Biology

Minimally Invasive Embryo Transfer and Embryo Vitrification at the Optimal Embryo Stage in Rabbit Model

Assisted reproductive techniques (ARTs), such as in vitro embryo culture or embryo cryopreservation, affect natural development patterns with perinatal and postnatal consequences. To ensure the innocuousness of ART applications, studies in animal models are necessary. In addition, as a last step, embryo development studies require evaluation of their capacity to develop full-term healthy offspring. Here, embryo transfer to the uterus is indispensable to perform any ARTs-related experiment.
The rabbit has been used as a model organism to study mammalian reproduction for over a century. In addition to its phylogenetic proximity to the human species and its small size and low maintenance cost, it has important reproductive characteristics such as induced ovulation, a chronology of early embryonic development similar to humans and a short gestation that allow us to study the consequences of ART application easily. Moreover, ARTs (such as intracytoplasmic sperm injection, embryo culture, or cryopreservation) are applied with suitable efficiency in this species.
Using the laparoscopic embryo transfer technique and the cryopreservation protocol presented in this article, we describe 1) how to transfer embryos through an easy, minimally invasive technique and 2) an effective protocol for long-term storage of rabbit embryos to provide time-flexible logistical capacities and the ability to transport the sample. The outcomes obtained after transferring rabbit embryos at different developmental stages indicate that morula is the ideal stage for rabbit embryo recovery and transfer. Thus, an oviductal embryo transfer is required, justifying the surgical procedure. Furthermore, rabbit morulae are successfully vitrified and laparoscopically transferred, proving the effectiveness of the described techniques.

Assisted reproductive techniques (ARTs) are in continuous evaluation to improve outcomes and reduce the associated risks. This manuscript describes a minimally invasive embryo transfer procedure with an efficient cryopreservation protocol that allows the use of rabbits as an ideal animal model of human reproduction.

העברת העובר פולשני המינימלי העובר ויטריפיקציה בשלב העובר אופטימלית במודל ארנב

Assisted reproductive techniques (ARTs), such as in vitro embryo culture or embryo cryopreservation, affect natural development patterns with perinatal ...

Methods for Studying Uterine Contributions to Pregnancy Establishment in an Ovariectomized Mouse Model

For pregnancy to be established, a viable blastocyst must successfully interact with a receptive uterine lining (endometrium) to facilitate implantation and placenta formation and enable ongoing pregnancy. The limitations to pregnancy success caused by embryonic defects are well known and have been largely overcome in recent decades with the rise of in vitro fertilization (IVF) and assisted reproductive technologies. As yet, however, the field has not overcome the limitations caused by an inadequately receptive endometrium, thus resulting in stagnating IVF success rates. Ovarian and endometrial functions are closely intertwined, as hormones produced by the ovary are responsible for the endometrium's menstrual cyclicity. As such, when using rodent models of pregnancy, it can be difficult to ascertain whether an observed result is due to an ovarian or uterine deficit. To overcome this, an ovariectomized mouse model was developed with embryo transfer or artificial decidualization to allow the study of uterine-specific contributions to pregnancy. This article will provide instructions on how to perform ovariectomy and offer insights into various techniques for supplying exogenous hormones to support successful artificial decidualization or pregnancy following embryo transfer from healthy donors. These techniques include subcutaneous injection, slow-release pellets, and osmotic mini pumps. The key advantages and disadvantages of each method will be discussed, enabling researchers to choose the best study design for their specific research question.

Pregnancy establishment is a dynamic process involving complex embryo and uterine crosstalk. The precise contributions of the maternal uterine environment to these processes remain an active area of investigation. Here, detailed protocols are provided to aid in designing in vivo animal models to address these research questions.

שיטות לחקר תרומות הרחם לביסוס הריון במודל עכבר לכריתת שחלות

For pregnancy to be established, a viable blastocyst must successfully interact with a receptive uterine lining (endometrium) to facilitate implantation ...

<meta charset="utf8"></head><body>הליך הזרקת זרע עגול Murine לחקר התפתחות עוברית

Mouse Round Spermatid Injection

Round spermatids, characterized by their haploid genetic content, represent the precursor cells to mature spermatozoa. Through the innovative technique of round spermatid injection (ROSI), oocytes can be successfully fertilized and developed into viable fetuses. In a groundbreaking milestone achieved in 1995, the first mouse fetus was born through ROSI technology. ROSI has since emerged as a pivotal tool for unraveling the intricate mechanisms governing embryonic development and holds significant potential in various applications, including the acceleration of mouse generation and the production of genetically modified mice. In 1996, a milestone was reached when the first human fetus was born through ROSI technology. However, the clinical applications of this method have shown a fluctuating pattern of success and failure. To date, ROSI technology has not found widespread application in clinical practice, primarily due to its low birth efficiency and insufficient validation of fetal safety. This article provides a comprehensive account of the precise methods of performing ROSI in mice, aiming to shed new light on basic research and its potential clinical applications.

<meta charset="utf8"></head><body>הזרקת זרע עגולה לעכבר

Here, we introduce a method for performing round spermatid injection (ROSI) in mice, a technique with promising clinical applications and utility for investigating the mechanisms underlying embryonic development.

הזרקת זרע עגולה לעכבר

Round spermatids, characterized by their haploid genetic content, represent the precursor cells to mature spermatozoa. Through the innovative technique of ...

<meta charset="utf8"></head><body>מודל עכבר ICSI-ET לחקר השפעות ארוכות טווח על חילוף החומרים של גלוקוז

Monitoring Blood Glucose in Mouse Offspring After Intracytoplasmic Sperm Injection

Human lifespan is considerably long, while mouse models can simulate the entire human lifespan in a relatively short period, with one year of mouse life roughly equivalent to 40 human years. Intracytoplasmic sperm injection (ICSI) is a commonly used assisted reproductive technology in clinical practice. However, given its relatively recent emergence about 30 years ago, the long-term effects of this technique on human development remain unclear. In this study, we established the ICSI combined with embryo transfer (ET) method using a mouse model. The results demonstrated that normal mouse sperm, after undergoing in vitro culture and subsequent ICSI, exhibited a fertilization rate of 89.57% and a two-cell rate of 87.38%. Following ET, the birth rate of offspring was approximately 42.50%. Furthermore, as the mice aged, fluctuations in glucose metabolism levels were observed, which may be associated with the application of the ICSI technique. These findings signify that the mouse ICSI-ET technique provides a valuable platform for evaluating the impact of sperm abnormalities on embryo development and their long-term effects on offspring health, particularly concerning glucose metabolism. This study provides important insights for further research on the potential effects of the ICSI technique on human development, emphasizing the necessity for in-depth investigation into the long-term implications of this technology.

<meta charset="utf8"></head><body>מחבר זרקור: חקר ההשפעות הבריאותיות ארוכות הטווח של הזרקת זרע תוך ציטופלזמית על צאצאים

Here, we present a protocol to establish an intracytoplasmic sperm injection (ICSI)-embryo transfer (ET) mouse model, allowing us to observe age-related changes in glucose metabolism that may be attributed to ICSI, providing insights into its potential long-term impacts on human development.

ניטור רמת הסוכר בדם בצאצאי עכבר לאחר הזרקת זרע תוך ציטופלזמית

Human lifespan is considerably long, while mouse models can simulate the entire human lifespan in a relatively short period, with one year of mouse life ...

העברת רחם-תובל עובר ועיקור במודל העכבר

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

במודל עכבר של בתוך הרחם השתלה

אולטרסאונד מונחה Microinjection לתוך forebrain העכבר בתוך הרחם ב E9.5

השימוש של עוברים הקפאת-הפשפה לייצור יעילות גבוהה של עכברים ששונו גנטית

תוך ורידי, אינטרה-שפיר בתוך הרחם השתלת במודל מאתר

העברת העובר פולשני המינימלי העובר ויטריפיקציה בשלב העובר אופטימלית במודל ארנב

שיטות לחקר תרומות הרחם לביסוס הריון במודל עכבר לכריתת שחלות

הזרקת זרע עגולה לעכבר

הזרקת זרע עגולה לעכבר

הזרקת זרע עגולה לעכבר

ניטור רמת הסוכר בדם בצאצאי עכבר לאחר הזרקת זרע תוך ציטופלזמית