The authors have nothing to disclose.

כל הנהלים והבדיקות התנהגותיות אושרו על ידי בעלי החיים מחקר האתיקה מועצת המנהלים של אוניברסיטת MacEwan תחת מספר פרוטוקול 06-11-12, אשר עומד במועצה הקנדית להנחיות של הטיפול בבעלי חיים לטיפול ולשימוש בחיות ניסוי. 1. הכינו טנקים מינון, פתרונות, ולוח זמני מנהל <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן לוח זמנים של נטילה כך שבעלי החיים במינון באותה הסביבה ובאותה השעה ביום, כדי למנוע כל בלבול של זמן או הטיית לגירויים חזותיים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להשיג כמה שיותר, 1.5 ליטר, מיכלי ברור זהה השרצה פוליפרופילן כפי שיידרש למספר גדלי קבוצה. קבוצות שימוש של 8 דגים במכל, המאפשר לקבוצות של 2 דגים להיבדק ליום מאוחר יותר בהליך (ראה שלב 3). השתמש בטנק מחזיק אחד וטנק אחד מינון לכל קבוצה (2x מספר כולל של קבוצות). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח 400 מיקרומטר מוסיף השרצה בכל הטנקים מחזיקים. Fחולה הטנקים עם מים בסביבה או להפוך מים אוסמוזה בטמפרטורה הנכונה (לדג זברה, 25-28 ° C) שעולה בקנה אחד עם דגי הטמפרטורה בדרך כלל שוכנים ב. הערה: לא יכולה להיות אינטראקציות כימיות לא רצויות בין תרופות מסוימות והמרכיבים הכימיים של מים בסביבה שנאגרו. במצב זה, להשתמש במי אוסמוזה הפוכים שנאגרו עם מלחי האקווריום מינימאליים או ללא למתן תרופה, כמו גם לקבוצות ביקורת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא שהטנקים הם בסביבה ניטראלית, כדי למנוע דגי אוויר לגירויים חזותיים חיצוניים במהלך מינון. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את פתרון הסמים. מערבבים את הכמות המתאימה של התרופה עם מים בסביבה בטנקי ההשרצה. הכן את פתרון אתנול 0.2% על ידי שילוב של 3 מיליליטר של אתנול בדרגה גבוהה (95% אתנול שאינו מפוגל) עם 1,497 מיליליטר מים. הכן את פתרון אתנול 1.4% על ידי שילוב של 21 מיליליטר של אתנול עם 1,479 מיליליטר של מים. </li></ol> 2. בנוטינג דגים וEthanol מנהל סדר דין <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגים נקי בזהירות ממיכלי הגידול שלהם והעברה למכל האחזקה המתאים המכיל את תוסף ההשרצה. באופן אידיאלי, בית הדגים בכנס ההשרצה לחסל קיזוז לגמרי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עם כל הדגים במכלי האחסון שלהם, בעדינות להרים את ההשרצה להכניס מתוך הטנק מחזיק ולמקם אותו לתוך מיכל המתאים הפתרון תרופתי (איור 1 א). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רשום את זמן המינון כנדרש. השתמש 30 דקות בתמיסת אתנול להליך המתוארים כאן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במידת האפשר, יש עוזרים לעזור עם ההעברה של כל קבוצות הניסוי לפתרון התרופה בו זמנית כדי להבטיח זמן מינון מדויק. לחלופין, להעביר את הקבוצה אחת בכל פעם ולעקוב אחר הזמנים (איור 1 א) המינון של קבוצות בודדות. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בתום תקופת המינון הנדרשת, להסיר את הדגים מפתרון אתנול על ידי ההרמה להכניס השרצה בזהירותמתוך פתרון הסמים והצבה בעדינות בחזרה לתוך הטנק מחזיק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעדינות הנקי הדגים במכלי האחסון ומניח אותם בחזרה לבתי הגידול שלהם עד לפעם הבאה שנקבעה למינון, או הנח את ההשרצה להכניס בחזרה לתוך טנק ההחזקה לחסל רשת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאמור, במידת האפשר במסגרת הפרמטרים של ציוד לבעלי חיים דיור, בית החיות באותו הטנק ולהוסיף השרצה המשמשת כמכל האחזקה. זה יהיה לבטל קיזוז לגמרי במהלך הליך הממשל. </li></ol> 3. בדיקות התנהגותיות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להשיג אור / חושך זירה רחבה 9.5 סנטימטר על סנטימטר 55 ארוך ו9.5 סנטימטר עמוק עם רצפה עמיד למים לבן (איור 1). להדביק נייר שאינו רעיוני עמיד למים לבנים ושחור לקירות הפנימיים של הזירה באמצעות ולקרו, עם מחצית מהזירה מכוסה בלבן וחצי מכוסה בשחור. מלא את הזירה עד לעומק של 5 סנטימטרים עם מים בסביבה בטמפרטורה של 25-28 מעלות צלזיוס. שימורעין טמפרטורה זו בכל בדיקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פחות על גירויים חזותיים חיצוניים על ידי בניית מתחם שלושה-צדדי לבן לזירה כדי להיות ממוקמת ב. ודא אזור הבדיקות יש לפזר תאורה עילית שאינו גורמת להשתקפויות על פני המים, עדיין הוא מספיק בהיר לתוכנת מעקב תנועה, או פוסט כימות מדריך ל-hoc מתמונות וידאו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את הזירה במתחם ולהגדיר את הפרמטרים הקלטה וניתוח תנועה של תוכנת מעקב התנהגות. הגדר את משך זמן המשפט ל5-15 דקות, בהתאם לשאלת המחקר. הערה: כאן, היינו 5 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הובלת הקבוצה של דגים להיבדק לאזור המחקר במכל הגידול ולמקם אותם מחוץ למתחם הזירה. להסתגל הדגים למשך 10 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעדינות נטו דגים מהקבוצה המתאימה והמקום במרכז האור / הזירה החשוכה, להיות בטוח כדי לשחרר את הדגים כשהוא ממוקם במקביל לצייר של הזירה הארוך לAVOid הטיית הדגים לאור או האזור חשוך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בגין התנהגות הקלטה מייד לאחר החיה הוא שוחרר. צפו לבעיות בתוכנה כל עם מעקב הדגים או לקפיצת דגים או הקפאה. סובב את הזירה 180 מעלות אחרי חצי מהנבדקים נבדקו כדי למנוע כל בלבול כתוצאה מהטיות הנובעות מאשר בסופו של הזירה מכוון לקראת הסוף הפתוח של המתחם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר המשפט הסתיים, בעדינות נטו ולהסיר את הדגים מהזירה לתא מעצר או טנק בית גידול. </li></ol> 4. ניתוח <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבחון את משך זמן באור לעומת אזורים כהים. לכל קבוצה וכל דגים, להשיג את הזמן היחסי בילה באזורים הבהיר וכהים ולנתח באמצעות דגימה אחת -test t (או המבחן Wilcoxon rank test לנתונים פרמטרית; הבדל מ( מחצית מכלל זמן המשפט) 150 שניות) כדי לקבוע אם קבוצות מעדיפות תחום אחד על פנים השני באופן משמעותי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להשוות את העדפות, לחשב prefeמדד לורנס על ידי הפחתת המשך הזמן באזור האור מהזמן בילה באזור החשוך ולהשוות הבדלים בין קבוצות. בדיקות טריקו ניתן להשתמש כדי להשוות בין שתי קבוצות. השוואה בין קבוצות מרובות עם ניתוח חד-כיווני של שונות ניצול מבחן פוסט הוק HSD של Tukey שם (מבחן או קרוסקל-וואליס בהשוואה של דאן מרובה מבחן פוסט הוק לנתונים פרמטרית) הכרחי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שקלו את המהירות, מספר מעברי אזור, מתפתלים, וחוסר תנועה על פני קבוצות. משתמש בניתוח חד-כיווני של שונות ניצול מבחן פוסט הוק HSD של Tukey שם (מבחן או קרוסקל-וואליס בהשוואה של דאן מרובה מבחן פוסט הוק לנתונים פרמטרית) הכרחי. </li></ol>

<ol>
	<li>Spence, R., Gerlach, G., Lawrence, C., Smith, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+behaviour+and+ecology+of+the+zebrafish,+Danio+rerio.">The behaviour and ecology of the zebrafish, Danio rerio.</a> Biological Reviews. 83 (1), 13-34 (2008).</li><li>Langheinrich, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebrafish:+A+new+model+on+the+pharmaceutical+catwalk.">Zebrafish: A new model on the pharmaceutical catwalk.</a> BioEssays. 25 (9), 904-912 (2003).</li><li>Santoriello, C., Zon, L. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hooked!+Modeling+human+disease+in+zebrafish.">Hooked! Modeling human disease in zebrafish.</a> Journal of Clinical Investigation. 122 (7), 2337-2343 (2012).</li><li>Miller, N., Greene, K., Dydinski, A., Gerlai, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+nicotine+and+alcohol+on+zebrafish+(+Danio+rerio)+shoaling.">Effects of nicotine and alcohol on zebrafish ( Danio rerio) shoaling.</a> Behavioural brain research. , (2012).</li><li>Bencan, Z., Sledge, D., Levin, E. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Buspirone,+chlordiazepoxide+and+diazepam+effects+in+a+zebrafish+model+of+anxiety.">Buspirone, chlordiazepoxide and diazepam effects in a zebrafish model of anxiety.</a> Pharmacology Biochemistry and Behavior. 94 (1), 75-80 (2009).</li><li>Holcombe, A., Howorko, A., Powell, R. A., Schalomon, M., Hamilton, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reversed+Scototaxis+during+Withdrawal+after+Daily-Moderate,+but+Not+Weekly-Binge+Administration+of+Ethanol+in+Zebrafish.">Reversed Scototaxis during Withdrawal after Daily-Moderate, but Not Weekly-Binge Administration of Ethanol in Zebrafish.</a> PLoS ONE. 8 (5), (2013).</li><li>Mathur, P., Guo, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differences+of+acute+versus+chronic+ethanol+exposure+on+anxiety-like+behavioral+responses+in+zebrafish.">Differences of acute versus chronic ethanol exposure on anxiety-like behavioral responses in zebrafish.</a> Behavioural Brain Research. 219 (2), 234-239 (2011).</li><li>Dlugos, C., Rabin, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ethanol+effects+on+three+strains+of+zebrafish:+model+system+for+genetic+investigations.">Ethanol effects on three strains of zebrafish: model system for genetic investigations.</a> Pharmacology Biochemistry and Behavior. , (2003).</li><li>Maximino, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Scototaxis+as+anxiety-like+behavior+in+fish.">Scototaxis as anxiety-like behavior in fish.</a> Nature Protocols. 5 (2), 209-216 (2010).</li><li>Gerlai, R., Lee, V., Blaser, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+acute+and+chronic+ethanol+exposure+on+the+behavior+of+adult+zebrafish+(Danio+rerio).">Effects of acute and chronic ethanol exposure on the behavior of adult zebrafish (Danio rerio).</a> Pharmacology Biochemistry and Behavior. 85 (4), 752-761 (2006).</li><li>Egan, R. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Understanding+behavioral+and+physiological+phenotypes+of+stress+and+anxiety+in+zebrafish.">Understanding behavioral and physiological phenotypes of stress and anxiety in zebrafish.</a> Behavioural brain research. 205 (1), 38-44 (2009).</li><li>Gebauer, D. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+anxiolytics+in+zebrafish:+Similarities+and+differences+between+benzodiazepines,+buspirone+and+ethanol.">Effects of anxiolytics in zebrafish: Similarities and differences between benzodiazepines, buspirone and ethanol.</a> Pharmacology Biochemistry and Behavior. 99 (3), 480-486 (2011).</li><li>Serra, M. C., Mattioli, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Natural+preference+of+zebrafish+(Danio+rerio)+for+a+dark+environment.">Natural preference of zebrafish (Danio rerio) for a dark environment.</a> Braz J Med Biol Res. 32 (12), 1551-1553 (1999).</li><li>Maximino, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+and+neurochemical+changes+in+the+zebrafish+leopard+strain.">Behavioral and neurochemical changes in the zebrafish leopard strain.</a> Genes Brain Behav. 12 (5), 576-582 (2013).</li><li>Levin, E. D., Bencan, Z., Cerutti, D. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anxiolytic+effects+of+nicotine+in+zebrafish.">Anxiolytic effects of nicotine in zebrafish.</a> Physiology &amp; Behavior. 90 (1), 54-58 (2007).</li><li>Gerlai, R., Chatterjee, D., Pereira, T., Sawashima, T., Krishnannair, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+and+chronic+alcohol+dose:+population+differences+in+behavior+and+neurochemistry+of+zebrafish.">Acute and chronic alcohol dose: population differences in behavior and neurochemistry of zebrafish.</a> Genes, Brain and Behavior. 8 (6), 586-599 (2009).</li><li>Mathur, P., Berberoglu, M. A., Guo, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preference+for+ethanol+in+zebrafish+following+a+single+exposure.">Preference for ethanol in zebrafish following a single exposure.</a> Behavioural Brain Research. 217 (1), 128-133 (2011).</li><li>Renninger, S. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Investigating+the+genetics+of+visual+processing,+function+and+behaviour+in+zebrafish.">Investigating the genetics of visual processing, function and behaviour in zebrafish.</a> Neurogenetics. 12, 97-116 (2011).</li><li>Crawshaw, L. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tolerance+and+withdrawal+in+goldfish+exposed+to+ethanol.">Tolerance and withdrawal in goldfish exposed to ethanol.</a> Physiology &amp; Behaviour. 87 (3), 460-468 (2006).</li><li>Hamilton, T. J., Holcombe, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tresguerres,+M.CO2-induced+ocean+acidification+increases+anxiety+in+rockfish+via+alteration+of+GABAA+receptor+functioning.">Tresguerres, M.CO2-induced ocean acidification increases anxiety in rockfish via alteration of GABAA receptor functioning.</a> Proceedings of the Royal Society B. , (2014).</li><li>Ramsay, J. M., Feist, G. W., Varga, Z. M., Westerfield, M., Kent, M. L., Schreck, C. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole-body+cortisol+response+of+zebrafish+to+acute+net+handling+stress.">Whole-body cortisol response of zebrafish to acute net handling stress.</a> Aquaculture. 297 (1-4), 157-164 (2009).</li><li>Hamilton, T. J., Paz-Yepes, J., Morrison, R. A., Palenik, B., Tresguerres, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exposure+to+bloom-like+concentrations+of+two+marine+Synechococcus+cyanobacteria+(strains+CC9311+and+CC9902)+differentially+alters+fish+behaviour.">Exposure to bloom-like concentrations of two marine Synechococcus cyanobacteria (strains CC9311 and CC9902) differentially alters fish behaviour.</a> Conservation Physiology. 2 (1), (2014).</li></ol>

המחברים מודים יהושע גאלופ עבור שימוש בציוד הצילום שלו משמש לאיור 1. עבודה זו נתמכה על ידי מועצה למחקר הנדסת מענק גילוי קנדה (NSERC) מדעים וטבעיים (לTJH).

מחקרים קודמים הכוללים מתן תרופה בדג זברה פשוט הסתמכו על קיזוז דגים להעביר אותם מהטנק בביתם לפתרון התרופתי 12,16. בנוטינג לא תמיד עולה בקנה אחד ולעתים לוקח יותר זמן מהצפוי עקב תגובת הבריחה של דג הזברה, שבו יש השתנות אישית משמעותית. שיטות העברה מסורתיות, בעוד שימושי...

דג הזברה (Danio rerio) הוא בעלי חוליות קטנים שמקורו בהודו שהוא אורגניזם מודל שימושי עבור 2,3 מחקר התנהגותי 1 והרפואי. דג הזברה גם משמש בבדיקות של חומרים תרופתיים שונים על מנת לאפיין את השפעתן על התנהגות. מינונים ולוחות זמנים של מתן תרופה שונים שימשו כדי לחקור את ההתנהגות של דג הזברה לאחר מתן תרכובות הכימי כגון חומרים ממריצים 4, anxiolytics 5 ואתנול 6-8. המעבדה שלנו חקרה את ההשפעות של שונה לוחות זמנים של ממשל אתנול על חרדה ותנועת דג הזברה באור / חושך assay תוקף היטב 9, 20, גם המכונה גם assay scototaxic. שיטה חדשה של ממשל אתנול פותחה כדי להגביר את היעילות עבור ממשל חוזר ונשנה, מדי יום במשך תקופה ארוכה של זמן (21 ימים) 6 </sעד&gt;. שיטות ששמשו בעבר היו מעשיות, לעומת זאת, ביקשנו לפתח שיטה שצמצמה רשת, עם עלויות הזמן הקשורים אליו, ואפשרו ממשל בו זמנית, בעיתוי המדויק של התרופה של עניין למספרים גדולים של דגים. באתנול מחקר באמצעות מסורתי, דג הזברה הם נלכדו ברשת והועברה מטנק אחד למשנה המכיל את התערובת המתאימה של אתנול ומים 10-12. למרות ששיטה זו היא מקובלת מאוד, רשתות דג הזברה עשויה להגדיל את השונות בזמן שנדרש כדי להציג ולהסיר את הדגים מהפתרון התרופתי. לכן, החשיפה המדויקת למתחם של עניין עשויה להשתנות במהלך ניסוי מעורב מינון חוזר ונשנה. שיטה שמפחיתה מקורות שגיאה הנובעת מהשתנות בזמני תחבורה לכן רצויה. בשיטה שלנו אנו מסוגלים להעביר את כל הדגים בו זמנית, וכתוצאה מכך זמן מינון זהה בכל דגים. בעקבות חשיפת אתנול (שתוארה כאן), דג הזברה יכולה להיבדק בכל number של מבחני התנהגות, כוללים אלה שלהעריך חרדה. יש מינון קבוצות של דגים בשיטה החדשה שימושים מעשיים מעבר ליכולת לשכפל במדויק ולתקן מינון בין נושאים ובין קבוצות של דגים. כניסתו של תוכנה חדשה המאפשרת למעקב של דגים מרובים בבת אחת יכול לראות חוקרים להשתמש בשיטות שלנו כדי להבטיח replicability ודיוק בניסויים שלהם. בהתחשב בשימוש הנרחב בדג הזברה כאורגניזם מודל למדעי מוח ההתנהגותיים, שיטה זו תגביר את היעילות ומעשיות במחקרים פרמקולוגיים עתיד. בפרדיגמה הנוכחית, לוח הזמנים של מינון חוזר ונשנה הועסקו כי כ משקף לוחות זמנים שתיית אדם. דגים חולקו באופן אקראי לאחת משלוש קבוצות: שליטה, יומי-מתונה, או שבועי בולמוס. לוח הזמנים של המינון היה 21 ימים בזמן, נבחר משום שהוא חרג באופן משמעותי זמני חשיפה במחקרים קודמים 7. דגי בקרה קיבלו אפס Alcoחול, דגים מדי יום-מתונים קיבלו 0.2% אלכוהול פעם ביום, ודגים שבועי בולמוס קיבלו 1.4% אלכוהול פעם בשבוע. משימת האור / החושך שימשה להערכת חרדה אחרי 2 ימים של נסיגה. זוהי בדיקה פשוטה יחסית לניהול המשתמש בזירה מלבנית שבה הקירות בצד אחד הם לבנים ובצד האחר הם 9 כהים. דג הזברה מבוגרת וחסונה מעדיפה את הצד האפל של הזירה בתנאי שליטה 6,9,13. חרדה מוגברת מוגדרת מבצעית כמו יותר זמן באופן משמעותי בילה באזור החשוך, וירידה בחרדה ניתן להניח כאשר הדגים מבלה את הזמן יחסית יותר בילה באזור האור. עם תוכנת תנועת מעקב, יכולים להיות גם לכמת משתנים אינפורמטיבי אחרים, כולל מהירות ממוצעת, חוסר תנועה, מתפתל, ואזור מעברים 14. שיטת המינון שפותחה במעבדה שלנו יכולה לחול על כל מחקר שבו תרכובות מסיסים במים מנוהלות לzebrafi אחד או יותרsh. סוכנים תרופתיים רבים אחרים אשר עשוי להפיק תועלת ממתודולוגיה זו כרגע נבחנו בדג זברה. תרכובות שנבדקו בדרך כלל כוללות ניקוטין, chlordiazepoxide, buspirone, וscopolamine, אשר מומס באופן דומה לאתנול; על ידי ערבוב את הכמות המתאימה של החומר הכימי לתוך מים. לכן, ההיקף הכללי של הליך זה הוא הרבה יותר רחב ולא מוגבל לאתנול. יתר על כן, לאחר מינון עם תרופות למספר ימים, משימת האור / חושך היא רק אחד ממבחנים התנהגותיים רבים שיכולים להיות מועסק. לאחר מתן תרופה או במהלך נסיגה, מבחני פופולריים אחרים שניתן לנצלם יכללו את בדיקת טנק רומן צלילת 15 ובדיקות של התנהגות חברתית כגון shoaling 16. ההליך הבא מתאר שיטה יעילה להעברה שוב ושוב קבוצות של דגים או דגים בודדים לפתרונות המכילים תרכובת תרופתית של עניין. בנוסף, התהליך של חרדת בדיקה במבחן האור / החושךבקבוצות של דגים שנמצאים בנסיגה לאחר שנחשף ללוחות זמנים של ממשל אלכוהול ארוכים יתואר.

<table><tbody><tr><td>Three shelf benchtop housing system</td><td><a href="http://aquatichabitats.com/research-systems/z-hab-system/" target="_blank"><img src="/img/new_window.png" /> Aquatic Habitats</a></td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>1.5 L Spawning tank w/400 &amp;mu;m baffle</td><td><a href="http://aquatichabitats.com/consumables/tanks-lids-and-baffles/info/nursery-tank-and-baffles/" target="_blank"><img src="/img/new_window.png" /> Aquatic Habitats</a></td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Pure Grain Ethanol</td><td><a href="http://www.luxco.com/brands/vodka-neutral-spirits-neutral-spirits-everclear" target="_blank"><img src="/img/new_window.png" /> Luxco, INC</a></td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Ethovision XT Motion tracking software</td><td><a href="http://www.noldus.com/animal-behavior-research/products/ethovision-xt" target="_blank"><img src="/img/new_window.png" /> Noldus Information Technology</a></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pipette</td><td><a href="http://eshop.eppendorf.ca/categories/1" target="_blank"><img src="/img/new_window.png" /> Eppendorf Canada</a></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Light/Dark Arena</td><td>Custom</td><td></td><td>Construct as per procedure description. 9.5 cm wide, 9.5 cm deep, 55 cm long.</td></tr></tbody></table>

a novel method of drug administration to multiple zebrafish (danio rerio) and the quantification of withdrawal

Anxiety testing in zebrafish is often studied in combination with the application of pharmacological substances. In these studies, fish are routinely netted and transported between home aquaria and dosing tanks. In order to enhance the ease of compound administration, a novel method for transferring fish between tanks for drug administration was developed. Inserts that are designed for spawning were used to transfer groups of fish into the drug solution, allowing accurate dosing of all fish in the group. This increases the precision and efficiency of dosing, which becomes very important in long schedules of repeated drug administration. We implemented this procedure for use in a study examining the behavior of zebrafish in the light/dark test after administering ethanol with differing 21 day schedules. In fish exposed to daily-moderate amounts of alcohol there was a significant difference in location preference after 2 days of withdrawal when compared to the control group. However, a significant difference in location preference in a group exposed to weekly-binge administration was not observed. 
This protocol can be generalized for use with all types of compounds that are water-soluble and may be used in any situation when the behavior of fish during or after long schedules of drug administration is being examined. The light/dark test is also a valuable method of assessing withdrawal-induced changes in anxiety.

כדי לשמור על דיוק ושליטה במחקרים פרמקולוגיים עם דג הזברה חשוב לעת את משך הזמן של ממשל אתנול באופן עקבי ומדויק כפי שתוארו לעיל. ההליך שלנו יכול להגדיל את קלות ותפוקה של הליך המינון. הממשל של אתנול על לוח זמנים או שבועי בולמוס או יומי-מתון הביא לרמות חרדה השתנו, שנמדדו ב?...

Watch this Scientific Journal Video about A Novel Method of Drug Administration to Multiple Zebrafish Danio rerio and the Quantification of Withdrawal at JoVE.com

A Novel Method of Drug Administration to Multiple Zebrafish Danio rerio and the Quantification of Withdrawal

A novel method for reducing variability when exposing fish to drugs is explained. Fish exposed to various patterns of ethanol exposure were found to have altered anxiety levels during withdrawal in a light/dark scototaxic assay.

שיטה חדשה של תרופות אמריקניות לדג הזברה מרובה (<em&gt; Rerio Danio</em&gt;) וכימות של נסיגה

Anxiety testing in zebrafish is often studied in combination with the application of pharmacological substances. In these studies, fish are routinely ...

a-novel-method-drug-administration-to-multiple-zebrafish-danio-rerio

Research

JoVE Journal

Neuroscience

A Novel Method of Drug Administration to Multiple Zebrafish (Danio rerio) and the Quantification of Withdrawal

12.1K Views.  MacEwan University. A novel method for reducing variability when exposing fish to drugs is explained. Fish exposed to various patterns of ethanol exposure were found to have altered anxiety levels during withdrawal in a light/dark scototaxic assay.

Video: A Novel Method of Drug Administration to Multiple Zebrafish Danio rerio and the Quantification of Withdrawal

Drug Screening of Primary Patient Derived Tumor Xenografts in Zebrafish

Patient derived xenograft models are critical in defining how different cancers respond to drug treatment in an in vivo system. Mouse models are the standard in the field, but zebrafish have emerged as an alternative model with several advantages, including the ability for high-throughput and low-cost drug screening. Zebrafish also allow for in vivo drug screening with large replicate numbers that were previously only obtainable with in vitro systems. The ability to rapidly perform large scale drug screens may open up the possibility for personalized medicine with rapid translation of results back to clinic. Zebrafish xenograft models could also be used to rapidly screen for actionable mutations based on tumor response to targeted therapies or to identify new anti-cancer compounds from large libraries. The current major limitation in the field has been quantifying and automating the process so that drug screens can be done on a larger scale and be less labor-intensive. We have developed a workflow for xenografting primary patient samples into zebrafish larvae and performing large scale drug screens using a fluorescence microscope equipped imaging unit and automated sampler unit. This method allows for standardization and quantification of engrafted tumor area and response to drug treatment across large numbers of zebrafish larvae. Overall, this method is advantageous over traditional cell culture drug screening as it allows for growth of tumor cells in an in vivo environment throughout drug treatment, and is more practical and cost-effective than mice for large scale in vivo drug screens.

Zebrafish xenograft models allow for high-throughput drug screening and fluorescent imaging of human cancer cells in an in vivo microenvironment. We developed a workflow for large scale, automated drug screening on patient-derived leukemia samples in zebrafish using an automated fluorescence microscope equipped imaging unit.

הקרנת התרופה של החולה העיקרי הנגזר גידול Xenografts ב Zebrafish

Patient derived xenograft models are critical in defining how different cancers respond to drug treatment in an in vivo system. Mouse models are the ...

Cancer Research

Behavioral Approaches to Studying Innate Stress in Zebrafish

Responding appropriately to stressful stimuli is essential for survival of an organism. Extensive research has been done on a wide spectrum of stress-related diseases and psychiatric disorders, yet further studies into the genetic and neuronal regulation of stress are still required to develop better therapeutics. The zebrafish provides a powerful genetic model to investigate the neural underpinnings of stress, as there exists a large collection of mutant and transgenic lines. Moreover, pharmacology can easily be applied to zebrafish, as most drugs can be added directly to water. We describe here the use of the 'novel tank test' as a method to study innate stress responses in zebrafish, and demonstrate how potential anxiolytic drugs can be validated using the assay. The method can easily be coupled with zebrafish lines harboring genetic mutations, or those in which transgenic approaches for manipulating precise neural circuits are used. The assay can also be used in other fish models. Together, the described protocol should facilitate the adoption of this simple assay to other laboratories.

This manuscript describes a simple method to measure stress behaviorally in adult zebrafish. The approach takes advantage of the innate tendency that zebrafish prefer the bottom half of a tank when in a stressful state. We also describe methods for coupling the assay with pharmacology.

גישות התנהגותיות לחקר הלחץ הטבוע בדג זברה

Responding appropriately to stressful stimuli is essential for survival of an organism. Extensive research has been done on a wide spectrum of ...

Behavior

Automated High-throughput Behavioral Analyses in Zebrafish Larvae

We have created a novel high-throughput imaging system for the analysis of behavior in 7-day-old zebrafish larvae in multi-lane plates. This system measures spontaneous behaviors and the response to an aversive stimulus, which is shown to the larvae via a PowerPoint presentation. The recorded images are analyzed with an ImageJ macro, which automatically splits the color channels, subtracts the background, and applies a threshold to identify individual larvae placement in the lanes. We can then import the coordinates into an Excel sheet to quantify swim speed, preference for edge or side of the lane, resting behavior, thigmotaxis, distance between larvae, and avoidance behavior. Subtle changes in behavior are easily detected using our system, making it useful for behavioral analyses after exposure to environmental toxicants or pharmaceuticals.

Our laboratory developed a novel high-throughput automated imaging system that is useful for the detection of several different behaviors in 7-day-old zebrafish larvae. The system can be used for detecting subtle changes in behavior after the larvae have been exposed to environmental toxicants or pharmaceuticals.

ניתוח התנהגות תפוקה גבוהה אוטומטי בזחלי דג הזברה

We have created a novel high-throughput imaging system for the analysis of behavior in 7-day-old zebrafish larvae in multi-lane plates. This system ...

Optimized Intravenous Injection in Adult Zebrafish

Intravenous (IV) injection is widely recognized as the most effective and commonly utilized method for achieving systemic delivery of substances in mammalian research models. However, its application in adult zebrafish for drug delivery, stem cell transplantation, and regenerative and cancer studies has been limited due to the challenges posed by their small body size and intricate blood vessels. To overcome these limitations, alternative injection techniques such as intracardiac and retro-orbital (RO) injection have been explored in the past for stem cell transplantation in adult zebrafish. However, these techniques have their drawbacks, including the need for meticulous injection techniques or increased risk of mortality.
In this study, we have developed a refined and optimized IV injection procedure specifically tailored to adult zebrafish, addressing the challenges associated with their unique anatomy. To demonstrate the effectiveness of this technique, we performed successful IV injections of whole kidney marrow cells from Tg(mpo: EGFP) fish and FITC-dextran dye into adult Casper fish. The subsequent visualization of injected cells and dyes using a fluorescence microscope confirmed their successful delivery and engraftment within the zebrafish. Furthermore, we demonstrated that compared with the intracardiac and RO injections, the IV injection resulted in improved survival rates and engraftment efficiency in treated zebrafish. This approach enables precise delivery and localization of substances and holds great potential for large-scale drug and chemical screening using adult zebrafish. Additionally, the ability to visually track the injected cells and dyes provides invaluable insights into their engraftment, migration, and interactions with host tissues, enabling a more comprehensive evaluation of therapeutic effects and biological processes in zebrafish models.

Here, we present an optimized and effective protocol for the intravenous injection of cells or pharmacological agents into adult zebrafish, resulting in enhanced cell engraftment and increased survival rates of the treated zebrafish.

הזרקה תוך ורידית אופטימלית בדגי זברה בוגרים

Intravenous (IV) injection is widely recognized as the most effective and commonly utilized method for achieving systemic delivery of substances in ...

Gavaging Adult Zebrafish

The zebrafish has become an important in vivo model in biomedical research. Effective methods must be developed and utilized to deliver compounds or agents in solutions for scientific research. Current methods for administering compounds orally to adult zebrafish are inaccurate due to variability in voluntary consumption by the fish. A gavage procedure was developed to deliver precise quantities of infectious agents to zebrafish for study in biomedical research. Adult zebrafish over 6 months of age were anesthetized with 150 mg/L of buffered MS-222 and gavaged with 5 &mu;l of solution using flexible catheter implantation tubing attached to a cut 22-G needle tip. The flexible tubing was lowered into the oral cavity of the zebrafish until the tip of the tubing extended past the gills (approximately 1 cm). The solution was then injected slowly into the intestinal tract. This method was effective 88% of the time, with fish recovering uneventfully. This procedure is also efficient as one person can gavage 20-30 fish in one hour. This method can be used to precisely administer agents for infectious diseases studies, or studies of other compounds in adult zebrafish.

The increasing use of zebrafish as an animal model requires the development of effective methods for the delivery of known quantities of compounds and solutions. The gavage procedure described below allows for the oral delivery of precise volumes of solution reliably, safely and efficiently to adult zebrafish.

Gavaging דג הזברה למבוגר

The zebrafish has become an important in vivo model in biomedical research. Effective methods must be developed and utilized to deliver compounds or ...

Biology

Rapid Evaluation of Toxicity of Chemical Compounds Using Zebrafish Embryos

The zebrafish is a widely used vertebrate model organism for the disease and phenotype-based drug discovery. The zebrafish generates many offspring, has transparent embryos and rapid external development. Zebrafish embryos can, therefore, also be used for the rapid evaluation of toxicity of the drugs that are precious and available in small quantities. In the present article, a method for the efficient screening of the toxicity of chemical compounds using 1-5-day post fertilization embryos is described. The embryos are monitored by stereomicroscope to investigate the phenotypic defects caused by the exposure to different concentrations of compounds. Half-maximal lethal concentrations (LC50) of the compounds are also determined. The present study required 3-6 mg of an inhibitor compound, and the whole experiment takes about 8-10 h to be completed by an individual in a laboratory having basic facilities. The current protocol is suitable for testing any compound to identify intolerable toxic or off-target effects of the compound in the early phase of drug discovery and to detect subtle toxic effects that may be missed in the cell culture or other animal models. The method reduces procedural delays and costs of drug development.

Zebrafish embryos are used for evaluating the toxicity of chemical compounds. They develop externally and are sensitive to chemicals, allowing detection of subtle phenotypic changes. The experiment only requires a small amount of compound, which is directly added to the plate containing embryos, making the testing system efficient and cost-effective.

הערכה מהירה של רעילות של תרכובות כימיות באמצעות עוברי הדגים Zebrafish

The zebrafish is a widely used vertebrate model organism for the disease and phenotype-based drug discovery. The zebrafish generates many offspring, has ...

Medicine

High-throughput Measurement of Gut Transit Time Using Larval Zebrafish

Zebrafish are used as alternative model organisms for drug safety testing. The gastrointestinal (GI) tract of zebrafish has genetic, neuronal, and pharmacological similarities to that of the mammals. GI intolerance during clinical testing of drug candidates is common and may pose a serious threat to human health. Testing for GI toxicity in preclinical mammalian models can be expensive in terms of time, test compound, and labor. The high-throughput method presented here may be used to predict GI safety issues. Compared to mammalian models, this method allows for more expedient assessment of test compound effects on GI transit while using low quantities of compound. In this method, larval zebrafish (7 days post fertilization) are fed food containing a fluorescent label. After feeding, each larval fish is placed into a well of a 96-conical-bottom-well plate and dosed with test compound (dissolved in water) or the vehicle. As gut transit occurs, fecal matter accumulates on the bottom of the wells, and the rate at which this happens is monitored by measuring fluorescence from the bottom of the well repeatedly over time using a plate spectrophotometer. The fluorescence from larvae in a given treatment group are averaged and these values are graphed along with standard error, for each measurement time, yielding a curve representing average transit of food over time. Effects on gut transit time are identified by comparing the area under the curve for each treatment group to that of the vehicle-treated group. This method detected changes in zebrafish GI transit time induced by drugs with known clinical GI effects; it can be employed to interrogate dozens of treatments for GI effects per day. As such, safer compounds can be quickly prioritized for mammalian testing, which expedites discovery and proffers 3Rs advancement.

The goal of this protocol is to measure the transit time of fluorescently labeled food through the gut of larval zebrafish in a high throughput fashion.

מדידת תפוקה גבוהה הבטן מעבר הזמן באמצעות זחל דג זברה

Zebrafish are used as alternative model organisms for drug safety testing. The gastrointestinal (GI) tract of zebrafish has genetic, neuronal, and ...

הזרקה תוך צפקית אופטימלית להעברת תרכובות בדגי זברה בוגרים

An Intraperitoneal Injection Technique in Adult Zebrafish that Minimizes Body Damage and Associated Mortality

The adult zebrafish (Danio rerio), which is genetically accessible, is being employed as a valuable vertebrate model to study human disorders such as cardiomyopathy. Intraperitoneal (IP) injection is an important method that delivers compounds to the body for either testing therapeutic effects or generating disease models such as doxorubicin-induced cardiomyopathy (DIC). Currently, there are two methods of IP injection. Both&#160;methods have limitations when handling toxic compounds such as doxorubicin, which result in side effects manifesting as severe damage to the body shape and fish death. While these shortcomings could be overcome by extensive investigator training, a new IP injection method that has minimal side effects is desirable. Here, a unique IP injection method that is able to handle toxic compounds is reported. Consistently reduced cardiac function can result without incurring significant fish death. The technique can be easily mastered by researchers who have minimal experience with adult zebrafish.

מחבר זרקור: שיטת הזרקה תוך צפקית חדשנית עבור מודלים של רעילות לב של דגי זברה

A new intraperitoneal (IP) injection method in adult zebrafish is described. When handling toxic compounds such as doxorubicin, this procedure is more effective than the two previously reported IP methods. The technique is designed to be easily adopted by researchers with limited experience in the zebrafish model.

טכניקת הזרקה תוך צפקית בדגי זברה בוגרים הממזערת נזקי גוף ותמותה נלווית

The adult zebrafish (Danio rerio), which is genetically accessible, is being employed as a valuable vertebrate model to study human disorders such as ...

שיטה חדשה של תרופות אמריקניות לדג הזברה מרובה (

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

הקרנת התרופה של החולה העיקרי הנגזר גידול Xenografts ב Zebrafish

גישות התנהגותיות לחקר הלחץ הטבוע בדג זברה

ניתוח התנהגות תפוקה גבוהה אוטומטי בזחלי דג הזברה

הזרקה תוך ורידית אופטימלית בדגי זברה בוגרים

Gavaging דג הזברה למבוגר

הערכה מהירה של רעילות של תרכובות כימיות באמצעות עוברי הדגים Zebrafish

מדידת תפוקה גבוהה הבטן מעבר הזמן באמצעות זחל דג זברה

טכניקת הזרקה תוך צפקית בדגי זברה בוגרים הממזערת נזקי גוף ותמותה נלווית

טכניקת הזרקה תוך צפקית בדגי זברה בוגרים הממזערת נזקי גוף ותמותה נלווית

טכניקת הזרקה תוך צפקית בדגי זברה בוגרים הממזערת נזקי גוף ותמותה נלווית