The authors are grateful for the support from the Center for Predicative Medicine Animal Models (Carol Vanover, Ashley Biller and Jennifer Kraenzle) and Microbiology (Daniel Cramer and Julie Sotsky) Core Facilities. This work was supported by funding from the NIH (HHSN272201000033I to M.B.L and J.M.W.).

הערה: כל הנהלים שתוארו כאן היו נבדקו ואושרה על ידי האוניברסיטה לואיוויל הוועדה מוסדית בטיחות ביולוגית (פרוטוקול # 13-056) ומוסדי טיפול בבעלי חיים ושימוש הוועדה (פרוטוקול # 13-064). 1. הכנת צבע <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לדלל 0.1% (w / v) הצבעים קומסי בPBS ולסנן לעקר באמצעות מסנן מזרק 0.45 מיקרומטר. </li></ol> 2. הכנת Pseudomonas aeruginosa התרבות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 15 שעות לפני החדרה, לחסן 3 מיליליטר של תרבות מרק עם מושבת חיידקים בודדת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגדול hr תרבות 15 על 37 מעלות צלזיוס על שייקר (200 סל&quot;ד). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צנטריפוגה מיליליטר 1 של התרבות בXG -1.5 מיליליטר צינור microfuge 12,000 למשך 30 שניות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את המדיום וresuspend את הכדור ב1ml של PBS. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לדלל aliquot של ההשעיה מניית חיידקי 1:10 ב PBS ולמדוד את OD 600 של ההשעיה חיידקים המדולל כדי לקבוע אתריכוז חיידקים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לדלל את ההשעיה מניית החיידקים בPBS לריכוז הרצוי של הבידוד חיידקים, באמצעות משלוח נפח של 50 μl חיסון IMIT. </li></ol> 3. IMIT החדרה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח קבוצה של עכברים לחדר אינדוקציה ההרדמה isoflurane ולהרדים באמצעות 2 - 3% תערובת isoflurane / חמצן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בתחילה הראשונית של הרגעה, עורף העכבר, מחזיק את העכבר זקוף, ולנהל 10 μl של פתרון לידוקאין 2% על ידי מחט gavage לחלק האחורי של הגרון ולאפשר הפתרון לניקוז עד למכסה הקנה. החזר את העכבר לתא ההרדמה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאפשר מינימום של 5 דקות על מנת לאפשר לידוקאין ייכנס לתוקף מלא כחומר הרדמה מקומית. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר עכברים השיגו את הרמה רצויה של הרגעה (קצב נשימה של ~ 60 פעימות לדקה), להפחית את isoflurane עד 2% כדי לשמור על הרגעה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צבע Preload או הבידוד חיידקים לתוך μl 250 גז חזקכושר מזרק דיוק עם מחט קהה ארוכה 22 G. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ראשון לצייר עד 150 μl של אוויר, הנמדד על ידי בוכנת הטפלון של המזרק. בשלב הבא, להכין 50 μl של הבידוד על ידי קידום בוכנת הטפלון מסימן 150 μl לציון 200 μl על גוף המזרק. הערה: כאשר המדגם ייפלט לעכבר מחובר לצינורות, ההשעיה 50 μl תימסר ראשונה, ואחריו 150 על כרית אוויר של μl אשר תפיץ הבידוד לאורך כל הריאה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר עכבר אחד מחדר האינדוקציה ושכב פרקדן על פלטפורמת אינטובציה. לאבטח את העכבר לפלטפורמה ידי משדלת החותכות שלה עם טבעת O מחוברת לרצועה ולקרו, והאבטחה וולקרו לפלטפורמה. הרם את העכבר לשיפוע של 45 °. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות המוליך כותנה מיקרו, לחזור בו מהלשון בתנועת גלגול, באמצעות היד הדומיננטית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עם nondominant היד, להשתמש בכושר Otoscope פועל עם מצפה אינטובציה לשני maintain הכחשה לשון ולדמיין את מייתרי הקול. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עם היד הדומיננטית, להשתמש חוט מדריך מושחל דרך 20 קטטר G לצנרר העכבר, ישיבה הצנתר עד לעומק 10 מ&quot;מ לתוך קנה הנשימה של העכבר (קטטר הוא בכושר עם שרוול סיליקון עם 10 מ&quot;מ של קטטר החשוף). הסר את otoscope / המצפה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא שהעכבר כבר מחובר לצינורות בצורה נכונה על ידי הבטחת קטטר עם nondominant היד בזמן מצרף אורך מחובר Luer של 1/16 &quot;צינורות שקופים המכילים צבע בצבע בקצרה. הערה: הצבע יהיה במהירות יעבור הלוך ושוב בתגובה לנשימה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אל תמשיך בצעדים הבאים אם אישור של אינטובציה לא הוקם בשלב זה. אם אינטובציה ניסתה לכפות נכשלה, לאפס את חוט קטטר ומדריך לניסיון נוסף אחד באינטובציה. הערה: זה unadvisable לנסות יותר משני intubations של עכבר בפגישה אחת מבלי לגרום לטראומה לעכבר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המשךלאבטח את הצנתר עם nondominant היד תוך שהוא מחדיר את מזרק דיוק / מחט קהה המכילה את כרית השעיה / אוויר הנוזלית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לוותר נוזל / האוויר ישירות לתוך הריאות בתנועה חלקה אחת ולהסיר באופן מיידי את המחט / קטטר מהעכבר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החזר את העכבר לכלוב ולאפשר התאוששות מן ההרדמה. </li></ol> 4. אפיון של משלוח IMT <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר החדרת IMIT, להרדים את העכבר על ידי CO 2 חנק בלאחר חיסון זמן מתאים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אבטח את העכבר מורדמים על קרש חיתוך ולהשרות את החזה והבטן עם 70% EtOH באמצעות בקבוק להשפריץ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם הערכת הפצת סוכן הדמיה של ברחבי הריאות, להסיר את הריאות מבעלי החיים באמצעות טכניקה סטרילית ולהציג את הריאות כמתאימות להדמיה. הערה:. ריאות יכולות להיות מוכנות לטכניקות צביעה היסטולוגית נוספות באמצעות קיבוע או הקפאה מתאים &lt;/ Li&gt; <li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם הערכת נטל החיידקים של רקמת ריאה נגועה, להסיר את הריאות מבעלי החיים באמצעות טכניקה סטרילית. ריאות מקום לסטרילי, preweighed תיק מדגם 1 גר &#39;. לשקול ולהקליט את המשקל של תיק המדגם + ריאות. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף 1 מיליליטר סטרילי 1X PBS על כל תיק מדגם + רקמות. יש לחתום מחדש תיק מדגם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Homogenize רקמות על ידי עדין מתגלגלות פיפטה סרולוגית 25 מיליליטר מעל לכריות הדגימה + הרקמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צור דילולים סידוריים של homogenate הריאות בPBS סטרילי וצלחת על צלחת אגר (LB, או כפי שמתאימים למיני חיידקים הנלמדים): <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנהל דילול סדרתי של פי שש בצלחת גם 96 U-תחתונה על ידי pipettor רבת ערוצים ואז צלחת דגימות בשלושה עותקים על ידי רב-ערוצית בצלחת אגר. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דגירה צלחות אגר לילה בשעה 37 ° C ולמנות יוצרי יחידות מושבה למחרת. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Reznik, G. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+anatomy,+physiology,+and+function+of+the+upper+respiratory+tract.">Comparative anatomy, physiology, and function of the upper respiratory tract.</a> Environ Health Perspect. 85, 171-176 (1990).</li><li>Hoyt, R. F. J., Hawkins, J. V., St. Clair, M. B., Kennet, M. B., Fox, J. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+2.">Chapter 2.</a> The Mouse in Biomedical Research, Volume 2, Second Edition: Diseases (American College of Laboratory Animal Medicine). 2, 23-90 (2007).</li><li>Visweswaraiah, A., Novotny, L. A., Hjemdahl-Monsen, E. J., Bakaletz, L. O., Thanavala, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tracking+the+tissue+distribution+of+marker+dye+following+intranasal+delivery+in+mice+and+chinchillas:+a+multifactorial+analysis+of+parameters+affecting+nasal+retention.">Tracking the tissue distribution of marker dye following intranasal delivery in mice and chinchillas: a multifactorial analysis of parameters affecting nasal retention.</a> Vaccine. 20, 3209-3220 (2002).</li><li>Eyles, J. E., Spiers, I. D., Williamson, E. D., Alpar, H. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+distribution+of+radioactivity+following+intranasal+administration+of+radioactive+microspheres.">Tissue distribution of radioactivity following intranasal administration of radioactive microspheres.</a> J Pharm Pharmacol. 53, 601-607 (2001).</li><li>Southam, D. S., Dolovich, M., O'Byrne, P. M., Inman, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distribution+of+intranasal+instillations+in+mice:+effects+of+volume,+time,+body+position,+and+anesthesia.">Distribution of intranasal instillations in mice: effects of volume, time, body position, and anesthesia.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 282, 833-839 (2002).</li><li>Miller, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualization+of+murine+intranasal+dosing+efficiency+using+luminescent+Francisella+tularensis:+effect+of+instillation+volume+and+form+of+anesthesia.">Visualization of murine intranasal dosing efficiency using luminescent Francisella tularensis: effect of instillation volume and form of anesthesia.</a> PLoS ONE. 7, (2012).</li><li>Lathem, W. W., Crosby, S. D., Miller, V. L., Goldman, W. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Progression+of+primary+pneumonic+plague:+a+mouse+model+of+infection,+pathology,+and+bacterial+transcriptional+activity.">Progression of primary pneumonic plague: a mouse model of infection, pathology, and bacterial transcriptional activity.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 102, 17786-17791 (2005).</li><li>Warawa, J. M., Long, D., Rosenke, R., Gardner, D., Gherardini, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bioluminescent+diagnostic+imaging+to+characterize+altered+respiratory+tract+colonization+by+the+Burkholderia+pseudomallei+capsule+mutant.">Bioluminescent diagnostic imaging to characterize altered respiratory tract colonization by the Burkholderia pseudomallei capsule mutant.</a> Front Microbiol. 2, 133 (2011).</li><li>Gutierrez, M., Pfeffer, T. L., Warawa, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Type+3+Secretion+System+cluster+3+is+a+critical+virulence+determinant+for+lung-specific+melioidosis.">Type 3 Secretion System cluster 3 is a critical virulence determinant for lung-specific melioidosis.</a> Submitted. , (2014).</li><li>Fodah, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Correlation+of+Klebsiella+pneumoniae+comparative+genetic+analyses+with+virulence+profiles+in+a+murine+respiratory+disease+model.">Correlation of Klebsiella pneumoniae comparative genetic analyses with virulence profiles in a murine respiratory disease model.</a> PLoS ONE. In revision, (2014).</li><li>Soto-Montenegro, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+airway+distribution+of+transnasal+solutions+in+mice+by+PET/CT+imaging.">Assessment of airway distribution of transnasal solutions in mice by PET/CT imaging.</a> Mol Imaging Biol. 11, 263-268 (2009).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

החדרת IMIT מציעה שיפורי מפתח למודלים של מחלות בדרכי הנשימה קיימות ביכולת להחדיר חומרים כימיים reproducibly ישירות לתוך הריאות. זוהי גישה מהירה הממוקמת באופן אידיאלי לצוות של שני חוקרים, שאחד מהם מנהל את הלוגיסטיקה של הרדמה וכליאה, ואחרת שמבצעת את טכניקת IMIT. מחקרים גדולים שיכולים להתבצע באמצעות IMIT עם מחויבות זמן ממוצעת של 3 - 2 דקות לכל עכבר. בגלל שהגישה עושה שימוש בisoflurane כחומר הרדמה, עכברים להתאושש במהירות מההרדמה, צמצום הזמן בעלי מעקב בעלי חיים באמצעות התאוששות. האספקט הכי המאתגר מבחינה טכנית של שיטת IMIT הוא השלב הראשוני של intubating עכברים. אנשים לומדים לבצע IMIT יכולים להתמקד בשלב זה ראשון של מיקום קטטר והבטחת אינטובציה שהושג באמצעות האישור החזותי של תנועת צבע. היתרון של הגישה הוא שריאות המפרטהחדרת ific מובטחת באמצעות שימוש באישור לאינטובציה, מה שמגביר את אמונן של החוקר החדש, כמו גם המומחה מנסה צנרר חיה קשה. המרכיבים העיקריים של אופטימיזציה של הסבירות לאינטובציה מוצלחת הם: א) השיג הרגעה עמוקה כדי לאפשר זמן עבודה מספק, ii) מיקום נכון של המצפה בפה כדי לאפשר הדמיה טובה של מכסה הקנה, iii) מיקום עומק טוב של מצפה כך שהלשון נשארה חזרה לאורך כל ההליך, וiv) שימוש בפלטפורמת ההטיה לתמוך ידיו של החוקר, כך שההליך מתנהל רגוע ועם גישה קבועה. אחת המגבלות של הליך IMIT קשור לשכיחות של אירועי החדרת IMIT. בשל הטראומה הפוטנציאלית הקשורים עם אינטובציה החמיצה, זה לא מומלץ שיותר משני ניסיונות אינטובציה ייערכו בפגישה אחת (עד שתי החטאות). IMITיש פוטנציאל מצוין ביכולתה לשמש כדי לספק תרופות לריאות העכבריות, משטרי טיפול זאת אשר עושים שימוש במשלוח תכוף מאוד של מגיב לריאות לא יכול להיות מתאים לIMIT. זה יכול להיות אפשרי, כי IMIT יכול לשמש יומי כדי לספק חומרים כימיים לתוך ריאות עכבריות מבלי לגרום לטראומה משמעותית, אבל הוא חשב רק כאשר שנערך על ידי חוקר מיומן, כמו רוב הטראומה יחד עם אינטובציה להיות מזוהה עם אירוע אינטובציה החמיץ . IMIT בתדר גבוה כזה יש לדון עם וטרינרים מקומיים וIACUC. מגבלה פוטנציאלית נוספת של IMIT היא בגודל של העכבר אשר נמצאת בתהליך מונשם. הליך IMIT שתואר לעיל פותח באמצעות עכברים של כ 17-22 g, שבו קטטר 20 G נמצא בגודל מתאים לקנה הנשימה של עכברים בטווח גדלים זה. צנתרים גדולים יותר היו בשימוש בהצלחה בעכברים מבוגרים; הפיתוח הראשוני של מטר IMITשימוש ADE של קטטר G 18 בעכברים / ג BALB שהם&gt; 20 גרמו. חשוב לציין, אם גדלי צנתר חלופיים משמשים, צריכים להיות שמקורו מחטים קהות אשר מתאימה לומן של הצנתר והם גזומים לאורך המשתרע רק 1 מ&quot;מ מעבר לקצה הצנתר. אינטובציה של עכברים קטנים יותר מ -17 גר &#39;עשויה להיות אפשרית אבל לא מומלצת בשל המומחיות הנדרשת, ותדרוש שימוש בצנתרים ומצפה מאשר תוארו לעיל קטנים יותר. יש לנו להשתמש IMIT למסירה של כמה פתוגנים נשימה בנוסף לפ aeruginosa, כולל ב &#39; pseudomallei 9 וקלבסיאלה pneumoniae 10. מודל IMIT עשה התקדמות חשובה למחקריהם של ב &#39;שלנו מחלות בדרכי הנשימה pseudomallei, לאחר שזיהו כי חיסון intranasal גורם תחלואה מוקדמת, אגדתי-קשורה של עכברים ולא נקודת סיום המחלה המערכתית שנצפתה במחלות של בני אדם 9. ב pseudomallei היא אין תמיכה בבחירה Tier 1סוכן לא של השפעת ההגנה מפני טרור ביולוגי, וכפי שמודלים כאלה, נשימה מחלה מפותחים עבור חשיפת תרסיס שמודלי מסלול הגנה מפני טרור ביולוגי הקשורים פוטנציאל של כניסה לפתוגנים מעובדים לנשק. מכיוון שמודלי תרסיס הנוכחיים לגרום לזיהום של שתי אגד וLRT, אותו פנוטיפים תחלואה מוקדמת הפוטנציאל זיהינו למודל אינטרה-ב &#39; מחלות בדרכי הנשימה pseudomallei עשויות לחול על מודל התרסיס. הסתגלות עתידית של מודל IMIT יכולה להיות משלוח בתיווך אינטובציה תרסיס (עימאד), שבו עכברים מחוברים לצינורות לאספקת תרסיס היעד רק לריאות. מאווררים מכאניים זמינים כעת כדי לשמור על ההרדמה isoflurane, אשר יכול להיות מותאמת כדי לספק ולא מבוסס נוזל אתגר תרסיס,, מחולל מחלה. IMIT פותח בתחילה כגישה כדי לייעל את המשלוח של חיידקים לריאות, אבל יש גם בקשה למשלוח של חומרים כימיים אחרים לריאות העכבר. כדיסקלל מעל, משלוח אינטרה של תרכובות לתוצאות עכברים ביעילות נמוכה, משלוח משתנה מאוד של חומרים כימיים לאיבר המטרה של הריאה. משלוח אינטרה של חומרים כימיים הדמיה Positron פליטת טומוגרפיה (PET) לריאות העכבריות הניב 40% יעילות משלוח 11, בעוד שאנחנו הוכחנו כי IMIT מציע אלטרנטיבה מצוינת למסירת ריאה אחרת מתקרבת עם 98% יעילותה&gt; משלוח והפצת multilobar. שיפור באספקה ​​ממוקדת לריאה זו יש הפוטנציאל להגדיל את שחזור של מסירה טיפולית לטיפול במחלת ריאות. IMIT דומה אפשר להציע הטבות ללימודים של: א) ההשפעה של חומרים מגרים ריאות סביבתיות, מחקרים פנוטיפי ii) סרטן ריאות, iii) siRNA ריאות ספציפיות לדפוק למטה.

עכברים כבר משמשים מודל ביטויים רבים אדם מחלה, כוללים מספר עצום של מחלות בדרכי הנשימה. מודלים של מחלות פונדקאיות הם לעתים קרובות מסוגלים לשחזר את כל ההיבטים של מחלת מודל, בדרך כלל עקב פיסיולוגי חשוב או הבדלים חיסוניים בשני דגמי המארח. כך, במטרה לשפר את מערכות מודל היא לפתח גישות שתאפשרנה תחליפים לשקף באופן הדוק יותר תהליך מחלה או לארח תגובה כפי שנצפו במערכת המארח המקורית. ישנם מספר הבדלים עיקריים פיסיולוגיים בין עכברים ובני האדם במנגנון שבאמצעותו הם השראה לאוויר. כלולים בהבדלים אלה הבדלי ratiometric משמעותיים בגודל בין אגד ורכבת הקלה. הערכה הוא שעכברים בעלי&gt; 100 לקפל את שטח הפנים אגדו לא ביחס לבני אדם, מנורמל נגד כולל 1,2 קיבולת ריאות. כך, turbinates האף של העכבר מאפשר סינון נרחב יותר של אוויר השראה כדי להקל על שיעור גדול בהרבה של breathing, אשר עשוי להשפיע באופן משמעותי על מחקרים של דלקת ריאות אם זיהום של חלל האף משחק תפקיד משמעותי בהתקדמות מחלה. מספר גישות שונות נוצלו כדי להחדיר חיידקים לריאות של עכברים ללמוד מחלות בדרכי הנשימה כמו בני-. הנפוץ ביותר של גישות אלו הוא חיסון אינטרה, שבו השעיה נוזלית מיושמת בnares אחד או שניהם של עכבר. בעוד פשוט יחסית, אזהרות כגון החדרת כמות וסוג של הרדמה המשמשת יכול להשפיע על היעילות של החדרה לרכבת הקלה באמצעות חיסון אינטרה-3-5. באופן ספציפי, מילר et al. הראה שהחדרת אינטרה של tularensis Francisella בכמויות פחות מ -50 μl לא הביא להחדרה של החיידקים לרכבת הקלה 6. הם התבוננו נוספים החדרת LRT טובה יותר בעת שימוש isoflurane בשאיפה לעומת הזריק קטמין / xylazine להרדמה. עם זאת, experienc שלנודואר עם חיסון intranasal Yersinia pestis מציין חיסון עקבי יותר יכול להיות מושגים באמצעות קטמין / xylazine לעומת isoflurane (MBL, נתונים שלא פורסמו). הבדלים אלו ניתן לייחס לפתוגן בשימוש או לשינוי בנהלי מעבדה, אבל חשוב להדגיש את השונות הפוטנציאליות בטכניקה זו. יתר על כן, ריאות שנקטפו זמן קצר לאחר תכנית החדרת אינטרה כי אחוז נמוך יחסי של הבידוד החיידקים הראשוני מגיע הריאות (במקרה של י &#39;pestis, רק 10% נמצאו 1 שעה לאחר החדרת 7), המצביעה על כך מספר רב של חיידקים יכול להישמר באגדתי (או נבלע בתוך מערכת העיכול). במודלים של מחלות מסוימות, בתצהיר משמעותי זו של חיידקים ברירית אגד לא יכול לבלבל את ההבנה של התקדמות המחלה שלנו, אם האורגניזם מסוגל מיישב את חלל האף העכברי באופן עקבי עם המחלות של בני האדם. לדוגמא, באמצעות in vivo &lt;/ Em&gt; הדמיה, היא נצפתה כי Burkholderia pseudomallei, שאינו ליישב אגדו לא האנושי, גורם לזיהום אופורטוניסטי מכריע של חלל האף העכברי כאשר נמסר על ידי שיטת החדרת אינטרה 8. שיטות אחרות לצורך הקניית חיידקים לריאות של עכברים גם להיות מועסקת במחקר מחלות מדבקות. עם זאת, בהשוואה להחדרת אינטרה שיטות אלה נוטים לדרוש מומחיות טכנית יותר ו / או ציוד יקר מבלי לבטל את הפוטנציאל לייזום זיהום במספר רב של אתרים (לדוגמא, בתרסיס [אגדתי ורכבת הקלה]; [מערכת עיכול ורכבת הקלה] transoral; וintratracheal כירורגית [רכבת קלה וזרם דם]). בהתחשב בסיבוכים האפשריים שיכול להיות קשורים לאתרים משניים לזיהום, שבקשנו לפתח גישת intratracheal שעוקף את אגד ומספקת הפתוגן ישירות לתוך הריאות של עכברים מורדמים, אבל גם מגביל inoculat בשוגגיון לתוך זרם הדם או במערכת עיכול. לצורך זה, intratracheal החדרת תיווך אינטובציה (IMIT) פותחה כהליך ניתוחי אשר מבטיח החדרת LRT של הבידוד על ידי הכללת שלב ביניים כדי לוודא מיקום צנתר נכון לפני החדרה. שיטה זו מתוארת באמצעות החדרת צבע להפגין חזותי הפצה רחבה של הבידוד לאורך כל הריאה, ופ החדרת aeruginosa כדי להדגים את האספקה ​​יעילה מאוד (&gt; 98% מהבידוד) של שיטה זו לריאות. חשוב לציין, בזמן שפותח במקור למסירה בקטריאלי, IMIT מציע גם כלי יעיל ל: i) החדרה של מולקולות שונות לחקר מודלים אחרים בדרכי הנשימה מחלה, ii) אספקה ​​טיפולית ריאות ספציפיות, וiii) את הלימודים בתפקוד ריאות בסיסיות, לרבות ממוקד משלוח siRNA לריאות.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1035">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:311px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:160px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:447px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:311px;">Rodent, Tilting WorkStand</td>
			<td style="width:160px;">Hallowell EMC</td>
			<td style="width:119px;">000A3467</td>
			<td>Base should be detached when working in a BSC</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:311px;">Operating Otoscope Head</td>
			<td style="width:160px;">Welch Allyn</td>
			<td style="width:119px;">21700</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:311px;">Otoscope 3.5 V Li Battery</td>
			<td style="width:160px;">Welch Allyn</td>
			<td style="width:119px;">71900</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:311px;">Mouse Intubation Specula short, Autoclaveable</td>
			<td style="width:160px;">Hallowell EMC</td>
			<td style="width:119px;">200A3589S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:311px;">Incisor Loops</td>
			<td style="width:160px;">Hallowell EMC</td>
			<td style="width:119px;">210A3490A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:311px;">Cotton fine tip applicator</td>
			<td style="width:160px;">Puritan</td>
			<td style="width:119px;">871-PC DBL&#160;</td>
			<td>Used for tongue retraction</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:311px;">I.V. Catheter, 20G</td>
			<td style="width:160px;">Exel Int</td>
			<td style="width:119px;">26741</td>
			<td>Optional: fit a silicon sleeve with 10mm exposed catheter surface</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:311px;">Gas tight syringe, 250ul</td>
			<td style="width:160px;">Hamilton</td>
			<td style="width:119px;">81120</td>
			<td>Used for delivery of liquid inoculum by IMIT</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:311px;">Blunt Needle, 22G</td>
			<td style="width:160px;">Hamilton</td>
			<td style="width:119px;">91022</td>
			<td>Trim to length to protrude 1mm from 20G catheter</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:311px;">Guide wire (Fiber optic wire, 0.5mm)</td>
			<td style="width:160px;">TheFiberOpticStore.com</td>
			<td style="width:119px;">FOF .50</td>
			<td>Cut to 6&#34; length: used as guide wire for intubation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:311px;">Tuberculin syringe, 1ml</td>
			<td style="width:160px;">Becton Dickinson</td>
			<td style="width:119px;">309659</td>
			<td>Assemble with fiber optic wire as guide wire</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:311px;">Brilliant Blue R (Coomassie)</td>
			<td style="width:160px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">B0149</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:311px;">Tygon tubing, 1/16&#34;</td>
			<td style="width:160px;">Saint Gobain</td>
			<td style="width:119px;">ALC00002&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:311px;">Male luer 1/16&#34; barb</td>
			<td style="width:160px;">Cole Parmer</td>
			<td style="width:119px;">45503-22</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:311px;">Female luer 1/16&#34; barb</td>
			<td style="width:160px;">Cole Parmer</td>
			<td style="width:119px;">45500-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:311px;">Lidocaine, USP</td>
			<td style="width:160px;">Spectrum</td>
			<td style="width:119px;">LI102</td>
			<td>pH lidocaine into solution at 2%(w/v) pH7.0</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:311px;">Sample bag, 1oz</td>
			<td style="width:160px;">Whirl-Pak</td>
			<td style="width:119px;">B01067</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:311px;">U-bottom 96 well plate, sterile</td>
			<td style="width:160px;">Greiner</td>
			<td style="width:119px;">650161</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

intubation-mediated intratracheal (imit) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system

מחקרי מחלות בדרכי הנשימה בדרך כלל כרוכים בשימוש במודלים עכבריים מערכות פונדקאיות. ואולם, יש הבדלים משמעותיים פיסיולוגיים בין העכברי ומערכות נשימה של אדם, ובמיוחד בשטחים שלהם בדרכי הנשימה העליונות (אגדו,). בחלק מהדגמים, הבדלים אלה בחלל האף העכברי יכולים להיות השפעה משמעותית על התקדמות מחלה ולהצגה בדרכי הנשימה התחתונה (LRT) בעת שימוש בטכניקות החדרת אינטרה, שעלול להגביל את התועלת של מודל העכבר ללמוד במחלות אלה. מסיבות אלה, זה יהיה יתרון לפתח טכניקה להחדיר חיידקים ישירות לתוך ריאות העכבר כדי ללמוד מחלה LRT בהיעדר המעורבות של אגד. יש לנו מכונים החדרת intratracheal תיווך אינטובציה טכניקת מסירה (IMIT,) ייחודית זה ריאות. טכניקה לא פולשנית זו מקטינה את הפוטנציאל להחדרה לזרם הדם, אשר יכול להתרחש במהלך traditi פולשניים יותרגישות onal כירורגית intratracheal זיהום, ומגביל את האפשרות של משלוח מערכת עיכול מקרי. IMIT הוא תהליך בן שני שלבים שבעכברים מונשמים ראשון, עם שלב ביניים כדי להבטיח מיקום קטטר נכון לתוך קנה הנשימה, ואחריו החדרת מחט בוטה לקטטר לתווך משלוח ישיר של חיידקים לריאות. גישה זו מאפשרת יעילות&gt; 98% מאספקה ​​לריאות עם הפצה מעולה של מגיב בכל הריאה. כך, IMIT מייצג גישה חדשנית ללימוד מחלה LRT ומשלוח טיפולי ישירות לתוך הריאות, שיפור על היכולת להשתמש בעכברים כממלאי מקום לחוות דעה על מחלת נשימה של אדם. יתר על כן, את הדיוק ואת שחזור של מערכת מסירה זה גם עושה את זה נוח לטוב תקני מעבדה עיסוק (GLPS), כמו גם אספקה ​​של מגוון רחב של חומרים כימיים הדורשים משלוח יעילות גבוה לריאות.

כדי להמחיש את הפצתו של חומר החדיר באמצעות שיטת IMIT, 50 μl של 0.1% לצבוע צבעי קומסי הוחדר לריאות של עכבר בהרדמה. העכבר היה מורדמים באופן מיידי והריאות הוסרו על ידי נתיחה לאחר מות סטרילי. איור 1 מציג שהצבע נמסר לכל אונות הריאה. כדי לקבוע את כמות החיידקים מועברת אל הריאות באמצעות שיטת IMIT, שלוש קבוצות של עכברים (N = 3) היו החדיר עם שלושה ריכוזים שונים של פ aeruginosa (x 1.21 x 10 8, 1.21x10 7, ו1.21 10 6 יחידות מושבה להרכיב [CFU] לכל 50 μl). מייד לאחר החדרת IMIT, עכברים מורדמים, ריאות הוסרו, ומספרי חיידקים נפקדו ובהשוואה לinoculums (איור 2). משלוח של הבידוד הוא יעיל ביותר באמצעות שיטה זו, עם&gt; 98% מהבידוד התאושש מהריאות של החדירבעלי חיים. יתר על כן, החדרת IMIT הייתה מאוד לשחזור, ללא קשר לריכוז של הבידוד (R 2 = 0.9951). <img alt="איור 1" src="/files/ftp_upload/52261/52261fig1highres.jpg" /> איור 1: החדרת IMIT מפיצה הבידוד לאורך כל ריאות ריאות מעכברים החדירו עם 50 μl של 0.1% צבע כחול תכנית הכחולה Coomassie מבריק מופץ בכל האונות.. <img alt="איור 2" src="/files/ftp_upload/52261/52261fig2highres.jpg" /> איור 2:. החדרת IMIT של חיידקים לריאות עכברים החדירו עם פ aeruginosa ואת מספר החיידקים החדירו לתוך הריאות (התחבר 10 CFU - התאושש) הושוו להערכת הבידוד (התחבר 10 CFU - נמסר). כל עיגול מייצג את CFU / הריאות של עכבר בודד (n = 3 עבור כלמינון חיידקים).

Watch this Scientific Journal Video about Intubation-mediated Intratracheal IMIT Instillation: A Noninvasive, Lung-specific Delivery System at JoVE.com

Intubation-mediated Intratracheal IMIT Instillation: A Noninvasive, Lung-specific Delivery System

intratracheal החדרת תיווך אינטובציה (IMIT) של חומרים כימיים היא שיטה מצוינת, לא פולשנית ללימוד מחלות בדרכי הנשימה, כמו גם שיטה להחדרת חומרים כימיים טיפוליים ישירות לתוך הריאות. זוהי שיטה מהירה ושחזור ביותר אשר מתאימה לניסויים פרה-קליניים.

Intratracheal החדרת תיווך אינטובציה (IMIT): מערכת לא פולשני, ריאות ספציפי משלוח

Respiratory disease studies typically involve the use of murine models as surrogate systems. However, there are significant physiologic differences ...

intubation-mediated-intratracheal-imit-instillation-noninvasive-lung

Research

JoVE Journal

Medicine

Intubation-mediated Intratracheal (IMIT) Instillation: A Noninvasive, Lung-specific Delivery System

24.1K Views.  University of Louisville Medical School.  intratracheal החדרת תיווך אינטובציה (IMIT) של חומרים כימיים היא שיטה מצוינת, לא פולשנית ללימוד מחלות בדרכי הנשימה, כמו גם שיטה להחדרת חומרים כימיים טיפוליים ישירות לתוך הריאות. זוהי שיטה מהירה ושחזור ביותר אשר מתאימה לניסויים פרה-קליניים. 

Video: Intubation-mediated Intratracheal IMIT Instillation: A Noninvasive, Lung-specific Delivery System

A Novel Surgical Approach for Intratracheal Administration of Bioactive Agents in a Fetal Mouse Model

Prenatal pulmonary delivery of cells, genes or pharmacologic agents could provide the basis for new therapeutic strategies for a variety of genetic and acquired diseases. Apart from congenital or inherited abnormalities with the requirement for long-term expression of the delivered gene, several non-inherited perinatal conditions, where short-term gene expression or pharmacological intervention is sufficient to achieve therapeutic effects, are considered as potential future indications for this kind of approach. Candidate diseases for the application of short-term prenatal therapy could be the transient neonatal deficiency of surfactant protein B causing neonatal respiratory distress syndrome1,2 or hyperoxic injuries of the neonatal lung3. Candidate diseases for permanent therapeutic correction are Cystic Fibrosis (CF)4, genetic variants of surfactant deficiencies5 and &alpha;1-antitrypsin deficiency6.
Generally, an important advantage of prenatal gene therapy is the ability to start therapeutic intervention early in development, at or even prior to clinical manifestations in the patient, thus preventing irreparable damage to the individual. In addition, fetal organs have an increased cell proliferation rate as compared to adult organs, which could allow a more efficient gene or stem cell transfer into the fetus. Furthermore, in utero gene delivery is performed when the individual's immune system is not completely mature. Therefore, transplantation of heterologous cells or supplementation of a non-functional or absent protein with a correct version should not cause immune sensitization to the cell, vector or transgene product, which has recently been proven to be the case with both cellular and genetic therapies7.
In the present study, we investigated the potential to directly target the fetal trachea in a mouse model. This procedure is in use in larger animal models such as rabbits and sheep8, and even in a clinical setting9, but has to date not been performed before in a mouse model. When studying the potential of fetal gene therapy for genetic diseases such as CF, the mouse model is very useful as a first proof-of-concept because of the wide availability of different transgenic mouse strains, the well documented embryogenesis and fetal development, less stringent ethical regulations, short gestation and the large litter size.
Different access routes have been described to target the fetal rodent lung, including intra-amniotic injection10-12, (ultrasound-guided) intrapulmonary injection13,14 and intravenous administration into the yolk sac vessels15,16 or umbilical vein17. Our novel surgical procedure enables researchers to inject the agent of choice directly into the fetal mouse trachea which allows for a more efficient delivery to the airways than existing techniques18.

We developed a novel surgical approach for intratracheal administration of bioactive agents into the mouse fetus. The delivery route is more efficient in targeting the fetal mouse lungs than the commonly used intra-amniotic injection. This procedure has to date not been described in a mouse model.

גישה ניתוחית חדשנית למנהל Intratracheal של סוכני יו במודל של עכברים עוברי

Prenatal pulmonary delivery of cells, genes or pharmacologic agents could provide the basis for new therapeutic strategies for a variety of genetic and ...

Intraoperative Detection of Subtle Endometriosis: A Novel Paradigm for Detection and Treatment of Pelvic Pain Associated with the Loss of Peritoneal Integrity

Endometriosis is a common disease affecting 40 to 70% of reproductive-aged women with chronic pelvic pain (CPP) and/or infertility. The purpose of this study was to demonstrate the use of a blue dye (methylene blue) to stain peritoneal surfaces during laparoscopy (L/S) to detect the loss of peritoneal integrity in patients with pelvic pain and suspected endometriosis. Forty women with CPP and 5 women without pain were evaluated in this pilot study. During L/S, concentrated dye was sprayed onto peritoneal surfaces, then aspirated and rinsed with Lactated Ringers solution. Areas of localized dye uptake were evaluated for the presence of visible endometriotic lesions. Areas of intense peritoneal staining were resected and some fixed in 2.5% buffered gluteraldehyde and examined by scanning (SEM) electron microscopy. Blue dye uptake was more common in women with endometriosis and chronic pelvic pain than controls (85% vs. 40%). Resection of the blue stained areas revealed endometriosis by SEM and loss of peritoneal cell-cell contact compared to normal, non-staining peritoneum. Affected peritoneum was associated with visible endometriotic implants in most but not all patients. Subjective pain relief was reported in 80% of subjects. Based on scanning electron microscopy, we conclude that endometrial cells extend well beyond visible implants of endometriosis and appear to disrupt the underlying mesothelium. Subtle lesions of endometriosis could therefore cause pelvic pain by disruption of peritoneal integrity, allowing menstrual or ovulatory blood and associated pain factors access to underlying sensory nerves. Complete resection of affected peritoneum may provide a better long-term treatment for endometriosis and CPP. This simple technique appears to improve detection of subtle or near invisible endometriosis in women with CPP and minimal visual findings at L/S and may serve to elevate diagnostic accuracy for endometriosis at laparoscopy.

Loss of peritoneal integrity provides a new paradigm to understand and treat chronic pelvic pain in women with mild forms of endometriosis and can be easily detected using intraoperative instillation of dye at the time of laparoscopy.

איתור intraoperative של אנדומטריוזיס העדין: פרדיגמה חדשה לאיתור וטיפול בכאב באגן הקשורים לפגיעה בשלמות פריטונאלית

Endometriosis is a  common disease affecting 40 to 70% of reproductive-aged women with chronic  pelvic pain (CPP) and/or infertility. The purpose of this ...

Noninvasive Intratracheal Intubation to Study the Pathology and Physiology of Mouse Lung

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular disease and for developing therapeutic intervention. With the increasing availability of knockout and transgenic derivatives, together with a vast amount of genetic information, mice provide one of the best models to study the molecular mechanisms underlying the pathology and physiology of lung diseases. Inhalation, intranasal instillation, intratracheal instillation, and intratracheal intubation are the most widely used techniques by a number of investigators to administer materials of interest to mouse lungs. There are pros and cons for each technique depending on the goals of a study. Here a noninvasive intratracheal intubation method that can directly deliver exogenous materials to mouse lungs is presented. This technique was applied to administer bleomycin to mouse lungs as a model to study pulmonary fibrosis.

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular disease and for developing therapeutic intervention. Here a noninvasive intratracheal intubation method that can directly deliver exogenous materials to mouse lungs is presented.

פולשנית Intratracheal אינטובציה ללמוד פתולוגיה והפיזיולוגיה של עכבר ריאות

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular ...

Implantation of Fibrin Gel on Mouse Lung to Study Lung-specific Angiogenesis

Recent significant advances in stem cell research and bioengineering techniques have made great progress in utilizing biomaterials to regenerate and repair damage in simple tissues in the orthopedic and periodontal fields. However, attempts to regenerate the structures and functions of more complex three-dimensional (3D) organs such as lungs have not been very successful because the biological processes of organ regeneration have not been well explored. It is becoming clear that angiogenesis, the formation of new blood vessels, plays key roles in organ regeneration. Newly formed vasculatures not only deliver oxygen, nutrients and various cell components that are required for organ regeneration but also provide instructive signals to the regenerating local tissues. Therefore, to successfully regenerate lungs in an adult, it is necessary to recapitulate the lung-specific microenvironments in which angiogenesis drives regeneration of local lung tissues. Although conventional in vivo angiogenesis assays, such as subcutaneous implantation of extracellular matrix (ECM)-rich hydrogels (e.g., fibrin or collagen gels or Matrigel - ECM protein mixture secreted by Engelbreth-Holm-Swarm mouse sarcoma cells), are extensively utilized to explore the general mechanisms of angiogenesis, lung-specific angiogenesis has not been well characterized because methods for orthotopic implantation of biomaterials in the lung have not been well established. The goal of this protocol is to introduce a unique method to implant fibrin gel on the lung surface of living adult mouse, allowing for the successful recapitulation of host lung-derived angiogenesis inside the gel. This approach enables researchers to explore the mechanisms by which the lung-specific microenvironment controls angiogenesis and alveolar regeneration in both normal and pathological conditions. Since implanted biomaterials release and supply physical and chemical signals to adjacent lung tissues, implantation of these biomaterials on diseased lung can potentially normalize the adjacent diseased tissues, enabling researchers to develop new therapeutic approaches for various types of lung diseases.

Recapitulation of the organ-specific microenvironment, which stimulates local angiogenesis, is indispensable for successful regeneration of damaged tissues. This report demonstrates a novel method to implant fibrin gels on the lung surface of living mouse in order to explore how the lung-specific microenvironment modulates angiogenesis and alveolar regeneration in adult mouse.

השרשה של הפיברין ג&#39;ל על עכבר ריאות לחקר אנגיוגנזה ריאות ספציפית

Recent significant advances in stem cell research and bioengineering techniques have made great progress in utilizing biomaterials to regenerate and ...

Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research

The ability to instill live agents, cells, or chemicals directly into the lung without injuring or killing the mice is an important tool in lung cancer research. Although there are a number of methods that have been published showing how to intubate mice for pulmonary function measurements, none are without potential problems for rapid tracheal instillation in large cohorts of mice. In the present paper, a simple and quick method is described that enables an investigator to carry out such instillations in an efficient manner. The method does not require any special tools or lighting and can be learned with very little practice. It involves anesthetizing a mouse, making a small incision in the neck to visualize the trachea, and then inserting an intravenous catheter directly. The small incision is quickly closed with tissue adhesive, and the mice are allowed to recover. A skilled student or technician can do instillations at an average rate of 2 min/mouse. Once the cancer is established, there is frequently a need for quantitative histologic analysis of the lungs. Traditionally pathologists usually do not bother to standardize lung inflation during fixation, and analyses are often based on a scoring system that can be quite subjective. While this may sometime be sufficiently adequate for gross estimates of the size of a lung tumor, any proper stereological quantification of lung structure or cells requires a reproducible fixation procedure and subsequent lung volume measurement. Here we describe simple reliable procedures for both fixing the lungs under pressure and then accurately measuring the fixed lung volume. The only requirement is a laboratory balance that is accurate over a range of 1 mg&#8211;300 g. The procedures presented here thus could greatly improve the ability to create, treat, and analyze lung cancers in mice.

The goal of this paper is to describe simple methods that will greatly aid in the setup and analysis of mouse lungs with lung cancer or other pathologies. We present 3 protocols to simply and reliably carry out lung instillations, fixation, and lung volume measurements.

שיטות החדרה וקיבוע שימושיות בחקר סרטן ריאות עכבר

The ability to instill live agents, cells, or chemicals directly into the lung without injuring or killing the mice is an important tool in lung cancer ...

A Multimodal Imaging- and Stimulation-based Method of Evaluating Connectivity-related Brain Excitability in Patients with Epilepsy

Resting-state functional connectivity MRI (rs-fcMRI) is a technique that identifies connectivity between different brain regions based on correlations over time in the blood-oxygenation level dependent signal. rs-fcMRI has been applied extensively to identify abnormalities in brain connectivity in different neurologic and psychiatric diseases. However, the relationship among rs-fcMRI connectivity abnormalities, brain electrophysiology and disease state is unknown, in part because the causal significance of alterations in functional connectivity in disease pathophysiology has not been established. Transcranial Magnetic Stimulation (TMS) is a technique that uses electromagnetic induction to noninvasively produce focal changes in cortical activity. When combined with electroencephalography (EEG), TMS can be used to assess the brain's response to external perturbations. Here we provide a protocol for combining rs-fcMRI, TMS and EEG to assess the physiologic significance of alterations in functional connectivity in patients with neuropsychiatric disease. We provide representative results from a previously published study in which rs-fcMRI was used to identify regions with abnormal connectivity in patients with epilepsy due to a malformation of cortical development, periventricular nodular heterotopia (PNH). Stimulation in patients with epilepsy resulted in abnormal TMS-evoked EEG activity relative to stimulation of the same sites in matched healthy control patients, with an abnormal increase in the late component of the TMS-evoked potential, consistent with cortical hyperexcitability. This abnormality was specific to regions with abnormal resting-state functional connectivity. Electrical source analysis in a subject with previously recorded seizures demonstrated that the origin of the abnormal TMS-evoked activity co-localized with the seizure-onset zone, suggesting the presence of an epileptogenic circuit. These results demonstrate how rs-fcMRI, TMS and EEG can be utilized together to identify and understand the physiological significance of abnormal brain connectivity in human diseases.

Resting-state functional-connectivity MRI has identified abnormalities in patients with a wide range of neuropsychiatric disorders, including epilepsy due to malformations of cortical development. Transcranial Magnetic Stimulation in combination with EEG can demonstrate that patients with epilepsy have cortical hyperexcitability in regions with abnormal connectivity.

מולטימודליות Imaging- מבוסס גירוי אופן הערכת קישוריות הקשורות מוח רגיש בחולים עם אפילפסיה

Resting-state functional connectivity MRI (rs-fcMRI) is a technique that identifies connectivity between different brain regions based on correlations ...

Retroductal Submandibular Gland Instillation and Localized Fractionated Irradiation in a Rat Model of Salivary Hypofunction

Normal tissues that lie within the portals of radiation are inadvertently damaged. Salivary glands are often injured during head and neck radiotherapy. Irreparable cell damage results in a chronic loss of salivary function that impairs basic oral activities, and increases the risk of oral infections and dental caries. Salivary hypofunction and its complications gravely impact a patient's comfort. Current symptomatic management of the condition is ineffective, and newer therapies to assuage the condition are needed. 
Salivary glands are exocrine glands, which expel their secretions into the mouth via excretory ducts. Cannulation of these ducts provides direct access to the glands. Retroductal delivery of a contrast agent to major salivary glands is a routine out-patient procedure for diagnostic imaging. Using a similar procedure, localized treatment of the glands is feasible. However, performing this technique in preclinical studies with small animals poses unique challenges. In this study we describe the technique of retroductal administration in rat submandibular glands, a procedure that was refined in Dr. Bruce Baum's laboratory (NIH)1, and lay out a procedure for local gland irradiation.

Salivary gland hypofunction, a major adverse effect of head and neck radiotherapy diminishes a patient's quality of life. The demonstration of efficacy of new therapies in animal models is a prerequisite before clinical transition. This protocol describes retroductal administration and local irradiation of rat submandibular glands.

Retroductal submandibular בלוטת החדרה ונקודות מופרדות הקרנה במודל עכברים של הרוק hypofunction

Normal tissues that lie within the portals of radiation are inadvertently damaged. Salivary glands are often injured during head and neck radiotherapy. ...

A Pleural Effusion Model in Rats by Intratracheal Instillation of Polyacrylate/Nanosilica

Pleural effusion is a prevalent clinical finding of many pulmonary diseases. Having a useful animal pleural effusion model is very important to study these pulmonary diseases. Previous pleural effusion models paid more attention to biological factors rather than nanoparticles in the environment. Here, we introduce a model to make pleural effusion in rats by intratracheal instillation of polyacrylate/nanosilica, and a method of nanoparticle isolation in the pleural effusion. By intratracheal instillation of polyacrylate/nanosilica with concentrations of 3.125, 6.25 and 12.5 mg/kg&#8729;mL, the pleural effusion in rats presented on day 3, peaked at days 7-10 in 6.25 and 12.5 mg/kg&#8729;mL groups, then slowly decreased and disappeared on day 14. When the concentration of polyacrylate/nanosilica increased, the pleural effusion is produced more and faster. This pleural fluid was detected by ultrasound examination or CT chest scanning and confirmed by dissection of rats. Silica nanoparticles were observed in the rats' pleural effusion by transmission electron microscope. These results showed that the exposure to polyacrylate/nanosilica leads to the induction of pleural effusion, which was consistent with our previous report in humans. Additionally, this model is beneficial for the further study of nanotoxicology and the pleural effusion diseases.

Here, we present a protocol to construct a pleural effusion model in rats by intratracheal instillation of polyacrylate/nanosilica.

מודל תפליט פלאורלי בחולדות על ידי החדרה Intratracheal של Polyacrylate/Nanosilica

Pleural effusion is a prevalent clinical finding of many pulmonary diseases. Having a useful animal pleural effusion model is very important to study ...

Inducing Acute Lung Injury in Mice by Direct Intratracheal Lipopolysaccharide Instillation

Airway administration of lipopolysaccharide (LPS) is a common way to study pulmonary inflammation and acute lung injury (ALI) in small animal models. Various approaches have been described, such as the inhalation of aerosolized LPS as well as nasal or intratracheal instillation. The presented protocol describes a detailed step-by-step procedure to induce ALI in mice by direct intratracheal LPS instillation and perform FACS analysis of blood samples, bronchoalveolar lavage (BAL) fluid, and lung tissue. After intraperitoneal sedation, the trachea is exposed and LPS is administered via a 22 G venous catheter. A robust and reproducible inflammatory reaction with leukocyte invasion, upregulation of proinflammatory cytokines, and disruption of the alveolo-capillary barrier is induced within hours to days, depending on the LPS dosage used. Collection of blood samples, BAL fluid, and lung harvesting, as well as the processing for FACS analysis, are described in detail in the protocol. Although the use of the sterile LPS is not suitable to study pharmacologic interventions in infectious diseases, the described approach offers minimal invasiveness, simple handling, and good reproducibility to answer mechanistic immunological questions. Furthermore, dose titration as well as the use of alternative LPS preparations or mouse strains allow modulation of the clinical effects, which can exhibit different degrees of ALI severity or early vs. late onset of disease symptoms.

Presented here is a step-by-step procedure to induce acute lung injury in mice by direct intratracheal lipopolysaccharide instillation and to perform FACS analysis of blood samples, bronchoalveolar lavage fluid, and lung tissue. Minimal invasiveness, simple handling, good reproducibility, and titration of disease severity are advantages of this approach.

גרימת פציעה חריפה של הריאה בעכברים על ידי הישירה ליפופוליסכראסטיליאלגרלציה

Airway administration of lipopolysaccharide (LPS) is a common way to study pulmonary inflammation and acute lung injury (ALI) in small animal models. ...

Development of a Noninvasive, Laser-Assisted Experimental Model of Corneal Endothelial Cell Loss

Nd:YAG lasers have been used to perform noninvasive intraocular surgery, such as capsulotomy for several decades now. The incisive effect relies on the optical breakdown at the laser focus. Acoustic shock waves and cavitation bubbles are generated, causing tissue rupture. Bubble sizes and pressure amplitudes vary with pulse energy and position of the focal point. In this study, enucleated porcine eyes were positioned in front of a commercially available Nd:YAG laser. Variable pulse energies as well as different positions of the focal spots posterior to the cornea were tested. Resulting lesions were evaluated by two-photon microscopy and histology to determine the best parameters for an exclusive detachment of corneal endothelial cells (CEC) with minimum collateral damage. The advantages of this method are the precise ablation of CEC, reduced collateral damage, and above all, the non-contact treatment.

Here, we present a protocol to detach corneal endothelial cells (CEC) from Descemet&#8217;s membrane (DM) using a neodymium:YAG (Nd:YAG) laser as an ex vivo disease model for bullous keratopathy (BK).

פיתוח של מודל פולשני, בסיוע לייזר של הקרנית הפסד של תא אנדותל

Nd:YAG lasers have been used to perform noninvasive intraocular surgery, such as capsulotomy for several decades now. The incisive effect relies on the ...