The authors are grateful for the support from the Center for Predicative Medicine Animal Models (Carol Vanover, Ashley Biller and Jennifer Kraenzle) and Microbiology (Daniel Cramer and Julie Sotsky) Core Facilities. This work was supported by funding from the NIH (HHSN272201000033I to M.B.L and J.M.W.).

Not Burada açıklanan tüm işlemler gözden ve Louisville Kurumsal Biyogüvenlik Komitesi (protokol # 13-056) ve Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi (protokol # 13-064) Üniversitesi tarafından onaylanmıştır. Boya hazırlanması 1. <ol><li> % 0.1 seyreltin (ağırlık / hacim) PBS içinde Coomassie Parlak Mavi ve 0.45 uM şırınga filtresi kullanılarak filtre ile sterilize. </li></ol> Pseudomonas aeruginosa Kültür 2. Hazırlık <ol><li> İlaçların uygulanmasından önce 15 saat, tek bir bakteri kolonisi ile sıvı kültürü içinde 3 ml inoküle. </li><li> Bir karıştırıcıda (200 rpm) ile 37 ° C&#39;de, kültür 15 saat büyütün. </li><li> Santrifüj 30 saniye için bir 1.5 ml mikrofüj tüpü 12.000 x g, kültürün 1 mi. </li><li> Ortamı çıkarın ve PBS içinde 1 ml pelletini. </li><li> PBS içinde bakteriyel stok süspansiyonu 01:10 bir kısım seyreltin ve belirlemek için seyreltilmiş bakteri süspansiyonu OD 600 ölçmekbakteri konsantrasyonu. </li><li> IMIT aşılama için 50 ul bir dağıtım hacmi kullanılarak bakteriyel inokulum istenen konsantrasyona getirilebilmesi için PBS içinde Bakteriyel stok süspansiyonu seyreltin. </li></ol> 3. IMIT damlatma <ol><li> Izofluran anestezi indüksiyon odasına farelerin bir grup yerleştirin ve 2 kullanarak uyutmak -% 3 izofluran / oksijen karışımı. </li><li> Sedasyon ilk başlangıcında, dik fareyi tutan, fare ense ve boğaz arkasına sonda iğne ile% 2 lidokain solüsyonu 10 ul yönetmek ve çözüm aşağı epiglot için süzülmesini bekleyin. Anestezi odasına fare dönün. <ol><li> Lokal anestezik olarak tam etkisini almaya lidokain izin vermek 5 dakika en az izin. </li></ol></li><li> Fareler sedasyon istenen seviyeye geldikten (60 bpm ~ oranı nefes), sedasyon korumak için% 2 izofluran azaltır. </li><li> 250 ul gaz geçirmez içine Önyükle&#39;nin boya veya bakteriyel aşı22 G, uzun künt iğne ile hassas şırınga uygun. <ol><li> İlk şırınga Teflon piston tarafından ölçülen havanın 150 ul kadar çizin. Daha sonra, şırınga gövdesi üzerindeki 200 ul işaretine 150 ul işaretinden Teflon® pistonu ilerletilmesiyle aşı 50 ul belirlemektedir. NOT: Örnek entübe fare içine çıktığında, 50 ul süspansiyon akciğerlerde inokülumu dağıtacak 150 ul hava yastığı ile, ilk teslim takip edilecektir. </li></ol></li><li> Indüksiyon odasından bir fareyi çıkarın ve entübasyon platformda sırtüstü yatıyordu. Velcro şerit bağlı bir O-ring ile kesicilerin çengel ve platforma Velcro sabitleyerek platforma fareyi sabitleyin. 45 ° eğim için fareyi kaldırın. </li><li> Bir mikro pamuk aplikatör kullanarak, Dominant eli kullanarak, bir dönme hareketi ile dilini çekin. </li><li> Nondominant yandan, her iki ma bir entübasyon spekülümleriyle bir faaliyet otoskop uyum kullanındil çekilmesini intain ve glottis görselleştirmek. </li><li> Baskın elinizle, (kateter maruz kateter 10 mm silikon kovanı ile uyum) fare trakea içine 10 mm derinliğe kadar kateteri oturma, fareyi entübe 20 G kateter aracılığıyla dişli bir kılavuz tel kullanın. Otoskop / speculum çıkarın. </li><li> Fare doğru kısaca renkli bir boya içeren 1/16 &quot;açık bir boru Luer bağlı uzunluğu takarken dominant olmayan elle kateter güvence entübe edildiğini onaylayın. NOT: boya hızla nefes cevaben ileri geri göç edecek. </li><li> Entübasyon onay Bu noktada kurulmuş değil eğer sonraki adımlara devam etmeyin. Entübasyon başarısız teşebbüs ederse, entübasyon bir ek girişimi için kateter ve kılavuz tel sıfırlayın. NOT: Bu fare travma olmaksızın tek oturumda fare ikiden fazla entübasyon girişimi önerilemez olduğunu. </li><li> Devamsıvı süspansiyon / hava yastığı içeren hassas şırınga / Künt iğne takarken dominant olmayan elle kateteri sabitleyin. </li><li> Doğrudan tek bir sıvı hareket akciğer içine, sıvı / hava dağıtın ve hemen fare iğne / kateter çekilir. </li><li> Bir kafes fare dönün ve anestezi kurtarma sağlar. </li></ol> IMT 4. Teslim Karakterizasyonu <ol><li> IMIT uygulamasından sonra, uygun bir zaman sonrası aşılamadan CO 2 havasızlık fare euthanize. </li><li> Bir diseksiyon gemide ötenazi fare Güvenli ve% 70 EtOH bücür şişe kullanarak göğüs ve karın ıslatın. </li><li> Akciğerlerde bir görüntüleme maddesi dağılımının değerlendirilmesi ise, steril bir teknik kullanılarak hayvandan ciğerleri çıkarın ve görüntüleme için uygun olarak akciğerlere görüntüler. NOT:. Akciğerler uygun fiksasyon veya kriyokorunmasında yoluyla ek histolojik boyama teknikleri için hazırlanabilir &lt;/ Li&gt; <li> Enfekte akciğer dokusunun bakteri yükünü değerlendirirken ise, steril tekniği kullanarak hayvandan akciğerleri kaldırmak. Yer akciğerler steril içine 1 oz örnek torba tartılır. Tartın ve numune kabına + akciğer ağırlığı kaydedin. <ol><li> Her bir numune, çanta + dokulara steril 1 x PBS&#39;de 1 ml ilave edilir. Örnek çanta kapatın. </li><li> Örnek çanta + doku üzerinde 25 ml serolojik pipet haddeleme nazik dokuları homojenize. </li><li> (Çalışılan LB veya bakteriyel türe uygun şekilde) agar plakası üzerine, akciğer, steril PBS içinde homojenat levha ve seri dilüsyonları oluşturmak: <ol><li> Daha sonra, agar plakası üzerinde çok kanallı göre, üçlü numuneler plaka çok kanallı pipet ile U tabanlı, 96 oyuklu bir plaka içerisinde altı kat seri seyreltme yapılması. </li></ol></li><li> Gece boyunca 37 ° C&#39;de inkübe edin agar ve ertesi gün koloni oluşturan birim numaralandırmak. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Reznik, G. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+anatomy,+physiology,+and+function+of+the+upper+respiratory+tract.">Comparative anatomy, physiology, and function of the upper respiratory tract.</a> Environ Health Perspect. 85, 171-176 (1990).</li><li>Hoyt, R. F. J., Hawkins, J. V., St. Clair, M. B., Kennet, M. B., Fox, J. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+2.">Chapter 2.</a> The Mouse in Biomedical Research, Volume 2, Second Edition: Diseases (American College of Laboratory Animal Medicine). 2, 23-90 (2007).</li><li>Visweswaraiah, A., Novotny, L. A., Hjemdahl-Monsen, E. J., Bakaletz, L. O., Thanavala, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tracking+the+tissue+distribution+of+marker+dye+following+intranasal+delivery+in+mice+and+chinchillas:+a+multifactorial+analysis+of+parameters+affecting+nasal+retention.">Tracking the tissue distribution of marker dye following intranasal delivery in mice and chinchillas: a multifactorial analysis of parameters affecting nasal retention.</a> Vaccine. 20, 3209-3220 (2002).</li><li>Eyles, J. E., Spiers, I. D., Williamson, E. D., Alpar, H. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+distribution+of+radioactivity+following+intranasal+administration+of+radioactive+microspheres.">Tissue distribution of radioactivity following intranasal administration of radioactive microspheres.</a> J Pharm Pharmacol. 53, 601-607 (2001).</li><li>Southam, D. S., Dolovich, M., O'Byrne, P. M., Inman, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distribution+of+intranasal+instillations+in+mice:+effects+of+volume,+time,+body+position,+and+anesthesia.">Distribution of intranasal instillations in mice: effects of volume, time, body position, and anesthesia.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 282, 833-839 (2002).</li><li>Miller, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualization+of+murine+intranasal+dosing+efficiency+using+luminescent+Francisella+tularensis:+effect+of+instillation+volume+and+form+of+anesthesia.">Visualization of murine intranasal dosing efficiency using luminescent Francisella tularensis: effect of instillation volume and form of anesthesia.</a> PLoS ONE. 7, (2012).</li><li>Lathem, W. W., Crosby, S. D., Miller, V. L., Goldman, W. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Progression+of+primary+pneumonic+plague:+a+mouse+model+of+infection,+pathology,+and+bacterial+transcriptional+activity.">Progression of primary pneumonic plague: a mouse model of infection, pathology, and bacterial transcriptional activity.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 102, 17786-17791 (2005).</li><li>Warawa, J. M., Long, D., Rosenke, R., Gardner, D., Gherardini, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bioluminescent+diagnostic+imaging+to+characterize+altered+respiratory+tract+colonization+by+the+Burkholderia+pseudomallei+capsule+mutant.">Bioluminescent diagnostic imaging to characterize altered respiratory tract colonization by the Burkholderia pseudomallei capsule mutant.</a> Front Microbiol. 2, 133 (2011).</li><li>Gutierrez, M., Pfeffer, T. L., Warawa, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Type+3+Secretion+System+cluster+3+is+a+critical+virulence+determinant+for+lung-specific+melioidosis.">Type 3 Secretion System cluster 3 is a critical virulence determinant for lung-specific melioidosis.</a> Submitted. , (2014).</li><li>Fodah, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Correlation+of+Klebsiella+pneumoniae+comparative+genetic+analyses+with+virulence+profiles+in+a+murine+respiratory+disease+model.">Correlation of Klebsiella pneumoniae comparative genetic analyses with virulence profiles in a murine respiratory disease model.</a> PLoS ONE. In revision, (2014).</li><li>Soto-Montenegro, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+airway+distribution+of+transnasal+solutions+in+mice+by+PET/CT+imaging.">Assessment of airway distribution of transnasal solutions in mice by PET/CT imaging.</a> Mol Imaging Biol. 11, 263-268 (2009).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

IMIT İnstilasyon tekrarlanabilir akciğere doğrudan reaktifleri aşılamak için yeteneği var olan solunum hastalığı modellerinde yönelik önemli geliştirmeler sunuyor. Bu IMIT tekniği gerçekleştirir ideal anestezi ve caging lojistik yöneten biri iki araştırmacı, bir takım için ideal bir hızlı yaklaşım ve diğeri. Fare başına 3 dakika - Büyük çalışmaları 2 ortalama süresi taahhüdü ile IMIT kullanılarak yapılabilir. Yaklaşım bir anestezik olarak izofluran kullanımını kolaylaştırır, çünkü, fareler geri kazanımı yoluyla hayvanları izleme hayvancılık süresini azaltarak, anestezi hızla iyileşir. IMIT yönteminin teknik açıdan en zor yönü fareler entübasyon ilk adımıdır. IMIT gerçekleştirmek için öğrenme Bireyler bu ilk kateter yerleştirilmesi aşamasında ve entübasyon sağlanması boya hareketin görsel onay yoluyla elde edilmiştir odaklanmak edebiliyoruz. Yaklaşımın faydası akciğer-spectüpte İnstilasyon yeni araştırmacı hem güvenini hem de zor bir hayvan entübe girişiminde uzman artar entübasyon teyidi kullanımı ile garanti edilmektedir. Başarılı entübasyon olasılığını optimize kilit unsurları şunlardır: Bir derin sedasyon elde i), ii) ağızda Spekül doğru yerleştirme iii) iyi derinlik yerleştirme, epiglot iyi görselleştirme izin için yeterli çalışma süresi sağlamak için aynaları dil işlem boyunca geri kalır, ve prosedür, rahat ve sürekli bir yaklaşım ile yapılır ve böylece, devirme platformun iv) kullanımı araştırmacının el destek böylece. IMIT prosedürün sınırlamalar biri IMIT instilasyon etkinlikleri frekansı ile ilişkilidir. Cevapsız entübasyon ile ilişkili potansiyel travma nedeniyle, ikiden fazla entübasyon girişimleri (iki isabetsizlik için) tek oturumda yapılan tavsiye edilmez. IMITkabiliyeti mükemmel bir potansiyel murin akciğer içine terapötik sağlamak için kullanılacak olan, akciğere reajanı çok sık teslimat yararlanabilir Ancak terapötik rejimler IMIT için uygun olmayabilir. Bu IMIT önemli bir travma olmaksızın bir murin akciğer içine reaktifleri teslim etmek için günlük olarak kullanılabilecek bu mümkün olabilir, ancak entübasyon bağlantılı travma çoğunda olduğu gibi, yüksek vasıflı bir araştırmacı tarafından yapılan yalnızca kaçırılmış entübasyon olayla ilişkili olduğu düşünülmektedir . Bu tür yüksek frekanslı IMIT yerel veteriner hekimler ve IACUC ile ele alınmalıdır. IMIT ek bir potansiyel bir sınırlama entübe olan fare boyutudur. 20 G kateter Bu aralıktaki değerlere sahip farelerin trakea için uygun bir boyutta olduğu bulunmuştur 22 g, - yukarıda tarif edilen IMIT prosedürü yaklaşık 17 fareleri kullanılarak geliştirilmiştir. Büyük kateterler başarılı yaşlı farelerin kullanılmıştır; IMIT m ilk geliştirme&gt; 20 gr arasındadır, BALB / c farelerinde bir 18 G kateter ade kullanımı. Alternatif bir kateter boyutlar kullanılıyorsa da önemlisi, küt iğne kateter lümeni uygun ve sadece kateter ucu ötesine 1 mm uzanan bir uzunluğa kesilmiş olan kaynaklı olmalıdır. 17 g&#39;dan küçük farelerin Entübasyon mümkün olabilir, fakat gerekli uzmanlık nedeniyle tavsiye edilmez, ve daha küçük kateter ve yukarıda tarif edilen daha Spekül kullanımını gerektirecektir. P. ek olarak birçok solunum patojenlerin verilmesi için IMIT kullandık B. dahil aeruginosa, pseudomallei 9 ve Klebsiella pneumoniae 10. IMIT Model B çalışmalarımız önemli ilerlemeler kaydetmiştir pseudomallei solunum hastalığı, burun aşılama yerine insan hastalığında 9 gözlenen sistemik hastalık bitiş daha farelerin erken, ÜRT-ilişkili morbiditeye neden olduğu tespit sahip. B. pseudomallei Tier 1 selec olduğunubiyosavunma etki t madde, ve, solunum hastalık modelleri Aerosol çıkarmasından için geliştirilmektedir gibi olan modeller silaha patojen için giriş potansiyel biyosavunma ilgili yol. Mevcut aerosol modelleri RBB ve lrt hem de enfeksiyona neden için, aynı potansiyel erken hastalık fenotipi, B. göre olan burun içi model belirledik pseudomallei solunum hastalığı aerosol model için geçerli olabilir. IMIT modelinin bir gelecek uyarlama farelerin sadece akciğer içine hedef Aerosol uygulaması için entübe edildiği entübasyon aracılı aerosol yoluyla (IMAD) olabilir. Mekanik fanlar aerosollaştınlmış, sıvı bazlı ziyade, patojen meydan sunmak için adapte olabilir izofluran anestezisi, korumak için şu anda kullanılabilir. IMIT akciğere bakterilerin iletimini optimize etmek için bir yöntem olarak, başlangıçta gelişmiş değil, aynı zamanda, fare akciğer içine, diğer reaktifler verilmesi için uygulama sahiptir. Dis olarakyukarıda ele alınan, düşük verimlilik farelerde terkiplerin burun içinden sağlanması, akciğerlerin hedef organı içine reaktiflerin son derece değişken teslimat. Biz IMIT olarak&gt;% 98 dağıtım etkinlik ve multilober dağılımına sahip yaklaşımları için diğer akciğere verilme için mükemmel bir alternatif olduğunu göstermiştir, oysa sıçangil akciğere Pozitron Emisyon Tomografisi (PET) görüntüleme reaktifleri burun içinden sağlanması,% 40 iletim verimliliği 11 elde edildi. Akciğere hedeflenen bir gönderim bu gelişme solunum hastalığının tedavisi için terapötik teslimat tekrarlanabilirliğini artırma potansiyeline sahiptir. I) Çevre akciğer tahriş edici etkisi, ii) akciğer kanseri fenotipik çalışmalar, iii) akciğer özgü siRNA knock-down: IMIT benzer çalışmaları fayda sunabilir.

Fareler, solunum hastalıklarının bir sayısız da dahil olmak üzere çok sayıda insan hastalık açıklamalarını modellemek için kullanılmıştır. Yedek hastalık modelleri genellikle tipik olarak önemli fizyolojik veya iki konak modellerinde immün farklılıklar nedeniyle, bir modellenen hastalığın tüm yönlerini özetlemek mümkün değildir. Böylece, model sistemlerinin iyileştirilmesi bir gol suretler daha yakından bir hastalık sürecini ayna veya özgün ana bilgisayar sisteminde görüldüğü gibi yanıt ev sahipliği yapmaya izin yaklaşımlar geliştirmektir. Onlar havasını hangi mekanizma fareler ve insanlar arasında birçok önemli fizyolojik farklılıklar vardır. URT ve LRT boyutları arasında anlamlı rasyometrik farklılıkların bu farklar bulunuyor. Bu fareler&gt; 100 toplam akciğer kapasitesi 1,2 karşı normalize insanlara ÜRT yüzey alanı, kat sahip olduğu tahmin edilmiştir. Bu durumda, fare konka breathi çok daha büyük bir oranını teşvik etmek için solunan havanın çok daha geniş bir filtreleme için izinburun boşluğunun enfeksiyon hastalığın ilerlemesinde önemli bir rol oynar eğer ng, pnömoni çalışmaları üzerinde önemli bir etkiye sahip olabilir. Çeşitli yaklaşımlar insan gibi solunum yolu hastalığı araştırmak için, farelerin ciğerlerine bakterileri aşılamak için kullanılmıştır. Bu yaklaşımlardan en çok sıvı bir süspansiyon, bir fare, bir ya da her iki burun tatbik edildiği intranazal aşılama vardır. Nispeten basit iken, burundan aşılamadan 3-5 yoluyla lrt damlatma verimliliğini etkileyebilir kullanılan anestezinin damlatılması hacmi ve türü olarak uyarılar. Spesifik olarak, Miller ve diğ. en az 50 ul lrt 6 içine bakteri damlatma ile sonuçlanmadı hacimlerde, Francisella tularensis bu burun içi instilasyon göstermiştir. Anestezi için enjekte ketamin / ksilizin karşıt olarak inhale izofluran kullanırken Onlar daha iyi lrt instilasyonunu gözlendi. Ancak, ExperiencYersinia pestis, intranazal aşılama e izofluran (MBL, yayınlanmamış veriler) kıyasla daha tutarlı bir aşı, ketamin / ksilazin kullanılarak elde edilebilir gösterir. Bu farklılıklar kullanılan patojene veya laboratuar prosedürlerinde, çeşitlilikten dolayı, ama önemlisi bu teknikte olası değişkenliği vurgulamak atfedilebilir. Bundan başka, başlangıç ​​bakteriyel inokulum nispeten düşük bir yüzdesi ciğere erişmesi burun içi instilasyon göstermektedir kısa bir süre sonra hasat akciğerlere bakterilerin büyük sayıda düşündüren (Y. pestis durumunda, sadece% 10 instilasyon 7 1 saat sonra elde edildi) RBB olarak muhafaza edilir (veya mide-barsak kanalında Yutulan) olabilir. Organizma, insan hastalığı ile tutarlı bir şekilde, sıçangil burun boşluğunu kolonize edebilen ise, bazı hastalık modellerinde, ÜRT mukoza bakteri, bu önemli bir çökelme hastalığın ilerlemesinin anlamamıza karıştırıcı etki. Örneğin, in vivo kullanımı &lt;/ Em&gt; görüntüleme, bu burun içi instilasyon yöntemiyle 8 ile iletildikleri zaman, insan urt kolonize etmez Burkholderia pseudomallei, sıçangil burun boşluğunun ezici fırsatçı enfeksiyonlara neden olduğu gözlenmiştir. Farelerin ciğerlerine bakterilerin aşılanması için diğer yöntemler de enfeksiyonlu hastalık araştırmalarında kullanılmıştır. Transoral [sindirim sistemi ve LRT]; ancak, burun damlatılması ile karşılaştırıldığında bu yöntemler çoklu siteleri (örneğin, aerosol [URT ve LRT] enfeksiyon başlatılması için potansiyelini ortadan kaldıracak olmadan daha fazla teknik uzmanlık ve / veya pahalı ekipman gerektiren eğilimindedir ve cerrahi intratraşel [LRT ve kan akışı]). Enfeksiyonun ikincil siteleri ile ilişkili olabilecek olası komplikasyonları göz önüne alındığında, biz UrT atlar ve doğrudan anestezi farelerin ciğerlerine patojeni sunan bir intratraşel yaklaşım geliştirmeye çalıştılar, ama aynı zamanda yanlışlıkla inoculat sınırlarKan akımı veya GI kanalı içine iyon. Bu amaçla, entübasyon-aracılı intratraşel (IMIT) damlatılması önce damlatılmasını uygun kateter yerleştirme doğrulamak için bir ara adım ekleyerek inokulum lrt instilasyonunu garanti cerrahi olmayan bir prosedür olarak geliştirilmiştir. Görsel akciğerlerde inokulum geniş dağılımını göstermektedir, ve P. Bu yöntem, boya instilasyonunu kullanılarak tarif edilmektedir aeruginosa, instilasyon akciğere Bu yöntemin oldukça etkili teslimatı (&gt; aşı% 98) gösterdi. Önemli olarak başlangıçta bakteriyel verilmesi için geliştirilmiş olup, IMIT de için etkin bir araç sunmaktadır: diğer solunum yolu hastalığı modellerinde ii) &#39;ın özel terapötik teslimat çalışma için çeşitli moleküllerin i) damlatma ve iii) bazik akciğer fonksiyon testleri, hedef dahil akciğere siRNA teslimat.

<table><tbody><tr><td>Rodent, Tilting WorkStand</td><td>Hallowell EMC</td><td>000A3467</td><td>Base should be detached when working in a BSC</td></tr><tr><td>Operating Otoscope Head</td><td>Welch Allyn</td><td>21700</td><td></td></tr><tr><td>Otoscope 3.5 V Li Battery</td><td>Welch Allyn</td><td>71900</td><td></td></tr><tr><td>Mouse Intubation Specula short, Autoclaveable</td><td>Hallowell EMC</td><td>200A3589S</td><td></td></tr><tr><td>Incisor Loops</td><td>Hallowell EMC</td><td>210A3490A</td><td></td></tr><tr><td>Cotton fine tip applicator</td><td>Puritan</td><td>871-PC DBL&amp;nbsp;</td><td>Used for tongue retraction</td></tr><tr><td>I.V. Catheter, 20 G</td><td>Exel Int</td><td>26741</td><td>Optional: fit a silicon sleeve with 10 mm exposed catheter surface</td></tr><tr><td>Gas tight syringe, 250 ul</td><td>Hamilton</td><td>81120</td><td>Used for delivery of liquid inoculum by IMIT</td></tr><tr><td>Blunt Needle, 22 G</td><td>Hamilton</td><td>91022</td><td>Trim to length to protrude 1 mm from 20 G catheter</td></tr><tr><td>Guide wire (Fiber optic wire, 0.5 mm)</td><td>TheFiberOpticStore.com</td><td>FOF .50</td><td>Cut to 6&quot; length: used as guide wire for intubation</td></tr><tr><td>Tuberculin syringe, 1 ml</td><td>Becton Dickinson</td><td>309659</td><td>Assemble with fiber optic wire as guide wire</td></tr><tr><td>Brilliant Blue R (Coomassie)</td><td>Sigma</td><td>B0149</td><td></td></tr><tr><td>Tygon tubing, 1/16&quot;</td><td>Saint Gobain</td><td>ALC00002&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Male Luer 1/16&quot; barb</td><td>Cole Parmer</td><td>45503-22</td><td></td></tr><tr><td>Female Luer 1/16&quot; barb</td><td>Cole Parmer</td><td>45500-00</td><td></td></tr><tr><td>Lidocaine, USP</td><td>Spectrum</td><td>LI102</td><td>pH lidocaine into solution at 2%(w/v) pH7.0</td></tr><tr><td>Sample bag, 1 oz</td><td>Whirl-Pak</td><td>B01067</td><td></td></tr><tr><td>U-bottom 96 well plate, sterile</td><td>Greiner</td><td>650161</td><td></td></tr></tbody></table>

intubation-mediated intratracheal (imit) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system

Solunum hastalığı çalışmalar tipik vekil sistemleri gibi fare modellerinin kullanımını içerir. Bununla birlikte, özellikle üst solunum yollarının (ÜRT) &#39;de murin ve insan solunum yolu şekli bir çok fizyolojik farklılıklar vardır. Potansiyel olarak, bu hastalıklar çalışma fare modeli olan faydalılığı sınırlandırmakta, burun içi instilasyon teknikler kullanılarak Bazı modellerde, murin burun boşluğunda bu farklılıklar, alt solunum yolunun (MDT), hastalığın ilerlemesi ve sunum üzerinde önemli bir etkiye sahip olabilir. Bu nedenlerden dolayı, RBB tutulumu yokluğunda lrt hastalığı araştırmak amacıyla, farenin akciğerlerinde doğrudan bakteri aşılamak için bir tekniğin geliştirilmesi de avantajlı olacaktır. Biz bu akciğer özel uygulama tekniği entübasyon-aracılı intratraşel (IMIT) instilasyonunu tabirinin. Bu yöntem ile daha invaziv nda geleneksel sırasında oluşabilecek kan, damlatma için potansiyeli en aza indirirÖnal cerrahi intratrakeal enfeksiyon yaklaşımlar ve arızi sindirim sistemi teslim olasılığını sınırlar. IMIT farelerin akciğerine bakterilerin doğrudan dağıtım aracılık katetere, kör bir iğne sokulması ile, soluk borusu içine doğru bir kateter yerleştirme sağlamak için bir ara adım, entübe takip edildiği, bir, iki aşamalı bir işlemdir. Bu yaklaşım, akciğerlerde reaktifi mükemmel dağılımı ile akciğerlere, bir teslimat&gt; 98% etki kolaylaştırır. Bu nedenle, IMIT insan solunum yolu hastalığı araştırmak için belirteci olarak fareler kullanma yeteneği üzerine iyileştirilmesi, doğrudan akciğere lrt hastalık ve tedavi teslim incelemek için yeni bir yaklaşımı temsil etmektedir. Ayrıca, bu iletim sisteminin doğru ve tekrarlanabilirliği de Good Laboratory Practice Standartları (LU) için uygun, hem de akciğer yüksek verim gerçekleştirilmesini gerektiren reaktifler geniş bir iletim yapar.

IMIT yöntemi ile aşılanan maddenin dağılımını görselleştirmek için,% 0.1 Coomassie Parlak Mavisi 50 ul bir anestezi fare akciğerlerine damla damla akıtıldı. Fare hemen kurban edilmiş ve akciğerleri steril otopsiden yoluyla uzaklaştırılmıştır. Boyanın tüm akciğer lobları teslim edilmiş olduğu 1 göstermektedir. IMIT yöntemi ile akciğerlere verilen bakteri miktarının, fareler üç gruba (n = 3), P. üç farklı konsantrasyonları ile akıtıldı belirlemek için aeruginosa (1.21 x 10 8, 1.21x10 7, ve 1.21 x 10 6 koloni oluşturan birim [CFU] 50 ul başına). Hemen IMIT damlatma sonrası, fareler akciğerleri çıkartılmıştır ötenazi uygulandı, ve bakteri sayıları mikroorganizma (Şekil 2) ile numaralandırılır ve karşılaştırıldı. Akıtıldı ve inokulum teslim akciğerinden kazanılan inokulum&gt;% 98 olan, bu yöntem ile son derece verimlidirHayvanlar. Ayrıca, IMIT instilasyon bağımsız olarak aşı (= 0,9951 R2) konsantrasyonunun yüksek oranda tekrar. <img alt="Şekil 1," src="/files/ftp_upload/52261/52261fig1highres.jpg" /> Resim 1: IMIT instilasyon akciğerlere inokulum dağıtır her loblarda dağıtılmış% 0.1, Coomassie Parlak Mavisi göster mavi boya, 50 ul ile aşılanan farelerden Akciğerler.. <img alt="Şekil 2," src="/files/ftp_upload/52261/52261fig2highres.jpg" /> Şekil 2:. Akciğerler Bakterilerin farelere IMIT instilasyon P. ile akıtıldı aeruginosa ve akciğerlerin içine telkin bakteri sayısı (10 CFU Log - iyileşti) tahmin Aşılama karşılaştırıldı (10 CFU Log - teslim). Her bir halka bir tek farenin (CFU / akciğer her biri için n = 3 temsil ederbakteriyel doz).

Watch this Scientific Journal Video about Intubation-mediated Intratracheal IMIT Instillation: A Noninvasive, Lung-specific Delivery System at JoVE.com

Intubation-mediated Intratracheal IMIT Instillation: A Noninvasive, Lung-specific Delivery System

Reaktiflerin Entübasyon aracılı intratrakeal (IMIT) instilasyon solunum yolu hastalıkları, hem de akciğer içine doğrudan tedavi reaktifler aşılamak için bir yöntem incelenmesi için mükemmel, invazif olmayan bir yöntemdir. Bu klinik öncesi test için uygun bir hızlı ve yüksek oranda çoğaltılabilir bir yöntemdir.

Entübasyon-aracılı intratrakeal (IMIT) damlatma: A Noninvaziv, Lung-özel Dağıtım Sistemi

Respiratory disease studies typically involve the use of murine models as surrogate systems. However, there are significant physiologic differences ...

intubation-mediated-intratracheal-imit-instillation-noninvasive-lung

Research

JoVE Journal

Medicine

Intubation-mediated Intratracheal (IMIT) Instillation: A Noninvasive, Lung-specific Delivery System

24.2K Görüntüleme.  University of Louisville Medical School.  Reaktiflerin Entübasyon aracılı intratrakeal (IMIT) instilasyon solunum yolu hastalıkları, hem de akciğer içine doğrudan tedavi reaktifler aşılamak için bir yöntem incelenmesi için mükemmel, invazif olmayan bir yöntemdir. Bu klinik öncesi test için uygun bir hızlı ve yüksek oranda çoğaltılabilir bir yöntemdir. 

Video: Intubation-mediated Intratracheal IMIT Instillation: A Noninvasive, Lung-specific Delivery System

Non-surgical Intratracheal Instillation of Mice with Analysis of Lungs and Lung Draining Lymph Nodes by Flow Cytometry

Phagocytic cells such as alveolar macrophages and lung dendritic cells (LDCs) continuously sample antigens from the alveolar spaces in the 
lungs. LDCs, in particular, are known to migrate to the lung draining lymph nodes (LDLNs) where they present inhaled antigens to T cells initiating an 
appropriate immune response to a variety of immunogens1,2. To model interactions between the lungs and airborne antigens in mice, antigens can be 
administered intranasally1,3,4, intratracheally5 or as aerosols6. Delivery by each route involves distinct technical skills and limitations that need to be 
considered before designing an experiment. For example, intranasal and aerosolized exposure delivers antigens to both the lungs and the upper respiratory 
tract. Hence antigens can access the nasal associated lymphoid tissue (NALT)7, potentially complicating interpretation of the results. In addition, swallowing, 
sneezing and the breathing rate of the mouse may also lead to inconsistencies in the doses delivered. Although the involvement of the upper respiratory tract may 
be preferred for some studies, it can complicate experiments focusing on events specifically initiated in the lungs. In this setting, the intratracheal (i.t) 
route is preferable as it delivers test materials directly into the lungs and bypasses the NALT. Many i.t injection protocols involve either blind intubation of the 
trachea through the oral cavity or surgical exposure of the trachea to access the lungs. Herein, we describe a simple, consistent, non-surgical method for i.t 
instillation. The opening of the trachea is visualized using a laryngoscope and a bent gavage needle is then inserted directly into the trachea to deliver the 
innoculum. We also describe procedures for harvesting and processing of LDLNs and lungs for analysis of antigen trafficking by flow cytometry.

We illustrate non-surgical delivery of test materials into the lungs of anesthetized mice via the trachea. This method permits lung exposure to bacterial and viral pathogens, cytokines, antibodies, beads, chemicals, or dyes. We further describe harvesting and processing of lungs and lung draining lymph nodes (LDLNs) for flow cytometry.

Akış Sitometri Akciğerler ve Akciğer Boşaltma lenf düğümleri Analizi fareler cerrahi olmayan intratrakeal damlatma

Phagocytic cells such as alveolar macrophages and lung dendritic cells (LDCs) continuously sample antigens from the alveolar spaces in the 
lungs. LDCs, ...

İmmünoloji ve Enfeksiyon

Noninvasive Intratracheal Intubation to Study the Pathology and Physiology of Mouse Lung

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular disease and for developing therapeutic intervention. With the increasing availability of knockout and transgenic derivatives, together with a vast amount of genetic information, mice provide one of the best models to study the molecular mechanisms underlying the pathology and physiology of lung diseases. Inhalation, intranasal instillation, intratracheal instillation, and intratracheal intubation are the most widely used techniques by a number of investigators to administer materials of interest to mouse lungs. There are pros and cons for each technique depending on the goals of a study. Here a noninvasive intratracheal intubation method that can directly deliver exogenous materials to mouse lungs is presented. This technique was applied to administer bleomycin to mouse lungs as a model to study pulmonary fibrosis.

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular disease and for developing therapeutic intervention. Here a noninvasive intratracheal intubation method that can directly deliver exogenous materials to mouse lungs is presented.

Noninvaziv Entübasyon Fare Akciğer Patolojisi ve Fizyolojisi Eğitim için

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular ...

Tıp

Direct Tracheal Instillation of Solutes into Mouse Lung

Intratracheal instillations deliver solutes directly into the lungs. This procedure targets the delivery of the instillate into the distal regions of the lung, and is therefore often incorporated in studies aimed at studying alveoli. We provide a detailed survival protocol for performing intratracheal instillations in mice. Using this approach, one can target delivery of test solutes or solids (such as lung therapeutics, surfactants, viruses, and small oligonucleotides) into the distal lung. Tracheal instillations may be the preferred methodology, over inhalation protocols that may primarily target the upper respiratory tract and possibly expose the investigator to potentially hazardous substances. Additionally, in using the tracheal instillation protocol, animals can fully recover from the non-invasive procedure. This allows for making subsequent physiological measurements on test animals, or reinstallation using the same animal. The amount of instillate introduced into the lung must be carefully determined and osmotically balanced to ensure animal recovery. Typically, 30-75 &mu;L instillate volume can be introduced into mouse lung.

Intratracheal instillations deliver solutes directly into the lungs. This procedure targets the delivery of the instillate into the distal regions of the lung, and is therefore often incorporated in studies aimed at studying alveoli. We provide a detailed survival protocol for performing intratracheal instillations in mice.

Fare Akciğer içine çözünenlerin Doğrudan Trakeal damlatma

Intratracheal instillations deliver solutes directly into the lungs.  This procedure targets the delivery of the instillate into the distal regions of the ...

Biyoloji

Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research

The ability to instill live agents, cells, or chemicals directly into the lung without injuring or killing the mice is an important tool in lung cancer research. Although there are a number of methods that have been published showing how to intubate mice for pulmonary function measurements, none are without potential problems for rapid tracheal instillation in large cohorts of mice. In the present paper, a simple and quick method is described that enables an investigator to carry out such instillations in an efficient manner. The method does not require any special tools or lighting and can be learned with very little practice. It involves anesthetizing a mouse, making a small incision in the neck to visualize the trachea, and then inserting an intravenous catheter directly. The small incision is quickly closed with tissue adhesive, and the mice are allowed to recover. A skilled student or technician can do instillations at an average rate of 2 min/mouse. Once the cancer is established, there is frequently a need for quantitative histologic analysis of the lungs. Traditionally pathologists usually do not bother to standardize lung inflation during fixation, and analyses are often based on a scoring system that can be quite subjective. While this may sometime be sufficiently adequate for gross estimates of the size of a lung tumor, any proper stereological quantification of lung structure or cells requires a reproducible fixation procedure and subsequent lung volume measurement. Here we describe simple reliable procedures for both fixing the lungs under pressure and then accurately measuring the fixed lung volume. The only requirement is a laboratory balance that is accurate over a range of 1 mg&#8211;300 g. The procedures presented here thus could greatly improve the ability to create, treat, and analyze lung cancers in mice.

The goal of this paper is to describe simple methods that will greatly aid in the setup and analysis of mouse lungs with lung cancer or other pathologies. We present 3 protocols to simply and reliably carry out lung instillations, fixation, and lung volume measurements.

Fare Akciğer Kanseri Araştırma Faydalı instillation ve Fiksasyon Yöntemi

The ability to instill live agents, cells, or chemicals directly into the lung without injuring or killing the mice is an important tool in lung cancer ...

An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity is a commonly used model to study both acute lung injury and fibrosis, and multiple methods have been developed for administering bleomycin (and other toxic agents) into the lungs. However, many of these approaches, such as transtracheal instillation, have inherent drawbacks, including the need for strong anesthetics and survival surgery. This paper reports a quick, reproducible method of intratracheal intubation that involves mild inhaled anesthesia, visualization of the trachea, and the use of a surrogate spirometer to confirm exposure. As a proof of concept, 8-12 week old C57BL/6 mice were administered either 2.0 U/kg of bleomycin or an equivalent volume of PBS, and both damage and fibrotic endpoints were measured post-exposure. This procedure allows researchers to treat a large cohort of mice in a relatively short period with little expense and minimal post-procedure care.

This article presents a rapid and simple method for administering bleomycin directly into the mouse trachea via intubation. Key advantages of this method are that it is highly reproducible, easy to master, and does not require specialized equipment or lengthy recovery times.

Farelerde Trakea hızlı intübasyon için geliştirilmiş bir yöntem

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity ...

Direct Intrabronchial Administration to Improve the Selective Agent Deposition Within the Mouse Lung

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.&#160; However, distribution of intratracheally-administered agents to the distal mouse lung is often asymmetric, with lung parenchymal concentrations increased in the smaller (but equally accessible) left lung of the mouse.&#160; Described in this report is a novel intrabronchial (IB) approach to cannulate the left and/or right lungs of living mice non-operatively.&#160; It is also demonstrated how this approach can be used to selectively administer agents to one lung or adapted (via dose-adjusted IB delivery) to improve the left-right symmetry of lung delivery of experimental agents, thereby improving models of diffuse lung disease such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.

Intratracheal (IT) administration of experimental agents in mice often results in asymmetric delivery to the distal lungs.&#160; In this report, we describe a direct intrabronchial (IB) approach to cannulate each lung in living mice non-operatively.&#160; This approach can be used to selectively administer agents to one lung or may be adapted to improve the symmetric agent delivery to both lungs.

Fare akciğer Içinde seçici Ajan biriktirme geliştirmek için doğrudan Intrabronchial yönetim

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced ...

Intratracheal Administration of Dry Powder Formulation in Mice

In the development of inhalable dry powder formulations, it is essential to evaluate their biological activities in preclinical animal models. This paper introduces a noninvasive method of intratracheal delivery of dry powder formulation in mice. A dry powder loading device that consists of a 200 &#181;L gel loading pipette tip connected to an 1 mL syringe via a three-way stopcock is presented. A small amount of dry powder (1-2 mg) is loaded into the pipette tip and dispersed by 0.6 mL of air in the syringe. Because pipette tips are disposable and inexpensive, different dry powder formulations can be loaded into different tips in advance. Various formulations can be evaluated in the same animal experiment without device cleaning and dose refilling, thereby saving time and eliminating the risk of cross-contamination from residual powder. The extent of powder dispersion can be inspected by the amount of powder remaining in the pipette tip. A protocol of intubation in mouse with a custom-made light source and a guiding cannula is included. Proper intubation is one of the key factors that influences the intratracheal delivery of dry powder formulation to the deep lung region of the mouse.

Dry powder formulations for inhalation have great potential in treating respiratory diseases. Before entering human studies, it is necessary to evaluate the efficacy of the dry powder formulation in preclinical studies. A simple and noninvasive method of the administration of dry powder in mice through the intratracheal route is presented.

Farelerde Kuru Toz Formülasyonunun Intratrakial Yönetimi

In the development of inhalable dry powder formulations, it is essential to evaluate their biological activities in preclinical animal models. This paper ...

A Minimally Invasive Method for Intratracheal Instillation of Drugs in Neonatal Rodents to Treat Lung Disease

Treatment of neonatal rodent with drugs instilled directly into the trachea could serve as a valuable tool to study the impact of a locally administered drug. This has direct translational impact because surfactant and drugs are administered locally into the lungs. Though the literature has many publications describing minimally invasive transoral intubation of adult mice and rats in therapeutic experiments, this approach in neonatal rat pups is lacking. The small size of orotracheal region/pharynx in the pups makes visualization of laryngeal lumen (vocal cords) difficult, contributing to the variable success rate of intratracheal drug delivery. We hereby demonstrate effective oral intubation of neonatal rat pup - a technique that is non-traumatic and minimally-invasive, so that it can be used for serial administration of drugs. We used an operating otoscope with an illumination system and a magnifying lens to visualize the tracheal opening of the rat neonates. The drug is then instilled using a 1 mL syringe connected to a pipette tip. The accuracy of the delivery method was demonstrated using Evans blue dye administration. This method is easy to get trained in and could serve as an effective way to instill drugs into trachea. This method could also be used for administration of inoculum or agents to simulate disease conditions in animals and, also, for cell-based treatment strategies for various lung diseases.

This technique of instilling drugs directly into the trachea of neonatal rodents is important in studying the impact of locally administered drugs or biologicals on neonatal lung diseases. Additionally, this method can also be used for inducing lung injury in animal models.

Yenidoğan Kemirgenlerinde Akciğer Hastalığını Tedavi Etmek İçin İlaçların İntratrakeal İnstilasyonu İçin Minimal İnvaziv Bir Yöntem

Treatment of neonatal rodent with drugs instilled directly into the trachea could serve as a valuable tool to study the impact of a locally administered ...

Simplifying Transcutaneous Intratracheal Drug Delivery in the Newborn Preterm Rabbit

Intratracheal (IT) drug delivery allows the direct delivery of pharmaceutical substances to the lung, maximizing potential pulmonary benefit and minimizing systemic drug exposure. The transcutaneous technique is simple and allows for the IT delivery of substances to the lung of prematurely born rabbits shortly after birth. Newborn pups are anesthetized with inhaled Isoflurane before being placed in a supine position with the neck extended. The larynx is identified and stabilized before transcutaneous placement of a 26-gauge (G) catheter into the trachea. Following catheterization of the trachea, a 30 G blunt needle attached to a Hamilton syringe is introduced into the IT catheter and is used for delivering a precise volume into the trachea during spontaneous respiration. After the IT injection is completed, the needle and catheter are withdrawn, and the pup is allowed to recover from anesthesia. Transcutaneous IT injection delivers a large proportion of the injected substance to the lung, with the majority remaining in the lung 3 hours after the intervention. The injections are well tolerated from the day of birth and can be repeated for multiple consecutive days without influencing survival. This technique can be used to investigate the effect of pharmaceutical agents on lung development and in the prevention of neonatal lung injury in preterm rabbits.

Transcutaneous intratracheal injection allows for effective intrapulmonary drug delivery during spontaneous respiration. Single and multiple injections are well tolerated with no effect on survival. The technique is simple to perform and can examine the effect of substances on lung development and the prevention of lung injury in newborn rabbits.

Intratracheal (IT) drug delivery allows the direct delivery of pharmaceutical substances to the lung, maximizing potential pulmonary benefit and ...

Noninvasive Intratracheal Lipopolysaccharide Instillation in Mice

The acute lung injury (ALI) mouse model induced by lipopolysaccharide (LPS) or endotoxin is still among the most commonly used models in animal studies of acute lung injury or acute inflammation. The current most commonly used methods in acute lung injury mouse models are an intraperitoneal injection of LPS and tracheostomy for the tracheal infusion of LPS. However, the former method lacks lung targeting and damages other organs, and the latter method induces operative trauma, infection risk, and a low survival rate. Here, we recommend a noninvasive oropharyngeal endotracheal intubation method for LPS instillation in mice. In this method, LPS is noninvasively introduced into the trachea through the oropharyngeal cavity to be instilled into the lung with the help of an apparatus for endotracheal intubation. This method not only assures lung targeting but also avoids damage and the risk of death in the animals. We expect that this approach will become widely used in the field of acute lung injury.

Here, we propose a protocol for intratracheal lipopolysaccharide (LPS) delivery via noninvasive oropharyngeal endotracheal intubation. This method minimizes the trauma of the surgical procedure for the animal and accurately delivers LPS to the trachea and then to the lungs.

Farelerde Noninvaziv İntratrakeal Lipopolisakkarit Damlatma

The acute lung injury (ALI) mouse model induced by lipopolysaccharide (LPS) or endotoxin is still among the most commonly used models in animal studies of ...