מקס פלאנק החברה ומלגת קבוצת ג&#39;וניור בית הספר למוסמכי גטינגן לHB במימון עבודה זו.

1. מכשירים, תרבות מדיה, ומנות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש במיקרוסקופ, כי הוא מסוגל לשמור על המדגם בפוקוס וכי הוא מצויד בשלב אוטומטי. לבנות דוד מכסה מחוייט או לרכוש פתרון מסחרי. הגדרת LED-EMCCD מערכת מצלמה שבחשיפה של המצלמה מתעוררת בי LED תאורה באמצעות אות TTL באמצעות הוראות יצרן. הערה: ראה דיון לפרטים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Polydimethylsiloxan בולים (PDMS): <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפברק בולי PDMS במתקן מיקרופלואידיקה או יש לי בולי PDMS המיוצרים על ידי יציקה מסחרית. כדי להשתמש ביציקה מסחרית, לשלוח קובץ AutoCAD לחברה ולציין את העומק (15 מיקרומטר, למשל) של המכשיר. לאחר לידה מבית היציקה, לחתוך את שבב PDMS לבולים שלה 16 באמצעות אזמל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בונד כל חותמת פרט לשקופית זכוכית באמצעות פלזמה אוויר. עבור מליטה, לחשוף גם את חותמת PDMS ואת שקופיות זכוכית לפלזמת אוויר לדקות התקף 1 (באמצעות הגדרות הפלזמה הגבוהות ביותר ברמה של 0.5 mbar). ודא שהמשטחים למליטת הפנים כלפי מעלה במהלך טיפול פלזמה. לאחר מכן, הנח את חותמת PDMS לשקופית הזכוכית. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קח צלחת תחתית 3.5 סנטימטר ולחתוך את אזור כיכר של 18 x 18 מ&quot;מ מהמרכז התחתון של המנה באמצעות מכונת כרסום אנכית וחותכים סיבוביים חדים. השתמש מהירות סיבוב נמוכה של הלהב והאכלה איטית כדי למנוע מהפלסטיק נמס בשל חום המיוצר על ידי חיכוך. הכן כמה מנות בבת אחת. הערה: צלחת התחתית ניתן לעשות שימוש חוזר פעמים רבות לאחר הניסוי אם הוא ניקה אחרי השרייה בO אתנול הטהור / ​​N. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Agarose: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפזר agarose נקודה גבוה היתוך 3 גרם ב -100 מיליליטר S-סל (5.85 גרם NaCl, 1 גרם K 2 4 HPO, 6 גרם KH 2 PO 4, כולסטרול מיליליטר 1 (5 מ&quot;ג / מיליליטר אתנול), H 2 O ל 1 L, לעקר ידי מעוקר) על ידי הרתחה. הפוך aliquots של מומס agarose ב 2 מיליליטר צינורות Eppendorf וstorדואר. כמו כן, להכין את קבוצה של agarose נקודת התכה נמוכה באותה הדרך בדיוק כפי שagarose הנקודה גבוה ההיתוך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפני שימוש, מקום 3 aliquots של נקודה גבוהה היתוך agarose על בלוק חימום ב 95 - C ° 98. לפני שימוש, מקום אחד aliquot של נקודת התכה נמוכה agarose על בלוק חימום ב95-98 מעלות צלזיוס עד שהוא נמס ולאחר מכן על בלוק חימום ב30-35 מעלות צלזיוס. </li></ol></li></ol> 2. בחירה של בעלי חיים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגדול תולעים בצפיפות נמוכה על צלחות NGM זרע להשיג חיות נקיות. ודא שיש שפע של מזון וכמה בעלי חיים רק על הצלחת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לזחלי L1 הדמיה, להעביר כ -30 ביצים המכילות עובר בשלב הכעך על צלחת NGM זרע טרי. להעברת שלבים מאוחר יותר זחל או ג הבוגר elegans, להעביר כ -30 תולעים על צלחת NGM זרע טרי. </li></ol> 3. הכנת Microchambers Agarose <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנת המנה: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl">קח צלחת פלסטיק עם פתח מרובע של 18 x 18 מ&quot;מ בתחתית ומניח אותו במהופך עם הפתיחה כלפי מעלה. סגור את הפתיחה על ידי הצבת חתיכת הסרט דביק-צדדי כפול של 20 x 20 מ&quot;מ על הפתיחה. הפעל את המנה סביב כך שהסרט הדביק הוא בתחתית ומניח את הצלחת על משטח קשה. חותך את הפתיחה חופשית באמצעות אזמל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת פיפטה P1000, למלא 2 מיליליטר של 3% agarose נקודה גבוה היתוך בS-סל לתוך הצלחת. מניחים את agarose על האזור המקיף את הפתח ולתת לחזק. חכה עד agarose הוא מוצק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להסתובב הצלחת ולקלף את סרט מגן המכסה את הקלטת דו צדדי הדביקה, כך שהצד הדביק יישאר על הצלחת ויהיה חשוף. הערה: כתוצאה מכך, טבעת יפה של סרט דביק תקיף מחוץ לפתיחה. Agarose משמש כמאגר לחות שמאוחר יותר יהיה להקיף את המדגם. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יציקה של microchambers: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחשוף המשטח PDMS דואר ליציקה עם פלזמה אוויר למשך 20 - 60 שניות. הערה: טיפול פלזמה זה הופך את פני השטח PDMS הידרופילי, המונע את הלכידה של בועות אוויר ומייצר הדפסים חדים יותר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבנות שני מפרידי של גובה שווה על ידי לערום 5-9 שקופיות זכוכית. מקום, במקביל לצדם הארוך, ערימת spacer הראשונה, אז שקופית יחידת זכוכית, ואז שוב ערימת spacer. מניחים את שקף הזכוכית המכיל את חותמת PDMS orthogonally פני מפרידי. התאם את הגובה של מפרידי, כך שיש מרחב של כ -1.5 מ&quot;מ בין משטח דפוס של בול PDMS ואת שקופיות זכוכית היחידה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים ירידה של agarose נקודה החם הנוזלי גבוה היתוך לשקופית כוס אחת ליד חותמת PDMS ומהירות להחליק PDMS להחתים אנכי לתוך agarose הנוזלי. בואו agarose לחזק. בדוק שהוא מקבל מראה אטום, אשר בדרך כלל לוקח בערך 2 דקות. לשלוף את החותמת אנכית עם מהלך אחד. הערה: זה נוח לGLUE spacer מחליק יחד עם קלטת דו צדדי דביקה. התנועה האנכית של הבול מונעת בועות אוויר מנלכדה בagarose. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העבר את הביצים או התולעים יחד עם OP50 חיידקים על גבי agarose באמצעות בחירת חוט פלטינה עדינה. להפיץ ביצה אחת או תולעת אחד לתא יחד עם מזון באמצעות עפעף. מלא כ -30 ביצים על משטח אחד agarose. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותך את לוח agarose מכיל microchambers מולא בריבוע של 15 x 15 מ&quot;מ על כך שיתאים בצורה יפה בפתיחה של המנה. להרים את לוח agarose המרובע עם מלקחיים ומניחים אותו במהופך על coverslip זכוכית של 20 x 20 מ&quot;מ. ירדו פעם אחת, לא להרים אותו שוב או להחליק אותו מסביב כי זה עלול לגרום לחיידקים והתולעים שדחפו את התאים שלהם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עצרת של המנה: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את coverslip הזכוכית על פתיחת צלחת הפלסטיק. לחץ בעדינות את coverslip הזכוכית על הטבעת עשויה מקלטת דו צדדי דביקה.יש להיזהר שלא לשבור את הכוס. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעל את הצלחת הפוכה ולהשתמש פיפטה P1000 כדי למלא את הפער בין הלוח אגר המכיל microchambers ומאגר agarose עם agarose נקודת התכה נמוכה נוזל מקורר לכ -30 מעלות צלזיוס. חכה עד agarose יש הקרושה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותם את הצלחת עם מכסה. עבור מיקרוסקופים הפוכים להשתמש מכסה מחומם. עבור מיקרוסקופים זקופים להשתמש מכסה רגיל ולאטום את הצלחת עם Parafilm. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר שסיימתי את הכנת microchambers, לבדוק אותם תחת סטראו. המילוי הנכון הוא קריטי. ראה דיון לפרטים. </li></ol> הדמיה 4. סידן <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש זנים מהונדסים מבטא חיישני סידן מקודדים גנטי כגון HBR16 (goeIs5 [pnmr-1 :: SL1-GCaMP3.35-SL2 :: UNC-54-3&#39;UTR, UNC-119 (+)]) 27. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש במיקרוסקופ מתחם מצויד לepifluorescence רחב בתחום. חבר את פלט TTL של המצלמה EMCCD לקלט TTL של LED, כך שכל פעם שהמצלמה מתעדת מסגרת המדגם יהיה מוארת. השתמש זמן חשיפה של כ -5 אלפיות שניים. השתמש רווח EM בטווח של 50 - 300. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ציין ריצת סרט פרץ לשעה 24 בכל תולעת שצלמה כל 15 - 30 דקות הראשונות במשך 20 שניות עם דסק&quot;ש, אז במשך 20 שניות עם הקרינה GFP להקליט GCaMP, ולאחר מכן לקחת תמונה סופית של אות mKate2 נלקח ל שליטה על רמות ביטוי. השתמש במסגרת שיעור של 2 / sec בכל פרץ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבדיקת נתונים חזותית, להשתמש במפה בצבעים מלאכותיים כדי לשפר את הנראות של שינויים קטנים בעוצמת הקרינה. נתונים עלילת ניאון כΔF / F, עם F להיות ערך הבסיס הממוצע של הקרינה. ניתן למצוא תיאור מפורט של ניתוח נתונים סידן בספרות 20. </li></ol> 5. AMI המקביל של תולעים מרובים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את הצלחת המכילה את microchambers על מיקרוסקופ, להתמקד במדגם ולעסוק autofocus. הגדר את פרוטוקול תוכנה כך שהמצלמה רוכשת פרץ של 40 מסגרות תמונה ב -20 שניות בכל חצי שעה למשך 24 שעות, שתגרומנה 1,920 מסגרות לתולעת, כמות סבירה של נתונים. להגדיר את הסריקה, כך שהוא מבקר בכל תולעת באמצעות הבמה. מטרה לצלם כ -30 תולעים בריצה אחת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תולעים מרובים תמונה על ידי התקרבות החוצה, כלומר, באמצעות הגדלה נמוכה. השתמש בהגדלה נמוכה כדי לכסות כמה microchambers עם שבב המצלמה ולצלם כמה microchambers הסמוך בו-זמנית. לאחר סיום רכישת תמונה, להפריד את הנתונים עבור כל תא בודד על ידי חיתוך אזור של עניין כיסוי חיה אחת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להעריך במהירות את נתוני ניידות, להשתמש חיסור מסגרת 28-32. </li></ol> 6. שלבי חיים שונים של ההדמיה ג elegans <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש microchambers agarose לכל שלבי החיים של ג elegans מL1 למבוגרים וdauers כולל. השתמש בממדי התא המתאימים לDIFשלבי החיים ferent שמוצגים בטבלה 1. </li></ol><table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> שלב חיים </td><td> גודל תא </td><td> עומק הלשכה </td><td> זמן הקלטה טיפוסי </td><td> הגדלה </td></tr><tr><td> L1 </td><td> 190 x 190 מיקרומטר </td><td> 10 - 15 מיקרומטר </td><td> ביצה - אמצע L2 </td><td> 400X </td></tr><tr><td> L2 </td><td> 370 x 370 מיקרומטר </td><td> 15 מיקרומטר </td><td> ביצה - L3 </td><td> 200X </td></tr><tr><td> זחל dauer </td><td> 370 x 370 מיקרומטר </td><td> 25 מיקרומטר </td><td> 4 ימים </td><td> 200X </td></tr><tr><td> L3 </td><td> 700 x 700 מיקרומטר </td><td> 45 מיקרומטר </td><td> L2 - L4 </td><td> 200X </td></tr><tr><td> L4 </td><td> 700 x 700 מיקרומטר </td><td> 45 מיקרומטר </td><td> L4 הצעיר - מבוגרים צעירים </td><td> 100X </td></tr><tr><td> מבוגרים צעירים </td><td> 700 x 700 מיקרומטר </td><td> 45 מיקרומטר </td&gt; <td> 12-24 שעות </td><td> 100X </td></tr></tbody></table> טבלת 1. גדלי הלשכה לשלבי חיים שונים. מוצגים הם ממדי תא והגדלה כי הם שימושיים עבור שלבים שונים מותאמים לשבב מצלמה 8 x 8 מ&quot;מ.

<ol>
	<li>Brenner, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+genetics+of+Caenorhabditis+elegans.">The genetics of Caenorhabditis elegans.</a> Genetics. 77, 71-94 (1974).</li><li>Husson, S. J., Costa, W. S., Schmitt, C., Gottschalk, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Keeping+track+of+worm+trackers.">Keeping track of worm trackers.</a> WormBook. , 1-17 (2012).</li><li>Yemini, E., Jucikas, T., Grundy, L. J., Brown, A. E., Schafer, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+database+of+Caenorhabditis+elegans+behavioral+phenotypes.">A database of Caenorhabditis elegans behavioral phenotypes.</a> Nature Methods. 10, 877-879 (2013).</li><li>Likitlersuang, J., Stephens, G., Palanski, K., Ryu, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=C.+elegans+tracking+and+behavioral+measurement.">C. elegans tracking and behavioral measurement.</a> Journal of Visualized Experiments : JoVE. , e4094 (2012).</li><li>Yemini, E., Kerr, R. A., Schafer, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tracking+movement+behavior+of+multiple+worms+on+food.">Tracking movement behavior of multiple worms on food.</a> Cold Spring Harbor Protocols. 2011, 1483-1487 (2011).</li><li>Swierczek, N. A., Giles, A. C., Rankin, C. H., Kerr, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-throughput+behavioral+analysis+in.">High-throughput behavioral analysis in.</a> C. elegans. Nature Methods. 8, 592-598 (2011).</li><li>Ramot, D., Johnson, B. E., Berry, T. L., Carnell, L., Goodman, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Parallel+Worm+Tracker:+a+platform+for+measuring+average+speed+and+drug-induced+paralysis+in+nematodes.">The Parallel Worm Tracker: a platform for measuring average speed and drug-induced paralysis in nematodes.</a> PLoS One. 3, e2208 (2008).</li><li>Larsch, J., Ventimiglia, D., Bargmann, C. I., Albrecht, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-throughput+imaging+of+neuronal+activity+in+Caenorhabditis+elegans.">High-throughput imaging of neuronal activity in Caenorhabditis elegans.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences U S A. 110, E4266-E4273 (2013).</li><li>Bringmann, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Agarose+hydrogel+microcompartments+for+imaging+sleep-+and+wake-like+behavior+and+nervous+system+development+in+Caenorhabditis+elegans+larvae.">Agarose hydrogel microcompartments for imaging sleep- and wake-like behavior and nervous system development in Caenorhabditis elegans larvae.</a> Journal of Neuroscience Methods. 201, 78-88 (2011).</li><li>Yu, C. C., Raizen, D. M., Fang-Yen, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multi-well+imaging+of+development+and+behavior+in+Caenorhabditis+elegans.">Multi-well imaging of development and behavior in Caenorhabditis elegans.</a> Journal of Neuroscience Methods. 223, 35-39 (2014).</li><li>Luke, C. J., Niehaus, J. Z., O'Reilly, L. P., Watkins, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Non-microfluidic+methods+for+imaging+live.">Non-microfluidic methods for imaging live.</a> C. elegans. Methods. 68, 542-547 (2014).</li><li>San-Miguel, A., Lu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidics+as+a+tool+for+C.+elegans+research.">Microfluidics as a tool for C. elegans research.</a> WormBook. , 1-19 (2013).</li><li>Shi, W., Qin, J., Ye, N., Lin, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Droplet-based+microfluidic+system+for+individual+Caenorhabditis+elegans+assay.">Droplet-based microfluidic system for individual Caenorhabditis elegans assay.</a> Lab Chip. 8, 1432-1435 (2008).</li><li>Krajniak, J., Lu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+high-resolution+imaging+and+culture+of+C.+elegans+in+chip-gel+hybrid+microfluidic+device+for+developmental+studies.">Long-term high-resolution imaging and culture of C. elegans in chip-gel hybrid microfluidic device for developmental studies.</a> Lab Chip. 10, 1862-1868 (2010).</li><li>Chalfie, M., Tu, Y., Euskirchen, G., Ward, W. W., Prasher, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Green+fluorescent+protein+as+a+marker+for+gene+expression.">Green fluorescent protein as a marker for gene expression.</a> Science. 263, 802-805 (1994).</li><li>Kerr, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+imaging+of+calcium+transients+in+neurons+and+pharyngeal+muscle+of.">Optical imaging of calcium transients in neurons and pharyngeal muscle of.</a> C. elegans. Neuron. 26, 583-594 (2000).</li><li>Suzuki, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+imaging+of+C.+elegans+mechanosensory+neurons+demonstrates+a+specific+role+for+the+MEC-4+channel+in+the+process+of+gentle+touch+sensation.">In vivo imaging of C. elegans mechanosensory neurons demonstrates a specific role for the MEC-4 channel in the process of gentle touch sensation.</a> Neuron. 39, 1005-1017 (2003).</li><li>Hilliard, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+imaging+of+C.+elegans+ASH+neurons:+cellular+response+and+adaptation+to+chemical+repellents.">In vivo imaging of C. elegans ASH neurons: cellular response and adaptation to chemical repellents.</a> EMBO Journal. 24, 63-72 (2005).</li><li>Frokjaer-Jensen, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+voltage-gated+calcium+channel+subunit+genes+on+calcium+influx+in+cultured+C.+elegans+mechanosensory+neurons.">Effects of voltage-gated calcium channel subunit genes on calcium influx in cultured C. elegans mechanosensory neurons.</a> Journal of Neurobiology. 66, 1125-1139 (2006).</li><li>Kerr, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+the+activity+of+neurons+and+muscles.">Imaging the activity of neurons and muscles.</a> WormBook. , 1-13 (2006).</li><li>Miyawaki, A., Griesbeck, O., Heim, R., Tsien, R. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+and+quantitative+Ca2++measurements+using+improved+cameleons.">Dynamic and quantitative Ca2+ measurements using improved cameleons.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences U S A. 96, 2135-2140 (1999).</li><li>Nakai, J., Ohkura, M., Imoto, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+high+signal-to-noise+Ca(2+)+probe+composed+of+a+single+green+fluorescent+protein.">A high signal-to-noise Ca(2+) probe composed of a single green fluorescent protein.</a> Nature Biotechnology. 19, 137-141 (2001).</li><li>Akerboom, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetically+encoded+calcium+indicators+for+multi-color+neural+activity+imaging+and+combination+with+optogenetics.">Genetically encoded calcium indicators for multi-color neural activity imaging and combination with optogenetics.</a> Frontiers in Molecular Neuroscience. 6 (2), (2013).</li><li>Tian, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+neural+activity+in+worms,+flies+and+mice+with+improved+GCaMP+calcium+indicators.">Imaging neural activity in worms, flies and mice with improved GCaMP calcium indicators.</a> Nature Methods. 6, 875-881 (2009).</li><li>Edwards, S. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+molecular+solution+for+ultraviolet+light+detection+in+Caenorhabditis+elegans.">A novel molecular solution for ultraviolet light detection in Caenorhabditis elegans.</a> PLoS Biology. 6, e198 (2008).</li><li>Ward, A., Liu, J., Feng, Z., Xu, X. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Light-sensitive+neurons+and+channels+mediate+phototaxis+in+C.+elegans.">Light-sensitive neurons and channels mediate phototaxis in C. elegans.</a> Nat Neurosci. 11, 916-922 (2008).</li><li>Turek, M., Lewandrowski, I., Bringmann, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+AP2+transcription+factor+is+required+for+a+sleep-active+neuron+to+induce+sleep-like+quiescence+in.">An AP2 transcription factor is required for a sleep-active neuron to induce sleep-like quiescence in.</a> C. elegans. Current Biology. 23, 2215-2223 (2013).</li><li>Singh, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=C.+elegans+Notch+Signaling+Regulates+Adult+Chemosensory+Response+and+Larval+Molting+Quiescence.">C. elegans Notch Signaling Regulates Adult Chemosensory Response and Larval Molting Quiescence.</a> Current Biology. 21, 825-834 (2011).</li><li>Raizen, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lethargus+is+a+Caenorhabditis+elegans+sleep-like+state.">Lethargus is a Caenorhabditis elegans sleep-like state.</a> Nature. 451, 569-572 (2008).</li><li>Iwanir, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+microarchitecture+of+C.+elegans+behavior+during+lethargus:+homeostatic+bout+dynamics,+a+typical+body+posture,+and+regulation+by+a+central+neuron.">The microarchitecture of C. elegans behavior during lethargus: homeostatic bout dynamics, a typical body posture, and regulation by a central neuron.</a> Sleep. 36, 385-395 (2013).</li><li>Nagy, S., Raizen, D. M., Biron, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measurements+of+behavioral+quiescence+in+Caenorhabditis+elegans.">Measurements of behavioral quiescence in Caenorhabditis elegans.</a> Methods. , (2014).</li><li>Nagy, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+longitudinal+study+of+Caenorhabditis+elegans+larvae+reveals+a+novel+locomotion+switch,+regulated+by+Galphas+signaling.">A longitudinal study of Caenorhabditis elegans larvae reveals a novel locomotion switch, regulated by Galphas signaling.</a> eLife. 2, e00782 (2013).</li><li>Cassada, R. C., Russell, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+dauerlarva,+a+post-embryonic+developmental+variant+of+the+nematode+Caenorhabditis+elegans.">The dauerlarva, a post-embryonic developmental variant of the nematode Caenorhabditis elegans.</a> Developmental Biology. 46, 326-342 (1975).</li><li>Schwarz, J., Lewandrowski, I., Bringmann, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reduced+activity+of+a+sensory+neuron+during+a+sleep-like+state+in+Caenorhabditis+elegans.">Reduced activity of a sensory neuron during a sleep-like state in Caenorhabditis elegans.</a> Current Biology. 21, R983-R984 (2011).</li><li>Schwarz, J., Spies, J. P., Bringmann, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reduced+muscle+contraction+and+a+relaxed+posture+during+sleep-like+Lethargus.">Reduced muscle contraction and a relaxed posture during sleep-like Lethargus.</a> Worm. 1, 12-14 (2012).</li><li>Schwarz, J., Bringmann, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reduced+sleep-like+quiescence+in+both+hyperactive+and+hypoactive+mutants+of+the+Galphaq+Gene+egl-30+during+lethargus+in+Caenorhabditis+elegans.">Reduced sleep-like quiescence in both hyperactive and hypoactive mutants of the Galphaq Gene egl-30 during lethargus in Caenorhabditis elegans.</a> PLoS One. 8, e75853 (2013).</li></ol>

המחברים מצהירים שאין להם אינטרסים כלכליים מתחרים.

חומרה המיקוד של מיקרוסקופ בדרך כלל ייסחף במהלך רכישת תמונה לטווח ארוך. עבור מיקרוסקופי מתחם, להתמקד-שמירת מערכות ניתן לרכוש מהיצרנים הגדולים מיקרוסקופ. במקרה מיקרוסקופ מתחם עם שליטת דגש הוא יקר מדי, חלופה פשוטה תהיה להשתמש סטראו. מיקרוסקופי מתחם לאפשר את השימוש ביעדים עם צמצם גבוה מספרי (NA) ויכולים להיות אוטומטיים בקלות. מטרות שמן 40X מתאימות גם. עדשות טבילה במים הן לא אידיאליים בגלל האידוי במהלך הדמיה לטווח ארוך. התערבות ההפרש לעומת זאת (DIC) יוצרת ניגוד נחמד שעוזר למעקב שינויים מורפולוגיים והתנהגות, אלא גם הדמיה שדה בהירה פשוטה ניתן להשתמש. לדסק&quot;ש או הדמיה שדה בהירה, להשתמש באור אדום על ידי הצבת מסנן אור אדום לתוך נתיב Dia-הארת מיקרוסקופ. לסריקה של כמה microchambers שלב אוטומטי הוא הכרחי. הביצועים הטובים ביותר הוא AChieved כאשר שלב משמש שיש האצה והאטה קוי וניתן להגדיר את מהירות סריקה נמוכה כדי למנוע הפרעה לבעלי החיים במהלך סריקה. אנחנו לא נצפו תגובות התנהגותיות או עליית סידן בתאי עצב mechanosensitive (ALM וPLM) במהלך סריקה, המצביעות על כך סריקה איטית אכן לא להפעיל את מערכת mechanosensitive של התולעת (מידע לא מוצג). ניתן להשתמש במערכות LED מסחריות. מספר חברות מציעות פתרונות מוכנים לשימוש הכוללים נוריות באורכי גל שונים. הנורית צריכה את האפשרות של חיצוני מפעילה LED עם אות TTL. מצלמה רגישה מאוד נחוצה לסידן הדמיה של העברת בעלי חיים. מצלמות EMCCD הן המצלמות רגישות ביותר בשוק. המצלמה צריכה להיות פלט TTL במהלך החשיפה (פלט &quot;אש&quot; המכונה גם). דוד מיכסה הנדרש כדי למנוע התעבות על המכסה אם באמצעות מיקרוסקופ הפוכה. במיקרוסקופ זקוף, הצלחת תוצב כך שWi המכסהאהיה בתחתית ובכך עיבוי מנע ולא חימום מכסה נדרש. המכסה צריך חוזקה לסגור את הצלחת על מנת למנוע אידוי של מים במהלך הדמיה לטווח ארוך. בולי PDMS פני השטח של חותמת PDMS המכילה את המבנה ליציקת agarose מתמודד משקופיות הזכוכית, התומכת בחותמת PDMS. ניתן למצוא רשימה עם חברות המציעות שבבי מייקרו-נוזליים מותאם אישית על ויקיפדיה <a href="http://en.wikipedia.org/wiki/List_of_microfluidics_related_companies" target="_blank">(http://en.wikipedia.org/wiki/List_of_microfluidics_related_companies).</a> מילוי נמטודות לתאיהם זהו השלב הקריטי ביותר בפרוטוקול ויש לשקול את הנקודות הבאות:) הריריות של agarose היא קריטיות להעברת התולעים והדמיה. אם agarose לח מדי, כלומר, יש Cov נוזליering על שטח של כמה microchambers, זה לא יהיה אפשרי לחלק מזון ותולעי חיידקים באופן מבוקר כי הנוזל יהפוך את החיידקים לזרום משם. אם agarose יבש מדי אז החיידקים ותולעים לא יכולים לקבל את הבחירה בקלות מה שאומר שהכוח מוגבר צריך לשמש לרדת תולעים וחיידקים שגורמים לניזק בקלות לagarose. בעת המילוי בהרבה תולעים agarose עלול להתייבש. במקרה הגרוע ביותר agarose יהיה כל כך יבש בסופו של הדבר שתאי יקרסו. אם agarose יבש מדי ניתן rehydrated זה על ידי הצבת טיפה קטנה (כ 2 μl) של S-סל על הצד של השבב שבו אין תולעים. לאחר מכן טובל את חוט הפלטינה להרים לתוך הנוזל ואפילו למשוך חלק מהנוזל לאזור שבו התאים מלאים בתולעים. B) כמות המזון היא קריטית עבור הדמיה מוצלחת לטווח ארוך. אם אין מספיק אוכל, התולעים יכולים נגמרים שלו. אם יש אוכל מוגזם החלל של החדרלא מתנהג כמו נוזל אלא כמו מוצק ויאפשר תולעים לברוח מהחדר על ידי דחיפת החיידקים. מטרה לקבל השעיה חיידקים שממלאת את כל החדר. התולעים נמצאים בקשר מתמיד פיזי עם המשטח אגר וזכוכית לאורך רוב אורכם במהלך הניסוי והתנהגות הזחילה נראית דומה לתנועה על צלחת ושונה לחבטו בנוזל. ג) מכאני המזיק של agarose יכול להרוס את הניסוי. בחירת קנס היא חיונית. לא צריכים אותו פינות חדות. ריסים רכים שמחוברים לקצה pipet ניתן להשתמש כדי להעביר חיידקים או תולעים לתאים במקום להשתמש איסוף פלטינה. ברוב המקרים, עם זאת, agarose overdried היא הסיבה לנזק. הבחירה או עפעף צריך, באופן אידיאלי, רק בקושי נוגע בagarose עצמו, ואת סרט מים על פני השטח agarose צריך למשוך את התולעים וחיידקים. כאשר איטום התאים, שוב, את הלחות של agarose היא חיונית. לא צריךלהיות כל נוזל חופשי על פני השטח agarose כי זה עלול לשטוף את החיידקים ותולעים באיטום. בועות גדולות ניתן להסיר בעדינות על ידי הרמת פינה של הלוח אגר. בועות קטנות שהם קטנים יותר מאשר התא לעתים קרובות להילכד בתוך התאים. בועות אלה הן לא בעיה ותיעלמנה על ידי קליטה. לאחר הרכבת הצלחת, לבדוק שוב שagarose הוא לא יבש או רטוב מדי. התאים צריכים להיות יפה אטומים ולא צריך להיות שום זרימה של נוזל בין תאים. אם agarose הוא רטוב מדי, התאים לא לאטום כמו שצריך. תולעים יכולים לברוח או האוכל שלהם יהיה נשטף. אם המדגם הוא לח מדי, פשוט לפתוח את המכסה ולתת יבש agarose לדקה או שתיים. אם agarose הוא יבש מדי, התאים עלולים לקרוס והתולעים לברוח. גמלון ידי התרחקות הדמיה הקרינה, להתרחק מוגבל על ידי הכמות הנמוכה של אור המתקבל בהגדלה נמוכה. כמו כן, Eמצלמות MCCD מותאמות לרגישות ולעתים קרובות יש רזולוציה נמוכה יחסית. עם זאת, גמלון הדמיה פי ארבעה הוא גם אפשרי. לדוגמא, ארבעה חדרים של 190 מיקרומטר x 190 מיקרומטר יכולים להתאים למסגרת אחת בעת השימוש 140X הגדלה (מושגת באמצעות 20X אובייקטיבי ומצלמה 0.7X הר) ופיקסל 512 x 512, 8 x 8 מ&quot;מ מצלמה. מצלמה ברזולוציה גבוהה עם שבב גדול (כגון מצלמות sCMOS, 16.6 מ&quot;מ x 14 מ&quot;מ שבב, 2560 x 2,560 פיקסלים = 5.5 מגה פיקסל) מייעלת גמלון של דסק&quot;ש והדמיה שדה בהיר. לדוגמא, עד 30 תולעי L1 ב190 מיקרומטר x 190 מיקרומטר תאים יכולים להתאים לכל מסגרת של המצלמה בעת השימוש בהגדלת 100x (ראה איור 3). בעיקרון, להתרחק וסריקה גם יכולה להיות משולבת כדי להשיג מספרים גדולים עוד יותר של בעלי חיים. רוב הנוירונים להישאר די טוב בפוקוס, כך שרק אחד מישור מוקד צריך להיות צילם. אם נוירונים נמצאים לצאת מהפוקוס, AZ סריקה באמצעות כונן piezo ניתן לקחת בכל פעם עמ &#39;oint. הסתגלות להתנהגויות שונות פרוטוקול זה נותן רעיון טוב של ההתנהגות על פני טווחי זמן ארוך. ברור, העיתוי של ההתפרצויות צריך להיות מותאם להתנהגויות שונות ושלבי חיים. מגבלות של הטכניקה מספר גורמים להגביל את משך הזמן של הדמיה. החשוב ביותר היא כמות המזון. ברגע שהמזון נצרך, זחלים יפסיקו לפתח. לפיכך, בתאים קטנים תולעים (190 x 190 מיקרומטר) לפתח עד שלב L3 ולאחר מכן לעצור. אם נדרש זמן ארוך יותר הדמיה, תאים גדולים יותר צריכים להיות בשימוש. משך הזמן המרבי של הדמיה לטווח הארוך הוא בטווח של 2.5 - 3 ימים. אם נדרש הדמיה יותר, התולעים צריכים להיות התאוששו והניחו לתאי חדשים. כאשר ההדמיה תולעים בוגרות, מגבלה אחרת נגרמת על ידי הצאצאים של התולעים האלה. תולעים בוגרות מטילות ביצים שממנו בוקע זחלים. זחלים אלה גם יישארו בתוך החדר, לצרוך מזון, ועלול להפריע לניתוח התמונה. אם צאצאים היא בעיה, פתרון הוא או להשתמש מבוגרים סטרילי או למקום שוב ושוב את התולעים לתאי טריים. כדי לשחזר תולעים, לוח agarose המכיל את התא הוא לחתוך חינם עם אזמל, הוא משך את coverslip, וממוקם על צלחת NGM שממנו ניתן לשחזר את התולעים. מגבלה נוספת היא ההגבלה של התולעים לאזורים קטנים יחסית. זה עלול להיות בעיה אם תנועה ארוך טווח צריכה להיות מנותחת. בעוד בעלי חיים בתאים יכולים להיות מגורה באופן מכאני וoptogenetically 21,27,34,35, הטבע האטום של החדר יקשה ליישם ממריצים מסיסים או הפכפכים. גזים ביולוגיות חשובים כגון חמצן או פחמן דו חמצני יכולים לפזר בחופשיות באגר. מאגר האוויר הגדול בצלחת צריך לשמור על ריכוז הגז בתאים קבועים על פני הזמן הדרוש לניסויים. עם זאת, יש לזכור כי concentratio החמצן המקומיn בתא עשוי להיות דומה יותר לתנאים שנמצאו בתרבות נוזלית מתרבות על הצלחת. משמעות ביחס לשיטות קיימות מכשירי microfluidic התקדמו התנהגות והתפתחותי מאוד למדו בג elegans. לעתים קרובות, מבני microfluidic עשויים 12 PDMS. כאן אנו מתארים פרוטוקול להפקת תאי תרבות microfluidic עשויים agarose. כוחה של טכניקה זו הוא השילוב של איכות גבוהה הדמיה, מתאם של התנהגות עם מדידות פיסיולוגיות, הדמיה לטווח ארוך, ותפוקה גבוהה באופן סביר. איכות תמונה גבוהה מושגת על ידי הדמיה באמצעות coverslip הזכוכית באמצעות מטרות NA גבוהות. כתוצאה מכך, ניתן לבצע הדמיה הקרינה כגון הדמיה סידן והדמיה confocal של מבני subcellular. בגלל בעלי החיים אינם משותקים כמו במערכות אחרות, זה מאפשר התאמה של התנהגות עם מדידות פיסיולוגיות. בקause יש בעלי החיים מזון בשפע, הם ממשיכים בפיתוח המאפשרים הדמיה לטווח ארוך. מערכת זו יכולה תולעים רבים תמונה בריצה אחת, כי בעלי חיים מוגבלים לתאי המוגדרים שלהם. כך, בשיטה זו ניתן לשנות בקלות 9,27,34-36. יישומים עתידיים עד כה, מערכת זו נעשתה שימוש בעיקר ללמוד שנת התנהגות בג זחלי elegans L1. עם זאת, ההסתגלות לכל השלבים תאפשר ללמוד מגוון רחב של התנהגויות גם בdauers ומבוגרים. מגוון רחב של התנהגויות ניתן ללמוד עם טכניקה זו החל הזדווגות להטלת ביצים.

Caenorhabditis elegans has been established as a model system to study behavior1. Due to its amenability to genetics, the molecular and cellular mechanisms underlying behavior can be studied. Many behaviors occur on long time scales. Two principal approaches can be used to observe motile animals over long time scales. The first approach is following the animal during movement using an automated stage or camera2-8 and the second is to restrict the movement to a range that is at least as small as the field of view of the camera9-14. Both methods have their advantages. Tracking allows following an animal over long spatial ranges but limits the number of animals that can be discerned in one experiment. Restricting the movement of the animals allows scaling up the observation to many individuals at the same time by using arrays of restricted compartments. 
Because the nematode is transparent, live fluorescent imaging can be performed non-invasively15. Calcium imaging provides a functional readout for the activity of excitable cells and is established for C. elegans16-20. Calcium enters the cell via channels in the plasma membrane that open upon depolarization. Thus, calcium acts as a proxy for neural activity. Calcium sensors can be grouped in two major classes, ratiometric and non-ratiometric sensors. Both classes employ conformational changes of calcium-binding proteins induced upon binding of calcium. Ratiometric sensors contain two fluorescent proteins. When the lower-wavelength fluorescent protein is excited, a part of the light energy is transmitted to the higher wavelength fluorescent protein as a function of their distance in a process called Fluorescence Resonance Energy Transfer or F&#246;rster Resonance Energy Transfer (FRET)21. Non-ratiometric sensors are based on circularly permuted GFP and employ de-quenching of the fluorophore caused by calcium binding22. Each class has its advantages. While ratiometric sensors are less sensitive to movement or expression artifacts, non-ratiometric sensors typically have a higher dynamic range. Both ratiometric and non-ratiometric sensors have been useful to study the activity of excitable cells in C. elegans16-20,23,24. 
When doing long-term fluorescence imaging, the experimenter will have to deal with several potential challenges: 1. Disturbance of behavior through excitation light: Worms are sensitive to short-wavelength fluorescence excitation light and avoid light from the violet to blue range that is used for calcium imaging25,26. Worms respond with either a backward or a forward escape response25,26. Thus, the amount of light needs to be controlled. 2. Bleaching of the fluorescent sensor protein: Often, bleaching of the fluorescent protein hampers long-term imaging. Typically, however, light intensities that are needed to observe bleaching are higher than the light intensities that cause disturbing effects on the behavior of the animals. Thus, bleaching is only a theoretical problem in this type of calcium imaging. 3. Worms inside the microchambers are not fixed and move constantly during wake behavior and images may appear blurred if the worm is not immobilized. All these challenges can be solved using extremely short exposure times with low light intensity. This can be realized by using a highly sensitive EMCCD camera with short exposure times and external triggering of a light emitting diode (LED). To expose the worms to the illumination light as briefly as possible (only during the exposure time of the camera) the LED is externally triggered using a transistor-transistor logic (TTL) signal that the camera emits during exposure resulting in an illumination of the worm for precisely the time the camera chip is exposed. This also means that the EMCCD chip will be dark during data readout, which is optimal for readout performance of this chip. 
Previously, agarose microchambers have been developed for long-term fluorescence imaging of C. elegans larvae9. Here, it is described how agarose micro-chambers can be used for long-term calcium imaging for any life stage of C. elegans, how calcium imaging can be performed, and how this method can be upscaled to assay many individual worms in parallel.

<table><tbody><tr><td>High melting point agarose</td><td>Fisher Bioreagents</td><td>BP(E)164-1000</td><td></td></tr><tr><td>Top Vision low melting point agarose</td><td>Thermo Scientific</td><td>R0801</td><td></td></tr><tr><td>LED system</td><td>CoolLED</td><td>pE-2</td><td></td></tr><tr><td>Compound microscope</td><td>Nikon</td><td>TiE</td><td></td></tr><tr><td>Stereomicroscope</td><td>Leica</td><td>M5</td><td></td></tr><tr><td>EMCCD camera</td><td>Andor</td><td>iXon 897</td><td>now sold as iXon Ultra 897</td></tr><tr><td>sCMOS camera</td><td>Andor</td><td>Neo</td><td></td></tr><tr><td>Plasma cleaner</td><td>Harrick</td><td>PDC-23G2</td><td></td></tr><tr><td>Lid heater</td><td>MPI workshop</td><td>custom made</td><td></td></tr><tr><td>Plastic dish</td><td>Falcon</td><td>08-757-100A</td><td></td></tr><tr><td>Z-stage for the microscope</td><td>Prior</td><td>Nano Scan Z</td><td></td></tr><tr><td>X-Y stage for the microscope</td><td>Prior</td><td>Proscan III</td><td></td></tr><tr><td>PDMS stamp</td><td>Abbott Laboratories</td><td>custom made</td><td></td></tr><tr><td>Red light filter</td><td>Chroma</td><td>ET660/50m</td><td></td></tr><tr><td>35 mm Petri dish</td><td>Falcon</td><td>Falcon Disposable Petri Dishes, Sterile, Corning</td><td></td></tr><tr><td>Double sided sticky tape</td><td>Sellotape/Henkel</td><td>double sided 25 mm x 33 m</td><td>alternatively advance double sided sticky tape from Rubance Adhesives can be used.</td></tr></tbody></table>

agarose microchambers for long-term calcium imaging of caenorhabditis elegans

ההתנהגות נשלטת על ידי מערכת העצבים. סידן הדמיה היא שיטה פשוטה בנמטודות השקופה Caenorhabditis elegans כדי למדוד את הפעילות של תאי עצב בהתנהגויות שונות. כדי לקשר בין פעילות עצבית בהתנהגות, בעלי החיים לא צריכים להיות משותקים אבל צריך להיות מסוגל לנוע. שינויים התנהגותיים רבים מתרחשים במהלך קשקשי זמן רבים ודורשים הקלטה על שעות רבות של התנהגות. זה גם עושה את זה הכרחי לתרבות התולעים בנוכחות מזון. איך יכולים להיות מתורבתים תולעים והפעילות העצבית שלהם צילמו על סולמות זמן רבים? Agarose Microchamber ההדמיה (AMI) פותחה בעבר לתרבות ולבחון זחלים קטנים ועכשיו הותאמה ללמוד את כל שלבי החיים המוקדם מL1 עד שלב הבוגר של ג elegans. ניתן לבצע AMI בשלבי חיים שונים של ג elegans. ההדמיה סידן לטווח ארוך מושגת בלי לשתק את בעלי החיים על ידי שימוש בחשיפות קצרה מופעלות חיצוני comתקופות- עם אלקטרון הכפלת הקלטת מכשיר מצלמה (EMCCD) תשלום מצמידים. להתרחק או סריקה יכולה בהיקף של עד בשיטה זו כדי תמונה עד 40 תולעים במקביל. לפיכך, שיטה מתוארת לתמונת התנהגות ופעילות עצבית על סולמות זמן רבים בכל שלבי החיים של ג elegans.

ניתן ליישם microchambers agarose לכל שלב בחיים של ג elegans. כפי שניתן לראות באיור 1 א, ניתן לצפות פיתוח זחל ושנת התנהגות במהלך lethargus L1. מוצגים הם בגדלים תא שהם 190 x 190 מיקרומטר, 10 מיקרומטר עמוקים. אם קשקשי זמן ארוכים יותר נדרשים, ניתן להשתמש בתאים גדולים יותר. כפי שניתן לראות באיור 1, באמצעות תא עם ממדים גדולים יותר (370 x 370 מיקרומטר, 25 מיקרומטר עמוקים) מאפשר פיתוח של ג elegans מביצה עד למבוגרים. תרשים 1C מציג ניתוח של שינויים ארוך טווח בהתנהגות באמצעות חיסור מסגרת של תולעת גדלה בתא מביצה עד למבוגרים. מוצגים הן עוצמות ממוצעים לאחר ניכוי מסגרת לפרצים נבחרו במהלך שרות וlethargus. נמוך העצימות הממוצעים לאחר ערכי חיסור המסגרת היא, נמוך הניידות של התולעת. מוצגים נבחרו עקבות פרץ ממצב בעקבות אחד ומצב lethargus אחד לכל שלב זחל.עלייה שנצפתה בעוצמה ממוצעת במהלך הפיתוח היא בעיקר בשל ניגוד וגודל מוגברים של בעלי החיים. 1D איור מראה זחל dauer, שלב חיים אלטרנטיבי שעוסק בתנאים סביבתיים שליליים 33 ב. גודל תא הוא 370 x 370 מיקרומטר, 15 מיקרומטר עמוקים. שים לב שזחל dauer הושם לתוך התא ללא חיידקים שבמזון, שיגרום יציאה מהשלב זחל dauer. איור 1E תערוכות תולעת בוגרת שכבר הטילה ביצים רבות לתוך התא. ממדי הלשכה משמשים למבוגרים היו 700 x 700 מיקרומטר, 45 מיקרומטר עמוקים. לבסוף, איור 1F תערוכות אנדרוגינוס מבוגר והזדווגות זכר בתוך תא בוגר. סידן הדמיה בתולעים ניע אפשרית עם חיישני סידן GCaMP. איורים 2A, הדמיה סידן תכנית ב &#39;של הפקודה interneuron AVA לזחל L1 27. איורים 2C, D להראות פעילות סידן לsaשלי סוג של נוירון בבעלי חיים מבוגרים. דרוג את הדמיה לטווח ארוכה הוא אפשרי על ידי סריקה ועל ידי התקרבות החוצה. איור 3 א מציג את איכות התמונה של הדמיה בו זמנית של 30 תולעים על שבב מצלמה אחת עם מצלמה 5 מגה פיקסל. איור 3 מציג את איכות התמונה של 4 תולעי סידן צילם בו זמנית. <img alt="איור 1" src="/files/ftp_upload/52742/52742fig1highres.jpg" width="700" /> איור 1. התאמת AMI לכל שלבי החיים של ג elegans. זחל () צילם מתחילת L1 עד השלב מוקדם בL2 190 x 190 מיקרומטר תאים. פיתוח (ב &#39;) מביצה עד מבוגרים בחדר 370 x 370 מיקרומטר. (ג) ניידות של תולעת הוערכה באמצעות חיסור מסגרת. מוצגת היא עוצמת הממוצעת של כל התמונות של התמונה לאחר חיסור מסגרת לסרט פרץ נבחר אחד לכל STA זחלGE לבעקבות והתנהגות lethargus. (ד) זחל dauer בהיעדר מזון בתא מיקרומטר 370 x 370. אנדרוגינוס (ה) למבוגרים עם ביצים רבות הניחו לx 700 700 מיקרומטר קאמרי. (F) הזדווגות של זכר ואנדרוגינוס בתוך חדר 700 x 700 מיקרומטר. YA פירוש מבוגרים צעירים. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52742/52742fig1highres.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <img alt="איור 2" src="/files/ftp_upload/52742/52742fig2highres.jpg" width="700" /> הדמיה איור 2. סידן עם עמי. () סידן הדמיה עם GCaMP3 בinterneuron פקודת AVA של זחלי L1 באמצעות האמרגן NMR-1. מוצגים הן שתי תמונות בצבעים מלאכותיים. בתמונה משמאל, הפעילות של AVA היא נמוכה והתולעת לא עושה תנועה לאחור. בתמונה מהימין הפעילות של AVA היא<html> גבוהה והתולעת, הוא נע לאחור. ארעיים סידן (ב &#39;) על פני זמן לתולעת L1. (C, D) ארעיים סידן בבעלי חיים מבוגרים. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52742/52742fig2highres.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <img alt="איור 3" src="/files/ftp_upload/52742/52742fig3highres.jpg" width="700" /> תולעי איור 3. הדמיה מרובה במקביל על ידי התקרבות החוצה. () הדמיה סימולטני של 30 תולעי L1 לכל מסגרת באמצעות 190 x 190 מיקרומטר תאים והגדלה 100x (באמצעות מטרת 10X) ושבב מצלמה 16.6 x 14 מ&quot;מ. הדמיה סימולטני של ארבעה תולעי L3 לכל מסגרת באמצעות 370 x 370 מיקרומטר תאים וההגדלה 100x ואזור של עניין של שבב מצלמה 16.6 x 14 מ&quot;מ (B).et = &quot;_ blank&quot;&gt; לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.

Watch this Scientific Journal Video about Agarose Microchambers for Long-term Calcium Imaging of Caenorhabditis elegans at JoVE.com

Agarose Microchambers for Long-term Calcium Imaging of Caenorhabditis elegans

Imaging behavior and neural activity over long time scales without immobilization of the animal is a prerequisite to understand behavior. Agarose microfluidic chambers imaging (AMI) can be used to image neural activity and behavior for all life stages of Caenorhabditis elegans.

Microchambers agarose לסידן הדמיה לטווח ארוך של<em&gt; Elegans Caenorhabditis</em

Behavior is controlled by the nervous system. Calcium imaging is a straightforward method in the transparent nematode Caenorhabditis elegans to measure ...

agarose-microchambers-for-long-term-calcium-imaging-caenorhabditis

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Agarose Microchambers for Long-term Calcium Imaging of Caenorhabditis elegans

9.5K Views.  Max Planck Institute for Biophysical Chemistry. Imaging behavior and neural activity over long time scales without immobilization of the animal is a prerequisite to understand behavior. Agarose microfluidic chambers imaging (AMI) can be used to image neural activity and behavior for all life stages of Caenorhabditis elegans. 

Video: Agarose Microchambers for Long-term Calcium Imaging of Caenorhabditis elegans

In Vivo Calcium Imaging in C. elegans Body Wall Muscles

The model organism C. elegans provides an excellent system to perform in vivo calcium imaging. Its transparent body and genetic manipulability allow for the targeted expression of genetically encoded calcium sensors. This protocol outlines the use of these sensors for the in vivo imaging of calcium dynamics in targeted cells, specifically the body wall muscles of the worms. By utilizing the co-expression of presynaptic channelrhodopsin, stimulation of acetylcholine release from excitatory motor neurons can be induced using blue light pulses, resulting in muscle depolarization and reproducible changes in cytoplasmic calcium levels. Two worm immobilization techniques are discussed with varying levels of difficulty. Comparison of these techniques demonstrates that both approaches preserve the physiology of the neuromuscular junction and allow for the reproducible quantification of calcium transients. By pairing optogenetics and functional calcium imaging, changes in postsynaptic calcium handling and homeostasis can be evaluated in a variety of mutant backgrounds. Data presented validates both immobilization techniques and specifically examines the roles of the C. elegans sarco(endo)plasmic reticular calcium ATPase and the calcium-activated BK potassium channel in the body wall muscle calcium regulation.

In Vivo Calcium Imaging in C. elegans Body Wall Muscles

This method provides a way to couple optogenetics and genetically encoded calcium sensors to image baseline cytosolic calcium levels and changes in evoked calcium transients in the body wall muscles of the model organism C. elegans.

בשנת הדמיה Vivo סידן בג. אלגיה שרירי הגוף

The model organism C. elegans provides an excellent system to perform in vivo calcium imaging. Its transparent body and genetic manipulability allow for ...

Biochemistry

In vivo Neuronal Calcium Imaging in C. elegans

The nematode worm C. elegans is an ideal model organism for relatively simple, low cost neuronal imaging in vivo. Its small transparent body and simple, well-characterized nervous system allows identification and fluorescence imaging of any neuron within the intact animal. Simple immobilization techniques with minimal impact on the animal's physiology allow extended time-lapse imaging. The development of genetically-encoded calcium sensitive fluorophores such as cameleon 1 and GCaMP 2 allow in vivo imaging of neuronal calcium relating both cell physiology and neuronal activity. Numerous transgenic strains expressing these fluorophores in specific neurons are readily available or can be constructed using well-established techniques. Here, we describe detailed procedures for measuring calcium dynamics within a single neuron in vivo using both GCaMP and cameleon. We discuss advantages and disadvantages of both as well as various methods of sample preparation (animal immobilization) and image analysis. Finally, we present results from two experiments: 1) Using GCaMP to measure the sensory response of a specific neuron to an external electrical field and 2) Using cameleon to measure the physiological calcium response of a neuron to traumatic laser damage. Calcium imaging techniques such as these are used extensively in C. elegans and have been extended to measurements in freely moving animals, multiple neurons simultaneously and comparison across genetic backgrounds. C. elegans presents a robust and flexible system for in vivo neuronal imaging with advantages over other model systems in technical simplicity and cost.

In vivo Neuronal Calcium Imaging in C. elegans

With its small transparent body, well-documented neuroanatomy and a host of amenable genetic techniques and reagents, C. elegans makes an ideal model organism for in vivo neuronal imaging using relatively simple, low-cost techniques. Here we describe single neuron imaging within intact adult animals using genetically encoded fluorescent calcium indicators.

בהדמיה עצבית סיד vivo ב C. elegans

The nematode worm C. elegans is an ideal model organism  for relatively simple, low cost neuronal imaging in vivo. Its small transparent body and simple, ...

Calcium Imaging in Freely Behaving Caenorhabditis elegans with Well-Controlled, Nonlocalized Vibration

Nonlocalized mechanical forces, such as vibrations and acoustic waves, influence a wide variety of biological processes from development to homeostasis. Animals cope with these stimuli by modifying their behavior. Understanding the mechanisms underlying such behavioral modification requires quantification of neural activity during the behavior of interest. Here, we report a method for calcium imaging in freely behaving Caenorhabditis elegans with nonlocalized vibration of specific frequency, displacement, and duration. This method allows the production of well-controlled, nonlocalized vibration using an acoustic transducer and quantification of evoked calcium responses at single-cell resolution. As a proof of principle, the calcium response of a single interneuron, AVA, during the escape response of C. elegans to vibration is demonstrated. This system will facilitate understanding of neural mechanisms underlying behavioral responses to mechanical stimuli.

Calcium Imaging in Freely Behaving Caenorhabditis elegans with Well-Controlled, Nonlocalized Vibration

Reported here is a system for calcium imaging in freely behaving Caenorhabditis elegans with well-controlled, nonlocalized vibration. This system allows researchers to evoke nonlocalized vibrations with well-controlled properties at nano-scale displacement and to quantify calcium currents during responses of C. elegans to the vibrations.

הדמיית סידן באלגנים של Caenorhabditis המתנהגים בחופשיות עם רטט מבוקר היטב, שאינו מלוטש

Nonlocalized mechanical forces, such as vibrations and acoustic waves, influence a wide variety of biological processes from development to homeostasis. ...

Behavior

A Microfluidic Platform for Longitudinal Imaging in Caenorhabditis elegans

In the last decade, microfluidic techniques have been applied to study small animals, including the nematode Caenorhabditis elegans, and have proved useful as a convenient live imaging platform providing capabilities for precise control of experimental conditions in real time. In this article, we demonstrate live imaging of individual worms employing WormSpa, a previously-published custom microfluidic device. In the device, multiple worms are individually confined to separate chambers, allowing multiplexed longitudinal surveillance of various biological processes. To illustrate the capability, we performed proof-of-principle experiments in which worms were infected in the device with pathogenic bacteria, and the dynamics of expression of immune response genes and egg laying were monitored continuously in individual animals. The simple design and operation of this device make it suitable for users with no previous experience with microfluidic-based experiments. We propose that this approach will be useful for many researchers interested in longitudinal observations of biological processes under well-defined conditions.

A Microfluidic Platform for Longitudinal Imaging in Caenorhabditis elegans

In this article, we demonstrate live imaging of individual worms employing a custom microfluidic device. In the device, multiple worms are individually confined to separate chambers, allowing multiplexed longitudinal surveillance of various biological processes.

פלטפורמה Microfluidic הדמיה האורך ב Caenorhabditis elegans

In the last decade, microfluidic techniques have been applied to study small animals, including the nematode Caenorhabditis elegans, and have proved ...

Bioengineering

Immobilization of Live Caenorhabditis elegans Individuals Using an Ultra-thin Polydimethylsiloxane Microfluidic Chip with Water Retention

Radiation is widely used for biological applications and for ion-beam breeding, and among these methods, microbeam irradiation represents a powerful means of identifying radiosensitive sites in living organisms. This paper describes a series of on-chip immobilization methods developed for the targeted microbeam irradiation of live individuals of Caenorhabditis elegans. Notably, the treatment of the polydimethylsiloxane (PDMS) microfluidic chips that we previously developed to immobilize C. elegans individuals without the need for anesthesia is explained in detail. This chip, referred to as a worm sheet, is resilient to allow the microfluidic channels to be expanded, and the elasticity allows animals to be enveloped gently. Also, owing to the self-adsorption capacity of the PDMS, animals can be sealed in the channels by covering the surface of the worm sheet with a thin cover film, in which animals are not pushed into the channels for enclosure. By turning the cover film over, we can easily collect the animals. Furthermore, the worm sheet shows water retention and allows C. elegans individuals to be subjected to microscopic observation for long periods under live conditions. In addition, the sheet is only 300 &#181;m thick, allowing heavy ions such as carbon ions to pass through the sheet enclosing the animals, thus allowing the ion particles to be detected and the applied radiation dose to be measured accurately. Because selection of the cover films used for enclosing the animals is very important for successful long-term immobilization, we conducted the selection of the suitable cover films and showed a recommended one among some films. As an application example of the chip, we introduced imaging observation of muscular activities of animals enclosing the microfluidic channel of the worm sheet, as well as the microbeam irradiation. These examples indicate that the worm sheets have greatly expanded the possibilities for biological experiments.

Immobilization of Live Caenorhabditis elegans Individuals Using an Ultra-thin Polydimethylsiloxane Microfluidic Chip with Water Retention

A series of immobilization methods has been established to allow the targeted irradiation of live Caenorhabditis elegans individuals using a recently developed ultra-thin polydimethylsiloxane microfluidic chip with water retention. This novel on-chip immobilization is also adequate for imaging observations. The detailed treatment and application examples of the chip are explained.

קיבעון של אנשים חיים Caenorhabditis elegans באמצעות שבב Microfluidic של דקים ועומדים בטמפרטורות Polydimethylsiloxane עם החזקת מים

Radiation is widely used for biological applications and for ion-beam breeding, and among these methods, microbeam irradiation represents a powerful means ...

Tracking Calcium in the Early Developmental Phases of C. elegans

In Vivo Visualization of Calcium Transients during Fertilization and Early Development in C. elegans

Calcium is an important signaling molecule during the oocyte-to-embryo transition (OET) and early embryogenesis. The hermaphroditic nematode Caenorhabditis elegans provides several unique advantages for the study of the OET as it is transparent and has an ordered gonad that produces one mature oocyte every ~23 min at 20 &#176;C. We have modified the genetically encoded calcium indicator jGCaMP7s to fluorescently indicate the moment of fertilization within a living organism. We have termed this reporter &#34;CaFE&#34; for Calcium during Fertilization in C. elegans. The CaFE reporter was&#160;engineered into a safe harbor locus in single copy, has no significant impact on physiology or fecundity, and produces a robust signal upon fertilization. Here, a series of protocols is presented for utilizing the CaFE reporter as an in vivo tool for dissecting the OET and embryogenesis. We include methods to synchronize worms, examine the effects of RNAi knockdown, mount worms for imaging, and to visualize calcium in oocytes and embryos. Additionally, we present the generation of additional worm strains to aid in this type of analysis. Demonstrating the utility of the CaFE reporter to visualize the timing of fertilization, we report that double ovulation occurs when ipp-5 is targeted by RNAi and that only the first oocyte undergoes immediate fertilization. Furthermore, the discovery of single-cell calcium transients during early embryogenesis is reported here, demonstrating that the CaFE reporter persists into early development. Importantly, the CaFE reporter in worms is simple enough to use for incorporation into course-based undergraduate research (CURE) laboratory classes. The CaFE reporter, coupled with the ordered gonad and ease of RNAi in worms, facilitates inquiry into the cell-cell dynamics required to regulate internal fertilization and early embryogenesis.

Here, we present protocols and tools for visualizing calcium during fertilization and early embryogenesis using a genetically encoded calcium reporter expressed in the germline of the model nematode C. elegans.

Calcium is an important signaling molecule during the oocyte-to-embryo transition (OET) and early embryogenesis. The hermaphroditic nematode ...

Developmental Biology

Ratiometric Calcium Imaging of Individual Neurons in Behaving Caenorhabditis Elegans

It has become increasingly clear that neural circuit activity in behaving animals differs substantially from that seen in anesthetized or immobilized animals. Highly sensitive, genetically encoded fluorescent reporters of Ca2+ have revolutionized the recording of cell and synaptic activity using non-invasive optical approaches in behaving animals. When combined with genetic and optogenetic techniques, the molecular mechanisms that modulate cell and circuit activity during different behavior states can be identified.
Here we describe methods for ratiometric Ca2+ imaging of single neurons in freely behaving Caenorhabditis elegans worms. We demonstrate a simple mounting technique that gently overlays worms growing on a standard Nematode Growth Media (NGM) agar block with a glass coverslip, permitting animals to be recorded at high-resolution during unrestricted movement and behavior. With this technique, we use the sensitive Ca2+ reporter GCaMP5 to record changes in intracellular Ca2+ in the serotonergic Hermaphrodite Specific Neurons (HSNs) as they drive egg-laying behavior. By co-expressing mCherry, a Ca2+-insensitive fluorescent protein, we can track the position of the HSN within ~ 1 &#181;m and correct for fluctuations in fluorescence caused by changes in focus or movement. Simultaneous, infrared brightfield imaging allows for behavior recording and animal tracking using a motorized stage. By integrating these microscopic techniques and data streams, we can record Ca2+ activity in the C. elegans egg-laying circuit as it progresses between inactive and active behavior states over tens of minutes.

Ratiometric Calcium Imaging of Individual Neurons in Behaving Caenorhabditis Elegans

This protocol describes the use of genetically encoded Ca2+ reporters to record changes in neural activity in behaving Caenorhabditis elegans worms. &#8195;

סידן רציומטרי הדמיה של נוירונים בודדים ב מתנהג Caenorhabditis Elegans

It has become increasingly clear that neural circuit activity in behaving animals differs substantially from that seen in anesthetized or immobilized ...

A Simple Microfluidic Chip for Long-Term Growth and Imaging of Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans (C. elegans) have proved to be a valuable model system for studying developmental and cell biological processes. Understanding these biological processes often requires long-term and repeated imaging of the same animal. Long recovery times associated with conventional immobilization methods done on agar pads have detrimental effects on animal health making it inappropriate to repeatedly image the same animal over long periods of time. This paper describes a microfluidic chip design, fabrication method, on-chip C. elegans culturing protocol, and three examples of long-term imaging to study developmental processes in individual animals. The chip, fabricated with polydimethylsiloxane and bonded on a cover glass, immobilizes animals on a glass substrate using an elastomeric membrane that is deflected using nitrogen gas. Complete immobilization of C. elegans enables robust time-lapse imaging of cellular and sub-cellular events in an anesthetic-free manner. A channel geometry with a large cross-section allows the animal to move freely within two partially sealed isolation membranes permitting growth in the channel with a continuous food supply. Using this simple chip, imaging of developmental phenomena such as neuronal process growth, vulval development, and dendritic arborization in the PVD sensory neurons, as the animal grows inside the channel, can be performed. The long-term growth and imaging chip operates with a single pressure line, no external valves, inexpensive fluidic consumables, and utilizes standard worm handling protocols that can easily be adapted by other laboratories using C. elegans.

A Simple Microfluidic Chip for Long-Term Growth and Imaging of Caenorhabditis elegans

The protocol describes a simple microfluidic chip design and microfabrication methodology used to grow C. elegans in presence of a continuous food supply for up to 36 h. The growth and imaging device also enables intermittent long-term high-resolution imaging of cellular and sub-cellular processes during development for several days.

שבב מיקרופלואידי פשוט לגדילה והדמיה ארוכת טווח של Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans (C. elegans) have proved to be a valuable model system for studying developmental and cell biological processes. Understanding ...

Subcellular Imaging of Neuronal Calcium Handling In Vivo

Calcium (Ca2+) imaging has been largely used to examine neuronal activity, but it is becoming increasingly clear that subcellular Ca2+ handling is a crucial component of intracellular signaling. The visualization of subcellular Ca2+ dynamics in vivo,&#160;where neurons can be studied in their native, intact circuitry, has proven technically challenging in complex nervous systems. The transparency and relatively simple nervous system of the nematode Caenorhabditis elegans enable the cell-specific expression and in vivo visualization of fluorescent tags and indicators. Among these are fluorescent indicators that have been modified for use in the cytoplasm as well as various subcellular compartments, such as the mitochondria. This protocol enables non-ratiometric Ca2+ imaging in vivo with a subcellular resolution that permits the analysis of Ca2+ dynamics down to the level of individual dendritic spines and mitochondria. Here, two available genetically encoded indicators with different Ca2+ affinities are used to demonstrate the use of this protocol for measuring relative Ca2+ levels within the cytoplasm or mitochondrial matrix in a single pair of excitatory interneurons (AVA). Together with the genetic manipulations and longitudinal observations possible in C. elegans, this imaging protocol may be useful for answering questions regarding how Ca2+ handling regulates neuronal function and plasticity.

Subcellular Imaging of Neuronal Calcium Handling In Vivo

The current methods describe a non-ratiometric approach for high-resolution, sub-compartmental calcium imaging in vivo in Caenorhabditis elegans using readily available genetically encoded calcium indicators.

הדמיה תת-תאית של טיפול בסידן עצבי ב-Vivo

Calcium (Ca2+) imaging has been largely used to examine neuronal activity, but it is becoming increasingly clear that subcellular Ca2+ handling is a ...

Calcium Imaging: A Method to Visualize Neural Activity in Live C. elegans

Source: Turek, M. et al. <a href="https://www.jove.com/video/52742/agarose-microchambers-for-long-term-calcium-imaging-caenorhabditis">Agarose Microchambers for Long-term Calcium Imaging of&#160;Caenorhabditis elegans.</a>&#160;J. Vis. Exp.&#160;(2015).
This video introduces the concepts behind calcium imaging and includes an example protocol for time-lapse imaging of worms contained in molded agarose wells.

הדמיית סידן: שיטה להמחשת פעילות עצבית ב- C. elegans חי

Source: Turek, M. et al. Agarose Microchambers for Long-term Calcium Imaging of&#160;Caenorhabditis elegans.&#160;J. Vis. Exp.&#160;(2015).
This video ...

Microchambers agarose לסידן הדמיה לטווח ארוך של

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video