Общество Макса Планка и стипендия Гёттинген Высшая школа младшая группа для HB профинансировал эту работу.

1. Приборы, культура, средства массовой информации, и тарелки <ol><li> Использование микроскопа, который способен держать образец в фокусе, и который оснащен автоматической стадии. Построить на заказ нагреватель крышки или приобрести коммерческую решение. Настройка LED-EMCCD камеры системы, в которой воздействие на камеру триггеры светодиодной подсветкой через сигнала TTL с помощью инструкции производителя. Примечание: См Обсуждение для деталей. </li><li> Polydimethylsiloxan (PDMS) марок: <ol><li> Изготовление печатей PDMS в Microfluidics объекте или имеют PDMS марки, произведенные в коммерческих литейного производства. Чтобы использовать коммерческую литейный, отправьте файл AutoCAD компании и указать глубину (15 мкм, например) устройства. После родов из литейного, вырезать чип PDMS в свои 16 марок с использованием скальпеля. </li><li> Облигации индивидуальный штамп в стекле с помощью воздушной плазмы. Для склеивания, выставить как PDMS штамп и предметное стекло для воздушной плазмы длябой 1 мин (при использовании максимальных настроек в плазме на уровне 0,5 мбар). Убедитесь, что поверхности для соединения лицом вверх в течение плазменной обработки. Затем поместите печать PDMS на стекло. </li></ol></li><li> Возьмите 3,5 см нижний блюдо и вырезать квадрат площадью 18 х 18 мм от центра нижней части блюдо с использованием вертикальной фрезерной машины и острые режущие поворотные. Использование низкой скорости вращения фрезы и медленной подачи, чтобы предотвратить плавление пластика из-за тепла, выделяемого при трении. Подготовьте несколько блюд одновременно. Примечание: В нижней тарелки можно использовать много раз после эксперимента, если он очищен после замачивания в чистый этанол O / N. </li><li> Агарозном: <ol><li> Растворите 3 г высокой плавления агарозы в 100 мл S-базальных (5,85 г NaCl, 1 г K 2 HPO 4, 6 г KH 2 PO 4, 1 мл холестерина (5 мг / мл в этаноле), H 2 O в 1 л, стерилизовать в автоклаве) при кипячении. Сделать аликвоты растворяли в 2 агарозном мл пробирки Эппендорф и Storе. Кроме того, подготовить партию низкой температурой плавления агарозы в точности так же, как в точке агарозы высокой температурой плавления. </li><li> Перед использованием разместить 3 аликвоты с высокой точкой плавления агарозы на нагревательном блоке при 95 - 98 ° С. Перед использованием поместите одну аликвоту точки легкоплавкого агарозы на нагревательном блоке при 95 - 98 ° С до тех пор, пока не расплавится и затем на нагревательном блоке при 30 - 35 ° С. </li></ol></li></ol> 2. Выбор Животные <ol><li> Вырастить червей при низкой плотности на сеяных NGM пластин для получения чистых животных. Убедитесь, что есть много еды и только несколько животных на тарелку. </li><li> Для изображения L1 личинок, передавать около 30 яиц, содержащих эмбрионы на стадии кренделя на свежий сеяной NGM пластины. Для передачи позже личиночной стадии или взрослых С Элеганс, передать около 30 червей на свежий сеяной NGM пластины. </li></ol> 3. Приготовление агарозных микрокамеры <ol><li> Подготовка блюдо: <ol><li>Возьмем пластиковую чашку с квадратным отверстием 18 х 18 мм в нижней части и поместите его вверх дном с отверстием вверх. Закройте отверстие путем размещения кусок двухсторонней клейкой ленты 20 х 20 мм на отверстие. Поверните блюдо вокруг так, что клейкая лента на дне и поставить блюдо на твердую поверхность. Вырезать отверстие бесплатно, используя скальпель. </li><li> Использование P1000 пипетки, заполнить 2 мл 3% высокой температурой плавления агарозы в S-базальной на блюдо. Поместите агарозы на область, которая окружает отверстие и пусть затвердевают. Подождите, пока агарозном твердого тела. </li><li> Повернитесь блюдо и снимите защитную пленку, которая покрывает двустороннюю клейкую ленту, чтобы липкая сторона будет оставаться на блюдо и будет подвергаться. Примечание: В результате тонкой кольцо из клейкой ленты будет окружать наружную поверхность отверстия. Агарозы служит в качестве резервуара влаги, которые затем окружают образец. </li></ol></li><li> Литье микрокамеры: <ol><li> Expose-йе PDMS поверхности для формования с воздушной плазмы для 20 - 60 сек. Примечание: Эта плазменная обработка оказывает PDMS поверхности гидрофильные, который предотвращает перехват воздушных пузырьков и производит резкие отпечатки. </li><li> Построить две распорки одинаковой высоты путем укладки 5 - 9 стеклянных слайдов. Место, параллельно с их длинных сторон, в первую прокладку стек, затем один стекло, затем снова стека спейсера. Поместите предметное стекло, содержащее штамп PDMS ортогонально через распорки. Высоту распорок так, чтобы было пространство около 1,5 мм между формующей поверхностью штампа PDMS и стекло одного. </li><li> Поместите каплю горячего жидкого точки агарозы тугоплавкого на одном стекле возле PDMS штамп и быстро сдвиньте PDMS штамп вертикально в жидкости агарозы. Пусть агарозном укрепить. Убедитесь, что он получает непрозрачный вид, что, как правило, занимает около 2 мин. Снять печать вертикально одним движением. Примечание: Это удобно GLие прокладка скользит вместе с двухсторонней клейкой лентой. Вертикальное перемещение штампа предотвращает пузырьки воздуха из застревать в агарозы. </li></ol></li><li> Передача яйца или червей вместе с OP50 бактерий на агарозы помощью тонкой платиновой проволоки выбор. Распределить одно яйцо или один червь за камере вместе с пищей с помощью глазом. Заполните около 30 яиц на одну агарозном площадку. </li><li> Вырезать агарозном плиту, содержащую заполненные микрокамеры в квадрат примерно 15 х 15 мм, так что это вписывается в отверстие в чашке. Возьмите квадратный агарозном плиту с пинцетом и поместить его с ног вниз на стекло покровное 20 х 20 мм. После того, как упал, не поднимайте его снова или сдвиньте его вокруг, потому что это может привести к бактерии и черви будут вытеснены из своих камер. </li><li> Ассамблея блюдо: <ol><li> Поместите покровным стеклом на открытии пластиковую чашку. Осторожно надавите на стекло покровное на кольцо из двухсторонней клейкой ленты.Позаботьтесь, чтобы не разбить стекло. </li><li> Поверните блюдо с ног на голову и использовать P1000 пипетки, чтобы заполнить пробел между агар плиты, содержащей микрокамеры и агарозном резервуара с жидким точки агарозы легкоплавкого охлаждают до 30 ° С. Подождите, пока агарозном укрепил. </li><li> Печать блюдо с крышкой. Для инвертированных микроскопов использовать с подогревом крышку. Для вертикальных микроскопов использовать обычный крышку и уплотнение блюдо парафильмом. </li></ol></li><li> После окончания подготовки микрокамеры, проверить их под стереомикроскопа. Правильное заполнение имеет решающее значение. Смотрите обсуждение для деталей. </li></ol> 4. Кальций изображений <ol><li> Используйте трансгенных линий, выражающих генетически закодированные датчики кальция, такие как HBR16 (goeIs5 [pnmr-1 :: SL1-GCaMP3.35-SL2 :: UNC-54-3&#39;UTR, UNC-119 (+)]) 27. </li><li> Используйте сложный микроскоп оборудованная для широкого поля эпифлуоресцентной. Подключите TTL выход EMCCD камеры наTTL вход светодиода, так что каждый раз, камера записывает кадр будет гореть образец. Используйте время экспозиции около 5 мс. Использование EM усиления в диапазоне 50 - 300. </li><li> Укажите ход взрыв фильм в течение 24 часов с каждого червя которая отображается каждые 15 - 30 мин сначала на 20 сек с ДВС, то в течение 20 сек с GFP флуоресценции для записи GCaMP, а затем принять окончательное изображение сигнала mKate2 берется контроль за уровнями экспрессии. Использование частоты кадров / сек 2 при каждом пакете. </li><li> Для визуального осмотра данных, использовать ложно-цветовую карту, чтобы увеличить видимость небольших изменений в интенсивности флуоресценции. Земля люминесцентные данные, как; F / F, F с того средняя базовая стоимость флуоресценции. Подробное описание анализа данных кальция можно найти в литературе 20. </li></ol> 5. Параллельно АМИ множественных Worms <ol><li> Поместите блюдо, содержащее микрокамеры на микроскопе, сосредоточить внимание на образец и привлечь autofoКас. Настройка протокола программного обеспечения, так что камера приобретает взрыв 40 кадров изображения в 20 сек каждые полчаса в течение 24 часов, что приведет к 1920 кадров в червя, разумное данных. Настройка сканирования так, чтобы он посещает каждый червь, используя стадию. Цель снимать около 30 червей в одном счете. </li><li> Image нескольких червей масштабирования из, т.е., используя нижнюю увеличение. Используйте более низкую увеличение охватывать несколько микрокамеры с чипом камеры и снимать несколько смежных микрокамеры одновременно. После окончания захвата изображения, отделить данные для каждого отдельного камере обрезка область интереса, охватывающего одно животное. </li><li> Чтобы быстро оценить данные мобильности, использовать рамки вычитание 28-32. </li></ol> 6. визуализации различных жизненных Этапы С Элеганс <ol><li> Используйте агарозные микрокамеры для всех стадий жизненного цикла C. Элеганс от L1 до взрослого и в том числе dauers. Используйте соответствующие размеры камеры для дифных этапах жизни, которые показаны в таблице 1. </li></ol><table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> Сценическую жизнь </td><td> Размер палата </td><td> Глубина камеры </td><td> Типичное время записи </td><td> Увеличение </td></tr><tr><td> L1 </td><td> 190 х 190 мкм </td><td> 10 - 15 мкм </td><td> яйцо - середина L2 </td><td> 400X </td></tr><tr><td> L2 </td><td> 370 х 370 мкм </td><td> 15 мкм </td><td> яйцо - L3 </td><td> 200X </td></tr><tr><td> Срок личинка </td><td> 370 х 370 мкм </td><td> 25 мкм </td><td> 4 дня </td><td> 200X </td></tr><tr><td> L3 </td><td> 700 х 700 мкм </td><td> 45 мкм </td><td> L2 - L4 </td><td> 200X </td></tr><tr><td> L4 </td><td> 700 х 700 мкм </td><td> 45 мкм </td><td> Молодой L4 - молодой взрослый </td><td> 100X </td></tr><tr><td> Молодая взрослая </td><td> 700 х 700 мкм </td><td> 45 мкм </td&gt; <td> 12 - 24 ч </td><td> 100X </td></tr></tbody></table> Таблица 1. Палата размеры для разных этапах жизни. Указаны размеры камеры и увеличениях, которые являются полезными для различных стадий, оптимизированных для 8 х 8 мм чип камеры.

<ol>
	<li>Brenner, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+genetics+of+Caenorhabditis+elegans.">The genetics of Caenorhabditis elegans.</a> Genetics. 77, 71-94 (1974).</li><li>Husson, S. J., Costa, W. S., Schmitt, C., Gottschalk, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Keeping+track+of+worm+trackers.">Keeping track of worm trackers.</a> WormBook. , 1-17 (2012).</li><li>Yemini, E., Jucikas, T., Grundy, L. J., Brown, A. E., Schafer, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+database+of+Caenorhabditis+elegans+behavioral+phenotypes.">A database of Caenorhabditis elegans behavioral phenotypes.</a> Nature Methods. 10, 877-879 (2013).</li><li>Likitlersuang, J., Stephens, G., Palanski, K., Ryu, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=C.+elegans+tracking+and+behavioral+measurement.">C. elegans tracking and behavioral measurement.</a> Journal of Visualized Experiments : JoVE. , e4094 (2012).</li><li>Yemini, E., Kerr, R. A., Schafer, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tracking+movement+behavior+of+multiple+worms+on+food.">Tracking movement behavior of multiple worms on food.</a> Cold Spring Harbor Protocols. 2011, 1483-1487 (2011).</li><li>Swierczek, N. A., Giles, A. C., Rankin, C. H., Kerr, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-throughput+behavioral+analysis+in.">High-throughput behavioral analysis in.</a> C. elegans. Nature Methods. 8, 592-598 (2011).</li><li>Ramot, D., Johnson, B. E., Berry, T. L., Carnell, L., Goodman, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Parallel+Worm+Tracker:+a+platform+for+measuring+average+speed+and+drug-induced+paralysis+in+nematodes.">The Parallel Worm Tracker: a platform for measuring average speed and drug-induced paralysis in nematodes.</a> PLoS One. 3, e2208 (2008).</li><li>Larsch, J., Ventimiglia, D., Bargmann, C. I., Albrecht, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-throughput+imaging+of+neuronal+activity+in+Caenorhabditis+elegans.">High-throughput imaging of neuronal activity in Caenorhabditis elegans.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences U S A. 110, E4266-E4273 (2013).</li><li>Bringmann, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Agarose+hydrogel+microcompartments+for+imaging+sleep-+and+wake-like+behavior+and+nervous+system+development+in+Caenorhabditis+elegans+larvae.">Agarose hydrogel microcompartments for imaging sleep- and wake-like behavior and nervous system development in Caenorhabditis elegans larvae.</a> Journal of Neuroscience Methods. 201, 78-88 (2011).</li><li>Yu, C. C., Raizen, D. M., Fang-Yen, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multi-well+imaging+of+development+and+behavior+in+Caenorhabditis+elegans.">Multi-well imaging of development and behavior in Caenorhabditis elegans.</a> Journal of Neuroscience Methods. 223, 35-39 (2014).</li><li>Luke, C. J., Niehaus, J. Z., O'Reilly, L. P., Watkins, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Non-microfluidic+methods+for+imaging+live.">Non-microfluidic methods for imaging live.</a> C. elegans. Methods. 68, 542-547 (2014).</li><li>San-Miguel, A., Lu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidics+as+a+tool+for+C.+elegans+research.">Microfluidics as a tool for C. elegans research.</a> WormBook. , 1-19 (2013).</li><li>Shi, W., Qin, J., Ye, N., Lin, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Droplet-based+microfluidic+system+for+individual+Caenorhabditis+elegans+assay.">Droplet-based microfluidic system for individual Caenorhabditis elegans assay.</a> Lab Chip. 8, 1432-1435 (2008).</li><li>Krajniak, J., Lu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+high-resolution+imaging+and+culture+of+C.+elegans+in+chip-gel+hybrid+microfluidic+device+for+developmental+studies.">Long-term high-resolution imaging and culture of C. elegans in chip-gel hybrid microfluidic device for developmental studies.</a> Lab Chip. 10, 1862-1868 (2010).</li><li>Chalfie, M., Tu, Y., Euskirchen, G., Ward, W. W., Prasher, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Green+fluorescent+protein+as+a+marker+for+gene+expression.">Green fluorescent protein as a marker for gene expression.</a> Science. 263, 802-805 (1994).</li><li>Kerr, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+imaging+of+calcium+transients+in+neurons+and+pharyngeal+muscle+of.">Optical imaging of calcium transients in neurons and pharyngeal muscle of.</a> C. elegans. Neuron. 26, 583-594 (2000).</li><li>Suzuki, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+imaging+of+C.+elegans+mechanosensory+neurons+demonstrates+a+specific+role+for+the+MEC-4+channel+in+the+process+of+gentle+touch+sensation.">In vivo imaging of C. elegans mechanosensory neurons demonstrates a specific role for the MEC-4 channel in the process of gentle touch sensation.</a> Neuron. 39, 1005-1017 (2003).</li><li>Hilliard, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+imaging+of+C.+elegans+ASH+neurons:+cellular+response+and+adaptation+to+chemical+repellents.">In vivo imaging of C. elegans ASH neurons: cellular response and adaptation to chemical repellents.</a> EMBO Journal. 24, 63-72 (2005).</li><li>Frokjaer-Jensen, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+voltage-gated+calcium+channel+subunit+genes+on+calcium+influx+in+cultured+C.+elegans+mechanosensory+neurons.">Effects of voltage-gated calcium channel subunit genes on calcium influx in cultured C. elegans mechanosensory neurons.</a> Journal of Neurobiology. 66, 1125-1139 (2006).</li><li>Kerr, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+the+activity+of+neurons+and+muscles.">Imaging the activity of neurons and muscles.</a> WormBook. , 1-13 (2006).</li><li>Miyawaki, A., Griesbeck, O., Heim, R., Tsien, R. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+and+quantitative+Ca2++measurements+using+improved+cameleons.">Dynamic and quantitative Ca2+ measurements using improved cameleons.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences U S A. 96, 2135-2140 (1999).</li><li>Nakai, J., Ohkura, M., Imoto, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+high+signal-to-noise+Ca(2+)+probe+composed+of+a+single+green+fluorescent+protein.">A high signal-to-noise Ca(2+) probe composed of a single green fluorescent protein.</a> Nature Biotechnology. 19, 137-141 (2001).</li><li>Akerboom, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetically+encoded+calcium+indicators+for+multi-color+neural+activity+imaging+and+combination+with+optogenetics.">Genetically encoded calcium indicators for multi-color neural activity imaging and combination with optogenetics.</a> Frontiers in Molecular Neuroscience. 6 (2), (2013).</li><li>Tian, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+neural+activity+in+worms,+flies+and+mice+with+improved+GCaMP+calcium+indicators.">Imaging neural activity in worms, flies and mice with improved GCaMP calcium indicators.</a> Nature Methods. 6, 875-881 (2009).</li><li>Edwards, S. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+molecular+solution+for+ultraviolet+light+detection+in+Caenorhabditis+elegans.">A novel molecular solution for ultraviolet light detection in Caenorhabditis elegans.</a> PLoS Biology. 6, e198 (2008).</li><li>Ward, A., Liu, J., Feng, Z., Xu, X. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Light-sensitive+neurons+and+channels+mediate+phototaxis+in+C.+elegans.">Light-sensitive neurons and channels mediate phototaxis in C. elegans.</a> Nat Neurosci. 11, 916-922 (2008).</li><li>Turek, M., Lewandrowski, I., Bringmann, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+AP2+transcription+factor+is+required+for+a+sleep-active+neuron+to+induce+sleep-like+quiescence+in.">An AP2 transcription factor is required for a sleep-active neuron to induce sleep-like quiescence in.</a> C. elegans. Current Biology. 23, 2215-2223 (2013).</li><li>Singh, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=C.+elegans+Notch+Signaling+Regulates+Adult+Chemosensory+Response+and+Larval+Molting+Quiescence.">C. elegans Notch Signaling Regulates Adult Chemosensory Response and Larval Molting Quiescence.</a> Current Biology. 21, 825-834 (2011).</li><li>Raizen, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lethargus+is+a+Caenorhabditis+elegans+sleep-like+state.">Lethargus is a Caenorhabditis elegans sleep-like state.</a> Nature. 451, 569-572 (2008).</li><li>Iwanir, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+microarchitecture+of+C.+elegans+behavior+during+lethargus:+homeostatic+bout+dynamics,+a+typical+body+posture,+and+regulation+by+a+central+neuron.">The microarchitecture of C. elegans behavior during lethargus: homeostatic bout dynamics, a typical body posture, and regulation by a central neuron.</a> Sleep. 36, 385-395 (2013).</li><li>Nagy, S., Raizen, D. M., Biron, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measurements+of+behavioral+quiescence+in+Caenorhabditis+elegans.">Measurements of behavioral quiescence in Caenorhabditis elegans.</a> Methods. , (2014).</li><li>Nagy, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+longitudinal+study+of+Caenorhabditis+elegans+larvae+reveals+a+novel+locomotion+switch,+regulated+by+Galphas+signaling.">A longitudinal study of Caenorhabditis elegans larvae reveals a novel locomotion switch, regulated by Galphas signaling.</a> eLife. 2, e00782 (2013).</li><li>Cassada, R. C., Russell, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+dauerlarva,+a+post-embryonic+developmental+variant+of+the+nematode+Caenorhabditis+elegans.">The dauerlarva, a post-embryonic developmental variant of the nematode Caenorhabditis elegans.</a> Developmental Biology. 46, 326-342 (1975).</li><li>Schwarz, J., Lewandrowski, I., Bringmann, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reduced+activity+of+a+sensory+neuron+during+a+sleep-like+state+in+Caenorhabditis+elegans.">Reduced activity of a sensory neuron during a sleep-like state in Caenorhabditis elegans.</a> Current Biology. 21, R983-R984 (2011).</li><li>Schwarz, J., Spies, J. P., Bringmann, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reduced+muscle+contraction+and+a+relaxed+posture+during+sleep-like+Lethargus.">Reduced muscle contraction and a relaxed posture during sleep-like Lethargus.</a> Worm. 1, 12-14 (2012).</li><li>Schwarz, J., Bringmann, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reduced+sleep-like+quiescence+in+both+hyperactive+and+hypoactive+mutants+of+the+Galphaq+Gene+egl-30+during+lethargus+in+Caenorhabditis+elegans.">Reduced sleep-like quiescence in both hyperactive and hypoactive mutants of the Galphaq Gene egl-30 during lethargus in Caenorhabditis elegans.</a> PLoS One. 8, e75853 (2013).</li></ol>

Авторы заявляют, что у них нет конкурирующих финансовых интересов.

Аппаратный Фокус микроскопа обычно дрейфуют во время длительного получения изображения. Для составных микроскопов, сосредоточиться поддержанию системы можно приобрести у крупных производителей микроскопов. В случае соединения микроскоп с регулировки фокуса слишком дорогой, простой альтернативы можно было бы использовать стереомикроскопа. Составные микроскопы позволяют использовать объективы с высокой числовой апертуры (NA), и может быть легко автоматизирован. Нефть цели 40X хорошо подходят. Погружение в воду линзы не идеально, потому что испарения при длительном изображений. Дифференциальный интерференционный контраст (DIC) генерирует хороший контраст, который помогает следить морфологические и поведенческие изменения, но простой визуализации светлое поле также может быть использован. Для DIC или изображений светлое поле, использовать красный свет, поместив красный светофильтр на пути диа-освещения микроскопа. Для сканирования нескольких микрокамеры автоматизированная этап необходим. Лучший производительность переменного токаhieved, когда ступень используется, что имеет нелинейную ускорение и замедление, и может быть установлен на малой скорости сканирования для предотвращения нарушения животных во время сканирования. Мы не наблюдали поведенческие реакции или увеличение кальция в нейронах механочувствительных (ALM и PLM) во время сканирования, предполагая, что медленное сканирование действительно не активировать систему механочувствительных червя (данные не показаны). Коммерческие Светодиодные системы могут быть использованы. Несколько компаний предлагают готовые к использованию решения, которые включают светодиоды на различных длинах волн. Светодиод должен иметь возможность запуска внешних светодиода с сигналом TTL. Высокочувствительный камеры необходим для визуализации кальция перемещения животных. EMCCD камеры являются наиболее чувствительными камерами на рынке. Камера должна иметь выход TTL во время экспозиции (также называется &quot;огонь&quot; выход). Крышка нагреватель для предотвращения образования конденсата на крышке, если с помощью инвертированного микроскопа. На прямой микроскоп, антенна будет располагаться так, чтобы крышка Wiбудете на дне и таким образом предотвращается конденсация и без крышки нагрева не требуется. Крышка должна плотно закрывать посуду, чтобы предотвратить испарение воды во время длительного изображений. PDMS марки Поверхность PDMS штамп, который содержит структуру для формования агарозы сталкивается от стекле, которая поддерживает печать PDMS. Список с компаниями, которые предлагают на заказ микрожидкостных чипы можно найти в Википедии ( <a href="http://en.wikipedia.org/wiki/List_of_microfluidics_related_companies" target="_blank">http://en.wikipedia.org/wiki/List_of_microfluidics_related_companies</a> ). Заполнение нематод в их камерах Это самый важный шаг в протоколе, и следующие пункты должны быть рассмотрены:) влажность агарозы имеет решающее значение для передачи червей и визуализации. Если агарозном слишком высокое содержание влаги, то есть, есть жидкость COVтч площадь в несколько микрокамеры, он не будет возможным распределить бактериальной пищи и червей контролируемым образом потому, что жидкость будет сделать бактерии утекают. Если агарозном слишком сухой, то бактерии и черви не могут получить от выбор легко, что означает, что увеличение силы должны быть использованы для падения червей и бактерий, которые легко приводит к повреждению агарозы. При заполнении много червей агарозы может высохнуть. В худшем случае агарозы будет настолько сухой, в конце концов, что камеры рухнет. Если агарозном слишком сухой он может быть регидратации, помещая маленькую каплю (приблизительно 2 мкл) S-базальной на стороне чипа, где нет никаких червей. Затем опустите платиновой проволоки забрать в жидкость и даже тянуть некоторые из жидкости в районе, где камеры, наполненной червями. Б) количество пищи имеет решающее значение для успешного долгосрочного изображений. Если не хватает еды, черви могут бежать из него. При наличии чрезмерного пищи полость камерыне будет вести себя как жидкость, а как твердое и позволит избежать черви из камеры отталкиваясь бактерии. Стремитесь получить бактериальную суспензию, которая заполняет всю камеру. Черви находятся в постоянном физическом контакте с поверхностью агара и стекла вдоль большей части своей длины во время эксперимента, и появляется ползет поведение, чтобы быть похожими на движения на тарелку и отличается от обмолота в жидкости. С) Механические повреждения агарозы может разрушить эксперимент. В порядке выбор имеет важное значение. Она не должна иметь острых углов. Мягкая ресниц прикреплены к концом пипетки может быть использован для перемещения бактерий или глистов в камеры вместо использованием платинового выбор. В большинстве случаев, однако, пересушенной агарозы является причиной повреждения. Выбор или ресниц, в идеале, только едва касаться самой агарозы, и водяной пленки на поверхности агарозном должны снять червей и бактерий. При герметизации камер, опять же, влага из агарозы имеет важное значение. Там не должнобыть свободной жидкости на поверхности агарозном потому что это может смыть бактерии и черви во время герметизации. Большие пузыри могут быть удалены путем осторожного подъема угол агара плиты. Мелкие пузырьки, которые меньше, чем камеры часто получают в ловушке внутри камер. Эти пузырьки не проблема, и исчезнет поглощения. После сборки блюдо, проверьте еще раз, что в агарозном не слишком сухой или слишком влажный. Камеры должны быть хорошо запечатаны и не должно быть любой поток жидкости между камерами. Если агарозном слишком влажная, камеры не будет запечатать должным образом. Черви могут убежать или их пища будет смыта. Если образец слишком влажный, просто откройте крышку и дайте высохнуть агарозы на минуту или две. Если агарозном слишком сухой, камеры могут рухнуть и черви избежать. Расширение путем увеличения из Для флуоресценции, масштабирование из ограничивается низким количеством света, полученного при более низких увеличениях. Кроме того, EКамеры MCCD оптимизированы для чувствительности и часто имеют относительно низкое разрешение. Тем не менее, расширения изображения в четыре раза можно хорошо. Например, четыре камеры 190 мкм х 190 мкм может поместиться на одном кадре при использовании 140x увеличение (достигнутый с помощью 20х объектива и камеры 0,7Х монтирования) и 512 х 512 пикселей, 8 х 8 мм камеры. Камера высокого разрешения с большим чипом (например, камер sCMOS, 16,6 мм х 14 мм чипа, 2560 х 2560 пикселей = 5,5 мегапикселя) оптимизирует расширения ДВС и визуализации ярко поля. Например, до 30 L1 червей в 190 мкм х 190 мкм камеры можно установить на каждом кадре этой камеры при использовании 100-кратном увеличении (рисунок 3). В принципе, увеличения и уменьшения масштаба сканирования также могут быть объединены, чтобы получить даже большее число животных. Большинство нейронов остаться хорошо в центре внимания, так что только один фокальной плоскости должен быть образ. Если нейроны находятся выйти из фокуса, AZ сканирование, используя пьезоприводу могут быть приняты в каждый момент времени рoint. Адаптация к разным поведением Этот протокол дает хорошее представление о поведении всей больших временных масштабах. Очевидно, что выбор времени всплесков должна быть адаптирована к различным поведения и жизненных этапах. Ограничения метода Несколько факторов ограничивают продолжительность визуализации. Наиболее важным является количество пищи. После того, как пища потребляется, личинки прекратить разработку. Таким образом, в небольших камерах черви (190 х 190 мкм) не развиваются до стадии L3, а затем арестовать. Если требуется более длительное время формирования изображения, большие камеры должны быть использованы. Максимальная продолжительность долгосрочного изображений находится в диапазоне 2,5 - 3 дня. Если больше изображений требуется, черви должны быть восстановлены и помещены в новые помещения. При визуализации взрослых червей, одно ограничение обусловлено потомства этих червей. Взрослые черви откладывают яйца, из которых отрождаются. Эти личинки также останется в камере, Потребляют пищу, и может нарушить анализа изображения. Если потомство проблема, решение либо использовать стерильные взрослых или повторно поместить червей в свежих камер. Чтобы восстановить червей, агарозы плиты, содержащий камеру режется бесплатно с помощью скальпеля, снимается покровное, и находится на качестве NGM пластины, из которой черви могут быть восстановлены. Другой предел ограничение червей в относительно небольших районах. Это может быть проблемой, если движение дальнего необходимо проанализировать. В то время как животные в камерах можно стимулировать механически и optogenetically 21,27,34,35, запечатаны характер камере будет трудно применять растворимые или летучие стимуляторов. Биологически важных газов, таких как кислород или двуокись углерода может свободно диффундировать в агар. Значительный резервуар воздуха в чашке должен поддерживать концентрации газов в камерах постоянной в течение времени, необходимого для экспериментов. Тем не менее, следует иметь в виду, что местное concentratio кислородап в камере может больше напоминают условия, найденные в жидкой культуре, чем культуры на тарелку. Значение по отношению к существующими методами Микрофлюидных устройства значительно продвинулись поведенческие и развития учился в С. Элеганс. Часто микрофлюидальные конструкции выполнены из ПДМС 12. Здесь мы опишем протокол для генерации микрожидкостных культуры камеры, сделанные из агарозы. Сила этого метода является сочетание высокого качества изображения, корреляция поведения с физиологическими измерений, долгосрочного изображений, и достаточно высокой пропускной способностью. Высокое качество изображения достигается за счет визуализации через покровного стекла с использованием высоких целей Н.А.. В результате флуоресценции изображений, таких как изображения кальция и конфокальной микроскопии субклеточных структур может быть выполнено. Потому что животные не заблокирован, как и в других системах, что позволяет корреляцию поведения с физиологическими измерений. БекAUSE животные имеют обильную пищу, они продолжают развивать позволяет долгосрочное изображений. Эта система может изображение много червей в одном счете, потому что животные ограничены их определенных камер. Таким образом, этот метод может быть легко масштабируется до 9,27,34-36. Будущие приложения Пока эта система была использована в основном для изучения поведения сна в С. Элеганс L1 личинок. Тем не менее, адаптация к всех этапах позволит изучить широкий спектр поведения и в dauers и взрослых. Широкий спектр поведений могут быть изучены с этой техникой, начиная от спаривания с откладки яиц.

Caenorhabditis elegans has been established as a model system to study behavior1. Due to its amenability to genetics, the molecular and cellular mechanisms underlying behavior can be studied. Many behaviors occur on long time scales. Two principal approaches can be used to observe motile animals over long time scales. The first approach is following the animal during movement using an automated stage or camera2-8 and the second is to restrict the movement to a range that is at least as small as the field of view of the camera9-14. Both methods have their advantages. Tracking allows following an animal over long spatial ranges but limits the number of animals that can be discerned in one experiment. Restricting the movement of the animals allows scaling up the observation to many individuals at the same time by using arrays of restricted compartments. 
Because the nematode is transparent, live fluorescent imaging can be performed non-invasively15. Calcium imaging provides a functional readout for the activity of excitable cells and is established for C. elegans16-20. Calcium enters the cell via channels in the plasma membrane that open upon depolarization. Thus, calcium acts as a proxy for neural activity. Calcium sensors can be grouped in two major classes, ratiometric and non-ratiometric sensors. Both classes employ conformational changes of calcium-binding proteins induced upon binding of calcium. Ratiometric sensors contain two fluorescent proteins. When the lower-wavelength fluorescent protein is excited, a part of the light energy is transmitted to the higher wavelength fluorescent protein as a function of their distance in a process called Fluorescence Resonance Energy Transfer or F&#246;rster Resonance Energy Transfer (FRET)21. Non-ratiometric sensors are based on circularly permuted GFP and employ de-quenching of the fluorophore caused by calcium binding22. Each class has its advantages. While ratiometric sensors are less sensitive to movement or expression artifacts, non-ratiometric sensors typically have a higher dynamic range. Both ratiometric and non-ratiometric sensors have been useful to study the activity of excitable cells in C. elegans16-20,23,24. 
When doing long-term fluorescence imaging, the experimenter will have to deal with several potential challenges: 1. Disturbance of behavior through excitation light: Worms are sensitive to short-wavelength fluorescence excitation light and avoid light from the violet to blue range that is used for calcium imaging25,26. Worms respond with either a backward or a forward escape response25,26. Thus, the amount of light needs to be controlled. 2. Bleaching of the fluorescent sensor protein: Often, bleaching of the fluorescent protein hampers long-term imaging. Typically, however, light intensities that are needed to observe bleaching are higher than the light intensities that cause disturbing effects on the behavior of the animals. Thus, bleaching is only a theoretical problem in this type of calcium imaging. 3. Worms inside the microchambers are not fixed and move constantly during wake behavior and images may appear blurred if the worm is not immobilized. All these challenges can be solved using extremely short exposure times with low light intensity. This can be realized by using a highly sensitive EMCCD camera with short exposure times and external triggering of a light emitting diode (LED). To expose the worms to the illumination light as briefly as possible (only during the exposure time of the camera) the LED is externally triggered using a transistor-transistor logic (TTL) signal that the camera emits during exposure resulting in an illumination of the worm for precisely the time the camera chip is exposed. This also means that the EMCCD chip will be dark during data readout, which is optimal for readout performance of this chip. 
Previously, agarose microchambers have been developed for long-term fluorescence imaging of C. elegans larvae9. Here, it is described how agarose micro-chambers can be used for long-term calcium imaging for any life stage of C. elegans, how calcium imaging can be performed, and how this method can be upscaled to assay many individual worms in parallel.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>high-melting point agarose</td>
			<td>Fisher Bioreagents</td>
			<td>BP(E)164-1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Top Vision Low Melting Point Agarose</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>R0801</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LED system</td>
			<td>CoolLED</td>
			<td>pE-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>compound microscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>TiE</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>stereomicroscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>M5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EMCCD camera</td>
			<td>Andor</td>
			<td>iXon 897</td>
			<td>now sold as iXon Ultra 897</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>sCMOS camera</td>
			<td>Andor</td>
			<td>Neo</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>plasma cleaner</td>
			<td>Harrick</td>
			<td>PDC-23G2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>lid heater</td>
			<td>MPI workshop</td>
			<td>custom made</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>plastic dish</td>
			<td>Falcon</td>
			<td>08-757-100A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>z-stage for the microscope</td>
			<td>Prior</td>
			<td>Nano Scan Z</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>x-y-stage for the microscope</td>
			<td>Prior</td>
			<td>Proscan III</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PDMS stamp</td>
			<td>Abbott Laboratories&#160;</td>
			<td>custom made</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>red light filter</td>
			<td>Chroma</td>
			<td>ET660/50m</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>35mm petri dish</td>
			<td>Falcon</td>
			<td colspan="2">Falcon Disposable Petri Dishes, Sterile, Corning</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>double sided sticky tape</td>
			<td>Sellotape/Henkel</td>
			<td>double sided 12mm x 33 m</td>
			<td>alternatively Advance double sided sticky tape from Rubance Adhesives can be used.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

agarose microchambers for long-term calcium imaging of caenorhabditis elegans

Поведение контролируется нервной системой. Кальций изображений простой метод в прозрачном нематоды Caenorhabditis Элеганс для измерения активности нейронов во время различных поведений. Чтобы сопоставить нейронной активности с поведением, животное не должно быть иммобилизованы, но должны быть в состоянии двигаться. Многие поведенческие изменения происходят во время длительных временных масштабах и требуют записи в течение многих часов поведения. Это также делает необходимым культуры червей в присутствии пищи. Как черви могут быть выращены и их нейронная активность отображены в течение длительного времени масштабах? Агарозном микрокамеры изображений (ОИМ) ранее разработана для культуры и наблюдать мелких личинок, а теперь были адаптированы, чтобы изучить все этапы жизни с раннего L1 до взрослой стадии С. Элеганс. AMI могут быть выполнены на различных этапах жизни С. Элеганс. Долгосрочный изображений кальция достигается без иммобилизации животных при помощи короткого внешне запускаются воздействия комсочетании с электронного умножителя с зарядовой связью записывающего устройства (EMCCD) камеры. Уменьшение масштаба или сканирование можно масштабировать до этого метод изображения до 40 червей параллельно. Таким образом, метод описан в поведении изображения и нейронной активности в течение длительного времени масштабах во всех жизненных этапах С. Элеганс.

Агарозы микрокамеры могут быть применены к любой стадии жизненного С. Элеганс. Как можно видеть на фиг.1А, может наблюдаться развитие личинок и поведение во сне L1 африканский трипаносомоз. Показаны размеры камеры, которые 190 х 190 мкм, 10 мкм глубоко. Если больше шкалы времени, необходимы более крупные камеры могут быть использованы. Как можно видеть на фиг.1В, с использованием камеры с более крупными размерами (370 х 370 мкм, глубиной 25 мкм) позволяет разрабатывать C. Элеганс от яйца до взрослого. Рисунок 1С показывает анализ долгосрочных изменений в поведении с использованием кадров вычитание червя не выросли в камере с яйцом до взрослого. Показаны средние интенсивности после вычитания кадра для выбранных очередей во время после и африканский трипаносомоз. Ниже среднего значения интенсивности после вычитания кадра, меньше подвижность червя. Показано выбраны серийной следы из одного состояния бодрствования и один африканский трипаносомоз состоянии на личиночной стадии.наблюдаемое увеличение средней интенсивности в процессе разработки, в основном из-за увеличения контраста и размера животного. Рисунок 1D показывает Срок личинку, альтернативный этап жизни, который занимается при неблагоприятных условиях окружающей среды 33. Размер палата 370 х 370 мкм, 15 мкм глубоко. Следует отметить, что личинка Срок был помещен в камеру без бактериальной пищи, которая может вызвать выход из Срок личиночной стадии. На рис 1E показан взрослых червей, которые уже заложен много яиц в камеру. Размеры камеры, используемые для взрослых были 700 х 700 мкм, 45 мкм глубоко. Наконец, рис 1F показывает взрослый гермафродита и мужской спаривания внутри взрослого камеры. Кальций изображений в подвижных червей можно с GCaMP датчиков кальция. 2А, В шоу изображений кальция в командной интернейрона AVA для L1 личинки 27. Цифры 2C, D показывают активность кальция для SAмне тип нейрона в взрослого животного. Расширение долгосрочного изображений можно путем сканирования и масштабирования из. Рисунок 3A показывает качество изображения одновременной визуализации 30 червей на одном чипе камеры с 5-мегапиксельной камерой. 3В показывает качество изображения 4 червей кальция отображаемого одновременно. <img alt="Фигура 1" src="/files/ftp_upload/52742/52742fig1highres.jpg" width="700" /> Рисунок 1. Адаптация AMI для всех стадий жизненного цикла C. Элеганс. () Личинка не отображены с раннего L1 до L2 ранней стадии в 190 х 190 мкм камер. (Б) разработка от яйца до взрослого в 370 х 370 мкм камеры. (С) Подвижность червя оценивается с помощью вычитания кадра. Показана средняя интенсивность всех фотографий изображения после вычитания кадра для одной выбранной серийной кино для каждого личиночной ГНАGE для после и африканский трипаносомоз поведения. (D) Срок личинка в отсутствие пищи в камере мкм 370 х 370. (Е) для взрослых гермафродитом со многими яиц в 700 х 700 мкм камеры. (F), Спаривание самца и гермафродит внутри 700 х 700 мкм камеры. Ю.А. означает молодых взрослых. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52742/52742fig1highres.jpg" target="_blank">Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.</a> <img alt="Рисунок 2" src="/files/ftp_upload/52742/52742fig2highres.jpg" width="700" /> Рисунок 2. Кальций изображений с ОИМ. () Кальций изображений с GCaMP3 в командной интернейрона AVA из L1 личинок с помощью ЯМР-1 промотор. Показаны два ложных цветных изображений. В левом изображении, деятельность AVA низкий и червь не делает обратную движению. В правом изображении деятельность AVA является<html> высокий, и червь движется в обратном направлении. переходные (Б) Кальций в течение долгого времени для червя L1. (С, D) переходные кальция у взрослого животного. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52742/52742fig2highres.jpg" target="_blank">Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.</a> <img alt="Рисунок 3" src="/files/ftp_upload/52742/52742fig3highres.jpg" width="700" /> Рисунок 3. визуализации нескольких червей параллельно увеличить масштаб. (A) Одновременное изображений 30 L1 червей в кадре с использованием 190 х 190 мкм камеры и увеличение 100X (с использованием цели 10X) и 16,6 х 14 мм чип камеры. (Б) Одновременная визуализация четырех L3 червей в кадре с использованием 370 х 370 мкм камер и 100-кратном увеличении и область интереса 16,6 х 14 мм чип камеры.ET = &quot;_ пустое&quot;&gt; Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.

Watch this Scientific Journal Video about Agarose Microchambers for Long-term Calcium Imaging of Caenorhabditis elegans at JoVE.com

Agarose Microchambers for Long-term Calcium Imaging of Caenorhabditis elegans

Imaging behavior and neural activity over long time scales without immobilization of the animal is a prerequisite to understand behavior. Agarose microfluidic chambers imaging (AMI) can be used to image neural activity and behavior for all life stages of Caenorhabditis elegans.

Агарозные микрокамеры для долгосрочного Кальций изображений<em&gt; Caenorhabditis Элеганс</em

Behavior is controlled by the nervous system. Calcium imaging is a straightforward method in the transparent nematode Caenorhabditis elegans to measure ...

agarose-microchambers-for-long-term-calcium-imaging-caenorhabditis

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Agarose Microchambers for Long-term Calcium Imaging of Caenorhabditis elegans

9.4K Views.  Max Planck Institute for Biophysical Chemistry. Imaging behavior and neural activity over long time scales without immobilization of the animal is a prerequisite to understand behavior. Agarose microfluidic chambers imaging (AMI) can be used to image neural activity and behavior for all life stages of Caenorhabditis elegans. 

Video: Agarose Microchambers for Long-term Calcium Imaging of Caenorhabditis elegans

C. elegans Positive Butanone Learning, Short-term, and Long-term Associative Memory Assays

The memory of experiences and learned information is critical for organisms to make choices that aid their survival. C. elegans navigates its environment through neuron-specific detection of food and chemical odors1, 2, and can associate nutritive states with chemical odors3, temperature4, and the pathogenicity of a food source5.
Here, we describe assays of C. elegans associative learning and short- and long-term associative memory. We modified an aversive olfactory learning paradigm6 to instead produce a positive response; the assay involves starving ~400 worms, then feeding the worms in the presence of the AWC neuron-sensed volatile chemoattractant butanone at a concentration that elicits a low chemotactic index (similar to Toroyama et al.7). A standard population chemotaxis assay1 tests the worms' attraction to the odorant immediately or minutes to hours after conditioning.
After conditioning, wild-type animals' chemotaxis to butanone increases ~0.6 Chemotaxis Index units, its "Learning Index". Associative learning is dependent on the presence of both food and butanone during training. Pairing food and butanone for a single conditioning period ("massed training") produces short-term associative memory that lasts ~2 hours. Multiple conditioning periods with rest periods between ("spaced training") yields long-term associative memory (&lt;40 hours), and is dependent on the cAMP Response Element Binding protein (CREB),6 a transcription factor required for long-term memory across species.8
Our protocol also includes image analysis methods for quick and accurate determination of chemotaxis indices. High-contrast images of animals on chemotaxis assay plates are captured and analyzed by worm counting software in MatLab. The software corrects for uneven background using a morphological tophat transformation.9 Otsu's method is then used to determine a threshold to separate worms from the background.10 Very small particles are removed automatically and larger non-worm regions (plate edges or agar punches) are removed by manual selection. The software then estimates the size of single worm by ignoring regions that are above a specified maximum size and taking the median size of the remaining regions. The number of worms is then estimated by dividing the total area identified as occupied by worms by the estimated size of a single worm.
We have found that learning and short- and long-term memory can be distinguished, and that these processes share similar key molecules with higher organisms.6,8 Our assays can quickly test novel candidate genes or molecules that affect learning and short- or long-term memory in C. elegans that are relevant across species.

C. elegans Positive Butanone Learning, Short-term, and Long-term Associative Memory Assays

Here we describe methods to test C. elegans associative learning and short- and long-term associative memory. These population assays employ the worms abilities to chemotax toward volatile odorants, and form positive associations upon pairing food with the chemoattractant butanone. Increasing the number of conditioning periods induces long-term memory.

Элеганс C. Положительные обучения бутанон, краткосрочный и долгосрочный Ассоциативные Анализы памяти

The memory of experiences and learned information is critical for organisms to make choices that aid their survival. C. elegans navigates its environment ...

A Polished and Reinforced Thinned-skull Window for Long-term Imaging of the Mouse Brain

In vivo imaging of cortical function requires optical access to the brain without disruption of the intracranial environment. We present a method to form a polished and reinforced thinned skull (PoRTS) window in the mouse skull that spans several millimeters in diameter and is stable for months. The skull is thinned to 10 to 15 &mu;m in thickness with a hand held drill to achieve optical clarity, and is then overlaid with cyanoacrylate glue and a cover glass to: 1) provide rigidity, 2) inhibit bone regrowth and 3) reduce light scattering from irregularities on the bone surface. Since the skull is not breached, any inflammation that could affect the process being studied is greatly reduced. Imaging depths of up to 250 &mu;m below the cortical surface can be achieved using two-photon laser scanning microscopy. This window is well suited to study cerebral blood flow and cellular function in both anesthetized and awake preparations. It further offers the opportunity to manipulate cell activity using optogenetics or to disrupt blood flow in targeted vessels by irradiation of circulating photosensitizers.

We present a method to form an imaging window in the mouse skull that spans millimeters and is stable for months without inflammation of the brain. This method is well suited for longitudinal studies of blood flow, cellular dynamics, and cell/vascular structure using two-photon microscopy.

Полированные и железобетона тоньше череп-Window для долгосрочных изображений из мозга мыши

In vivo imaging of cortical function requires optical access to the brain without disruption of the intracranial environment. We present a method to form ...

A Molecular Readout of Long-term Olfactory Adaptation in C. elegans

During sustained stimulation most sensory neurons will adapt their response by decreasing their sensitivity to the signal. The adaptation response helps shape attention and also protects cells from over-stimulation. Adaptation within the olfactory circuit of C. elegans was first described by Colbert and Bargmann1,2. Here, the authors defined parameters of the olfactory adaptation paradigm, which they used to design a genetic screen to isolate mutants defective in their ability to adapt to volatile odors sensed by the Amphid Wing cells type C (AWC) sensory neurons. When wildtype C. elegans animals are exposed to an attractive AWC-sensed odor3 for 30 min they will adapt their responsiveness to the odor and will then ignore the adapting odor in a chemotaxis behavioral assay for ~1 hr. When wildtype C. elegans animals are exposed to an attractive AWC-sensed odor for ~1 hr they will then ignore the adapting odor in a chemotaxis behavioral assay for ~3 hr. These two phases of olfactory adaptation in C. elegans were described as short-term olfactory adaptation (induced after 30 min odor exposure), and long-term olfactory adaptation (induced after 60 min odor exposure). Later work from L'Etoile et al.,4 uncovered a Protein Kinase G (PKG) called EGL-4 that is required for both the short-term and long-term olfactory adaptation in AWC neurons. The EGL-4 protein contains a nuclear localization sequence that is necessary for long-term olfactory adaptation responses but dispensable for short-term olfactory adaptation responses in the AWC4. By tagging EGL-4 with a green fluorescent protein, it was possible to visualize the localization of EGL-4 in the AWC during prolonged odor exposure. Using this fully functional GFP-tagged EGL-4 (GFP::EGL-4) molecule we have been able to develop a molecular readout of long-term olfactory adaptation in the AWC5. Using this molecular readout of olfactory adaptation we have been able to perform both forward and reverse genetic screens to identify mutant animals that exhibit defective subcellular localization patterns of GFP::EGL-4 in the AWC6,7. Here we describe: 1) the construction of GFP::EGL-4 expressing animals; 2) the protocol for cultivation of animals for long-term odor-induced nuclear translocation assays; and 3) the scoring of the long-term odor-induced nuclear translocation event and recovery (re-sensitization) from the nuclear GFP::EGL-4 state.

A Molecular Readout of Long-term Olfactory Adaptation in C. elegans

Here we describe a molecular readout of long-term olfactory adaptation in Caenorhabditis elegans. The Protein Kinase G, EGL-4, is necessary for stable adaptation responses in the primary sensory neuron pair called AWC. During prolonged odor exposure EGL-4 translocates from the cytosol to nucleus of the AWC.

Молекулярная Считывание Долгосрочные обонятельной адаптации в<em&gt; C. Элеганс</em

During sustained stimulation most sensory neurons will adapt their response by decreasing their sensitivity to the signal. The adaptation response helps ...

In vivo Neuronal Calcium Imaging in C. elegans

The nematode worm C. elegans is an ideal model organism for relatively simple, low cost neuronal imaging in vivo. Its small transparent body and simple, well-characterized nervous system allows identification and fluorescence imaging of any neuron within the intact animal. Simple immobilization techniques with minimal impact on the animal's physiology allow extended time-lapse imaging. The development of genetically-encoded calcium sensitive fluorophores such as cameleon 1 and GCaMP 2 allow in vivo imaging of neuronal calcium relating both cell physiology and neuronal activity. Numerous transgenic strains expressing these fluorophores in specific neurons are readily available or can be constructed using well-established techniques. Here, we describe detailed procedures for measuring calcium dynamics within a single neuron in vivo using both GCaMP and cameleon. We discuss advantages and disadvantages of both as well as various methods of sample preparation (animal immobilization) and image analysis. Finally, we present results from two experiments: 1) Using GCaMP to measure the sensory response of a specific neuron to an external electrical field and 2) Using cameleon to measure the physiological calcium response of a neuron to traumatic laser damage. Calcium imaging techniques such as these are used extensively in C. elegans and have been extended to measurements in freely moving animals, multiple neurons simultaneously and comparison across genetic backgrounds. C. elegans presents a robust and flexible system for in vivo neuronal imaging with advantages over other model systems in technical simplicity and cost.

In vivo Neuronal Calcium Imaging in C. elegans

With its small transparent body, well-documented neuroanatomy and a host of amenable genetic techniques and reagents, C. elegans makes an ideal model organism for in vivo neuronal imaging using relatively simple, low-cost techniques. Here we describe single neuron imaging within intact adult animals using genetically encoded fluorescent calcium indicators.

В естественных нейронных изображений кальция в C. Элеганс

The nematode worm C. elegans is an ideal model organism  for relatively simple, low cost neuronal imaging in vivo. Its small transparent body and simple, ...

A Caenorhabditis elegans Model System for Amylopathy Study

Amylopathy is a term that describes abnormal synthesis and accumulation of amyloid beta (A&beta;) in tissues with time. A&beta; is a hallmark of Alzheimer's disease (AD) and is found in Lewy body dementia, inclusion body myositis and cerebral amyloid angiopathy 1-4. Amylopathies progressively develop with time. For this reason simple organisms with short lifespans may help to elucidate molecular aspects of these conditions. Here, we describe experimental protocols to study A&beta;-mediated neurodegeneration using the worm Caenorhabditis elegans. Thus, we construct transgenic worms by injecting DNA encoding human A&beta;42 into the syncytial gonads of adult hermaphrodites. Transformant lines are stabilized by a mutagenesis-induced integration. Nematodes are age synchronized by collecting and seeding their eggs. The function of neurons expressing A&beta;42 is tested in opportune behavioral assays (chemotaxis assays). Primary neuronal cultures obtained from embryos are used to complement behavioral data and to test the neuroprotective effects of anti-apoptotic compounds.

A Caenorhabditis elegans Model System for Amylopathy Study

We describe methods to study aspects of amylopathies in the worm C. elegans. We show how to construct worms expressing human A&beta;42 in neurons and how to test their function in behavioral assays. We further show how to obtain primary neuronal cultures that can be used for pharmacological testing.

<em&gt; Caenorhabditis Элеганс</em&gt; Модельной системы для исследования Amylopathy

Amylopathy is a term that describes abnormal synthesis and accumulation of amyloid beta (A&beta;) in tissues with time. A&beta; is a hallmark of ...

Methods for Studying the Mechanisms of Action of Antipsychotic Drugs in Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans is a simple genetic organism amenable to large-scale forward and reverse genetic screens and chemical genetic screens. The C. elegans genome includes potential antipsychotic drug (APD) targets conserved in humans, including genes encoding proteins required for neurotransmitter synthesis and for synaptic structure and function. APD exposure produces developmental delay and/or lethality in nematodes in a concentration-dependent manner. These phenotypes are caused, in part, by APD-induced inhibition of pharyngeal pumping1,2. Thus, the developmental phenotype has a neuromuscular basis, making it useful for pharmacogenetic studies of neuroleptics. Here we demonstrate detailed procedures for testing APD effects on nematode development and pharyngeal pumping. For the developmental assay, synchronized embryos are placed on nematode growth medium (NGM) plates containing APDs, and the stages of developing animals are then scored daily. For the pharyngeal pumping rate assay, staged young adult animals are tested on NGM plates containing APDs. The number of pharyngeal pumps per unit time is recorded, and the pumping rate is calculated. These assays can be used for studying many other types of small molecules or even large molecules.

Methods for Studying the Mechanisms of Action of Antipsychotic Drugs in Caenorhabditis elegans

Approaches for testing the effects of antipsychotic drugs (APDs) in Caenorhabditis elegans are demonstrated. Assays are described for testing drug effects on development and viability and on pharyngeal pumping rate. These methods are also applicable for pharmacogenetic experiments with drug classes other than APDs.

Методы изучения механизмов действия антипсихотических препаратов в<em&gt; Caenorhabditis Элеганс</em

Caenorhabditis elegans is a simple genetic organism amenable to  large-scale forward and reverse genetic screens and chemical genetic screens. The C.  ...

Long-term Behavioral Tracking of Freely Swimming Weakly Electric Fish

Long-term behavioral tracking can capture and quantify natural animal behaviors, including those occurring infrequently. Behaviors such as exploration and social interactions can be best studied by observing unrestrained, freely behaving animals. Weakly electric fish (WEF) display readily observable exploratory and social behaviors by emitting electric organ discharge (EOD). Here, we describe three effective techniques to synchronously measure the EOD, body position, and posture of a free-swimming WEF for an extended period of time. First, we describe the construction of an experimental tank inside of an isolation chamber designed to block external sources of sensory stimuli such as light, sound, and vibration. The aquarium was partitioned to accommodate four test specimens, and automated gates remotely control the animals&#39; access to the central arena. Second, we describe a precise and reliable real-time EOD timing measurement method from freely swimming WEF. Signal distortions caused by the animal&#39;s body movements are corrected by spatial averaging and temporal processing stages. Third, we describe an underwater near-infrared imaging setup to observe unperturbed nocturnal animal behaviors. Infrared light pulses were used to synchronize the timing between the video and the physiological signal over a long recording duration. Our automated tracking software measures the animal&#39;s body position and posture reliably in an aquatic scene. In combination, these techniques enable long term observation of spontaneous behavior of freely swimming weakly electric fish in a reliable and precise manner. We believe our method can be similarly applied to the study of other aquatic animals by relating their physiological signals with exploratory or social behaviors.

We describe a set of techniques for studying spontaneous behavior of freely swimming weakly electric fish over an extended period of time, by synchronously measuring the animal&#39;s electric organ discharge timing, body position and posture both accurately and reliably in a specially designed aquarium tank inside a sensory isolation chamber.

Долгосрочный Поведенческая Отслеживание свободно плавающих слабо электрических рыб

Long-term behavioral tracking can capture and quantify natural animal behaviors, including those occurring infrequently. Behaviors such as exploration and ...

Long-term Time Lapse Imaging of Mouse Cochlear Explants

Here we present a method for long-term time-lapse imaging of live embryonic mouse cochlear explants. The developmental program responsible for building the highly ordered, complex structure of the mammalian cochlea proceeds for around ten days. In order to study changes in gene expression over this period and their response to pharmaceutical or genetic manipulation, long-term imaging is necessary. Previously, live imaging has typically been limited by the viability of explanted tissue in a humidified chamber atop a standard microscope. Difficulty in maintaining optimal conditions for culture growth with regard to humidity and temperature has placed limits on the length of imaging experiments. A microscope integrated into a modified tissue culture incubator provides an excellent environment for long term-live imaging. In this method we demonstrate how to establish embryonic mouse cochlear explants and how to use an incubator microscope to conduct time lapse imaging using both bright field and fluorescent microscopy to examine the behavior of a typical embryonic day (E) 13 cochlear explant and Sox2, a marker of the prosensory cells of the cochlea, over 5 days.

Live imaging of the embryonic mammalian cochlea is challenging because the developmental processes at hand operate on a temporal gradient over ten days. Here we present a method for culturing and then imaging embryonic cochlear explant tissue taken from a fluorescent reporter mouse over five days.

Долгосрочный длительной Визуализация мыши Cochlear эксплантов

Here we present a method for long-term time-lapse imaging of live embryonic mouse cochlear explants. The developmental program responsible for building ...

A Caenorhabditis elegans Nutritional-status Based Copper Aversion Assay

To ensure survival, organisms must be capable of avoiding unfavorable habitats while ensuring a consistent food source. Caenorhabditis elegans alter their locomotory patterns upon detection of diverse environmental stimuli and can modulate their suite of behavioral responses in response to starvation conditions. Nematodes typically exhibit a decreased aversive response when removed from a food source for over 30 min. Observation of behavioral changes in response to a changing nutritional status can provide insight into the mechanisms that regulate the transition from a well-fed to starved state.
We have developed an assay that measures a nematode&#39;s ability to cross an aversive barrier (i.e. copper) then reach a food source over a prolonged period of time. This protocol builds upon previous work by integrating multiple variables in a manner that allows for continued data collection as the organisms shift towards an increasingly starved condition. Moreover, this assay permits an increased sample size so that larger populations of nematodes can be simultaneously evaluated.
Organisms defective for the ability to detect or respond to copper immediately cross the chemical barrier, while wild type nematodes are initially repelled. As wild type worms are increasingly starved, they begin to cross the barrier and reach the food source. We designed this assay to evaluate a mutant that is incapable of responding to diverse environmental cues, including food sensation or detection of aversive chemicals. When evaluated via this protocol, the defective organisms immediately crossed the barrier, but were also incapable of detecting a food source. Hence, these mutants repeatedly cross the chemical barrier despite temporarily reaching a food source. This assay can straightforwardly test populations of worms to evaluate potential pathway defects related to aversion and starvation.

A Caenorhabditis elegans Nutritional-status Based Copper Aversion Assay

Here, we present a Caenorhabditis elegans-specific assay designed to evaluate changes in copper aversion behavior and the ability to locate a common food source, as the organism progresses from a well-fed to starved nutritional state.

<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; Анализ на основе меди на основе питательных веществ

To ensure survival, organisms must be capable of avoiding unfavorable habitats while ensuring a consistent food source. Caenorhabditis elegans alter their ...

Generation and Long-term Maintenance of Nerve-free Hydra

The interstitial cell lineage of Hydra includes multipotent stem cells, and their derivatives: gland cells, nematocytes, germ cells, and nerve cells. The interstitial cells can be eliminated through two consecutive treatments with colchicine, a plant-derived toxin that kills dividing cells, thus erasing the potential for renewal of the differentiated cells that are derived from the interstitial stem cells. This allows for the generation of Hydra that lack nerve cells. A nerve-free polyp cannot open its mouth to feed, egest, or regulate osmotic pressure. Such animals, however, can survive and be cultured indefinitely in the laboratory if regularly force-fed and burped. The lack of nerve cells allows for studies of the role of the nervous system in regulating animal behavior and regeneration. Previously published protocols for nerve-free Hydra maintenance involve outdated techniques such as mouth-pipetting with hand-pulled micropipette tips to feed and clean the Hydra. Here, an improved protocol for maintenance of nerve-free Hydra is introduced. Fine-tipped forceps are used to force open the mouth and insert freshly killed Artemia. Following force-feeding, the body cavity of the animal is flushed with fresh medium using a syringe and hypodermic needle to remove undigested material, referred to here as "burping". This new method of force-feeding and burping nerve-free Hydra through the use of forceps and syringes eliminates the need for mouth-pipetting using hand-pulled micropipette tips. It thus makes the process safer and significantly more time efficient. To ensure that the nerve cells in the hypostome have been eliminated, immunohistochemistry using anti-tyrosine-tubulin is conducted.

Generation and Long-term Maintenance of Nerve-free Hydra

Through a double treatment with colchicine, a plant-derived toxin that kills dividing cells, nerve-free Hydra vulgaris can be generated. These Hydra cannot feed or egest on their own. This paper describes an improved method for long-term maintenance of nerve free Hydra vulgaris in the laboratory.

Поколение и долгосрочное содержание без нервов<em&gt; Hydra</em

The interstitial cell lineage of Hydra includes multipotent stem cells, and their derivatives: gland cells, nematocytes, germ cells, and nerve cells. The ...