Name: cardiac pressure-volume loop analysis using conductance catheters in mice
Uploaded: 2015-09-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 15 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Cardiac Pressure-Volume Loop Analysis Using Conductance Catheters in Mice at JoVE.com

עבודה זו נתמכת על ידי איגוד הלב האמריקאי 14FTF20370058 (DMA) וNIH T32 HL007101-35 (DMA).

1. הכנות מוליכות צנתר וכיול לחץ <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר קטטר מוליכות למודול קטטר המודינמית. אלקטרוני לכייל מדידות לחץ ונפח על ידי הקלטת לחץ קבוע מראש ונפח מוגדר על מודול קטטר. להקליט מעקב של 0 מ&quot;מ כספית ו -25 מ&quot;מ כספית (איור 1 א) ולהקצות מתחים לשני העתקים הלחץ (איור 1 ו1C). באופן דומה, להקליט מעקב נפח של RVU 5 ו -25 RVU (1D איור) ולהקצות מתחים לשני העתקים הנפח (1E ו1F). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאשר את כיול לחץ האלקטרוני עם כיול לחץ ידני, באמצעות מד לחץ דם עמודת כספית. התאם את נמל שרוול מד לחץ דם עם ברזלים 3-דרך. מלא מערכת 3 יציאות סתום עצירת דימום, המשמשת לעתים קרובות לאנגיופלסטיקה כלילית, עם מים RT באמצעות יציאת הצד. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את קצה צנתר מוליכות לשסתום עצירת דימום נוזל מלא ובעדינות לאבטח שנינותHout מסתלסל קטטר. חבר את שסתום עצירת הדימום ולמד לחץ הדם לנפח 200 מ&quot;מ כספית ולנעול ברזלים 3-דרך. לבחון האם הלחץ שנמדד בקנה אחד עם הלחץ המנופח במד לחץ הדם. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קטטר מקום במלח מחומם ל -37 מעלות צלזיוס, כי הוא ברמה של לחץ שדה ההפעלה ומידה. התאם בקרת לחץ עד לחצים נרשמו הוא באפס. </li></ol> 2. הרדמה / אינטובציה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנהל קטמין / xylazine (80-100 / 10 קילוגרם מ&quot;ג -1) כזריקה intraperitoneal. הערה: ניתן להשתמש בחומרי הרדמה אלטרנטיביים. רשימה מקיפה של הרדמה מסופקות בביקורות קודמות של טכניקה זו 11,12. הרדמה נכונה יכולה להיות מאושרת על ידי קמצוץ זנב עדין. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הרדימו פעם, לגלח את הצוואר וחזה עם קוצץ שיער ומניחים על משטח לוהט. לשמור על הטמפרטורה רקטלית העכבר ב36.5-37.5 מעלות צלזיוס. טמפרטורות נמוכות גוףיגרום קצב לב מדוכא. החל משחה לעיניים למניעת יובש </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעשות חתך קו האמצע בצוואר ובלנתח את שרירי הנשימה משם כדי לחשוף את קנה הנשימה. הנח הטובוס דרך הפה, בעוד לדמיין את קנה הנשימה כדי להבטיח אינטובציה, ולהתחבר למכונת הנשמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשמור על עכבר על ההנשמה במהלך ההליך. הגדרות הנשמה נקבע על בסיס משקל בעלי חיים כמתואר בעבר 11. נפח גאות (מיליליטר) = 6.2 x (משקל בבעלי חיים בקילו) 1.01 וקצב נשימה = 53.5 x (משקל בבעלי חיים בקילו) -.26. </li></ol> 3. מיקום של מוליכות צנתר בתא LV <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> גישה הראשי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להבטיח סטריליות, שני סטים של מכשירי ניתוח סטרילי הם used- אחד לחתך בעור ראשוני ואחד לפעול בפתיחת בית החזה. מכשירים יש לחטא באמצעות מעקר יבש בין בעלי החיים במהלך פגישת כירורגים בודדתND autoclaved בסוף כל יום כירורגית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר העור כבר לחטא עם שלושה מחזורים של לשפשף chlorhexidine + אלכוהול עור (0.5% אלכוהול פתרון / 70% chlorhexidine), עושה חתך מעל הצוואר תקין מלסת תחתונה לעצם חזה. לנתח רקמות לחשוף את הצוואר תקין, וחתך את העצב התועה אשר פועל בסמוך לתרדמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים תפר 6-0 משי סטרילי סביב הקצה הדיסטלי (מהחזה) של עורק התרדמה, עניבה ומאובטחת. מניחים שני תפרים נוספים מתחת להפרוקסימלי של עורק תרדמה (קרובים יותר לחזה) לתפר הראשון, באופן רופף קשירת תפר האמצע. משוך בעדינות את התפר הפרוקסימלי ומאובטח על ידי הידוק אותו לעור. ודא שהעורק הראשי כבר הידק את שני proximally ו distally לפני שימשיך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעשות חתך קטן בעורק הראשי ר &#39;, הפרוקסימלי לתפר הראשון, ולהאריך longitudinally כיוון החזה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את קצה צנתר מוליכות,ספוג בעבר במלח חם למשך 30 דקות, לספינה דרך החתך ולאבטח את הצנתר באמצעות תפר האמצע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעדינות לקדם את הקטטר בחדר השמאלי דרך הצוואר, תוך כדי צפייה בלולאת לחץ-נפח התחקות על מנת להבטיח מיקום נכון. הערה: מיקום אופטימלי של קטטר אמור להניב לולאות לחץ-נפח המופיעות מלבני (ראה איור 2). אם כל התנגדות למעבר של קטטר הוא נתקל, משוך בעדינות בחזרה ולקדם שוב עם לחץ עדין. סיבוב עדין של קטטר עשוי לעזור עם מיקום לתוך החדר השמאלי. מכריח את הקטטר המוליכות יכול להוביל לסיבוכי לב וכלי דם חמורים או נזק לקטטר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחץ נפח הקלטה בסיסי לולאות ~ 10 דקות אחרי מיקום צנתר והשגת מצב יציב (איור 2). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> גישת הפסגה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעכבר הרדים ומאוורר, לעשות חתך frאום ולחתוך את תהליך xiphoid דרך קיר החזה רוחבי עד הסרעפת היא גלויה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חותך למרות הסרעפת ולדמיין את שיאו של הלב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את קטטר המוליכות לשיא של החדר השמאלי דרך פצע דקירת מחט (באמצעות מחט G 25-30), עד אלקטרודה הפרוקסימלי היא רק בתוך החדר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחץ נפח הקלטה בסיסי לולאות ~ 10 דקות אחרי מיקום צנתר והשגת מצב יציב. </li></ol></li></ol> 4. משתנה afterload שימוש חלוף אבי העורקים ספיגה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לבצע חסימה של אב העורקים חולף, לעשות חתך אופקי קטן בחזה העליון ולנתח רקמות לחשוף את אב העורקים הרוחביים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח מייתר 6-0 משי מתחת לאב העורקים הרוחביים. לאחר לולאות לחץ-נפח חזרו לנקודת התחלה, לאחוז בשני הקצוות של התפר עם מהדק מחט, בעדינות ולאט לאט להעלות את התפר מעל 1-2 שניות, ולשחרר את המתח לאט. </li&gt; <li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על תהליך זה, עד שלוש הקלטות אופטימליות נפרדות עשויות מאותו בעל החיים. הערה: הקלטות אופטימליות צריכים להיות לפחות 5 מחזורי לולאת לחץ נפח ועלייה מתמדת בלחצים הסיסטולי הסוף במהלך היישום של מתח על התפר (איור 3 א ו3C). </li></ol> 5. משתנה Preload שימוש הנבוב נחות חלוף קאווה ספיגה (IVC) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לבצע חסימת וריד הנבוב נחות חולפת, לעשות חתך אופקי מתחת לתהליך xiphoid, מתחת לסרעפת לחשוף IVC. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח מייתר 6-0 משי מתחת IVC. לאחר לולאות לחץ-נפח חזרו לנקודת התחלה, לאחוז בשני הקצוות של התפר עם מהדק מחט; בעדינות ולאט לאט להעלות את התפר מעל 1-2 שניות, ולשחרר את המתח לאט. חסימת IVC גם יכולה להתבצע על ידי היישום העדין של לחץ באמצעות כותנה הטתה ספוגית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על תהליך זה, עד שלוש הקלטות אופטימליות נפרדות מ &#39;ADE מאותו בעלי החיים. הערה: הקלטות אופטימליות צריכים להיות לפחות 5 מחזורי לחץ נפח לולאה וירידה מתמדת בלחצי הסוף-דיאסטולי של חדר שמאל במהלך היישום של מתח על תפר (איור 4 א ו -4 ב). </li></ol> 6. מלוח כיול <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בסיומו של המחקר, מוליכות מקבילות ערך (עמ &#39;V) יכול להיות להשיג על ידי הזרקת בולוס 10 μl של תמיסת מלח hypertonic (15%) לבעלי החיים דרך וריד הצוואר (איור 5 א ו5B). הערה: בולוס זה יגרום עלייה ניכרה בנפח ללא שינוי בלחץ. שינוי נראית לעין זה בנפח הוא התוצאה של שינוי במוליכות בריכת דם ולא בשל עלייה ממשית בנפח. ירידה זמנית במקסימום / DT DP ניתן לצפות, כמלוח hypertonic יש השפעה שלילית האינוטרופית 13. P V מחושב יכול להיות נכנס לתוך תוכנת ניתוח לולאת לחץ נפח לאורךעם הפרמטרים של כיול קובט וללהמיר מRVUs במיקרוליטר. </li></ol> 7. קובט כיול <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לבצע כיול קובט, מקום קובט עם בארות של קטרים ​​ידועים המסופקים על ידי יצרן על כרית חימום או אמבט מים מחומם ל -37 מעלות צלזיוס. מלא 4-5 החורים הראשונים עם דם heparinized חם טרי מעכברים שעברו הערכות המודינמית. הערה: כיול קובט מאפשר הערכה מדויקת של בריכת הדם של חדר השמאלי באמצעות עכבר הדם ומאפשר להמרה של נתונים נפח מRVUs למיקרוליטר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את קטטר המוליכות לתוך הבאר הראשונה, עד שכל האלקטרודות שקועות. בעדינות להזיז את הצנתר בבאר, שיפיק RVUs שונה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רשום את שינויי המוליכות בערוץ הנפח בRVUs. בחר RVU הגבוה ביותר לכיול. הערה: הנפח של הבארות או יכול להיות מחושב על ידי 1) באמצעות המשוואה לvolumדואר של גליל, שבו הוא שהרדיוס של באר קובט והאורך מבוסס על האורך בין שתי אלקטרודות חישה הפנימיות או 2) בדיקה בהוראות היצרן. פלט המוליכות יכול להיות מתואם עם הכרכים הידועים לפתח משוואת כיול הממירה את הנתונים מRVUs למיקרוליטר 11. </li></ol> 8. המתת חסד <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בסיומו של הפרוטוקול, עכברים מורדמים באמצעות נקע בצוואר הרחם בזמן הרדמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי להבטיח את המוות, עכברים שיש נקע בצוואר הרחם עבר חייבים לעבור שיטה משנית של המתת חסד. אנו משתמשים בexsanguination תחת הרדמה, עם קציר של רקמת לב לניסויים, או פתיחת בית החזה בין שתי המדינות תחת הרדמה. </li></ol> 9. נפח לחץ באמצעות ניתוח נתונים Loop תוכנת ניתוח <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חישוב p V מתמיסת מלח כיול <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחץ וvolu בחרשלי לולאות שהושגו במהלך הפליטה של תמיסת מלח hypertonic (איור 5 א &#39;ו5B) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יצוא לולאות לתוכנת ניתוח לחץ נפח. בחר באפשרות לכיול מלוח (איור 5 ג) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רשום את ערך p V מחושב (איור 5D). הערה: ערך p V מחושב על ידי זיהוי בצומת של הנפח) 1 הסוף-דיאסטולי לעומת הסוף-סיסטולי נפח מהכיול המלוח ו -2) קו נפח הנפח = הסוף-סיסטולי סוף-דיאסטולי. הצומת של קווים אלה מספקת p V, המחושב על ידי תוכנת ניתוח לולאת לחץ נפח. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזן את המוליכות לנפח (RVU) ביחס באפשרויות ערוץ נפח (איור 1F) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> למדוד ביחס לולאת לחץ-נפח Baseline <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר 8-10 מחזורי לב מערוצי לחץ ונפח פעם מצב יציב הושג (איור 2 א) ויצוא לניתוח רךכלי. לזהות 5-6 לולאות הסוף-נשיפה (איור 2) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בערך p V לתקן למוליכות מקבילות. בחר באפשרות &quot;המצב יציב&quot;, וליצור טבלת סיכום המודינמית (איור 2 ג) </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יחס לולאת לחץ-נפח מדד במהלך אבי העורקים התכווצות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר 8-10 מחזורי לב מערוצי לחץ והנפח שמתאימים להתכווצות אב העורקים לפני העלייה לחצים סוף-דיאסטולי (איור 3 א) ויצוא לתוכנת ניתוח. לזהות 5-6 לולאות הסוף-נשיפה (איור 3 ג) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ניתוח בחר &quot;התכווצות&quot; (איור 3), שיחשב את יחס נפח לחץ הקצה הסיסטולי (ESPVR) </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יחס לולאת לחץ-נפח מדד במהלך התכווצות IVC <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר 8-10 מחזורי לב מערוצי לחץ והנפח שמתאימים להתכווצות IVC (Figur4A ה) ויצוא לתוכנת ניתוח. לזהות 5-6 לולאות הסוף-נשיפה (איור 4) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר ניתוח &quot;התכווצות&quot; (איור 3), שיחשבו עבודה שבץ Recruitable Preload (PRSW) (איור 4C), המרבי DP / DT vs EDV (איור 4D), כמו גם את ESPVR ויחס לחץ נפח סוף דיאסטולי-(איור 4E) </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Clark, J. E., Marber, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advancements+in+pressure-volume+catheter+technology+-+stress+remodelling+after+infarction.">Advancements in pressure-volume catheter technology - stress remodelling after infarction.</a> Exp Physiol. 98 (3), 614-621 (2013).</li><li>Sunagawa, K., Maughan, W. L., Burkhoff, D., Sagawa, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Left+ventricular+interaction+with+arterial+load+studied+in+isolated+canine+ventricle.">Left ventricular interaction with arterial load studied in isolated canine ventricle.</a> Am J Physiol. 245 (Pt 1), H773-H780 (1983).</li><li>Suga, H., Sagawa, K., Demer, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Determinants+of+instantaneous+pressure+in+canine+left+ventricle.+Time+and+volume+specification.">Determinants of instantaneous pressure in canine left ventricle. Time and volume specification.</a> Circ Res. 46 (2), 256-263 (1980).</li><li>Suga, H., Sagawa, K., Shoukas, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Load+independence+of+the+instantaneous+pressure-volume+ratio+of+the+canine+left+ventricle+and+effects+of+epinephrine+and+heart+rate+on+the+ratio.">Load independence of the instantaneous pressure-volume ratio of the canine left ventricle and effects of epinephrine and heart rate on the ratio.</a> Circ Res. 32 (3), 314-322 (1973).</li><li>Kass, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+left+ventricular+mechanics+from+acute+VDD+pacing+in+patients+with+dilated+cardiomyopathy+and+ventricular+conduction+delay.">Improved left ventricular mechanics from acute VDD pacing in patients with dilated cardiomyopathy and ventricular conduction delay.</a> Circulation. 99 (12), 1567-1573 (1999).</li><li>Kass, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diastolic+Compliance+of+Hypertrophied+Ventricle+Is+Not+Acutely+Altered+by+Pharmacological+Agents+Influencing+Active+Processes.">Diastolic Compliance of Hypertrophied Ventricle Is Not Acutely Altered by Pharmacological Agents Influencing Active Processes.</a> Annals of Internal Medicine. 119 (6), 466-473 (1993).</li><li>Georgakopoulos, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+murine+left+ventricular+pressure-volume+relations+by+miniaturized+conductance+micromanometry.">In vivo murine left ventricular pressure-volume relations by miniaturized conductance micromanometry.</a> Am J Physiol. 274 (4 pt 2), H1416-H1422 (1998).</li><li>Cingolani, O. H., Kass, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pressure-volume+relation+analysis+of+mouse+ventricular+function.">Pressure-volume relation analysis of mouse ventricular function.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 301 (6), H2198-H2206 (2011).</li><li>Baan, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Continuous+Measurement+of+Left-Ventricular+Volume+in+Animals+and+Humans+by+Conductance+Catheter.">Continuous Measurement of Left-Ventricular Volume in Animals and Humans by Conductance Catheter.</a> Circulation. 70 (5), 812-823 (1984).</li><li>Pearce, J. A., Porterfield, J. E., Larson, E. R., Valvano, J. W., Feldman, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Accuracy+considerations+in+catheter+based+estimation+of+left+ventricular+volume.">Accuracy considerations in catheter based estimation of left ventricular volume.</a> Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc. 2010, 3556-3558 (2010).</li><li>Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Batkai, S., Kass, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measurement+of+cardiac+function+using+pressure-volume+conductance+catheter+technique+in+mice+and+rats.">Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats.</a> Nature Protocols. 3 (9), 1422-1434 (1038).</li><li>Hanusch, C., Hoeger, S., Beck, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anaesthesia+of+small+rodents+during+magnetic+resonance+imaging.">Anaesthesia of small rodents during magnetic resonance imaging.</a> Methods. 43 (1), 68-78 (2007).</li><li>Georgakopoulos, D., Kass, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Estimation+of+parallel+conductance+by+dual-frequency+conductance+catheter+in+mice.">Estimation of parallel conductance by dual-frequency conductance catheter in mice.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 279 (1), H443-H450 (2000).</li><li>Esposito, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increased+myocardial+contractility+and+enhanced+exercise+function+in+transgenic+mice+overexpressing+either+adenylyl+cyclase+5+or+8.">Increased myocardial contractility and enhanced exercise function in transgenic mice overexpressing either adenylyl cyclase 5 or 8.</a> Basic Res Cardiol. 103 (1), 22-30 (2008).</li><li>Kohout, T. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Augmentation+of+cardiac+contractility+mediated+by+the+human+beta(3)-adrenergic+receptor+overexpressed+in+the+hearts+of+transgenic+mice.">Augmentation of cardiac contractility mediated by the human beta(3)-adrenergic receptor overexpressed in the hearts of transgenic mice.</a> Circulation. 104 (20), 2485-2491 (2001).</li><li>Kim, K. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=beta-Arrestin-biased+AT1R+stimulation+promotes+cell+survival+during+acute+cardiac+injury.">beta-Arrestin-biased AT1R stimulation promotes cell survival during acute cardiac injury.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 303 (8), H1001-H1010 (2012).</li><li>Suga, H., Sagawa, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mathematical+Interrelationship+between+Instantaneous+Ventricular+Pressure-Volume+Ratio+and+Myocardial+Force-Velocity+Relation.">Mathematical Interrelationship between Instantaneous Ventricular Pressure-Volume Ratio and Myocardial Force-Velocity Relation.</a> Annals of Biomedical Engineering. 1 (2), 160-181 (1972).</li><li>Suga, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ventricular+energetics.">Ventricular energetics.</a> Physiol Rev. 70 (2), 247-277 (1990).</li><li>Kass, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Influence+of+contractile+state+on+curvilinearity+of+in+situ+end-systolic+pressure-volume+relations.">Influence of contractile state on curvilinearity of in situ end-systolic pressure-volume relations.</a> Circulation. 79 (1), 167-178 (1989).</li><li>Little, W. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+left+ventricular+dP/dtmax-end-diastolic+volume+relation+in+closed-chest+dogs.">The left ventricular dP/dtmax-end-diastolic volume relation in closed-chest dogs.</a> Circ Res. 56 (6), 808-815 (1985).</li><li>Glower, D. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Linearity+of+the+Frank-Starling+relationship+in+the+intact+heart:+the+concept+of+preload+recruitable+stroke+work.">Linearity of the Frank-Starling relationship in the intact heart: the concept of preload recruitable stroke work.</a> Circulation. 71 (5), 994-1009 (1985).</li><li>Sharir, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ventricular+systolic+assessment+in+patients+with+dilated+cardiomyopathy+by+preload-adjusted+maximal+power.+Validation+and+noninvasive+application.">Ventricular systolic assessment in patients with dilated cardiomyopathy by preload-adjusted maximal power. Validation and noninvasive application.</a> Circulation. 89 (5), 2045-2053 (1994).</li><li>Baan, J., Van der Velde, E. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sensitivity+of+left+ventricular+end-systolic+pressure-volume+relation+to+type+of+loading+intervention+in+dogs.">Sensitivity of left ventricular end-systolic pressure-volume relation to type of loading intervention in dogs.</a> Circ Res. 62 (6), 1247-1258 (1988).</li><li>Wei, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Volume+catheter+parallel+conductance+varies+between+end-systole+and+end-diastole.">Volume catheter parallel conductance varies between end-systole and end-diastole.</a> IEEE Trans Biomed Eng. 54 (8), 1480-1489 (2007).</li><li>Porterfield, J. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+correction+for+parallel+conductance,+GP,+and+gain+factor,+alpha,+in+invasive+murine+left+ventricular+volume+measurements.">Dynamic correction for parallel conductance, GP, and gain factor, alpha, in invasive murine left ventricular volume measurements.</a> J Appl Physiol (1985). 107 (6), 1693-1703 (2009).</li></ol>

יש המחברים אין לחשוף.

אנו מתארים שיטה לניתוח perfoming לולאת לחץ-נפח באמצעות צנתר מוליכות בעכברים, להפיק ניתוחים מקיפים של שני התכווצות והרפיה של הלב. Suga, Sagawa ועמיתים מנוצלים לחץ-נפח הלולאות להגדיר מדדים של התכווצות לב, במיוחד במדרון של ESPVR, או elastance הסוף-סיסטולי (ES E), ומקסימום E. Elastanc...

ניתוח נפח לולאת לחץ לב מספק מידע מפורט של תפקוד לב ואת תקן הזהב להערכה תפקודית 1. בעוד שיטות הדמיה כגון אקו או MRI של הלב לספק אמצעים פונקציונליים, אמצעים אלה תלויים מאוד בתנאי טעינה. צעדי עומס עצמאי של התכווצות והרפיה של הלב דורשים מדידות דינמיות של לחץ חדרית ויחס נפח על פני טווח של preload וafterload. הבנה זו של יחס לחץ-הנפח נובעת מעבודתו פורצת הדרך של Sagawa ועמיתי 2,3. הם הפגינו בvivo לשעבר לב הכלבי perfused כי צעדי ההתכווצות נובעים לחץ-נפח הלולאה היו עצמאיים של תנאי טעינה 4. ביישום vivo של ניתוחים אלו התאפשרו עם ההתפתחות של צנתרים מוליכות בשנת 1980. מראש טכני זה אפשר קהss ועמיתים לבצע ניתוח לולאת לחץ-נפח בבני האדם 5,6. מזעור של צנתרים מוליכות ושיפורים בטכניקות ניתוחיות בסוף 1990 7 עשה ניתוח של תפקוד לב מכרסמים אפשרי, המאפשר למחקרים גנטיים ותרופתיים שיש לבצע. מראש זה מאז להוביל לשימוש הנרחב בניתוח לולאת לחץ-נפח ויצר הרבה תובנה הפיסיולוגיה של לב של יונקים. מושג מפתח בשימוש בצנתרי מוליכות והפרשנות של נתונים המתקבלים ממנו הוא מערכת היחסים בין הנפח ומוליכות. מוליכות היא ביחס הפוך למתח, הנמדד באמצעות צנתר עם ​​אלקטרודות המונחות proximally, בדרך כלל ממוקם מתחת לשסתום אב העורקים, וdistally, בשיא LV 8. שינויים במתח או מוליכות נמדדים על ידי שינויים בזרם מהפרוקסימלי לאלקטרודה דיסטלי. למרות לתרום בריכת הדםזה משמעותי למוליכות, התרומה של קיר החדר, מכונה מוליכות מקבילות (עמ &#39;V), למוליכות נמדדות חייבות להיות מופחתים להשיג מדידות LV נפח מוחלטות. השיטות לבצע תיקון זה, הנקרא כיול מלוח, הם דנו בפרוטוקול בהמשך. מערכת היחסים המתמטיות בין מוליכות ונפח, שתוארו על ידי Baan ועמיתים, הוא נפח ש= 1 / α; (L ρ 2) (עמ &#39;GG), שבו גורם תיקון α = שדה אחיד, ρ = התנגדות דם, L = מרחק בין האלקטרודות, G = מוליכות וp G = הלא דם מוליכות 9. ראוי לציין, גורם תיקון השדה האחיד בעכברי גישות 1.0 בשל כרכי תא קטנים 10. יחד עם מתמרי לחץ, קטטר המוליכות מספק נתוני לחץ ונפח בו זמנית בזמן אמת. pressu לבמחדש נפח ניתוח מציג יתרונות מסוימים על פני מדדים אחרים של תפקוד לב, מאחר שהם מאפשרים למדידת התפקוד חדרים העצמאיים של תנאי טעינה ושל קצב לב. מדדי לב ספציפיים עומס עצמאי של התכווצות כוללים: יחס לחץ נפח הסוף-סיסטולי, ביחס ד P / D מקס לא -end-דיאסטולי נפח, elastance המקסימאלי (מקסימום E) (ESPVR) ולטעון מראש עבודת recruitable שבץ (PRSW). מדד עומס עצמאי של פונקציה הדיאסטולי הוא יחסי לחץ נפח סוף דיאסטולי-(EDPVR) 11. הפרוטוקול הבא מתאר את ההתנהגות של ניתוח לולאת לחץ נפח לב, באמצעות שתי תרדמה וגישת הפסגה. בעוד המתודולוגיה לבצע מחקרים אלה תוארה בפירוט בעבר 8,11, נסקור שלבים עיקריים להשיג מדידות לחץ-נפח מדויקים, כוללים שני התיקון המלוח וכיול קובט, ולספק הפגנה חזותית של thesנהלי דואר. מחקר עם בעלי חיים שבוצעו במחקר זה טופל על פי פרוטוקולים שאושרו ותקנות צער בעלי החיים של ועדת הטיפול ושימוש בבעלי חיים המוסדיים של המרכז הרפואי של אוניברסיטת דיוק.

<table><tbody><tr><td>AnaSed (xylazine)&amp;nbsp;</td><td>Lloyd Laboratories</td><td>NADA no. 139-236</td><td>Anesthetic</td></tr><tr><td>Ketaset (ketamine)</td><td>Pfizer</td><td>440842</td><td>Anesthetic</td></tr><tr><td>VIP3000</td><td>Matrx Medical Inc.</td><td></td><td>Anesthesia machine</td></tr><tr><td>Ventilator</td><td>Harvard Apparatus</td><td>Model 683</td><td>Surgical Equipment</td></tr><tr><td>Tubing kit</td><td>Harvard Apparatus</td><td>72-1049</td><td>Surgical Equipment</td></tr><tr><td>Homeothermic Blanket&amp;nbsp;</td><td>Kaz Inc.</td><td>5628</td><td>Surgical Equipment</td></tr><tr><td>Stereo microscope</td><td>Carl Zeiss Optical Inc.</td><td>Stemi 2000</td><td>Surgical Equipment</td></tr><tr><td>Illuminator</td><td>Cole&amp;ndash;Parmer</td><td>41720</td><td>Surgical Equipment</td></tr><tr><td>Dumont no. 55 Dumostar Forceps&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>11295-51</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>Graefe forceps, curved&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>11052-10</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>Moria MC31 forceps&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>11370-31</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>Mayo scissors&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>14512-15</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>Iris scissors&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>14041-10</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>Halsey needle holder&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>12501-13</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>Olsen&amp;ndash;Hegar needle holder&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>12002-12</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>spring scissors</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>15610-08</td><td>Surgical Instruments</td></tr><tr><td>disposable underpads</td><td>Kendall/Tyco Healthcare</td><td>1038</td><td>Surgical Supplies</td></tr><tr><td>Sterile gauze sponges, sterile&amp;nbsp;</td><td>Dukal</td><td>62208</td><td>Surgical Supplies</td></tr><tr><td>Cotton-tipped applicators, sterile&amp;nbsp;</td><td>Solon</td><td>368</td><td>Surgical Supplies</td></tr><tr><td>Surgical suture,&amp;nbsp; silk, 6-0&amp;nbsp;</td><td>DemeTECH</td><td>FT-639-1</td><td>Surgical Supplies</td></tr><tr><td>1 cc Insulin syringes&amp;nbsp;</td><td>Becton Dickenson</td><td>329412</td><td>Surgical Supplies</td></tr><tr><td>Access 9 Hemostasis Valve</td><td>Merit Medical&amp;nbsp;</td><td>MAP111</td><td>Hemodynamic equipment</td></tr><tr><td>Sphygmomanometer</td><td>Baumanometer</td><td>320</td><td>Hemodynamic equipment</td></tr><tr><td>Millar PV system MPVS-300/400 or MPVS Ultra (includes calibration cuvette)</td><td>ADInstruments Inc</td><td></td><td>Hemodynamic equipment</td></tr><tr><td>1.4F conductance catheter&amp;nbsp;</td><td>ADInstruments Inc</td><td>SPR-839</td><td>Hemodynamic equipment</td></tr><tr><td>PowerLab 4/30 with Chart Pro</td><td>ADInstruments Inc.</td><td>ML866/P</td><td>Hemodynamic software</td></tr><tr><td>animal clipper</td><td>Wahl</td><td>8787-450A</td><td>Miscellaneous</td></tr><tr><td>Intradermic tubing PE-10</td><td>Becton Dickenson</td><td>427401</td><td>Miscellaneous</td></tr><tr><td>Intradermic tubing PE-50</td><td>Becton Dickenson</td><td>427411</td><td>Miscellaneous</td></tr><tr><td>Needle assortment (18, 25 and 30 gauge; Thomas Scientific)</td><td></td><td></td><td>Miscellaneous</td></tr><tr><td>0.9% (wt/vol) sodium chloride injection, USP)</td><td>Hospira</td><td>NDC no. 0409-4888-50</td><td>Miscellaneous</td></tr><tr><td>Surgical tape</td><td></td><td></td><td>Miscellaneous</td></tr><tr><td>Alconox (Alconox Inc.) for catheter cleaning</td><td>ADInstruments Inc.</td><td></td><td>Miscellaneous</td></tr></tbody></table>

cardiac pressure-volume loop analysis using conductance catheters in mice

Cardiac pressure-volume loop analysis is the &#8220;gold-standard&#8221; in the assessment of load-dependent and load-independent measures of ventricular systolic and diastolic function. Measures of ventricular contractility and compliance are obtained through examination of cardiac response to changes in afterload and preload. These techniques were originally developed nearly three decades ago to measure cardiac function in large mammals and humans. The application of these analyses to small mammals, such as mice, has been accomplished through the optimization of microsurgical techniques and creation of conductance catheters. Conductance catheters allow for estimation of the blood pool by exploiting the relationship between electrical conductance and volume. When properly performed, these techniques allow for testing of cardiac function in genetic mutant mouse models or in drug treatment studies. The accuracy and precision of these studies are dependent on careful attention to the calibration of instruments, systematic conduct of hemodynamic measurements and data analyses. We will review the methods of conducting pressure-volume loop experiments using a conductance catheter in mice.

ניתוח לולאת לחץ-נפח ניתן להשתמש כדי למדוד תפקוד לב בעכברים מהונדסים גנטי 14,15 או עכברים שעברו את הלימודים בסמים 16. לולאות לחץ נפח נציג מסופקות מהעבודה שפורסמה בעבר 16 חוקרים את ההשפעה של SS-Arrestin מוטה יגנד AT1R, TRV120023. כדי לבדוק אם TRV120023 משפיע על תפקוד לב in...

Watch this Scientific Journal Video about Cardiac Pressure-Volume Loop Analysis Using Conductance Catheters in Mice at JoVE.com

Cardiac Pressure-Volume Loop Analysis Using Conductance Catheters in Mice

Cardiac pressure-volume loop analysis is the most comprehensive way to measure cardiac function in the intact heart. We describe a technique to perform and analyze cardiac pressure volume loops, using conductance catheters.

לחץ-נפח לב ניתוח לולאה באמצעות מוליכות קטטרים בעכברים

Cardiac pressure-volume loop analysis is the &#8220;gold-standard&#8221; in the assessment of load-dependent and load-independent measures of ventricular ...

cardiac-pressure-volume-loop-analysis-using-conductance-catheters

Research

JoVE Journal

Biology

19.4K Views.  Duke University Medical Center. Cardiac pressure-volume loop analysis is the most comprehensive way to measure cardiac function in the intact heart. We describe a technique to perform and analyze cardiac pressure volume loops, using conductance catheters. 

Video: Cardiac Pressure-Volume Loop Analysis Using Conductance Catheters in Mice

Cardiac Catheterization in Mice to Measure the Pressure Volume Relationship: Investigating the Bowditch Effect

Animal models that mimic human cardiac disorders have been created to test potential therapeutic strategies. A key component to evaluating these strategies is to examine their effects on heart function. There are several techniques to measure in vivo cardiac mechanics (e.g., echocardiography, pressure/volume relations, etc.). Compared to echocardiography, real-time left ventricular (LV) pressure/volume analysis via catheterization is more precise and insightful in assessing LV function. Additionally, LV pressure/volume analysis provides the ability to instantaneously record changes during manipulations of contractility (e.g., &#946;-adrenergic stimulation) and pathological insults (e.g., ischemia/reperfusion injury). In addition to the maximum (+dP/dt) and minimum (-dP/dt) rate of pressure change in the LV, an accurate assessment of LV function via several load-independent indexes (e.g., end systolic pressure volume relationship and preload recruitable stroke work) can be attained. Heart rate has a significant effect on LV contractility such that an increase in the heart rate is the primary mechanism to increase cardiac output (i.e., Bowditch effect). Thus, when comparing hemodynamics between experimental groups, it is necessary to have similar heart rates. Furthermore, a hallmark of many cardiomyopathy models is a decrease in contractile reserve (i.e., decreased Bowditch effect). Consequently, vital information can be obtained by determining the effects of increasing heart rate on contractility. Our and others data has demonstrated that the neuronal nitric oxide synthase (NOS1) knockout mouse has decreased contractility. Here we describe the procedure of measuring LV pressure/volume with increasing heart rates using the NOS1 knockout mouse model.

This article describes the measurement of murine left ventricular function via pressure/volume analysis at different heart rates.

צנתור לב בעכברים כדי למדוד את יחסי נפח לחץ: חקירת אפקט Bowditch

Animal models that mimic human cardiac disorders have been created to test potential therapeutic strategies. A key component to evaluating these ...

Medicine

Patch Clamp and Perfusion Techniques for Studying Ion Channels Expressed in Xenopus oocytes

The protocol presented here is designed to study the activation of the large conductance, voltage- and Ca2+-activated K+ (BK) channels. The protocol may also be used to study the structure-function relationship for other ion channels and neurotransmitter receptors1. BK channels are widely expressed in different tissues and have been implicated in many physiological functions, including regulation of smooth muscle contraction, frequency tuning of inner hair cells and regulation of neurotransmitter release2-6. BK channels are activated by membrane depolarization and by intracellular Ca2+ and Mg2+ 6-9. Therefore, the protocol is designed to control both the membrane voltage and the intracellular solution. In this protocol, messenger RNA of BK channels is injected into Xenopus laevis oocytes (stage V-VI) followed by 2-5 days of incubation at 18&deg;C10-13. Membrane patches that contain single or multiple BK channels are excised with the inside-out configuration using patch clamp techniques10-13. The intracellular side of the patch is perfused with desired solutions during recording so that the channel activation under different conditions can be examined. To summarize, the mRNA of BK channels is injected into Xenopus laevis oocytes to express channel proteins on the oocyte membrane; patch clamp techniques are used to record currents flowing through the channels under controlled voltage and intracellular solutions.

Patch Clamp and Perfusion Techniques for Studying Ion Channels Expressed in Xenopus oocytes

Ionic current of BK channels is recorded using patch clamp techniques. BK channels are expressed in Xenopus oocytes by injecting messenger RNA. The intracellular solution during patch clamp recordings is controlled by a perfusion system.

הצמד תיקון וטכניקות זלוף עבור לימוד תעלות יונים מתבטא Xenopus ביציות

The protocol presented here is designed to study the activation of the large conductance, voltage- and Ca2+-activated K+ (BK) channels. The protocol may ...

Hemodynamic Characterization of Rodent Models of Pulmonary Arterial Hypertension

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a rare disease of the pulmonary vasculature characterized by endothelial cell apoptosis, smooth muscle proliferation and obliteration of pulmonary arterioles. This in turn results in right ventricular (RV) failure, with significant morbidity and mortality. Rodent models of PAH, in the mouse and the rat, are important for understanding the pathophysiology underlying this rare disease. Notably, different models of PAH may be associated with different degrees of pulmonary hypertension, RV hypertrophy and RV failure. Therefore, a complete hemodynamic characterization of mice and rats with PAH is critical in determining the effects of drugs or genetic modifications on the disease. 
Here we demonstrate standard procedures for assessment of right ventricular function and hemodynamics in both rat and mouse PAH models. Echocardiography is useful in determining RV function in rats, although obtaining standard views of the right ventricle is challenging in the awake mouse. Access for right heart catheterization is obtained by the internal jugular vein in closed-chest mice and rats. Pressures can be measured using polyethylene tubing with a fluid pressure transducer or a miniature micromanometer pressure catheter. Pressure-volume loop analysis can be performed in the open chest. After obtaining hemodynamics, the rodent is euthanized. The heart can be dissected to separate the RV free wall from the left ventricle (LV) and septum, allowing an assessment of RV hypertrophy using the Fulton index (RV/(LV+S)). Then samples can be harvested from the heart, lungs and other tissues as needed.

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a disease of pulmonary arterioles that leads to their obliteration and the development of right ventricular failure. Rodent models of PAH are critical in understanding the pathophysiology of PAH. Here we demonstrate hemodynamic characterization, with right heart catheterization and echocardiography, in the mouse and rat.

אפיון המודינמי של מודלים מכרסמים של יתר לחץ דם ריאתי עורקי

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a rare disease of the pulmonary vasculature characterized by endothelial cell apoptosis, smooth muscle ...

Bioengineering Human Microvascular Networks in Immunodeficient Mice

The future of tissue engineering and cell-based therapies for tissue regeneration will likely rely on our ability to generate functional vascular networks in vivo. In this regard, the search for experimental models to build blood vessel networks in vivo is of utmost importance 1. The feasibility of bioengineering microvascular networks in vivo was first shown using human tissue-derived mature endothelial cells (ECs) 2-4; however, such autologous endothelial cells present problems for wide clinical use, because they are difficult to obtain in sufficient quantities and require harvesting from existing vasculature. These limitations have instigated the search for other sources of ECs. The identification of endothelial colony-forming cells (ECFCs) in blood presented an opportunity to non-invasively obtain ECs 5-7. We and other authors have shown that adult and cord blood-derived ECFCs have the capacity to form functional vascular networks in vivo 7-11. Importantly, these studies have also shown that to obtain stable and durable vascular networks, ECFCs require co-implantation with perivascular cells. The assay we describe here illustrates this concept: we show how human cord blood-derived ECFCs can be combined with bone marrow-derived mesenchymal stem cells (MSCs) as a single cell suspension in a collagen/fibronectin/fibrinogen gel to form a functional human vascular network within 7 days after implantation into an immunodeficient mouse. The presence of human ECFC-lined lumens containing host erythrocytes can be seen throughout the implants indicating not only the formation (de novo) of a vascular network, but also the development of functional anastomoses with the host circulatory system. This murine model of bioengineered human vascular network is ideally suited for studies on the cellular and molecular mechanisms of human vascular network formation and for the development of strategies to vascularize engineered tissues.

Here, we describe a methodology to deliver human cord blood-derived endothelial colony-forming cells (ECFCs) and bone marrow-derived mesenchymal stem cells (MSCs), embedded in a collagen/fibronectin gel, subcutaneously into immunodeficient mice. This cell/gel combination generates a human vascular network that connects with the mouse vasculature.

האדם Bioengineering רשתות כלי הדם של עכברים Immunodeficient

The future of tissue engineering and cell-based therapies for tissue regeneration will likely rely on our ability to generate functional vascular networks ...

Biventricular Assessment of Cardiac Function and Pressure-Volume Loops by Closed-Chest Catheterization in Mice

Assessment of cardiac function is essential to conduct cardiovascular and pulmonary-vascular preclinical research. Pressure-volume loops (PV loops) generated by recording both pressure and volume during cardiac catheterization are vital when assessing both systolic and diastolic cardiac function. Left and right heart function are closely related, reflected in ventricular interdependence. Thus, recording biventricular function in the same animal is important to get a complete assessment of cardiac function. In this protocol, a closed chest approach to cardiac catheterization consistent with the way catheterization is performed in patients is adopted in mice. While challenging, the closed chest strategy is a more physiological approach, because opening the chest results in major changes in preload and afterload that create artifacts, most notably a fall in systemic blood pressure. While high-resolution echocardiography is used to assess rodents, cardiac catheterization is invaluable, particularly when assessing diastolic pressures in both ventricles.
Described here is a procedure to perform invasive, closed chest, sequential left and right ventricular pressure-volume (PV) loops in the same animal. PV loops are acquired using&#160;admittance technology with a mouse pressure-volume catheter and pressure-volume system acquisition. The procedure is described, beginning with the neck dissection, which is required to access the right jugular vein and the right carotid artery, to the insertion and positioning of the catheter, and finally the data acquisition. Then, the criteria required to ensure the acquisition of high-quality PV loops are discussed. Finally, the analysis of the left and right ventricular PV loops and the different hemodynamic parameters available to quantify systolic and diastolic ventricular function are briefly described.

Presented here is a protocol to assess biventricular heart function in mice by generating pressure-volume (PV) loops from the right and left ventricle in the same animal using closed chest catheterization. The focus is on the technical aspect of surgery and data acquisition.

הערכה דו-חדרית של תפקוד הלב ולולאות נפח לחץ על ידי צנתור חזה סגור בעכברים

Assessment of cardiac function is essential to conduct cardiovascular and pulmonary-vascular preclinical research. Pressure-volume loops (PV loops) ...

Cardiac Response to &#946;-Adrenergic Stimulation Determined by Pressure-Volume Loop Analysis

Determination of the cardiac function is a robust endpoint analysis in animal models of cardiovascular diseases in order to characterize effects of specific treatments on the heart. Due to the feasibility of genetic manipulations the mouse has become the most common mammalian animal model to study cardiac function and to search for new potential therapeutic targets. Here we describe a protocol to determine cardiac function&#160;in vivo using pressure-volume loop measurements and analysis during basal conditions and under &#946;-adrenergic stimulation by intravenous infusion of increasing concentrations of isoproterenol. We provide a refined protocol including ventilation support taking into account the positive end-expiratory pressure to ameliorate negative effects during open-chest measurements, and potent analgesia (Buprenorphine) to avoid uncontrollable myocardial stress evoked by pain during the procedure. All together the detailed description of the procedure and discussion about possible pitfalls enables highly standardized and reproducible pressure-volume loop analysis, reducing the exclusion of animals from the experimental cohort by preventing possible methodological bias.

Here we describe a cardiac pressure-volume loop analysis under increasing doses of intravenously infused isoproterenol to determine the intrinsic cardiac function and the &#946;-adrenergic reserve in mice. We use a modified open-chest approach for the pressure-volume loop measurements, in which we include ventilation with positive end-expiratory pressure.

תגובת לב לגירוי β-אדנרגיות שנקבע על ידי ניתוח לולאת נפח לחץ

Determination of the cardiac function is a robust endpoint analysis in animal models of cardiovascular diseases in order to characterize effects of ...

Closed Chest Biventricular Pressure-Volume Loop Recordings with Admittance Catheters in a Porcine Model

Pressure-volume (PV) loop recording enables the state-of-the-art investigation of load-independent variables of ventricular performance. Uni-ventricular evaluation is often performed in preclinical research. However, the right and left ventricles exert functional interdependence due to their parallel and serial connections, encouraging simultaneous evaluation of both ventricles. Furthermore, various pharmacological interventions may affect the ventricles and their preloads and afterloads differently. 
We describe our closed chest approach to admittance-based bi-ventricular PV loop recordings in a porcine model of acute right ventricular (RV) overload. We utilize minimally invasive techniques with all vascular accesses guided by ultrasound. PV catheters are positioned, under fluoroscopic guidance, to avoid thoracotomy in animals, as the closed chest approach maintains the relevant cardiopulmonary physiology. The admittance technology provides real-time PV loop recordings without the need for post-hoc processing. Furthermore, we explain some essential troubleshooting steps during critical timepoints of the presented procedure. 
The presented protocol is a reproducible and physiologically relevant approach to obtain a bi-ventricular cardiac PV loop recording in a large animal model. This can be applied to a large variety of cardiovascular animal research.

Here we present a closed chest approach to admittance-based bi-ventricular pressure-volume loop recordings in pigs with acute right ventricular dysfunction.

סגור חזה Biventricular לחץ-נפח לולאה הקלטות עם צנתרי כניסה במודל חזירי

Pressure-volume (PV) loop recording enables the state-of-the-art investigation of load-independent variables of ventricular performance. Uni-ventricular ...

Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the mouse provides great potential to explore cardiac function at the molecular level. The mouse&#39;s small size does present some challenges in regards to performing detailed cardiac phenotyping. Miniaturization and other advancements in technology have made many methods of cardiac assessment possible in the mouse. Of these, the simultaneous collection of pressure and volume data provides a detailed picture of cardiac function that is not available through any other modality. Here a detailed procedure for the collection of pressure-volume loop data is described. Included is a discussion of the principles underlying the measurements and the potential sources of error. Anesthetic management and surgical approaches are discussed in great detail as they are both critical to obtaining high quality hemodynamic measurements. The principles of hemodynamic protocol development and relevant aspects of data analysis are also addressed.

This manuscript describes a detailed protocol for the collection of pressure-volume data from the mouse.

מדידת לולאות נפח לחץ העכבר

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the ...

ניטור תפקוד הלב של חולדות באמצעות טכניקת מוליכות לחץ-נפח

Real-Time Detection of Ferulic Acid Effects on Rat Left Ventricle Using Pressure-Volume Conductivity Catheter

Decreased cardiac function can have a negative impact on other organs. The left ventricular pressure-volume relationship is considered to be a valid method for evaluating cardiac function. Real-time monitoring of cardiac function is important for drug evaluation. Under closed-chest conditions, the miniature transducer, which is an important component of the pressure-volume catheter, enters the left ventricle of the rat through the right carotid artery. The device visualizes the changes in cardiac function during the experiment in the form of a pressure-volume loop. The actual volume of the ventricle is calculated by altering the conductivity of the blood by injecting 50 &#181;L of a 20% sodium chloride solution into the rat's left jugular vein. The actual volume of the rat's ventricular cavity is calculated by measuring the conductivity of the blood in a known volume using a pressure-volume conductance catheter. This protocol allows for continuous observation of the effects of drugs on the heart and will promote the rationale for the use of specialty ethnic drugs in cardiovascular disease.

מחבר זרקור: יתרונות שיטת מדידת לולאת נפח לחץ במחקר הלב וכלי הדם

This protocol describes a method for measuring left ventricular pressure and volume using the pressure-volume conductance technique. This method enables continuous real-time monitoring of the effects of drugs on the heart.

זיהוי בזמן אמת של השפעות חומצה פרולית על החדר השמאלי של חולדה באמצעות צנתר מוליכות בנפח לחץ

Decreased cardiac function can have a negative impact on other organs. The left ventricular pressure-volume relationship is considered to be a valid ...

לחץ-נפח לב ניתוח לולאה באמצעות מוליכות קטטרים בעכברים

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

צנתור לב בעכברים כדי למדוד את יחסי נפח לחץ: חקירת אפקט Bowditch

הצמד תיקון וטכניקות זלוף עבור לימוד תעלות יונים מתבטא Xenopus ביציות

אפיון המודינמי של מודלים מכרסמים של יתר לחץ דם ריאתי עורקי

האדם Bioengineering רשתות כלי הדם של עכברים Immunodeficient

הערכה דו-חדרית של תפקוד הלב ולולאות נפח לחץ על ידי צנתור חזה סגור בעכברים

תגובת לב לגירוי β-אדנרגיות שנקבע על ידי ניתוח לולאת נפח לחץ

סגור חזה Biventricular לחץ-נפח לולאה הקלטות עם צנתרי כניסה במודל חזירי

מדידת לולאות נפח לחץ העכבר

זיהוי בזמן אמת של השפעות חומצה פרולית על החדר השמאלי של חולדה באמצעות צנתר מוליכות בנפח לחץ

זיהוי בזמן אמת של השפעות חומצה פרולית על החדר השמאלי של חולדה באמצעות צנתר מוליכות בנפח לחץ