Ce travail est soutenu par l&#39;American Heart Association 14FTF20370058 (DMA) et le NIH T32 HL007101-35 (DMA).

1. Préparation de la conductance cathéter et étalonnage de pression <ol><li> Connecter conductance cathéter au module de cathéter hémodynamique. Calibrer électroniquement mesures de pression et de volume en enregistrant pression préréglée et le volume réglé sur le module de cathéter. Enregistrer un tracé de 0 mm Hg et 25 mm Hg (figure 1A) et attribuer des tensions aux deux tracés de pression (figure 1B et 1C). De même, enregistrer un tracé de volume de 5 RVU et 25 RVU (figure 1D) et attribuer des tensions aux deux tracés de volume (de 1e et 1f). </li><li> Confirmez l&#39;étalonnage de pression électronique avec un calibrage manuel de pression, à l&#39;aide d&#39;un sphygmomanomètre à colonne de mercure. Monter le port tensiomètre brassard avec un robinet 3 voies. Remplir un système de valve hémostatique 3-port, souvent utilisé pour l&#39;angioplastie coronarienne, avec de l&#39;eau en utilisant la RT orifice latéral. <ol><li> Placez l&#39;extrémité d&#39;un cathéter de conductance dans la valve hémostatique rempli de fluide et fixer doucement l&#39;esprithout vriller cathéter. Branchez la valve hémostatique à l&#39;tensiomètre et gonfler à 200 mmHg et verrouiller robinet à 3 voies. Examiner si la pression mesurée correspond à la pression gonflé sur le tensiomètre. </li></ol></li><li> Lieu cathéter dans une solution saline chauffée à 37 ° C qui est au niveau de la pression de champ opératoire et à mesurer. Réglez le contrôle de la pression jusqu&#39;à ce que les pressions enregistrées est à zéro. </li></ol> 2. Anesthésie / intubation <ol><li> Administrer la kétamine / xylazine (80-100 / 10 mg kg -1) comme une injection intrapéritonéale. Remarque: Les agents anesthésiques alternatifs peuvent être utilisés. Une liste complète des anesthésiques sont fournis dans les commentaires précédents de cette technique 11,12. Anesthésie adéquate peut être confirmée par douce pincement de la queue. </li><li> Une fois anesthésié, de se raser le cou et la poitrine avec les tondeuses et place sur un coussin chauffant. Maintenir la température rectale de la souris à 36,5 à 37,5 ° C. La température du corps Lowse traduira par des taux cardiaques déprimés. Appliquer une pommade pour les yeux pour prévenir la sécheresse </li><li> Faire une incision médiane dans le cou et de disséquer les muscles de la trachée pour exposer la trachée. Placer une sonde endotrachéale par la bouche, tout en visualisant la trachée pour assurer l&#39;intubation, et se connecter à l&#39;appareil respiratoire. </li><li> Maintenir la souris sur le ventilateur pendant la procédure. Les réglages du ventilateur réglée sur la base du poids de l&#39;animal comme décrit précédemment 11. Volume courant (ml) = 6,2 x (poids de l&#39;animal en kilogrammes) et la fréquence respiratoire 1.01 = 53,5 x (poids de l&#39;animal en kilogrammes) -0.26. </li></ol> 3. Mise en place de la conductance cathéter dans la chambre LV <ol><li> Approche de la carotide <ol><li> Pour assurer la stérilité, deux ensembles d&#39;instruments chirurgicaux stériles sont utilisé- un pour incision cutanée initiale et un à opérer dans la thoracotomie. Les instruments doivent être décontaminés à l&#39;aide d&#39;un stérilisateur à sec entre les animaux au cours d&#39;une session individuelle chirurgicale unee autoclave à la fin de chaque jour chirurgicale. </li><li> Après la peau a été décontaminé avec trois cycles d&#39;une chlorhexidine + alcool gommage de la peau (solution d&#39;alcool / 70% de chlorhexidine 0,5%), faire une incision sur la carotide droite de la mandibule au sternum. Disséquer les tissus environnants pour exposer la carotide droite, et couper le nerf vague qui longe la carotide. </li><li> Placez une suture de soie 6-0 stérile autour de l&#39;extrémité distale (loin de la poitrine) de l&#39;artère carotide, une cravate et sécurisé. Placer deux sutures supplémentaires sous l&#39;extrémité proximale de l&#39;artère carotide (plus près de la poitrine) pour le premier fil de suture, la suture attachant lâchement milieu. Tirez doucement sur la suture proximale et sécuriser en le serrant à la peau. Assurez-vous que l&#39;artère carotide a été serré à la fois proximale et distale avant de poursuivre. </li><li> Faire une petite incision dans l&#39;artère carotide R., proximale à la première suture, et prolonger longitudinalement vers la poitrine. </li><li> Insérer la pointe conductance de cathéter,préalablement trempées dans l&#39;eau chaude salée pendant 30 min, dans le récipient par l&#39;incision et fixer le cathéter en utilisant la suture milieu. </li><li> Avancer doucement le cathéter dans le ventricule gauche à travers la carotide, tout en regardant la boucle pression-volume traçage pour assurer le placement correct. Note: L&#39;installation optimale du cathéter devrait donner boucles pression-volume qui apparaissent rectangulaire (voir figure 2). Si aucune résistance au passage du cathéter est rencontrée, tirez doucement en arrière et avancer de nouveau avec une légère pression. Une légère rotation du cathéter peut aider avec le placement dans le ventricule gauche. Forcer le cathéter de conductance peut entraîner des complications ou des dommages au cathéter cardiovasculaires graves. </li><li> Base de registre pression-volume boucles ~ 10 min après la pose de cathéter et la réalisation d&#39;un état ​​d&#39;équilibre (Figure 2). </li></ol></li><li> Approche apicale <ol><li> Dans une souris anesthésiée et ventilé, faire une incision from le processus de xiphoïde et couper à travers la paroi thoracique latéralement jusqu&#39;à ce que la membrane est visible. </li><li> Couper si le diaphragme et visualiser l&#39;apex du cœur. </li><li> Insérer le cathéter de conductance dans l&#39;apex du ventricule gauche à travers une aiguille blessure par arme blanche (en utilisant une aiguille de 25 à 30 G), jusqu&#39;à ce que l&#39;électrode proximale est juste à l&#39;intérieur du ventricule. </li><li> Base de registre pression-volume boucles ~ 10 min après la pose de cathéter et la réalisation d&#39;un état d&#39;équilibre. </li></ol></li></ol> 4. variant Postcharge Utilisation transitoire Occlusion aortique <ol><li> Pour effectuer une occlusion aortique transitoire, faire une petite incision horizontale dans la partie supérieure du thorax et de disséquer les tissus environnants pour exposer l&#39;aorte transversale. </li><li> Placer une ligature de soie 6-0 sous l&#39;aorte transverse. Après boucles pression-volume sont retournés à la ligne de base, serrer les deux extrémités de la suture avec une pince d&#39;aiguille, doucement et lentement augmenter la suture sur 1-2 secondes, puis relâchez lentement la tension. </li&gt; <li> Répétez cette procédure jusqu&#39;à trois enregistrements distincts optimales sont fabriqués à partir du même animal. Remarque: Optimal enregistrements doivent avoir au moins 5 volumes de pression cycles de boucle et une augmentation constante des pressions systoliques finaux au cours de l&#39;application d&#39;une tension sur le fil de suture (figure 3A et 3C). </li></ol> 5. variant précharge Utilisation transitoire veine cave inférieure Occlusion (IVC) <ol><li> Pour effectuer transitoire veine cave inférieure occlusion, faire une incision horizontale en dessous de la pointe du sternum, sous le diaphragme pour exposer la VCI. </li><li> Placez une ligature 6-0 de soie sous le IVC. Après boucles pression-volume sont retournés à la ligne de base, serrer les deux extrémités de la suture avec une pince d&#39;aiguille; doucement et lentement augmenter la suture sur 1-2 secondes, puis relâchez lentement la tension. IVC occlusion peut également être effectuée par l&#39;application en douceur de la pression aide d&#39;un coton-tige pointe. </li><li> Répétez cette procédure jusqu&#39;à trois enregistrements distincts sont optimales made du même animal. Remarque: Optimal enregistrements doivent avoir au moins 5 volumes de pression cycles de boucle et une baisse constante des pressions ventriculaires gauche de fin de diastole lors de l&#39;application de la tension sur le fil de suture (figure 4A et 4B). </li></ol> 6. Saline Calibration <ol><li> A la fin de l&#39;étude, une conductance parallèle (V p) valeur peut être obtenir par injection d&#39;un bolus de 10 pl d&#39;une solution saline hypertonique (15%) dans l&#39;animal à travers la veine jugulaire (figure 5A et 5B). Remarque: Ce bolus provoque une augmentation du volume apparent, sans modification de la pression. Ce changement apparent en volume est le résultat d&#39;un changement dans le sang piscine conductance plutôt que due à une augmentation réelle du volume. Une baisse transitoire de la dP / dt max peut être observé, comme une solution saline hypertonique a un effet inotrope négatif 13. Le V p calculé peut être entré dans le volume de pression logiciel d&#39;analyse de boucle le longavec les paramètres d&#39;étalonnage de la cuvette et à convertir les UVR en microlitres. </li></ol> 7. Cuvette Calibration <ol><li> Pour effectuer un étalonnage de la cuvette, placer une cuvette avec des puits de diamètres connus fournis par le fabricant sur un coussin chauffant ou un bain d&#39;eau chauffée à 37 ºC. Remplissez les 4-5 premiers trous avec sang héparine chaud frais de souris l&#39;objet d&#39;évaluations hémodynamiques. Remarque: une cuvette de calibrage permet une évaluation précise de pool sanguin du ventricule gauche en utilisant le sang de souris et permet la conversion de données de volume de UVR à microlitres. </li><li> Insérer le cathéter de la conductance dans le premier puits, jusqu&#39;à ce que toutes les électrodes sont immergées. Déplacez doucement le cathéter dans le puits, ce qui va générer RVUs variable. </li><li> Enregistrez les modifications de conductance dans le volume du canal dans RVUs. Sélectionnez la plus haute RVU pour l&#39;étalonnage. Remarque: Le volume des puits peut être calculée soit par 1) en utilisant l&#39;équation pour le volume d&#39;un cylindre, où le rayon est celui du puits de cuve et la longueur est basée sur la longueur entre les deux électrodes de détection interne ou 2) la vérification dans les instructions du fabricant. La sortie de la conductance peut être corrélée avec les volumes connus pour développer une équation d&#39;étalonnage qui convertit les données à partir de 11 microlitres dans UVR. </li></ol> 8. euthanasie <ol><li> À la conclusion du protocole, les souris sont euthanasiées par dislocation cervicale sous anesthésie. </li><li> Afin d&#39;assurer la mort, les souris ayant subi une dislocation cervicale doivent subir une méthode secondaire de l&#39;euthanasie. Nous utilisons exsanguination sous anesthésie, avec la récolte du tissu cardiaque pour l&#39;expérimentation, ou thoracotomie bilatérale sous anesthésie. </li></ol> 9. Analyse des données en utilisant un volume de pression boucle logiciel d&#39;analyse <ol><li> Calculer V p de calibrage Saline <ol><li> Sélectionnez pression et volumoi boucles obtenu lors de l&#39;éjection de solution saline hypertonique (figure 5A et 5B) </li><li> Exporter boucles de logiciel d&#39;analyse de volume de pression. Choisissez l&#39;option pour l&#39;étalonnage de Saline (Figure 5C) </li><li> Enregistrez la valeur V de p calculée (Figure 5D). Remarque: La valeur de p de V est calculée en identifiant l&#39;intersection du volume 1) Fin-diastolique vs le volume en fin de systole de l&#39;étalonnage de la solution saline et 2) la ligne de volume volume = Fin-Fin systolique-diastolique. L&#39;intersection de ces lignes offre la V p, qui est calculée par le logiciel d&#39;analyse de boucle de volume de pression. </li></ol></li><li> Entrez la conductance au volume (ERF) relation dans les options de canal de volume (figure 1F) </li><li> Mesurer Baseline pression-volume relation de boucle <ol><li> Sélectionnez 8-10 cycles cardiaques provenant des canaux de pression et de volume une fois l&#39;état d&#39;équilibre a été atteint (figure 2A) et l&#39;exportation à l&#39;analyse douceWare. Identifier 5-6 boucles fin d&#39;expiration (figure 2B) </li><li> Utilisez la valeur de p de V pour corriger la conductance parallèle. Choisissez l&#39;option &quot;Steady State&quot; et de générer un tableau récapitulatif hémodynamique (figure 2C) </li></ol></li><li> Mesure pression-volume Relation de boucle lors de constriction aortique <ol><li> Sélectionnez 8-10 cycles cardiaques provenant des canaux de pression et de volume qui correspondent à une constriction aortique avant l&#39;augmentation des pressions de fin de diastole (figure 3A) et l&#39;exportation vers des logiciels d&#39;analyse. Identifier 5-6 boucles fin d&#39;expiration (figure 3C) </li><li> Sélectionnez l&#39;analyse &quot;contractilité&quot; (figure 3B), qui calcule le volume de pression Relation en fin de systole (ESPVR) </li></ol></li><li> Mesure pression-volume Relation de boucle pendant IVC constriction <ol><li> Sélectionnez 8-10 cycles cardiaques provenant des canaux de pression et de volume qui correspondent à IVC constriction (Figure 4A) et l&#39;exportation de logiciels d&#39;analyse. Identifier 5-6 boucles fin d&#39;expiration (figure 4B) </li><li> Sélectionnez l&#39;analyse &quot;contractilité&quot; (figure 3B), qui calculera travail systolique recrutable précharge (PRSW) (figure 4C), dp / dt maximale vs EDV (figure 4D), ainsi que la ESPVR et la relation pression-volume télédiastolique (Figure 4E) </li></ol></li></ol>

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Les auteurs ont rien à révéler.

Nous décrivons une méthode pour perfoming analyse de la boucle pression-volume en utilisant un cathéter de conductance chez la souris, de tirer des analyses complètes des deux contractilité cardiaque et de détente. Suga, Sagawa et collègues utilisées pression-volume boucles de définir les mesures de contractilité cardiaque, en particulier la pente de la ESPVR, ou l&#39;élastance télésystolique (E s), et E max. Élastance, défini par le rapport de la pression de volume (P / V), varie s...

Cardiac analyse de la boucle pression-volume fournit des informations détaillées de la fonction cardiaque et sont l&#39;étalon-or pour l&#39;évaluation fonctionnelle 1. Bien que les techniques d&#39;imagerie telles que l&#39;échographie ou l&#39;IRM cardiaque fournissent des mesures fonctionnelles, ces mesures sont très dépendants des conditions de chargement. Mesures d&#39;indépendant de la charge de la contractilité cardiaque et la relaxation exigent des mesures dynamiques de la pression ventriculaire et la relation de volume sur une plage de précharge et la postcharge. Cette compréhension de la relation pression-volume provient du travail de pionnier de Sagawa et ses collègues 2,3. Ils ont démontré ex vivo coeurs canins perfusés que les dérivés mesures de contractilité de boucle pression-volume étaient indépendants des conditions de chargement 4. En application de ces analyses in vivo n&#39;a été rendu possible par le développement de cathéters de conductance dans les années 1980. Ce progrès technique a permis Kass et collègues pour effectuer pression-volume analyse en boucle chez les humains 5,6. La miniaturisation des cathéters et des améliorations dans les techniques chirurgicales conductance à la fin des années 1990, a fait sept analyse de la fonction cardiaque de rongeur possible, ce qui permet pour les études génétiques et pharmacologiques à effectuer. Cette avance a depuis conduit à l&#39;utilisation généralisée de l&#39;analyse de la boucle pression-volume et a suscité beaucoup de perspicacité dans la physiologie cardiaque des mammifères. Un concept clé dans l&#39;utilisation de cathéters de conductance et l&#39;interprétation des données obtenues à partir de ce est la relation entre le volume et la conductance. La conductance est inversement proportionnelle à la tension, qui est mesurée en utilisant un cathéter avec des électrodes placées de manière proximale, habituellement placés au-dessous de la valve aortique, et distalement, au sommet LV 8. Changements de la tension ou de la conductivité sont mesurés par les variations du courant qui en découlent proximale à l&#39;électrode distale. Bien que la piscine de sang contribuents de manière significative à la conductance, la contribution de la paroi ventriculaire, appelée la conductance parallèle (V p), de la conductance mesurée doit être soustraite pour obtenir des mesures de volume de LV absolus. Les méthodes pour effectuer cette correction, appelé un étalonnage de solution saline, sont discutés dans le protocole ci-dessous. La relation mathématique entre la conductance et le volume, décrit par Baan et ses collègues, est que le volume = 1 / α; (ρ L 2) (GG p), où α = champ uniforme facteur de correction, ρ = résistivité du sang, L = distance entre les électrodes, G = conductance G et p = conductance non-sang neuf. Il faut noter que le champ uniforme facteur de correction en se rapproche de 1,0 souris en raison du faible volume de la chambre 10. Couplé avec des transducteurs de pression, le cathéter à conductance fournit des données de pression et de volume simultanée en temps réel. PRESSU cardiaquere volume analyse présente des avantages particuliers sur les autres mesures de la fonction cardiaque, car ils permettent la mesure de la fonction ventriculaire indépendante des conditions de charge et de la fréquence cardiaque. Indices spécifiques indépendants de la charge cardiaques de la contractilité comprennent: en fin de systole relation pression-volume (ESPVR), d P / d t max relation de volume -end-diastolique, élastance maximale (E max) et de la précharge du travail systolique recrutable (PRSW). Une mesure de la fonction diastolique indépendant de la charge est le rapport de volume de fin de diastole de pression (EDPVR) 11. Le protocole décrit le déroulement de l&#39;analyse cardiaque en boucle pression-volume, en utilisant à la fois une carotide et une approche apicale. Bien que la méthodologie pour effectuer ces études ont été décrites en détail précédemment 8,11, nous passerons en revue les principales étapes pour obtenir des mesures de pression-volume précis, y compris à la fois la correction de solution saline et l&#39;étalonnage de la cuvette, et de fournir une démonstration visuelle de Thesles procédures de e. Recherche sur des animaux effectués pour cette étude a été gérée selon des protocoles approuvés et aux règles de protection des animaux du comité soin et l&#39;utilisation des animaux institutionnel de Duke University Medical Center.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>AnaSed (xylazine)&#160;</td>
			<td>Lloyd Laboratories</td>
			<td>NADA no. 139-236</td>
			<td>Anesthetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketaset (ketamine)</td>
			<td>Pfizer</td>
			<td>440842</td>
			<td>Anesthetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VIP3000</td>
			<td>Matrx Medical Inc.</td>
			<td></td>
			<td>Anesthesia machine</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ventilator</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>Model 683</td>
			<td>Surgical Equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tubing kit</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>72-1049</td>
			<td>Surgical Equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Homeothermic Blanket&#160;</td>
			<td>Kaz Inc.</td>
			<td>5628</td>
			<td>Surgical Equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereo microscope</td>
			<td>Carl Zeiss Optical Inc.</td>
			<td>Stemi 2000</td>
			<td>Surgical Equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Illuminator</td>
			<td>Cole&#8211;Parmer</td>
			<td>41720</td>
			<td>Surgical Equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont no. 55 Dumostar Forceps&#160;</td>
			<td>Fine Science Tools Inc</td>
			<td>11295-51</td>
			<td>Surgical Instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Graefe forceps, curved&#160;</td>
			<td>Fine Science Tools Inc</td>
			<td>11052-10</td>
			<td>Surgical Instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Moria MC31 forceps&#160;</td>
			<td>Fine Science Tools Inc</td>
			<td>11370-31</td>
			<td>Surgical Instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mayo scissors&#160;</td>
			<td>Fine Science Tools Inc</td>
			<td>14512-15</td>
			<td>Surgical Instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iris scissors&#160;</td>
			<td>Fine Science Tools Inc</td>
			<td>14041-10</td>
			<td>Surgical Instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Halsey needle holder&#160;</td>
			<td>Fine Science Tools Inc</td>
			<td>12501-13</td>
			<td>Surgical Instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Olsen&#8211;Hegar needle holder&#160;</td>
			<td>Fine Science Tools Inc</td>
			<td>12002-12</td>
			<td>Surgical Instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>spring scissors</td>
			<td>Fine Science Tools Inc</td>
			<td>15610-08</td>
			<td>Surgical Instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>disposable underpads</td>
			<td>Kendall/Tyco Healthcare</td>
			<td>1038</td>
			<td>Surgical Supplies</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile gauze sponges, sterile&#160;</td>
			<td>Dukal</td>
			<td>62208</td>
			<td>Surgical Supplies</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton-tipped applicators, sterile&#160;</td>
			<td>Solon</td>
			<td>368</td>
			<td>Surgical Supplies</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical suture,&#160; silk, 6-0&#160;</td>
			<td>DemeTECH</td>
			<td>FT-639-1</td>
			<td>Surgical Supplies</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 cc Insulin syringes&#160;</td>
			<td>Becton Dickenson</td>
			<td>329412</td>
			<td>Surgical Supplies</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Access-9&#8482; Hemostasis Valve</td>
			<td>Merit Medical&#160;</td>
			<td>MAP111</td>
			<td>Hemodynamic equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sphygmomanometer</td>
			<td>Baumanometer</td>
			<td>320</td>
			<td>Hemodynamic equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Millar PV system MPVS-300/400 or MPVS Ultra (includes calibration cuvette)</td>
			<td>ADInstruments Inc</td>
			<td></td>
			<td>Hemodynamic equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1.4F conductance catheter&#160;</td>
			<td>ADInstruments Inc</td>
			<td>SPR-839</td>
			<td>Hemodynamic equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PowerLab 4/30 with Chart Pro</td>
			<td>ADInstruments Inc.</td>
			<td>ML866/P</td>
			<td>Hemodynamic software</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>animal clipper</td>
			<td>Wahl</td>
			<td>8787-450A</td>
			<td>Miscellaneous</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Intradermic tubing PE-10 (Becton Dickinson, cat. no. )</td>
			<td>Becton Dickenson</td>
			<td>427401</td>
			<td>Miscellaneous</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Intradermic tubing PE-50 (Becton Dickinson, cat. no.)</td>
			<td>Becton Dickenson</td>
			<td>427411</td>
			<td>Miscellaneous</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle assortment (18, 25 and 30 gauge; Thomas Scientific)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Miscellaneous</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.9% (wt/vol) sodium chloride injection, USP , cat. no. )</td>
			<td>Hospira</td>
			<td>NDC no. 0409-4888-50</td>
			<td>Miscellaneous</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical tape</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Miscellaneous</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Alconox (Alconox Inc.) for catheter cleaning</td>
			<td>ADInstruments Inc.</td>
			<td></td>
			<td>Miscellaneous</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

cardiac pressure-volume loop analysis using conductance catheters in mice

Cardiac pressure-volume loop analysis is the &#8220;gold-standard&#8221; in the assessment of load-dependent and load-independent measures of ventricular systolic and diastolic function. Measures of ventricular contractility and compliance are obtained through examination of cardiac response to changes in afterload and preload. These techniques were originally developed nearly three decades ago to measure cardiac function in large mammals and humans. The application of these analyses to small mammals, such as mice, has been accomplished through the optimization of microsurgical techniques and creation of conductance catheters. Conductance catheters allow for estimation of the blood pool by exploiting the relationship between electrical conductance and volume. When properly performed, these techniques allow for testing of cardiac function in genetic mutant mouse models or in drug treatment studies. The accuracy and precision of these studies are dependent on careful attention to the calibration of instruments, systematic conduct of hemodynamic measurements and data analyses. We will review the methods of conducting pressure-volume loop experiments using a conductance catheter in mice.

Analyse en boucle pression-volume peut être utilisée pour mesurer la fonction cardiaque chez des souris génétiquement modifiées ou des souris subissant 14,15 études sur les médicaments 16. Représentant boucles de volume de pression sont prévus à partir de travaux déjà publiés 16 étudier l&#39;effet de la ß-Arrestin biaisé ligand AT1R, TRV120023. Pour tester si TRV120023 affecte la fonction cardiaque in vivo, une analyse en boucle pression-volume a été effectué...

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Cardiac Pressure-Volume Loop Analysis Using Conductance Catheters in Mice

Cardiac pressure-volume loop analysis is the most comprehensive way to measure cardiac function in the intact heart. We describe a technique to perform and analyze cardiac pressure volume loops, using conductance catheters.

Cardiac pression-volume Analyse boucle aide de la conductance cathéters chez la souris

Cardiac pressure-volume loop analysis is the &#8220;gold-standard&#8221; in the assessment of load-dependent and load-independent measures of ventricular ...

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Research

JoVE Journal

Biology

19.3K vues.  Duke University Medical Center. Cardiac pressure-volume loop analysis is the most comprehensive way to measure cardiac function in the intact heart. We describe a technique to perform and analyze cardiac pressure volume loops, using conductance catheters. 