Name: peering at brain polysomes with atomic force microscopy
Uploaded: 2016-03-16T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 49 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Peering at Brain Polysomes with Atomic Force Microscopy at JoVE.com

This research was supported by the AXonomIX research project financed by the Provincia Autonoma di Trento, Italy.

הפרקטיקות על מנת לקבל את רקמות העכבר אושרו על ידי גוף להגנת בעלי חיים (OPBA) של אוניברסיטת טרנטו (איטליה), פרוטוקול לא. 04-2015, לפי art.31 צו המחוקק לא. 26/2014. כל העכברים היו מתוחזקים במתקן אורגניזם מודל של המרכז לביולוגיה אינטגרטיבית (CIBIO), אוניברסיטת טרנטו, איטליה. זהירות: כדי למנוע את השפלה RNA של דגימות, להכין את כל מאגרי שימוש במים שטופלו DEPC למזעור זיהום RNase. 1. הכנת Polysomes ממוחו כל הפריטים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> איסוף רקמות מוח (15 דקות) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים C57BL זן עכבר wild-type / 6 עם מחנק 2 CO 5 דקות 36. בזהירות לנתח את המוח החוצה מהגולגולת 36, למקם את הרקמה לתוך צינור 1.5 מ&quot;ל ו למקם אותו בחנקן נוזלי. חנות ב -80 ° C עד השימוש. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנת lysate (30 דקות) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לכתוש את רקמת המוח כולו באמצעותובמכתש תחת חנקן נוזלי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העבר כ -25 מ&quot;ג אבקה לצינור microcentrifuge קר ומייד (כדי למנוע את הפשרת הרקמה המרסקת) להוסיף 0.8 מיליליטר של הצפת תמוגה (ראה טבלה 1) ולשבש את התא על ידי pipetting למעלה ולמטה 25 פעמים מהר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צנטריפוגה הצינור ב XG 12,000 במשך 1 דקות ב 4 ° C עד גלולה פסולת הסלולר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מעביר את supernatant לצינור microcentrifuge חדש ולשמור את הצינור על קרח במשך 15 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צנטריפוגה הצינור ב XG 12,000 במשך 5 דקות ב 4 ° C עד גלולת גרעינים ואת המיטוכונדריה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מעבירים את supernatant לצינור microcentrifuge חדש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אחסן את supernatant ב -80 מעלות צלזיוס למשך תקופה מקסימלית של 6 חודשים או להשתמש בו באופן מיידי. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנת שיפוע סוכרוז צנטריפוגה (2 שעה ו -30 דקות) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ultracentrifuge לשטוף צינורות בהרחבה עם מי RNase ללא (מי מטופלי diethylpyrocarbonate (מי DEPC) או מסחריים)ד 3% H 2 O 2 / DEPC H 2 O פתרון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מכניסים את הצינורות על הקרח ולהוסיף 5.5 מ&quot;ל של תמיסת סוכרוז קר 50% בחלק התחתון של צינור אחד (ראה לוח 1 עבור פתרונות סוכרוז). בזהירות להוסיף את ירידת תמיסת סוכרוז 15% אחר טיפה, נשאר קרוב שלבי ביניים כדי לשמור על שלבי חדה, עד הצינור הוא מלא לחלוטין. כאשר הצינור הוא מלא לחלוטין, לסגור אותו עם פקק גומי, כדי למנוע היווצרות בועות אוויר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחדר קר בעדינות להניח את הצינורות אופקיים ולשמור אותו בתנוחה זו למשך 2 שעות. לאחר פרק זמן זה, לאט ליישר את הצינורות בחזרה למצב אנכי ולשים אותם על הקרח. ההדרגתיים מוכנים כעת לשמש. לחלופין, להכין את שיפוע סוכרוז 15-50% באמצעות שיפוע קונבנציונאלי לשעבר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחדר קר להסיר בזהירות 1.0 מ&quot;ל מהחלק העליון של השיפוע ואת כיסוי הירידה סוכרוז אחר טיפה עם lysate cytosolic (כלומר, supernatant שהושגו STEp 1.2). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הורד בזהירות את הצינורות לתוך הדליים של הרוטור דלי מתנדנד. צנטריפוגה ההדרגתי עבור 100 דקות ב 180,000 XG ב 4 ° C באמצעות ultracentrifuge. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר צנטריפוגה, לעזוב את הצינורות בדליים שלהם במשך 20 דקות ב 4 ° C לתת לייצב ההדרגתי. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חלוקת שיפוע סוכרוז (2 שעות) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מוציאים בזהירות צינור ultracentrifuge אחד מן הרוטור ultracentrifuge ולעגן אותה במכשיר אספן של צפיפות מערכת חלוקה Gradient. אסוף 1 מיליליטר שברים ניטור את הספיגה ב 260 ננומטר עם גלאי UV / VIS (ראה איור 1 פנל עליון). שמור על השברים שנאספו על קרח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן aliquots של 30-40 μl של שברים של עניין, ולשמור אותם על הקרח לפני אחסונם ב -80 ° C עד השימוש. אין להשתמש aliquots או שברי סוכרוז כי עבר יותר משני מחזורי הקפאה-פשרה (ראה איור 1 פנל תחתון). </li></ol> &lt;/ Li&gt; </ol> 2. הכנת המדגם עבור מיקרוסקופית כוח אטומי (3 שעות) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות קלטת, לקלף את הגיליונות יציצו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שטוף את הגיליונות יציצו 3-4 פעמים עם מי DEPC ולמקם אותו לתוך צלחת פטרי קטנה. לאחר מכן לייבש את פני השטח באמצעות אוויר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מכסים את מיקה עם 200 μl של 1 מ&quot;מ Niso 4 דגירה במשך 3 דקות ב RT. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את הפתרון ניקל ולאחר מכן לייבש את פני השטח באמצעות אוויר. לבצע את המהלכים הבאים ב 4 ° C על ידי נחת צלחת פטרי עם תציץ על קרח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להפשיר aliquot שהושגו 1.4.2 על קרח בעדינות להוסיף את כל טיפה מדגם אחר טיפה על מיקה. בעזרת קצה 100-200 μl, להפיץ את המדגם על פני השטח של מיקה. דגירה המדגם על קרח למשך 3 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מכסה את הירידה יציץ גיליון אחר טיפה עם 200 μl קר הצפה-AFM (ראה טבלה 1) ו דגירה במשך שעה 1 על קרח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הדמיה בנוזל <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסירו בזהירות את ההצפה-AFM ו לכבס את הסדינים יציצו 3-4 זמןים עם 200 μl קר הצפה-AFM להסיר סוכרוז עודף. לאחר מכן לשטוף את הסדינים נציץ 3 פעמים עם פתרון כביסה קר (ראה טבלה מס &#39;1), בהשאירו את פני השטח נציץ סוקר בכמה מיקרוליטר של פתרון. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לך להצביע 3 (תמונת רכישה). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הדמיה באוויר <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מוציאים בזהירות את מאגר-AFM ולשטוף את מיקה 3-4 פעמים עם 200 μl קר הצפת-AFM להסיר את סוכרוז עודף. לאחר מכן, לשטוף את מיקה 3 פעמים עם פתרון כביסה קר (ראה טבלה 1) ומסננים את המים העודפים באמצעות נייר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השאירו המדגם להתייבש מתחת למכסה המנוע כימי עם החלק העליון של צלחת פטרי פתוחה חלקית. לאחר 2 שעות, לסגור את צלחת פטרי ולאחסן ב RT. מדוד את המדגם לאחר 2-3 שעות כפי שהם יציבים במשך שנים. </li></ol></li></ol> 3. Image Acquisition (15 דקות לכל תמונה לאחר ייצוב תרמי) הערה: Polysomes משותקת על תציץ ניתן הדמיה באוויר או בנוזל, באמצעות מצב AC. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צרף את מיקה לבעל המדגם באמצעות קלטת דו צדדית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את בעל מדגם בשלב AFM הבא להוראות היצרן. כאשר הדמיה בנוזל, במידת האפשר, מנסה לשמור על מדגם בטמפרטורה נמוכה מ -25 מעלות צלזיוס כדי להגביר את היציבות polysome בזמן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר שלוחה מתאימה הדמית AC ולעגן אותה על בעל הקצה הבא להוראות היצרן. הנה, cantilevers לשימוש עם כוח קבוע בין 2-20 N / m הדמיה אוויר סביב 0.1 N / m הדמיה נוזלי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התאם את מקום הליזר על השלוחה ואת אפס אותות הגלאים ברבע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר תדירות נהיגה מתאימה ולנסוע השלוחה עם משרעת של 10-20 ננומטר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מתקרב המדגם עד הקצה עוסקת פני השטח. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר אזור הסריקה של מיקרומטר 2x2, לרכוש לפחות תמונות פיקסל 512x512 (רוחב פיקסל &lt;4 ננומטר), בחר מצב חיסור רקע חיה בסולם Z של 20-25 ננומטר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדוק tהוא דמות מחפש בנוכחות חפצה עגולים מאופיינים גובה בין 10 ו -15 ננומטר בעת הרכישה באוויר ו -25 ו -30 ננומטר כאשר בנוזל ואת הרוחב ננו בטווח 25-30. כוונו את הפרמטרים setpoint ומשוב עד חפצים חדים הם דמיינו. הרקע אמור להופיע שטוח יחסית בדגימות טובות, עם כמה חפצים בגובה 2-4 ננומטר (ראה איור 2 א &#39;וב&#39;). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם התמונה נראית טובה (כמצוין בשלב 3.8), לרכוש כמה סריקות מיקרון 2x2 (לפחות עשר) בשעת אזורי מדגם שונים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> (אופציונאלי). במידת הצורך, לרכוש תמונות ברזולוציה גבוהה של polysomes שנבחר (ראה איור 2 ג). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל תיקוני תוכנה (חיסור מטוס ואלגוריתמי תיקון שורה אחר שורה) כדי לתקן את תמונות AFM הסרת הטיה שרירותית ונסחפו אפקטים. </li></ol> 4. ניתוח נתונים (30 דקות לכל תמונה) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ייצוא תמונות ב ImageJ (אופציונלי: להחיל גורם קנה מידה) preferentially באמצעות פורמט דחיסה ללא אובדן נתונים, למשל, בפורמט TIFF (ראה איור 3 א). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש RiboPick.ijm הכלים מאקרו ImageJ (להעתקה בתיקיית הכלים מאקרו / ImageJ) לספור הריבוזומים polysomes (ראה איור 3B) ולחשב הסטטיסטיים של המדגם (ראה איור 3 ג). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התחל טעינת תמונה באמצעות &lt;תמונה קרא&gt; כלי מאתחל את התוכנית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פיק המרכזים הריבוזום עם ImageJ &lt;פוינט בחירה&gt; כלי סטנדרטי (shift + שמאל לחץ מאפשר הריבוזומים רב מבחר). סמן את הריבוזומים הנבחרים עם הכלי &lt;מארק ריבוזומים&gt;. קואורדינטות ריבוזום תופענה חלון טקסט מותאם אישית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף עוד ריבוזומים לאותו polysome לחזור על ההליך שצוין בנקודת 4.2.2. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> סור בטעות ריבוזומים מסומנים באמצעות &lt;בטל האיסוף האחרון&gt; הכלי (מתחיל הסרה מן הריבוזום הוסיף האחרון לראשון212; ב polysome הנוכחי בלבד). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר polysome הושלמה, השתמש &lt;חדש polysome&gt; כלי. ככל שמספר polysome מתווסף כשכבה אל התמונה בחלון הטקסט מתעדכן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש &lt;שמירת תוצאות וקרובות&gt; לכתוב את הריבוזום לקובץ קואורדינטות (יחידות ברירת המחדל של התמונה משמשות) ואת תמונת PNG המסכם הריבוזומים שקוטף polysomes. התמונה המקורית סגורה ללא להינצל. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Buttgereit, F., Brand, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+hierarchy+of+ATP-consuming+processes+in+mammalian+cells.">A hierarchy of ATP-consuming processes in mammalian cells.</a> Biochem J. 312, 163-167 (1995).</li><li>Russell, J. B., Cook, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Energetics+of+bacterial+growth:+balance+of+anabolic+and+catabolic+reactions.">Energetics of bacterial growth: balance of anabolic and catabolic reactions.</a> Microbiol Rev. 59 (1), 48-62 (1995).</li><li>Vogel, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sequence+signatures+and+mRNA+concentration+can+explain+two-thirds+of+protein+abundance+variation+in+a+human+cell+line.">Sequence signatures and mRNA concentration can explain two-thirds of protein abundance variation in a human cell line.</a> Mol Syst Biol. 6, 400 (2010).</li><li>Schwanh&#228;usser, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Global+quantification+of+mammalian+gene+expression+control.">Global quantification of mammalian gene expression control.</a> Nature. 473, 337-342 (2011).</li><li>Tebaldi, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Widespread+uncoupling+between+transcriptome+and+translatome+variations+after+a+stimulus+in+mammalian+cells.">Widespread uncoupling between transcriptome and translatome variations after a stimulus in mammalian cells.</a> BMC Genomics. 13, 220 (2012).</li><li>Kondrashov, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ribosome-mediated+specificity+in+Hox+mRNA+translation+and+vertebrate+tissue+patterning.">Ribosome-mediated specificity in Hox mRNA translation and vertebrate tissue patterning.</a> Cell. 145 (3), 383-397 (2011).</li><li>Topisirovic, I., Svitkin, Y. V., Sonenberg, N., Shatkin, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cap+and+cap-binding+proteins+in+the+control+of+gene+expression.">Cap and cap-binding proteins in the control of gene expression.</a> Wiley Interdiscip Rev RNA. 2, 277-298 (2011).</li><li>Darnell, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=FMRP+stalls+ribosomal+translocation+on+mRNAs+linked+to+synaptic+function+and+autism.">FMRP stalls ribosomal translocation on mRNAs linked to synaptic function and autism.</a> Cell. 146 (2), 247-261 (2011).</li><li>Pircher, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+mRNA-derived+noncoding+RNA+targets+and+regulates+the+ribosome.">An mRNA-derived noncoding RNA targets and regulates the ribosome.</a> Mol Cell. 54 (1), 147-155 (2014).</li><li>Simms, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+active+role+for+the+ribosome+in+determining+the+fate+of+oxidized+mRNA.">An active role for the ribosome in determining the fate of oxidized mRNA.</a> Cell Rep. 9 (4), 1256-1264 (2014).</li><li>Kraushar, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporally+defined+neocortical+translation+and+polysome+assembly+are+determined+by+the+RNA-binding+protein+Hu+antigen+R.">Temporally defined neocortical translation and polysome assembly are determined by the RNA-binding protein Hu antigen R.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 111 (36), E3815-E3824 (2014).</li><li>van Heesch, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Extensive+localization+of+long+noncoding+RNAs+to+the+cytosol+and+mono-+and+polyribosomal+complexes.">Extensive localization of long noncoding RNAs to the cytosol and mono- and polyribosomal complexes.</a> Genome Biol. 15 (1), R6 (2014).</li><li>Preissler, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Not4-dependent+translational+repression+is+important+for+cellular+protein+homeostasis+in+yeast.">Not4-dependent translational repression is important for cellular protein homeostasis in yeast.</a> EMBO J. 34 (14), 1905-1924 (2015).</li><li>Palade, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+small+particulate+component+of+the+cytoplasm.">A small particulate component of the cytoplasm.</a> J Biophys Biochem Cytol. 1 (1), 59-68 (1955).</li><li>McQuillen, K., Roberts, R. B., Britten, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synthesis+of+nascent+protein+by+ribosomes+in+Escherichia+coli.">Synthesis of nascent protein by ribosomes in Escherichia coli.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 45 (9), 1437-1447 (1959).</li><li>Wettstein, F. O., Staehelin, T., Noll, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ribosomal+aggregate+engaged+in+protein+synthesis:+characterization+of+the+ergosome.">Ribosomal aggregate engaged in protein synthesis: characterization of the ergosome.</a> Nature. 2 (197), 430-435 (1963).</li><li>Dimitriadis, E. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tetrameric+organization+of+vertebrate+centromeric+nucleosomes.">Tetrameric organization of vertebrate centromeric nucleosomes.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (47), 20317-20322 (2010).</li><li>Allen, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Atomic+force+microscope+measurements+of+nucleosome+cores+assembled+along+defined+DNA+sequences.">Atomic force microscope measurements of nucleosome cores assembled along defined DNA sequences.</a> Biochemistry. 32 (33), 8390-8396 (1993).</li><li>Ban, N., Nissen, P., Hansen, J., Moore, P., Steitz, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+complete+atomic+structure+of+the+large+ribosomal+subunit+at+2.4+&#197;+resolution.">The complete atomic structure of the large ribosomal subunit at 2.4 &#197; resolution.</a> Science. 289 (5481), 905-920 (2000).</li><li>Schluenzen, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structure+of+functionally+activated+small+ribosomal+subunit+at+3.3+&#197;+resolution.">Structure of functionally activated small ribosomal subunit at 3.3 &#197; resolution.</a> Cell. 102 (5), 615-623 (2000).</li><li>Ben-Shem, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+structure+of+the+eukaryotic+ribosome+at+3.0+&#197;+resolution.">The structure of the eukaryotic ribosome at 3.0 &#197; resolution.</a> Science. 334 (6062), 1524-1529 (2011).</li><li>Anger, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structures+of+the+human+and+Drosophila+80S+ribosome.">Structures of the human and Drosophila 80S ribosome.</a> Nature. 497 (7447), 80-85 (2013).</li><li>Brandt, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+native+3D+organization+of+bacterial+polysomes.">The native 3D organization of bacterial polysomes.</a> Cell. 136, 261-271 (2009).</li><li>Myasnikov, A. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+molecular+structure+of+the+left-handed+supra-molecular+helix+of+eukaryotic+polyribosomes.">The molecular structure of the left-handed supra-molecular helix of eukaryotic polyribosomes.</a> Nat. Commun. 5, 5294 (2014).</li><li>Afonina, Z. A., Myasnikov, A. G., Shirokov, V. A., Klaholz, B. P., Spirin, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Formation+of+circular+polyribosomes+on+eukaryotic+mRNA+without+cap-structure+and+poly(A)-tail:+a+cryo+electron+tomography+study.">Formation of circular polyribosomes on eukaryotic mRNA without cap-structure and poly(A)-tail: a cryo electron tomography study.</a> Nucleic Acids Res. 42 (14), 9461-9469 (2014).</li><li>Afonina, Z. A., Myasnikov, A. G., Shirokov, V. A., Klaholz, B. P., Spirin, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conformation+transitions+of+eukaryotic+polyribosomes+during+multi-round+translation.">Conformation transitions of eukaryotic polyribosomes during multi-round translation.</a> Nucleic Acids Res. 43 (1), 618-628 (2015).</li><li>Viero, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three+distinct+ribosome+assemblies+modulated+by+translation+are+the+building+blocks+of+polysomes.">Three distinct ribosome assemblies modulated by translation are the building blocks of polysomes.</a> J Cell Biol. 208 (5), 581-596 (2015).</li><li>Brandt, F., Carlson, L. -. A., Hartl, F. U., Baumeister, W., Gr&#252;newald, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+three-dimensional+organization+of+polyribosomes+in+intact+human+cells.">The three-dimensional organization of polyribosomes in intact human cells.</a> Mol. Cell. 39, 560-569 (2010).</li><li>Wu, X., Liu, W. Y., Xu, L., Li, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Topography+of+ribosomes+and+initiation+complexes+from+rat+liver+as+revealed+by+atomic+force+microscopy.">Topography of ribosomes and initiation complexes from rat liver as revealed by atomic force microscopy.</a> Biol Chem. 378 (5), 363-372 (1997).</li><li>Yoshida, T., Wakiyama, M., Yazaki, K., Miura, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transmission+electron+and+atomic+force+microscopic+observation+of+polysomes+on+carbon-coated+grids+prepared+by+surface+spreading.">Transmission electron and atomic force microscopic observation of polysomes on carbon-coated grids prepared by surface spreading.</a> J. Electron Microsc (Tokyo). 46 (6), 503-506 (1997).</li><li>Mikamo, E. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Native+polysomes+of+Saccharomyces+cerevisiae+in+liquid+solution+observed+by+atomic+force+microscopy.">Native polysomes of Saccharomyces cerevisiae in liquid solution observed by atomic force microscopy.</a> J. Struct. Biol. 151, 106-110 (2005).</li><li>Mikamo-Satoh, E. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Profiling+of+gene-dependent+translational+progress+in+cellfree+protein+synthesis+by+real-space+imaging.">Profiling of gene-dependent translational progress in cellfree protein synthesis by real-space imaging.</a> Anal. Biochem. 394, 275-280 (2009).</li><li>Bernab&#242;, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Studying+translational+control+in+non-model+stressed+organisms+by+polysomal+profiling.">Studying translational control in non-model stressed organisms by polysomal profiling.</a> J. Insect Physiol. 76, 30-35 (2015).</li><li>Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=IH+Image+to+ImageJ:+25+years+of+image+analysis.">IH Image to ImageJ: 25 years of image analysis.</a> Nat. Methods. 9, 671-675 (2012).</li><li>Lauria, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=RiboAbacus:+a+model+trained+on+polyribosome+images+predicts+ribosome+density+and+translational+efficiency+from+mammalian+transcriptomes.">RiboAbacus: a model trained on polyribosome images predicts ribosome density and translational efficiency from mammalian transcriptomes.</a> Nucleic Acids Res. , (2015).</li><li>Al Omran, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Live+Imaging+of+the+Ependymal+Cilia+in+the+Lateral+Ventricles+of+the+Mouse+Brain.">Live Imaging of the Ependymal Cilia in the Lateral Ventricles of the Mouse Brain.</a> J Vis Exp. (100), e52853 (2015).</li><li>Warner, J. R., Rich, A., Hall, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electron+microscope+studies+of+ribosomal+clusters+synthesizing+hemoglobin.">Electron microscope studies of ribosomal clusters synthesizing hemoglobin.</a> Science. 138, 1399-1403 (1962).</li><li>Yazaki, K., Yoshida, T., Wakiyama, M., Miura, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Polysomes+of+eukaryotic+cells+observed+by+electron+microscopy.">Polysomes of eukaryotic cells observed by electron microscopy.</a> J. Electron Microsc (Tokyo). 49, 663-668 (2000).</li></ol>

The authors have no competing financial interests in this paper and nothing to disclose.

כמו מבנה ה- DNA הוכח להיות בעל חשיבות עליונה כדי לתאר את התהליך של שעתוק כארגון של הכרומטין קידם את ההבנה שלנו של שליטה תעתיק של ביטוי גנים, חשוב לנתח את הארגון והמבנה של polysomes לשפר הבנה אמת תרגום והרגולציה שלה. עם הפרוטוקול המתואר, צ...

הסינתזה של חלבון היא תהליך האנרגיה הרב ביותר בתאים 1,2. לפיכך, אין זה מפתיע כי שכיחותם חלבון נשלטת בעיקר על translational ולא 3,4,5 רמת התעתיק. Polysome הוא המרכיב macromolecular היסוד הממיר את המידע mRNA לתוך readouts חלבוניים פונקציונלי. Polysomes ובכך מוכרים ככל מתחמי macromolecular שבו מספר פקדים translational להתכנס 6-13. למרות מאה מחקרים על מבנה הריבוזום 14- 16, תובנה המולקולריות המפורטות לתוך הדינמיקה של תרגום ואת הטופולוגיה של polysomes נתקלו עניין מוגבל. כתוצאה מכך, הארגון של מתחם polysomal ribonucleoprotein יליד ההשפעה הפוטנציאלית שלה על תרגום עדיין די בעיות מעורפלות. Polysomes עשוי להסתיר עדיין ארגונים ידועים הורה ופונקציונלי, פוטנציאל שיקוף נוקלאוזום מה לניהול עבודות אפיגנטייםls ייצג לתחום שעתוק. ואכן, החקירה של שערת מסקרן זה דורשת מחקרים נוספים וגישות טכניות חדשות. בקו הזה, טכניקות מבניות במיקרוסקופ כוח אטומי יכולים לשתף פעולה פורה לפענח מנגנונים חדשים לבקרת ביטוי גנים, בדומה למה הושג עבור הנוקלאוזום 17,18. מאז גילויו של הריבוזום 14-16, מבנו התאפיין בהרחבת פרוקריוטים 19,20, שמרים 21 ולאחרונה ב -22 אנושיים, מתן התיאור המולקולרי של המנגנונים בבסיס סינתזת חלבון. Polysomes בתחילה הוכרו על הממברנה של reticulum endoplasmic, ויצר ארגונים גיאומטריים 2D טיפוסיים 14. כפי שהוזכר קודם לכן, הרכבת polysome לא מושא ריבית קבועה כמו המבנה הריבוזום. בעבר, polysomes נחקר בעיקרו על ידי transmission EM מבוסס טכניקות. רק לאחרונה, טכניקות קריו-EM איפשר שחזור 3D של polysomes מטוהרים ממערכות תרגום במבחנה 23-26, lysates הסלולר אדם 27 או בתאים 28. טכניקות אלו המוצעים מידע מעודן יותר על הארגון הריבוזום-הריבוזום ב polysomes 23, 26-28 ותיאור מולקולרי ראשוני של משטחי מגע של ריבוזומים סמוכים polysomes נבט חיטה 24. לפיכך, טומוגרפיה קריו-EM מאפשרת הגילוי של אינטראקציות הריבוזום-הריבוזום עם מולקולרי, אבל הוא נטל על ידי ושחזור שלאחר עיבוד נרחב מנתח הדורשים משאבי חישוביים כבדים לצורך הטיפול במידע. יתר על כן, כדי לקבל את הפרטים המולקולריים של אינטראקציות הריבוזום-הריבוזום, מפה נפתרה ביותר של הריבוזום נדרשה, וגם זה סוג של הריבוזום עזר זמין רק לכמה מינים. חשוב לציין, טומוגרפיה קריו-EM היא לא מסוגלת לזהות RNA בחינם. Therefבצר, טכניקות חדשות נדרשים להבין את הארגון באופן מלא של מכונות תרגום. לצד קריו-EM, AFM הועסק גם ככלי שימושי עבור הדמיה ישירה של polysomes אאוקריוטים התחתון 29-33 ובני אדם 27. לעומת EM, AFM לא דורש קיבוע מדגם או תיוג. בנוסף, מדידות יכולות להתבצע בתנאים פיסיולוגיים ליד ועם האפשרות הייחודית של זיהוי הוא ריבוזומים בבהירות גדילי RNA עירום 27. הדמיה של polysomes היחיד יכולה להתבצע במהירות יחסית, קבלת אלף תמונות בבת ברזולוצית ננו עם מאמץ שלאחר עיבוד מעט לעומת העיבוד שלאחר נרחב וכבד ושחזור ניתוחי נדרש על ידי מיקרוסקופ קריו-EM. כתוצאה מכך, AFM טיפול נתונים וניתוח לא צריך תחנות עבודה יקרות וכוח מחשוב גבוה. ככזה, טכניקה זו אוספת מידע על צורות polysomal, מאפיינים מורפולוגיים (כגוןגובה, אורך ורוחב), צפיפויות הריבוזום, בנוכחות RNA חינם ומספר ריבוזומים לכל polysome 27 עם תפוקה גבוהה יותר מאשר-EM קריו. באופן כזה, AFM מייצג גישה חזק משלים טכניקות EM להציג polysomes 27. כאן אנו מציגים צינור מלא מפני טיהור כדי ניתוח נתונים שבו AFM מוחל תמונה ולנתח polysomes במוח עכבר. הפרוטוקול המוצע מתמקד בנושאי טיהור ועל בתצהיר המדויק של polysomes על מצעים יציצו המשמשים הדמית AFM. בנוסף ניתוח חלקיקים קונבנציונלי שניתן לבצע בקלות עם תוכנה נפוצה בשימוש על ידי קהילת AFM, תוסף 34 ImageJ, שנקרא RiboPick, מוצג עבור לספור את מספר ריבוזומים לכל polysome 27, 35.

<table><tbody><tr><td>Cycloheximide</td><td>Sigma</td><td>01810</td><td>Prepararation of lysate</td></tr><tr><td>DNAseI</td><td>Thermo Scientific</td><td>89836</td><td>Prepararation of lysate</td></tr><tr><td>RiboLock RNAse Inhibitor</td><td>Life technologies</td><td>EO-0381</td><td>Prepararation of lysate</td></tr><tr><td>DEPC</td><td>Sigma</td><td>40718</td><td>Prepararation of lysate</td></tr><tr><td>Triton X100</td><td>Sigma</td><td>T8532</td><td>Prepararation of lysate</td></tr><tr><td>DTT</td><td>Sigma</td><td>43815</td><td>Prepararation of lysate</td></tr><tr><td>Sodium Deoxycholate</td><td>Sigma</td><td>D6750</td><td>Prepararation of lysate</td></tr><tr><td>Microcentrifuge&amp;nbsp;</td><td>Eppendorf</td><td>5417R</td><td>Prepararation of lysate</td></tr><tr><td>Sucrose</td><td>Sigma</td><td>S5016</td><td>Sucrose gradient preparation</td></tr><tr><td>Ultracentrifuge</td><td>Beckman Coulter</td><td>Optima LE-80K</td><td>Sucrose gradient centrifugation</td></tr><tr><td>Ultracentrifuge Rotor</td><td>Beckman Coulter</td><td>SW 41 Ti</td><td>Sucrose gradient centrifugation</td></tr><tr><td>Polyallomer tube</td><td>Beckman Coulter</td><td>331372</td><td>Sucrose gradient centrifugation</td></tr><tr><td>Density Gradient Fractionation System&amp;nbsp;</td><td>Teledyne Isco</td><td>67-9000-176</td><td>Sucrose gradient fractionation</td></tr><tr><td>AFM</td><td>Asylum Research</td><td>Cypher</td><td>Polysome visualization</td></tr></tbody></table>

peering at brain polysomes with atomic force microscopy

מנגנון translational, כלומר, polysome או polyribosome, הוא אחת הכונה ציטופלסמית הגדולות והמורכבות ביותר בתאים. Polysomes, שהוקם על ידי הריבוזומים, mRNAs, כמה חלבוני RNAs ללא קידוד, מייצג פלטפורמות משולבות שבו שולט translational להתקיים. עם זאת, בעוד הריבוזום נחקר באופן נרחב, ארגון polysomes עדיין חסר הבנה מקיפה. כך מאמץ רב נדרש כדי להבהיר ארגון polysome וכל מנגנון חדשני מלא translational שעשוי להיות מוטבע. מיקרוסקופ כוח אטומי (AFM) הוא סוג של מיקרוסקופיה בדיקת סריקה המאפשר רכישת תמונות 3D ברזולוציה של ננו. לעומת במיקרוסקופ אלקטרונים (EM) טכניקות, אחד היתרונות העיקריים של AFM הוא שזה יכול לרכוש אלף תמונות הם אוויר בתמיסה, מה שמאפשר את המדגם כדי להישמר בתנאים פיסיולוגיים ליד ללא כל צורך מכתים ותיקון פרופרוצדורות. כאן, פרוטוקול מפורט לטיהור המדויקת של polysomes ממוח עכבר בתצהיר שלהם על מצעים יציצו מתואר. פרוטוקול זה מאפשר הדמית polysome באוויר ואת הנוזלים עם AFM והשחזור שלהם כמו אובייקטים תלת-ממדיים. משלימים במיקרוסקופ אלקטרונים cryo- (cryo-EM), השיטה המוצעת ניתן להשתמש בנוחות לניתוח polysomes ולומדים הארגון שלהם באופן שיטתי.

פרופיל polysomal שיפוע סוכרוז של מוח עכבר השלם אפשר לטהר polysomes מתוך lysate הסלולר על ידי יצירת פרופיל polysomal, המפריד מקרומולקולות בהתאם למשקל וגודלם. עם פרופיל polysomal, lysates ציטופלסמית המתקבל תאי?...

Watch this Scientific Journal Video about Peering at Brain Polysomes with Atomic Force Microscopy at JoVE.com

Peering at Brain Polysomes with Atomic Force Microscopy

While ribosome structure has been extensively characterized, the organization of polysomes is still understudied. To overcome this lack of knowledge, we present here a detailed preparation protocol for accurate imaging of mammalian polysomes by atomic force microscopy (AFM) in air and liquid.

מציץ המוח Polysomes עם מיקרוסקופית כוח אטומי

The translational machinery, i.e., the polysome or polyribosome, is one of the biggest and most complex cytoplasmic machineries in cells. Polysomes, ...

peering-at-brain-polysomes-with-atomic-force-microscopy

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.3K Views.  Fondazione Bruno Kessler. While ribosome structure has been extensively characterized, the organization of polysomes is still understudied. To overcome this lack of knowledge, we present here a detailed preparation protocol for accurate imaging of mammalian polysomes by atomic force microscopy (AFM) in air and liquid. 

Video: Peering at Brain Polysomes with Atomic Force Microscopy

Visualization of Recombinant DNA and Protein Complexes Using Atomic Force Microscopy

Atomic force microscopy (AFM) allows for the visualizing of individual proteins, DNA molecules, protein-protein complexes, and DNA-protein complexes. On the end of the microscope's cantilever is a nano-scale probe, which traverses image areas ranging from nanometers to micrometers, measuring the elevation of macromolecules resting on the substrate surface at any given point. Electrostatic forces cause proteins, lipids, and nucleic acids to loosely attach to the substrate in random orientations and permit imaging. The generated data resemble a topographical map, where the macromolecules resolve as three-dimensional particles of discrete sizes (Figure 1) 1,2. Tapping mode AFM involves the repeated oscillation of the cantilever, which permits imaging of relatively soft biomaterials such as DNA and proteins. One of the notable benefits of AFM over other nanoscale microscopy techniques is its relative adaptability to visualize individual proteins and macromolecular complexes in aqueous buffers, including near-physiologic buffered conditions, in real-time, and without staining or coating the sample to be imaged. 
The method presented here describes the imaging of DNA and an immunoadsorbed transcription factor (i.e. the glucocorticoid receptor, GR) in buffered solution (Figure 2). Immunoadsorbed proteins and protein complexes can be separated from the immunoadsorbing antibody-bead pellet by competition with the antibody epitope and then imaged (Figure 2A). This allows for biochemical manipulation of the biomolecules of interest prior to imaging. Once purified, DNA and proteins can be mixed and the resultant interacting complex can be imaged as well. Binding of DNA to mica requires a divalent cation 3,such as Ni2+ or Mg2+, which can be added to sample buffers yet maintain protein activity. Using a similar approach, AFM has been utilized to visualize individual enzymes, including RNA polymerase 4 and a repair enzyme 5, bound to individual DNA strands. These experiments provide significant insight into the protein-protein and DNA-protein biophysical interactions taking place at the molecular level. Imaging individual macromolecular particles with AFM can be useful for determining particle homogeneity and for identifying the physical arrangement of constituent components of the imaged particles. While the present method was developed for visualization of GR-chaperone protein complexes 1,2 and DNA strands to which the GR can bind, it can be applied broadly to imaging DNA and protein samples from a variety of sources.

A tapping mode atomic force microscope (AFM) method for the visualization of plasmid DNA, cytoplasmic proteins, and DNA-protein complexes is described. The method includes alternate approaches for preparing samples for AFM imaging following biochemical manipulation. DNA containing specific protein interacting regions are observed in near-physiologic buffer conditions.

ויזואליזציה של דנ&quot;א רקומביננטי ו קומפלקסים חלבונים באמצעות מיקרוסקופ כוח אטומי

Atomic force microscopy (AFM) allows for the visualizing of individual proteins, DNA molecules, protein-protein complexes, and DNA-protein complexes. On ...

Bioengineering

Atomic Force Microscopy of Red-Light Photoreceptors Using PeakForce Quantitative Nanomechanical Property Mapping

Atomic force microscopy (AFM) uses a pyramidal tip attached to a cantilever to probe the force response of a surface. The deflections of the tip can be measured to ~10 pN by a laser and sectored detector, which can be converted to image topography. Amplitude modulation or &#8220;tapping mode&#8221; AFM involves the probe making intermittent contact with the surface while oscillating at its resonant frequency to produce an image. Used in conjunction with a fluid cell, tapping-mode AFM enables the imaging of biological macromolecules such as proteins in physiologically relevant conditions. Tapping-mode AFM requires manual tuning of the probe and frequent adjustments of a multitude of scanning parameters which can be challenging for inexperienced users. To obtain high-quality images, these adjustments are the most time consuming.
PeakForce Quantitative Nanomechanical Property Mapping (PF-QNM) produces an image by measuring a force response curve for every point of contact with the sample. With ScanAsyst software, PF-QNM can be automated. This software adjusts the set-point, drive frequency, scan rate, gains, and other important scanning parameters automatically for a given sample. Not only does this process protect both fragile probes and samples, it significantly reduces the time required to obtain high resolution images. PF-QNM is compatible for AFM imaging in fluid; therefore, it has extensive application for imaging biologically relevant materials.
The method presented in this paper describes the application of PF-QNM to obtain images of a bacterial red-light photoreceptor, RpBphP3 (P3), from photosynthetic R. palustris in its light-adapted state. Using this method, individual protein dimers of P3 and aggregates of dimers have been observed on a mica surface in the presence of an imaging buffer. With appropriate adjustments to surface and/or solution concentration, this method may be generally applied to other biologically relevant macromolecules and soft materials.

A method for investigating the structure of a protein photoreceptor using atomic force microscopy (AFM) is described in this paper. PeakForce Quantitative Nanomechanical Property Mapping (PF-QNM) reveals intact protein dimers on a mica surface.

מיקרוסקופית כוח האטומי של אורות אדומים קולטני אור שימוש במיפוי PeakForce כמותי nanomechanical נכס

Atomic force microscopy (AFM) uses a pyramidal tip attached to a cantilever to probe the force response of a surface. The deflections of the tip can be ...

Engineering

Force Spectroscopy of Single Protein Molecules Using an Atomic Force Microscope

The determination of the folding process of proteins from their amino acid sequence to their native 3D structure is an important problem in biology. Atomic force microscopy (AFM) can address this problem by enabling stretching and relaxation of single protein molecules, which gives direct evidence of specific unfolding and refolding characteristics. AFM-based single-molecule force-spectroscopy (AFM-SMFS) provides a means to consistently measure high-energy conformations in proteins that are not possible in traditional bulk (biochemical) measurements. Although numerous papers were published to show principles of AFM-SMFS, it is not easy to conduct SMFS experiments due to a lack of an exhaustively complete protocol. In this study, we briefly illustrate the principles of AFM and extensively detail the protocols, procedures, and data analysis as a guideline to achieve good results from SMFS experiments. We demonstrate representative SMFS results of single protein mechanical unfolding measurements and we provide troubleshooting strategies for some commonly encountered problems.

We describe the detailed procedures and strategies to measure the mechanical properties and mechanical unfolding pathways of single protein molecules using an atomic force microscope. We also show representative results as a reference for selection and justification of good single protein molecule recordings.

כוח ספקטרוסקופיה של מולקולות חלבון יחיד באמצעות מיקרוסקופ כוח אטומי

The determination of the folding process of proteins from their amino acid sequence to their native 3D structure is an important problem in biology. ...

Biochemistry

Measuring the Mechanical Properties of Living Cells Using Atomic Force Microscopy

Mechanical properties of cells and extracellular matrix (ECM) play important roles in many biological processes including stem cell differentiation, tumor formation, and wound healing. Changes in stiffness of cells and ECM are often signs of changes in cell physiology or diseases in tissues. Hence, cell stiffness is an index to evaluate the status of cell cultures. Among the multitude of methods applied to measure the stiffness of cells and tissues, micro-indentation using an Atomic Force Microscope (AFM) provides a way to reliably measure the stiffness of living cells. This method has been widely applied to characterize the micro-scale stiffness for a variety of materials ranging from metal surfaces to soft biological tissues and cells. The basic principle of this method is to indent a cell with an AFM tip of selected geometry and measure the applied force from the bending of the AFM cantilever. Fitting the force-indentation curve to the Hertz model for the corresponding tip geometry can give quantitative measurements of material stiffness. This paper demonstrates the procedure to characterize the stiffness of living cells using AFM. Key steps including the process of AFM calibration, force-curve acquisition, and data analysis using a MATLAB routine are demonstrated. Limitations of this method are also discussed.

This paper demonstrates a protocol to characterize the mechanical properties of living cells by means of microindentation using an Atomic Force Microscope (AFM).

מדידת התכונות המכאניות של תאי חיים באמצעות מיקרוסקופ כוח אטומי

Mechanical  properties of cells and extracellular matrix (ECM) play important roles in many  biological processes including stem cell differentiation, ...

Sub-nanometer Resolution Imaging with Amplitude-modulation Atomic Force Microscopy in Liquid

Atomic force microscopy (AFM) has become a well-established technique for nanoscale imaging of samples in air and in liquid. Recent studies have shown that when operated in amplitude-modulation (tapping) mode, atomic or molecular-level resolution images can be achieved over a wide range of soft and hard samples in liquid. In these situations, small oscillation amplitudes (SAM-AFM) enhance the resolution by exploiting the solvated liquid at the surface of the sample. Although the technique has been successfully applied across fields as diverse as materials science, biology and biophysics and surface chemistry, obtaining high-resolution images in liquid can still remain challenging for novice users. This is partly due to the large number of variables to control and optimize such as the choice of cantilever, the sample preparation, and the correct manipulation of the imaging parameters. Here, we present a protocol for achieving high-resolution images of hard and soft samples in fluid using SAM-AFM on a commercial instrument. Our goal is to provide a step-by-step practical guide to achieving high-resolution images, including the cleaning and preparation of the apparatus and the sample, the choice of cantilever and optimization of the imaging parameters. For each step, we explain the scientific rationale behind our choices to facilitate the adaptation of the methodology to every user's specific system.

We present a method for achieving sub-nanometer resolution images with amplitude-modulation (tapping mode) atomic force microscopy in liquid. The method is demonstrated on commercial atomic force microscopes. We explain the rationale behind our choices of parameters and suggest strategies for resolution optimization.

הדמיה ברזולוציה משנה ננומטר עם מיקרוסקופית כוח אטומי משרעת אפנון בנוזל

Atomic force microscopy (AFM) has become a well-established technique for nanoscale imaging of samples in air and in liquid. Recent studies have shown ...

Probing The Structure And Dynamics Of Nucleosomes Using Atomic Force Microscopy Imaging

Chromatin, which is a long chain of nucleosome subunits, is a dynamic system that allows for such critical processes as DNA replication and transcription to take place in eukaryotic cells. The dynamics of nucleosomes provides access to the DNA by replication and transcription machineries, and critically contributes to the molecular mechanisms underlying chromatin functions. Single-molecule studies such as atomic force microscopy (AFM) imaging have contributed significantly to our current understanding of the role of nucleosome structure and dynamics. The current protocol describes the steps enabling high-resolution AFM imaging techniques to study the structural and dynamic properties of nucleosomes. The protocol is illustrated by AFM data obtained for the centromere nucleosomes in which H3 histone is replaced with its counterpart centromere protein A (CENP-A). The protocol starts with the assembly of mono-nucleosomes using a continuous dilution method. The preparation of the mica substrate functionalized with aminopropyl silatrane (APS-mica) that is used for the nucleosome imaging is critical for the AFM visualization of nucleosomes described and the procedure to prepare the substrate is provided. Nucleosomes deposited on the APS-mica surface are first imaged using static AFM, which captures a snapshot of the nucleosome population. From analyses of these images, such parameters as the size of DNA wrapped around the nucleosomes can be measured and this process is also detailed. The time-lapse AFM imaging procedure in the liquid is described for the high-speed time-lapse AFM that can capture several frames of nucleosome dynamics per second. Finally, the analysis of nucleosome dynamics enabling the quantitative characterization of the dynamic processes is described and illustrated.

Here, we present a protocol to characterize nucleosome particles at the single-molecule level using static and time-lapse atomic force microscopy (AFM) imaging techniques. The surface functionalization method described allows for the capture of the structure and dynamics of nucleosomes in high-resolution at the nanoscale.

חיטוט את המבנה ואת הדינמיקה של נוקליאוזומים באמצעות הדמיה מיקרוסקופ כוח אטומי

Chromatin, which is a long chain of nucleosome subunits, is a dynamic system that allows for such critical processes as DNA replication and transcription ...

Automation of Bio-Atomic Force Microscope Measurements on Hundreds of C. albicans Cells

The method presented in this paper aims to automate Bio-AFM experiments and the recording of force curves. Using this method, it is possible to record forces curves on 1000 cells in 4 hours automatically. To maintain a 4 hour analysis time, the number of force curves per cell is reduced to 9 or 16. The method combines a Jython based program and a strategy for assembling cells on defined patterns. The program, implemented on a commercial Bio-AFM, can center the tip on the first cell of the array and then move, automatically, from cell to cell while recording force curves on each cell. Using this methodology, it is possible to access the biophysical parameters of the cells such as their rigidity, their adhesive properties, etc. With the automation and the large number of cells analyzed, one can access the behavior of the cell population. This is a breakthrough in the Bio-AFM field where data have, so far, been recorded on only a few tens of cells.

Automation of Bio-Atomic Force Microscope Measurements on Hundreds of C. albicans Cells

This protocol aims to automate AFM measurements on hundreds of microbial cells. First, microbes are immobilized into PDMS stamp microstructures and then force spectroscopy measurements are performed automatically on hundreds of immobilized cells.

אוטומציה של מדידות מיקרוסקופ כוח ביו-אטומי על מאות תאי C. אלביקנס

The method presented in this paper aims to automate Bio-AFM experiments and the recording of force curves. Using this method, it is possible to record ...

Functionalization of Atomic Force Microscope Cantilevers with Single-T Cells or Single-Particle for Immunological Single-Cell Force Spectroscopy

Atomic force microscopy based single cell force spectroscopy (AFM-SCFS) is a powerful tool for studying biophysical properties of living cells. This technique allows for probing interaction strengths and dynamics on a live cell membrane, including those between cells, receptor and ligands, and alongside many other variations. It also works as a mechanism to deliver a physical or biochemical stimulus on single cells in a spatiotemporally controlled manner, thus allowing specific cell activation and subsequent cellular events to be monitored in real-time when combined with live-cell fluorescence imaging. The key step in those AFM-SCFS measurements is AFM-cantilever functionalization, or in other words, attaching a subject of interest to the cantilever. Here, we present methods to modify AFM cantilevers with a single T cell and a single polystyrene bead respectively for immunological studies. The former involves a biocompatible glue that couples single T cells to the tip of a flat cantilever in a solution, while the latter relies on an epoxy glue for single bead adhesion in the air environment. Two immunological applications associated with each cantilever modification are provided as well. The methods described here can be easily adapted to different cell types and solid particles.

We present a protocol to functionalize atomic force microscope (AFM) cantilevers with a single T cell and bead particle for immunological studies. Procedures to probe single-pair T cell-dendritic cell binding by AFM and to monitor the real-time cellular response of macrophages to a single solid particle by AFM with fluorescence imaging are shown.

הפונקציונליזציה של מיקרוסקופ כוח אטומי מנופים עם תאים חד-טי או חלקיק יחיד לספקטרוסקופיית של כוח בודד אימונולוגיים

Atomic force microscopy based single cell force spectroscopy (AFM-SCFS) is a powerful tool for studying biophysical properties of living cells. This ...

Immunology and Infection

Atomic Force Microscopy

Atomic force microscopy (AFM) is a type of scanning probe microscopy that can analyze topographic details of various specimens like ceramics, glass, polymers, and biological samples. AFM offers over 1000 times more resolution than the optical imaging system. Images generated from AFM are three-dimensional surface profiles, offering an advantage over the flat, two-dimensional images from other imaging techniques.
The AFM Probe
The probe is regarded as the heart of any AFM setup and comprises the cantilever and tip assembly. Probes are the most commonly replaced part on this type of microscope because&#160; the constant interaction with the samples wears down the tip. Therefore, the choice of material for the probe depends on the properties of the sample. Silicon probes, used to analyze hard samples, are stiffer and sharper than silicon nitride probes, which are better suited to scan softer samples. These sharp tips are produced using electrochemical etching or carbon nanotubes for higher accuracy analysis.
Imaging Modes of AFM
In AFM, surface topography is studied using the interaction between the probe tip and the sample surface. There are two main imaging modes &#8212; a static mode, also referred to as the contact mode, and a dynamic mode.
In the static or contact mode, the tip of the probe is in continuous contact with the sample surface. As the tip drags over the surface, repulsive forces between the sample and the tip result in the cantilever bending, which is recorded. The entire specimen surface is scanned back and forth in both x- and y-axes, called raster scanning, while the vertical movement of the cantilever records the z-axis, thus generating a 3D image.
In the dynamic mode, the probe oscillates just above the sample surface, coming close to, but not touching the surface. Attractive and repulsive forces determine the variation in distance between the tip and the sample, affecting the amplitude of cantilever oscillation. This feedback is recorded to construct the surface topography of the sample.

מיקרוסקופ כוח אטומי

Atomic force microscopy (AFM) is a type of scanning probe microscopy that can analyze topographic details of various specimens like ceramics, glass, ...

Education

JoVE Core

Cell Biology

Unit 1

Visualizing Cells, Tissues, and Molecules

KEY TERMS AND CONCEPTS

Static Atomic Force Microscopy to Visualize and Characterize Assembled Nucleosomes

Prepare the mica surface for static AFM imaging. To do this, first prepare a 50-millimolar APS stock solution in deionized water. Store 1 milliliter aliquots of the solution at 4 degrees Celsius, until it is needed.
From the stock solution, prepare a working APS solution for mica modification by dissolving 50 microliters of the 50-millimolar APS stock in 15 milliliters of distilled deionized water. Mix the solution and then, fill a cuvette with the solution.
Next, cut 1 by 3-centimeter strips of mica from high-quality mica sheets. Check that the piece fits when place diagonally in a cuvette. Then, cleave layers of the mica until both sides are freshly cleaved and the piece is as thin as 0.1 millimeter.
Immediately place the mica piece into the APS-filled cuvette, and incubate the mica for 30 minutes. Transfer the mica piece to a cuvette filled with distilled deionized water and soak it for 30 seconds. Then, use argon to completely dry both sides of the APS-mica strip.
Apply double-faced adhesive tape to several magnetic pucks, and place them to the side. Then, cut the APS-mica substrate to 1-centimeter by 1-centimeter squares and cover them in a clean Petri dish. Next, prepare three dilutions of the assembled nucleosomes using a 0.22-micron filtered buffer containing 10-millimolar HEPES and 4-millimolar magnesium chloride at a pH of 7.5.
To limit the loss of nucleosomes at the low final concentration, the dilution should be done one at a time, immediately prior to deposition on the APS-mica.
Deposit 5 to 10 microliters of each nucleosome sample at the center of an APS-mica piece, and let them incubate for 2 minutes. Then, gently rinse the sample with 2 to 3 milliliters of distilled deionized water to remove the buffer components, and dry the deposited sample under a light flow of argon.
To begin, mount a tip on the tip holder of the AFM setup. Then, mount the first sample on the AFM stage, being careful not to contact the sample surface. Position the laser over the cantilever until its sum is at the maximum and adjust the vertical and lateral deflection values to near 0. Then, tune the AFM probe to find its resonance frequency. Adjust the drive amplitude, and set the image size to 100 by 100 nanometers. Once set up, click the Engage button to begin the approach.
When the approach is complete, gradually optimize the amplitude set point until the surface of the sample is clearly seen. Then, increase the scan size to 1 micron by 1 micron and the resolution to 512 by 512 pixels. Finally, click the Capture button to begin image acquisition.

מציץ המוח Polysomes עם מיקרוסקופית כוח אטומי

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

ויזואליזציה של דנ"א רקומביננטי ו קומפלקסים חלבונים באמצעות מיקרוסקופ כוח אטומי