The authors have no acknowledgements.

כל המחקרים הושלמו בהתאם להנחיות רגולציה ומוסדיות. ההיבטים חיה המחקר הוערכו על ידי תוכנית השתמש קנט מדעי Corporation בעלי חיים, אושר על ידי ועדת טיפול בבעלי חיים פרדו ושימוש (PACUC), וביצע בהתאם מדריך לטיפול ושימוש בחיות מעבדה 22. הערה: מערכת ההרדמה דיגיטלית הזרימה הנמוכה בשימוש בפרוטוקול זה מצויד oximeter דופק משולב. 1. להגדיר את מערכת הרדמת הזרימה הנמוכה עם Oximeter הדופק המשולב <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עבור משלוח Isoflurane <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר מקור גז מוביל. כדי לנצל את משאבת האוויר הפנימית, להתיר כניסת נמל על גב, ומאפשר המשאבה הפנימית לאוויר חדר צריך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר מיכל פחם למצות הנמל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר מתאם Y כדי קדמית של הזרימה הנמוכה, מערכת הרדמה דיגיטלית. השתמש קליפים בצבעים לחבר את הענפים הלבנים ל- tהוא חרטומו, וענפים כחולים לתא האינדוקציה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מלחציים קליפ לבן סגורים קליפ כחול פתוח מלחציים לכוון זרימת אוויר לתא. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר מזרק 2 מ&quot;ל. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לניטור פיסיולוגי, שימוש Oximeter הדופק המשולב <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר את חיישן כפה הדופק oximeter לנמל בגב המערכת הרדמה זרימה נמוכה, שכותרתו &quot;AUX&quot;. </li></ol></li></ol> 2. הגדר את הגדרות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עבור הרדמה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעל את מערכת ההרדמה, ואת לגשת לתפריט הגדרה. העיתונות שהוצבה כדי לגשת לתפריט ראשי&gt; הרדמה&gt; Setup באדום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר את סוכן הרדמה. לחץ על Set Up כדי להדגיש סוג Anest באדום. השתמש בחצים למעלה ולמטה כדי לבחור Isoflurane. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדרת גודל המזרק. העיתונות שהוצבה כדי להדגיש גודל Syr. השתמש בחצים למעלה ולמטה כדי לבחור מזרק 2 מ&quot;ל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדרת מיקום רוקן. לחץ על Set עד highlight קבוצה ריק באדום. Secure מזרק הכוס הריקה, מדוכא לגמרי בבלוק שייר מזרק על ידי הצבת את המזרק כך קלאמפ Holding מזרק יושב על צווארון המתכת של מזרק. הקש על חץ למעלה או למטה כדי להזיז את בלוק Pusher כך בלוק Pusher יוצר קשר אור עם החלק העליון של הבוכנה במזרק. לחץ על בחירה כדי לקבוע עמדה ריקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העיתונות שהוצבה כדי להדגיש סר באדום. הסר את המזרק למלא את המזרק עם isoflurane באמצעות מתאם העליון בקבוק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר את המזרק למערכת ההרדמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ראש בצינור אספקת הרדמה. העיתונות שהוצבה כדי להדגיש Tube ממשלה באדום. לחץ כלפי מטה עד ההרדמה עוברת דרך המזרק לתוך הולם השחורה על הבלוק המאדה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אפשר הרדמה. העיתונות שהוצבה כדי להדגיש אפשר באדום. השתמש בחצים למעלה ולמטה כדי לבחור כן. לחץ על הפעלה / חזרה כדי לחזור לתפריט הראשי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר אאספקת ir ונפח דקות. לחץ על Set Up כדי להדגיש אייר סופליי באדום. השתמש בחצים למעלה ולמטה כדי לבחור משאבה פנימית. העיתונות שהוצבה כדי להדגיש כרך דק באדום. קצב הזרימה נקבע ל -250 מ&quot;ל / דקה. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לניטור פיסיולוגי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדר את קצב לב זוהה מינימום העכבר (240). העיתונות שהוצבה כדי לגשת לתפריט ראשי&gt; MouseStat. השתמש בחצים מעלה ומטה כדי להגדיר קצב לב מינימום. </li></ol></li></ol> 3. בגין משלוח הרדמה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להשרות את העכבר <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחץ על הפעלה / חזרה פעמיים כדי להיכנס למצב הפעלה ולהתחיל זרימת האוויר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את העכבר בתא אינדוקציה, סגירת המכסה בחוזקה. התאם את ידית ריכוז סוכן ההרדמה עד 3%. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צג עד שהעכבר הגיע המטוס הרצוי של הרדמה, נקבע על ידי אובדן ליישר רפלקס. התאם את ריכוז סוכן ההרדמה לפי צורך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר שבעל החיים מאבדים את רפלקס ליישר שלהnd הוא הרדים מספיק, סובב את חוגת ריכוז הרדמה ל -0%. המחברים מצאו בעבר כי מתן זרימת האוויר כדי לשטוף בחדר האינדוקציה 30-60 שניות מספיקות כדי לטהר את החדר בלי היפוך עומק הרדמת 1. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפתיחה מהירה של מלחציים הלבן לכוון את האוויר אל facemask, ולסגור את מלחציים הכחול המוביל לתא האינדוקציה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתח את תא הרחק חוקר, הסר את העכבר, ומיד להתאים את חרטומו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מרכז את החיה על כרית חימום אינפרא אדומה, להגדיר כדי לשמור על טמפרטורת גוף על 37 מעלות צלזיוס באמצעות בדיקה רקטלית על לולאת משוב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר סמן העכבר נמצא יציב על חרטומו, להתאים את ריכוז isoflurane ל -1.5% או לפי צורך בתחזוקה על ידי סיבוב ידית ריכוז סוכן ההרדמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפחתת נפח דק עבור תחזוקה. קצב זרימת המינימום לתמוך החיה שווה פעמים 1.5-2.2 נפח הדקות של החיה (עבור עכבר 30 גרם,מינימום של 52 מ&quot;ל / דקה). עיין בהוראות היצרן עבור קצב זרימת הגדרה מומלץ ספציפי לסגנון החרטום ולהתאים לפי צורך. העיתונות שהוצבה כדי לגשת לתפריט הראשי, ולאחר מכן לחץ על Set עד הכרך דק הוא מסומן באדום. השתמש בחצים למעלה ולמטה כדי להתאים את זרימת היעד. לחץ על הפעלה / חזרה לחזור למסך הראשי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אשר עומק ההרדמה כפי שנקבע על ידי חוסר רפלקס נסיגה במהלך קמצוץ interdigital. החל משחת עיניים לעיניים למניעת יובש במהלך הרדמה. </li></ol></li></ol> 4. בגין ניטור פיסיולוגי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניח חיישן על בלוק של כפה אחורית. מקם את החיישן כך שהאור האדום הוא מתחת הכפה ומאיר את הכף. השתמש בחצים מעלה ומטה על המסך כדי להציג את oxiwave. החיה כעת הוא מורדם בבטחה באמצעות זרימה נמוכה, מונחה מזרק, מאדה דיגיטלית. </li></ol> 5. הסר את החיה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כבה אתמשלוח הרדמה. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לעצור את המסירה של הרדמה, להפוך ידית ריכוז סוכן ההרדמה לקבוע מינימום (או 0%) ולהסיר מן החי facemask. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צג את העכבר במהלך התאוששות הרדמה. לאחר העכבר הפך אמבולטורי מלא, להחזיר אותו לכלוב. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Damen, F. W., Adelsperger, A. R., Wilson, K. E., Goergen, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+traditional+and+integrated+digital+anesthetic+vaporizers.">Comparison of traditional and integrated digital anesthetic vaporizers.</a> JAALAS. 54 (6), 756-762 (2015).</li><li>Chakravarti, S., Basu, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modern+Anaesthesia+Vapourisers.">Modern Anaesthesia Vapourisers.</a> Indian J Anaesth. 57 (5), 464-471 (2013).</li><li>Carroll, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Small Animal Anesthesia and Analgesia. , (2008).</li><li>Tranquilli, W. J., Thurmon, J. C., Grimm, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Lumb and Jones' veterinary anesthesia and analgesia. , 23-86 (2013).</li><li>Ambrisko, T. D., Klide, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+isoflurane+and+Sevoflurane+vaporizers+over+a+wide+range+of+oxygen+flow+rates.">Evaluation of isoflurane and Sevoflurane vaporizers over a wide range of oxygen flow rates.</a> Am J Vet Res. 67 (6), 936-940 (2006).</li><li>McKelvey, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Veterinary Anesthesia and Analgesia. , (2003).</li><li>Thomas, J., Lerche, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Anesthesia and Analgesia for Veterinary Technicians. , 335 (2011).</li><li>Flecknell, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Laboratory animal anaesthesia. , (2009).</li><li>Mapleson, W. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+elimination+of+rebreathing+in+various+semiclosed+anaesthetic+systems.">The elimination of rebreathing in various semiclosed anaesthetic systems.</a> Brit J Anaesth. 26 (5), 323-332 (1954).</li><li>Ward, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physical+principles+and+maintenance.">Physical principles and maintenance.</a> Anaesthetic equipment. , (1985).</li><li>El-Attar, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Guided+isoflurane+injection+in+a+totally+closed+circuit.">Guided isoflurane injection in a totally closed circuit.</a> Anaesthesia. 46 (12), 1059-1063 (1991).</li><li>Lockwood, G., Chakrabarti, M. K., Whitwam, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+computer-controller+closed+anaesthetic+breathing+system.">A computer-controller closed anaesthetic breathing system.</a> Anaesthesia. 48 (8), 690-693 (1993).</li><li>Lowe, H. J., Cupic, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dose-regulated+automated+anesthesia+(Abstract).">Dose-regulated automated anesthesia (Abstract).</a> Br. J. Clin. Pharmacol. 12 (2), 281-282 (1971).</li><li>Soro, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+accuracy+of+the+anesthetic+conserving+device+(Anaconda)+as+an+alternative+to+the+classical+vaporizer+in+anesthesia.">The accuracy of the anesthetic conserving device (Anaconda) as an alternative to the classical vaporizer in anesthesia.</a> Anes Analg. 111 (5), 1176-1179 (2010).</li><li>Walker, T. J., Chackrabarti, M. K., Lockwood, G. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Uptake+of+desflurane+during+anaesthesia.">Uptake of desflurane during anaesthesia.</a> Anaesthesia. 51 (1), 33-36 (1996).</li><li>Weingarten, M., Lowe, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+circuit+injection+technic+for+syringe-measured+administration+of+methoxyflurane:+a+new+dimension+in+anesthesia.">A new circuit injection technic for syringe-measured administration of methoxyflurane: a new dimension in anesthesia.</a> Anes Analg. 52 (4), 634-642 (1973).</li><li>Enlund, M., Wiklund, L., Lambert, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+device+to+reduce+the+consumption+of+a+halogenated+anaesthetic+agent.">A new device to reduce the consumption of a halogenated anaesthetic agent.</a> Anaesthesia. 56 (5), 429-432 (2001).</li><li>Kelly, J. M., Kong, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Accuracy+of+ten+isoflurane+vaporisers+in+current+clinical+use.">Accuracy of ten isoflurane vaporisers in current clinical use.</a> Anaesthesia. 66 (8), 682-688 (2011).</li><li>Matsuda, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=NARCOBIT+-+A+newly+developed+inhalational+anesthesia+system+for+mice.">NARCOBIT - A newly developed inhalational anesthesia system for mice.</a> Exp Anim. 56 (2), 131-137 (2007).</li><li>Matsuda, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+newly+developed+inhalation+anesthesia+system+and+intraperitoneal+anesthesia+on+the+hemodynamic+state+in+mice.">Comparison of newly developed inhalation anesthesia system and intraperitoneal anesthesia on the hemodynamic state in mice.</a> Biol Pharm Bull. 30 (9), 1716-1720 (2007).</li><li>Voightsverger, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sevoflurane+ameliorates+gas+exchange+and+attenuates+lung+damage+in+experimental+lipopolysaccharide-induced+lung+injury.">Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung injury.</a> Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).</li><li>Garber, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , (2011).</li></ol>

פרויקט זה מומן עם ציוד ומימון על ידי קנט מדעי Corporation, איגוד הלב האמריקני כדי CJ Goergen (SDG18220010), ו Purdue University. המחברים קריסטה Bigiarelli ואירינה Toore הנם עובדי תאגיד מדעי קנט המייצר ציוד המשמש במאמר זה. פרסום גישה פתוח למאמר זה ממומן על ידי קנט מדעי חברה.

מערכת ההרדמה הדיגיטלית התזרים נמוך מאפשרת למשתמש להרדים עכברים ביעילות ברמות ספיקה נמוכה מאוד ללא שימוש כל גז דחוס. זה מאוד שונה מאדים פסיבית תקן, שרובם דורשים מקור גז דחוס ברמות ספיקה מינימלית של כ -500 מ&quot;ל / דקה. מאדים רגיל לנצל מחייג כי אינו מדייק בין דרגות, והם חייבים להיות שירות מדי שנה כדי לשמור על דיוק. מערכת הרדמה מונע מזרק יכולה לספק ריכוז מסוים של הרדמה בקצב זרימת הסט לחשב את מהירות דרושה המדויקת של משאבת המזרק. כיולים שיגרתי הם מיותרים, וכתוצאה מכך חיסכון בעלויות ובזמן נוסף. קצב הזרימה המינימאלי המומלץ לשמור חיה הנמצא במעגל הלא rebreathing הוא 1.5-2.2 פעמים את נפח הדקות של החיה. קצב הזרימה של 100 מ&quot;ל / דקה השתמשו במחקר זה עלה מינימלי זה למסור הרדמה מספיק לבעלי החיים. Settin קצב הזרימהGS הן קריטית עבור טכניקת משלוח הרדמה זו, כמו את קצב הזרימה קשור ישירות לכמות של isoflurane בשימוש למשך פרק זמן קצוב. כאשר נעשה שימוש ברמות ספיקה נמוכה, טכניקה זו יכולה לצמצם במידה ניכרת את כמות isoflurane נדרש במהלך שימוש, בעוד החיה עדיין היא מורדמת ביעילות 1,19-21. עלויות ציוד חדשות בין מאדים המסורתי ומכשירי אדים דיגיטליים זרימה נמוכה ניתנות להשוואה. עם זאת, מערכת ההרדמה הדיגיטלית הזרימה נמוכה יש את היכולת לספק גם isoflurane או sevoflurane. זו מבטלת את צורך isoflurane המיועד ומכשירי אדי דיוק sevoflurane, הפחתת עלויות ציוד ראשוניות לקבוצות הן באמצעות סוכני הרדמה. לאחרונה השוואות שפורסמו בין טכנולוגיות המאדות הציעו חיסכון בעלויות לאורך זמן כאשר באמצעות אידוי דיגיטלי זרימה נמוכה 1,19,20. תוצאות ההשוואות האלה אפשר להשתמש בו כדי לאמוד חיסכון בעלויות פוטנציאל במשך שנה. כפי שsuming הגדרות שימוש רגיל שבוצעו 2 במרווחים hr, 5 ימים בשבוע במשך 52 שבועות, מאדה isoflurane המסורתית יצרוך 3.8 ליטר של isoflurane, או שנים עשר 250 מ&quot;ל בקבוקים. מאדה דיגיטלי זרימה נמוכה בשימוש באותו התדר היה לצרוך רק 0.32 L, או שניים 250 מ&quot;ל בקבוקים. צריכת פחם מכל מצטמצמת גם. בהנחה שכל מכל מחזיק 50 גרם של גז פסולת מפסולת, מאדה מסורתית תמלא כ 21 בלוני פחם במשך שנה. לשם השוואה, מאדה דיגיטלית זרימה נמוכה תדרוש 6 או פחות. מאדה מסורתי היה נזקק כ 5 בלוני גז גדולים בשנה, כל אחד עם קיבולת של 9,500 ל משאבת האוויר הפנימית, זמינה בדגמים מסוימים של מאדים הדיגיטלי זרימה נמוכה, המייתר את צורך גז דחוס. אם גז דחוס היה אמור לשמש, המערכת תשתמש רק 1 גליל בשנה 1. הטכניקה ניתן לשנות בהתאם לצורך. vaporiz דיגיטלי זרימה נמוכהERS לאפשר למשתמש להתאים עומק ההרדמה במהירות ובדייקנות. אם עומק ההרדמה חייב להגדיל או להקטין, המשתמש יכול להגדיל את ריכוז ההרדמה במרווחים של 0.1% באמצעות החיוג על החלק העליון של המערכת. קצב הזרימה יכול להיות מותאם גם לפי הצורך לאורך כל ההליך. פרוטוקול זה מנצל מזרק 2 מיליליטר, למרות בגדלי מזרק גדולים זמינים עבור הליכים ארוכים יותר. משאבת האוויר הפנימית מציעה למשתמשים את האפשרות להרדים בעלי חיים ללא צורך מקור גז דחוס. עבור פרוצדורות מחייבות הזרמת גז דחוס או חמצן, יש למשתמש את האפשרות להתחבר למקור גז למערכת-הזרימה הנמוכה ולא באמצעות אוויר שמסביב. המשתמש יכול להמשיך לספק את מקור האוויר הנבחר לאורך כל ההליך, או יכול לעבור בין המשאבה הפנימית ומקור גז דחוס לפי צורך. לדוגמא, המשתמש יכול להגדיר את המערכת כדי לספק אוויר חדר דרך המשאבה הפנימית במהלך אינדוקציה ותחזוקה, אבל לספק אצטילן משלימהgen במהלך ההתאוששות. אמנם יש יתרונות רבים לשימוש מאדה דיגיטלי זרימה נמוכה, יש מגבלות גם כן. בגלל שסתום סומק אינו כלול, שטיפה לתא באופן ידני עם אוויר נקי לפני הפתיחה היא הדרך היחידה לטהר את תא האינדוקציה. מערכת זו מיועדת לפעול ברמות ספיקה נמוכה בלבד ואינו לספק הרדמה מעל ספיקות של 800 מיליליטר / דקה, שבו מאדים מסורתי אינו יכול להיות עם ספיקות עד 10 ליטר / דקה. המערכת המסוימת הזה ולכן הוא מתאים רק עבור מינים של בעלי חיים קטנים. בנוסף, המערכת מחזיקה פחות סוכן הרדמה לעומת מאדה מסורתית. ייתכנו מצבים שבהם מזרק חייב להיות ומילא במהלך הליך. עם זאת, עיכובים במהלך המילוי יכולים להיות מופחתים על ידי מראש מילוי מזרק שני סמוך כדי להחליף את המזרק הריק. בגדלי מזרק עד 10 מ&quot;ל זמינים כדי להפחית את הצורך למלא מזרקים באמצע ההליך. לבסוף, בניגוד מאדה מסורתית, את fl הנמוךמאדה דיגיטלית ow דורשת חשמל. סוללות זמינות לשימוש במקרים בם החשמל אינו זמין או במקרה של הפסקת חשמל. מחקרים קודמים הראו כי מערכות דיגיטליות זרימה נמוכה לצרוך פחות isoflurane, גז מוביל, ומכלי פחם לעומת מערכת הרדמה מסורתית 1,19,20. הפחתת גז הרדמה מפסולת גם יכולה לזהות ירידת גז הרדמה פסולת, למרות שנדרשת עוד עבודה רבה בתחומים אלו. ניתן להשתמש ספקטרוסקופיה גז אינפרא אדום כדי לפקח על ייצור isoflurane פסולת, ותגים מד מינון ניתן להשתמש כדי לכמת את החשיפה isoflurane ל אנשי המעבדה בהשוואות בעתיד. לסיכום, טכניקה זו למסירת הרדמה תהיה מועילה לקבוצות ביצוע הרדמה מכרסמת בשל בטיחות משופרת, יעיל, דיוק מעל מערכות מסורתיות.

ישנם מכשירי אידוי דיוק רבים זמינים לשימוש וטרינרי הפועלות בין הספיקות של 0.5-10 ליטר / דקה 2. ספיקות אלה אינן אידיאליות מכרסמים, כמו הטווח הוא גבוה לעומת נפח דקת הנשימה הקטן שלהם. ספיקה גבוהה אינן מומלצת בפועל וטרינרים בשל לקידומם של היפותרמיה וייבוש של 3,4 בדרכי הנשימה. יתר על כן, מדריכי יצרן מאדה וטרינרים נפוצים רבים מזהירים כי ספיקות גבוהות עלולות לגרום לעלייה הקרה תנודות backpressure. כמו כן הוכח כי מאדים סטנדרטיים רבים להיות מדויק מתחת ספיקות של 500 מ&quot;ל / דקה, ושיעור זה נחשב קצב הזרימה מינימום בתחום וטרינרי 5-7. בעל חיים שאפשר לקיים מעגל T-piece או שונה במעגל ביין באמצעות קצב הזרימה נמוך כמו 1.5-2.2 פעמים את נפח דקות של החיה 8-10. ספיקות אלה נחשבים sufficient כדי למנוע rebreathing גזים פגו ולמנוע עלייה בריכוז הפחמן הדו-חמצני בדם 8. שימוש המלצת קצב הזרימה הזה, עכבר 30 גרם יכול להישמר בקצב זרימה נמוך כמו 52 מיליליטר / דקה, כמעט פי עשרה פחות ממינימום 500 מיליליטר / דקת המקובלים מאדה מסורתי. בעוד מאדה מסורתית תלוי זרימת גז ובלחץ אטמוספרי אידוי הרדמה פסיבי, מאדה הזרקה ישירה מודד את זרימת הגז הטריה הכוללת מזריק האדים ישירות לתוך זרם הגז 2. חלק במכשירי אידוי הזרקה ישירה לנצל משאבת מזרק כדי לנהל הרדמה לתוך זרם הגז. בקרות ממוחשבות לאפשר מערכות אלה כדי להתאים את מהירות משאבת מזרק אוטומטית להזריק נפח הסוכן נזיל הנדרש להגיע לריכוז הרצוי של הרדמה. מאדים מונע מזרק זמין ומאושר לשימוש קליני ילדים, תצורות דומות רבות כאלאסתטי שימור התקנים בקליניקה 11-16. זמן קצר לאחר אישורם, התקני שימור הרדמה עם מאדים משאבת מזרק הותאמו לשימוש במחקרים בבעלי חיים 8,17,18. בניגוד מאדה מסורתית, מערכת הזרקה ישירה ניצול משאבת מזרק אינה מוגבלת על ידי קצב זרימת מינימום כדי לשמור על דיוק. מסיבה זו, הטכנולוגיה הזו היא אידיאלית לשימוש הרדמה מכרסמת ומקרים אחרים בם ספיקות נמוכות נחוצות. היתרונות וחיסכון בעלויות פוטנציאליות הקשורות עיצוב מאדה זו השראה בפיתוח מערכות הרדמה חדשה שתוכננה במיוחד עבור מכרסמים 1,19,20. המערכת החדשה משלבת גם מובנה משאבת אוויר, המאפשר למשתמש לנהל הרדמה ללא צורך מקור גז דחוס. כיתרון נוסף, המערכת היא מראש מכויל לשימוש הן עם isoflurane ו sevoflurane. עם כניסתה של טכנולוגיה מאדה זה בתחום בחיות מעבדה, אניt כיום ניתן להרדים בחיות מעבדה קטנות ברמות ספיקה קרובות לרמות מומלצות ללא צורך גז דחוס.

<table><tbody><tr><td>&lt;em&gt;Anesthetic Equipment&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>SomnoSuite Low-Flow Digital Anesthesia System</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO</td><td>Includes anti-spill, anti-vapor bottle top adapter; Y adapter tubing; charcoal scavenging filter</td></tr><tr><td>MouseSTAT Pulse Oximeter &amp;amp; Heart Rate Monitor</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-MSTAT-Module</td><td>Integrated into SomnoSuite</td></tr><tr><td>MouseSTAT Mouse Paw Sensor</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>MSTAT-MSE</td><td></td></tr><tr><td>2 ml Glass Syringe</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-2ML</td><td></td></tr><tr><td>Low-Cost Induction Chamber, 0.5 L</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-0705</td><td></td></tr><tr><td>Low Profile Facemask, x-small</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-0304</td><td></td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Animal Warming&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PhysioSuite Physiological Monitoring System with RightTemp Homeothermic Warming</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>PS-RT</td><td>Includes infrared warming pad, rectal probe, and pad temperature probe</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Anesthetic Agents&lt;br/&gt; and Medications&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane (250 ml bottle)</td><td>Piramal Healthcare</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Puralube Opthalmic Ointment</td><td>Perrigo</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

use of a low-flow digital anesthesia system for mice and rats

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a gas stream. Unlike a traditional vaporizer, it can be used at very low flow rates, making it ideal for use on mice and rats. 
The equipment's capability to use low flow rates could result in a substantial cost savings due to the reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal scavenging filters1. A lower flow rate means less waste of anesthetic gas and likely reduces the risk of anesthetic exposure to laboratory personnel. Thus, the high levels of precision and safety associated with direct injection vaporizers, along with a reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal filters are beneficial for research requiring small animal anesthesia. 
The goal of this protocol is to demonstrate the use of a syringe-driven direct injection vaporizer as part of a digital, low-flow anesthesia system. The direct injection vaporizer is capable of accurately delivering anesthesia at very low flow rates compared to a traditional vaporizer, making it a promising alternative for controlled gas anesthetic delivery to rodents.

בעלי חיים עכברות 3 מבוגרים C57 / BL6NTac (Taconic, גיל 6-7 שבועות; משקל 15 +/- 1 גרם) היו מורדמים ומתוחזק עם isoflurane 1.3-1.5% בעוד קצב הלב, ריווי חמצן, ואת קצב הנשימה נוטרו. כל העכברים היו Murine הפתוגן חינם כפי שנקבע על ידי בדיקה שגרתית הספק לפני ההגעה למתקן. החיות היו שוכן קבוצה caging microisolation ובתנאים-גישה חופשית צ&#39;או מכרסמים רגיל ומים בבקבוק. שימוש isoflurane מערכת הרדמת הזרימה הנמוכה מודדת את כמות סוכן הרדמה הנותר בתוך המזרק בזמן שימוש. ההיקף בתוך המזרק, כפי שהיא נמדדת על ידי מערכת ההרדמה צוין החיה הועברה חרטומו, ושוב בסוף תקופת האחזקה. ההיקף הסופי wכמו מפחית את הנפח הראשוני כדי לכמת את כמות הרדמה הצורכת במהלך תקופת האחזקה (איור 1). פרמטרים פיזיולוגיים קצב פעימות הלב, SpO 2, וקצב הנשימה נוטרו במהלך תחזוקה באמצעות הדופק oximetry (איורים 2 - 4). טמפרטורת גוף נשמרה 37.5 ° C באמצעות כרית חימום אינפרא אדומה. כל עכבר נשמרה בהצלחה ברמות ספיקה נמוכה של 100 מ&quot;ל / דקה של אוויר החדר תחת מטוס כירורגית של הרדמה במשך 60 דקות, כפי שנקבע על ידי חוסר רפלקס הנסיגה צביטה interdigital. העכבר לא ער או להגיב צובט interdigital להחיל לסירוגין במהלך תקופת האחזקה. קצב הלב של החיות (איור 2), חמצן בדם (איור 3), ואת קצב נשימה (איור 4) נשאר relat<html> ively יציבה לאורך כל תקופת המחקר. בשל מיצוב בעלי חי חיישן, אות קצב הנשימה מעכבר 1 ועכבר 3 הייתה מקוטעים נקטעה המדידה. כאשר המיצוב של החיה הותאם, האות משופרת ואת קצב הנשימה הנמדד היה דומה לאחרים בנקודות זמן דומים. מערכת ההרדמה דיגיטלית הזרימה הנמוכה בשימוש ממוצע של 0.63 מיליליטר של isoflurane במהלך 60 הדקות של תקופת אחזקה (איור 1). <img alt="איור 1" src="/files/ftp_upload/54436/54436fig1.jpg" /> איור 1:.. שימוש Isoflurane כמות isoflurane המשמשת מיליליטר במשך שלושה עכברים שונים מעל 1 שעות של תחזוקת הרדמה באמצעות מערכת הרדמה הדיגיטלית זרימה נמוכה <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig1large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <html> o: keep-together.within-page = &quot;1&quot;&gt; <img alt="איור 2" src="/files/ftp_upload/54436/54436fig2.jpg" /> איור 2:.. Heart Rate קצב הלב של שלושה עכברי פעימות לדקה (BPM) 5-60 דקות לאחר אינדוקצית הרדמה ראשונית עם מערכת הרדמת הזרימה נמוכה הדיגיטלית <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig2large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <img alt="איור 3" src="/files/ftp_upload/54436/54436fig3.jpg" /> איור 3:.. ריווי חמצן רמות רוויון חמצן בדם (%) של שלושה עכברים 5-60 דקות לאחר אינדוקצית הרדמה ראשונית עם מערכת הרדמת הזרימה נמוכה הדיגיטלית <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig3large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> e = &quot;1&quot;&gt; <img alt="איור 4" src="/files/ftp_upload/54436/54436fig4.jpg" /> איור 4:.. נשימת דרג קצב הנשימה של שלושה עכברי נשימות לדקה (BPM) 5-60 דקות לאחר אינדוקצית הרדמה ראשונית עם מערכת הרדמת הזרימה נמוכה הדיגיטלית <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig4large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats at JoVE.com

Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats

Here, we present a protocol to more safely and efficiently administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system utilizing a syringe-driven direct injection vaporizer.

שימוש של מערכת הרדמה דיגיטלית זרימה נמוכה עבור עכברים וחולדות

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers ...

use-of-a-low-flow-digital-anesthesia-system-for-mice-and-rats

Research

JoVE Journal

Medicine

17.8K Views.  Purdue University. Here, we present a protocol to more safely and efficiently administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system utilizing a syringe-driven direct injection vaporizer. 

Video: Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats

Direct Intraventricular Delivery of Drugs to the Rodent Central Nervous System

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses specifically on antisense oligonucleotides (ASOs), though the techniques shown in the video here can also be used to deliver a plethora of other drugs to the CNS. Antisense oligonucleotides (ASOs) have the capability to knockdown sequence-specific targets 1 as well as shift isoform ratios of specific genes 2. To achieve widespread gene knockdown or splicing in the CNS of mice, the ASOs can be delivered into the brain using two separate routes of administration, both of which we demonstrate in the video.
The first uses Alzet osmotic pumps, connected to a catheter that is surgically implanted into the lateral ventricle. This allows the ASOs to be continuously infused into the CNS for a designated period of time. The second involves a single bolus injection of a high concentration of ASO into the right lateral ventricle. Both methods use the mouse cerebral ventricular system to deliver the ASO to the entire brain and spinal cord, though depending on the needs of the study, one method may be preferred over the other.

We describe a method to target drugs to the central nervous system by either implanting a catheter or performing a bolus injection into the right lateral ventricle in mice. We focus specifically on the delivery of antisense oligonucleotides. This technique is readily adaptable to other drugs and to rats.

משלוח תוך חדרי ישיר של תרופות למערכת העצבים המרכזית מכרסם

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses ...

Neuroscience

Proper Positioning and Restraint of a Rat Hind Limb for Focused High Resolution Imaging of Bone Micro-architecture Using In Vivo Micro-computed Tomography

The use of in vivo micro-computed tomography (&#181;CT) is a powerful tool which involves the non-destructive imaging of internal structures at high resolutions in live animal models. This allows for repeated imaging of the same rodent over time. This feature not only reduces the total number of rodents required in an experimental design and thereby reduces the inter-subject variation that can arise, but also allows researchers to assess longitudinal or life-long responses to an intervention. To acquire high quality images that can be processed and analyzed to more accurately quantify outcomes of bone micro-architecture, users of in vivo &#181;CT scanners must properly anesthetize the rat, and position and restrain the hind limb. To do this, it is imperative that the rat be anesthetized to a level of complete relaxation, and that pedal reflexes are lost. These guidelines may be modified for each individual rat, as the rate of isoflurane metabolism can vary depending on strain and body size. Proper technique for in vivo &#181;CT image acquisition enables accurate and consistent measurement of bone micro-architecture within and across studies.

Proper Positioning and Restraint of a Rat Hind Limb for Focused High Resolution Imaging of Bone Micro-architecture Using In Vivo Micro-computed Tomography

This paper instructs users of in vivo micro-computed tomography (&#181;CT) scanners how to anesthetize, correctly position and restrain the hind limb of a rat for minimal movement during high-resolution imaging of the tibia. The result is high quality images that can be processed to accurately quantify bone micro-architecture.

מיקום מתאים ואיפוק של איבר הינד עכברוש עבור הדמיה ברזולוציה גבוהה ממוקד של עצם באמצעות מיקרו-ארכיטקטורה In Vivo שחושב מיקרו טומוגרפיה

The use of in vivo micro-computed tomography (&#181;CT) is a powerful tool which involves the non-destructive imaging of internal structures at high ...

Bioengineering

Non-restraining EEG Radiotelemetry: Epidural and Deep Intracerebral Stereotaxic EEG Electrode Placement

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and neurodegenerative diseases as well as epilepsies. This powerful technique does not only provide valuable insights into the underlying pathophysiological mechanisms, i.e., the etiopathogenesis of CNS related diseases, it also facilitates the development of new translational, i.e., therapeutic approaches. Whereas competing techniques that make use of recorder systems used in jackets or tethered systems suffer from their unphysiological restraining to semi-restraining character, radiotelemetric EEG recordings overcome these disadvantages. Technically, implantable EEG radiotelemetry allows for precise and highly sensitive measurement of epidural and deep, intracerebral EEGs under various physiological and pathophysiological conditions. First, we present a detailed protocol of a straight forward, successful, quick and efficient technique for epidural (surface) EEG recordings resulting in high-quality electrocorticograms. Second, we demonstrate how to implant deep, intracerebral EEG electrodes, e.g., in the hippocampus (electrohippocampogram). For both approaches, a computerized 3D stereotaxic electrode implantation system is used. The radiofrequency transmitter itself is implanted into a subcutaneous pouch in both mice and rats. Special attention also has to be paid to pre-, peri- and postoperative treatment of the experimental animals. Preoperative preparation of mice and rats, suitable anesthesia as well as postoperative treatment and pain management are described in detail.

Non-restraining EEG radiotelemetry is a valuable methodological approach to record in vivo long-term electroencephalograms from freely moving rodents. This detailed protocol describes stereotaxic epidural and deep intracerebral electrode placement in different brain regions in order to obtain reliable recordings of CNS rhythmicity and CNS related behavioral stages.

ללא הרחקה EEG Radiotelemetry: אפידורל ודיפ תוך-מוחי Stereotaxic EEG אלקטרודה מיקום

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and ...

Cavernous Nerve Stimulation and Recording of Intracavernous Pressure in a Rat

The stimulation of the cavernous nerve (CN) and measurement of intracavernous pressure (ICP) have been used extensively to test and evaluate therapies for erectile dysfunction. However, the methods used vary between laboratories, and pitfalls still exist. The goal of this study was to describe a surgical technique that would provide a reliable and reproducible model. By exposing the ischiocavernosus muscle at its point of insertion on the ischial tuberosity, the penile crus could be cannulated with minimal dissection and injury to the structures involved in erectile function. Repeated stimulation of the CN, without the need for lifting and drying, was achieved by using a 125 &#181;m bipolar silver electrode and biocompatible silicon glue to isolate the electrode-nerve complex. This method prevents neuropraxia by reducing stretching and drying the nerve and provides complete isolation of the nerve, negating electrical leakage and preventing stimulation of alternative pathways.

This study describes a simplified surgical procedure and technique for performing cavernous nerve stimulation with the isolation of the nerve-electrode complex using silicone glue and intracavernous pressure measurement.

גירוי עצבי חלול ורישום של תרופתי בלחץ עכברוש

The stimulation of the cavernous nerve (CN) and measurement of intracavernous pressure (ICP) have been used extensively to test and evaluate therapies for ...

Laminectomy and Spinal Cord Window Implantation in the Mouse

This protocol describes a method for spinal cord laminectomy and glass window implantation for in vivo imaging of the mouse spinal cord. An integrated digital vaporizer is utilized to achieve a stable plane of anesthesia at a low-flow rate of isoflurane. A single vertebral spine is removed, and a commercially available cover-glass is overlaid on a thin agarose bed. A 3D-printed plastic backplate is then affixed to the adjacent vertebral spines using tissue adhesive and dental cement. A stabilization platform is used to reduce motion artifact from respiration and heartbeat. This rapid and clamp-free method is well-suited for acute multi-photon fluorescence microscopy. Representative data are included for an application of this technique to two-photon microscopy of the spinal cord vasculature in transgenic mice expressing eGFP:Claudin-5 &#8212; a tight junction protein.

This protocol describes implantation of a glass window onto the spinal cord of a mouse to facilitate visualization by intravital microscopy.

כריתת למינציה ואת חוט השדרה חלון השרשה בעכבר

This protocol describes a method for spinal cord laminectomy and glass window implantation for in vivo imaging of the mouse spinal cord. An integrated ...

Direct Intrabronchial Administration to Improve the Selective Agent Deposition Within the Mouse Lung

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.&#160; However, distribution of intratracheally-administered agents to the distal mouse lung is often asymmetric, with lung parenchymal concentrations increased in the smaller (but equally accessible) left lung of the mouse.&#160; Described in this report is a novel intrabronchial (IB) approach to cannulate the left and/or right lungs of living mice non-operatively.&#160; It is also demonstrated how this approach can be used to selectively administer agents to one lung or adapted (via dose-adjusted IB delivery) to improve the left-right symmetry of lung delivery of experimental agents, thereby improving models of diffuse lung disease such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.

Intratracheal (IT) administration of experimental agents in mice often results in asymmetric delivery to the distal lungs.&#160; In this report, we describe a direct intrabronchial (IB) approach to cannulate each lung in living mice non-operatively.&#160; This approach can be used to selectively administer agents to one lung or may be adapted to improve the symmetric agent delivery to both lungs.

מינהל הארגון הישיר כדי לשפר את הסוכן הסלקטיבי התצהיר בתוך הריאה של העכבר

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced ...

In vivo Calcium Imaging in Mouse Inferior Olive

Inferior olive (IO), a nucleus in the ventral medulla, is the only source of climbing fibers that form one of the two input pathways entering the cerebellum. IO has long been proposed to be crucial for motor control and its activity is currently considered to be at the center of many hypotheses of both motor and cognitive functions of the cerebellum. While its physiology and function have been relatively well studied on single-cell level in vitro, presently there are no reports on the organization of the IO network activity in living animals. This is largely due to the extremely challenging anatomical location of the IO, making it difficult to subject to conventional fluorescent imaging methods, where an optic path must be created through the entire brain located dorsally to the region of interest.
Here we describe an alternative method for obtaining state-of-the-art -level calcium imaging data from the IO network. The method takes advantage of the extreme ventral location of the IO and involves a surgical procedure for inserting a gradient-refractive index (GRIN) lens through the neck viscera to come into contact with the ventral surface of the calcium sensor GCaMP6s-expressing IO in anesthetized mice. A representative calcium imaging recording is shown to demonstrate the feasibility to record IO neuron activity after the surgery. While this is a non-survival surgery and the recordings must be conducted under anesthesia, it avoids damage to life-critical brainstem nuclei and allows conducting large variety of experiments investigating spatiotemporal activity patterns and input integration in the IO. This procedure with modifications could be used for recordings in other, adjacent regions of the ventral brainstem.

In vivo Calcium Imaging in Mouse Inferior Olive

We present a protocol to expose the brainstem of adult mouse from the ventral side. By using a gradient-refractive index lens with a miniature microscope, calcium imaging can be used to examine the activity of inferior olive neural somata in vivo.

אין ויוו הדמיית סידן בעכבר זית נחות

Inferior olive (IO), a nucleus in the ventral medulla, is the only source of climbing fibers that form one of the two input pathways entering the ...

Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare recommendations, animals are warmed and monitored during procedures requiring anesthesia. Common anesthesia and physiological monitoring equipment include gas tanks, anesthetic vaporizers and stands, warming controllers and pads, mechanical ventilators, and pulse oximeters. A computer is also necessary for data collection and to run equipment software. In smaller spaces or when performing field work, it can be challenging to configure all this equipment in limited space.
The goal of this protocol is to demonstrate best practices for use of a low-flow digital vaporizer using both compressed oxygen and room air, along with an integrated mechanical ventilator, pulse oximeter, and far infrared warming as an all-inclusive anesthesia and physiological monitoring suite ideal for rodents.

Here, we present a protocol to safely and effectively administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system with integrated ventilator and physiological monitoring modules.

שימוש במכשיר אידוי משולב בעל זרימה נמוכה, מאוורר ומערכת ניטור פיזיולוגית למכרסמים

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare ...

Intracerebroventricular Delivery of Gut-Derived Microbial Metabolites in Freely Moving Mice

The impact of gut microbiota and their metabolites on host physiology and behavior has been extensively investigated in this decade. Numerous studies have revealed that gut microbiota-derived metabolites modulate brain-mediated physiological functions through intricate gut-brain pathways in the host. Short-chain fatty acids (SCFAs) are the major bacteria-derived metabolites produced during dietary fiber fermentation by the gut microbiome. Secreted SCFAs from the gut can act at multiple sites in the periphery, affecting the immune, endocrine, and neural responses due to the vast distribution of SCFAs receptors. Therefore, it is challenging to differentiate the central and peripheral effects of SCFAs through oral and intraperitoneal administration of SCFAs. This paper presents a video-based method to interrogate the functional role of SCFAs in the brain via a guide cannula in freely moving mice. The amount and type of SCFAs in the brain can be adjusted by controlling the infusion volume and rate. This method can provide scientists with a way to appreciate the role of gut-derived metabolites in the brain.

Gut-derived microbial metabolites have multifaceted effects leading to complex behavior in animals. We aim to provide a step-by-step method to delineate the effects of gut-derived microbial metabolites in the brain via intracerebroventricular delivery via a guide cannula.

העברה תוך-מוחית של מטבוליטים מיקרוביאליים שמקורם במעיים בעכברים הנעים בחופשיות

The impact of gut microbiota and their metabolites on host physiology and behavior has been extensively investigated in this decade. Numerous studies have ...

Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the mouse provides great potential to explore cardiac function at the molecular level. The mouse&#39;s small size does present some challenges in regards to performing detailed cardiac phenotyping. Miniaturization and other advancements in technology have made many methods of cardiac assessment possible in the mouse. Of these, the simultaneous collection of pressure and volume data provides a detailed picture of cardiac function that is not available through any other modality. Here a detailed procedure for the collection of pressure-volume loop data is described. Included is a discussion of the principles underlying the measurements and the potential sources of error. Anesthetic management and surgical approaches are discussed in great detail as they are both critical to obtaining high quality hemodynamic measurements. The principles of hemodynamic protocol development and relevant aspects of data analysis are also addressed.

This manuscript describes a detailed protocol for the collection of pressure-volume data from the mouse.

מדידת לולאות נפח לחץ העכבר

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the ...