Name: use of a low-flow digital anesthesia system for mice and rats
Uploaded: 2016-09-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 6 s
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Todos os estudos foram concluídos em conformidade com diretrizes regulatórias e institucionais. Os aspectos animais deste estudo foram avaliados pelo Programa de Uso de Animais Kent Scientific Corporation, aprovado pelo Comitê de Cuidado e Uso da Purdue Animal (PACUC), e realizada de acordo com o Guia para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório 22. Nota: O sistema de anestesia digital de baixo fluxo utilizado neste protocolo é equipado com um oxímetro de pulso integrado. 1. Configuração do Sistema de anestesia com baixo fluxo com Oxímetro de Pulso Integrado <ol><li> Para entrega isoflurano <ol><li> Selecione uma fonte de gás de transporte. Para utilizar a bomba de ar interna, desapertar Inlet Porto na parte traseira, permitindo que a bomba interna ao ar ambiente ingestão. </li><li> Ligue canister de carvão vegetal para esgotar porto. </li><li> Ligue o adaptador Y à frente do baixo fluxo, sistema de anestesia digital. Use os clipes codificados por cores para conectar os ramos brancos para tele cone do nariz, e ramos azuis à câmara de indução. </li><li> Fechar grampos clipe branco e clip azul aberto grampos para direcionar o fluxo de ar para a câmara. </li><li> Escolha de 2 ml de uma seringa. </li></ol></li><li> Para o monitoramento fisiológico, Usando o Oxímetro de Pulso Integrado <ol><li> Ligue o sensor pata oxímetro de pulso à porta na parte de trás do sistema de anestesia com baixo fluxo, identificado como &quot;AUX&quot;. </li></ol></li></ol> 2. Definir as configurações <ol><li> para anestesia <ol><li> Ligue o sistema de anestesia, e acessar o menu Set Up. Prima SET UP para aceder a Menu Principal&gt; Anestesia&gt; Configuração em vermelho. </li><li> Escolha do agente anestésico. Prima Set Up para realçar Tipo Anest em vermelho. Use as setas para cima e para baixo para selecionar isoflurano. </li><li> Defina o tamanho da seringa. Prima SET UP para destacar Syr Size. Use as setas para cima e para baixo para selecionar uma seringa de 2 ml. </li><li> Defina a posição vazia. Prima SET UP para highlight conjunto vazio no vermelho. Garantir seringa de vidro vazio, totalmente pressionado na seringa de retenção do bloco, colocando a seringa de modo que a seringa exploração braçadeira está assentado sobre o colar de metal da seringa. Pressione as setas para cima ou para baixo para mover o Pusher Bloco de modo que o Pusher Bloco faz contato leve com a parte superior do êmbolo da seringa. Pressione SELECT para definir a posição vazia. </li><li> Prima SET UP para destacar Remover em vermelho. Retire a seringa e encher a seringa com isoflurano usando o adaptador parte superior do frasco. </li><li> Ligar a seringa ao sistema de anestesia. </li><li> Primeiro o tubo anestésico. Prima SET UP para destacar Tubo Prime em vermelho. Pressione para baixo até o anestésico viaja através da seringa e para dentro do acessório preto no bloco vaporizador. </li><li> Ativar anestesia. Prima SET UP para destacar Ativar em vermelho. Use as setas para cima e para baixo para selecionar Sim. Imprensa Run / Voltar para voltar ao menu principal. </li><li> Seleccione a umafornecimento de ir e volume minuto. Prima Set Up para destacar Air Supply em vermelho. Use as setas para cima e para baixo para selecionar Bomba interna. Prima SET UP para destacar Vol Minuto em vermelho. Ajustar a taxa de fluxo de 250 ml / min. </li></ol></li><li> Para Monitoring Physiological <ol><li> Defina a frequência cardíaca mínima detectada para Mouse (240). Prima SET UP para aceder a Menu Principal&gt; MouseStat. Use cima e para baixo setas para definir a frequência cardíaca mínima. </li></ol></li></ol> 3. Comece a entrega de Anestesia <ol><li> Induzir o Rato <ol><li> Imprensa Run / Voltar duas vezes para entrar no modo de funcionamento e começar o fluxo de ar. </li><li> Posicione o mouse na câmara de indução, fechando a tampa firmemente. Ajuste o botão Concentração anestésico Agent para 3%. </li><li> Monitor até que o rato atingiu o plano desejado da anestesia, determinada pela perda do reflexo de endireitamento. Ajustar a concentração de anestésico Agent conforme necessário. </li><li> Uma vez que o animal perde o seu reflexo de endireitamento umnd está suficientemente anestesiados, gire o dial de concentração Anestesia para 0%. Os autores descobriram anteriormente que permitir o fluxo de ar para limpar a câmara de indução de 30-60 segundos é suficiente para purgar a câmara sem inverter a profundidade da anestesia 1. </li><li> abrir rapidamente as braçadeiras branco para dirigir o ar para a máscara, e feche os grampos azuis que conduzem à câmara de indução. </li><li> Abra a câmara longe do pesquisador, remova o rato, e se encaixam de imediato o cone do nariz. </li><li> O centro do animal numa almofada de aquecimento por infravermelhos, regulado para manter a temperatura corporal a 37 ° C por meio de uma sonda rectal de um circuito fechado de realimentação. </li><li> Quando o mouse é estável sobre o cone do nariz, ajustar a concentração de isoflurano a 1,5% ou conforme necessário para a manutenção girando o botão Concentração anestésico Agent. </li><li> Reduzir o volume minuto para manutenção. A taxa de fluxo mínima para suportar o animal é igual a 1,5-2,2 vezes o volume do animal minutos (para um rato de 30 g,um mínimo de 52 ml / min). Consulte as instruções do fabricante para um caudal recomendado configuração específica para o estilo cone do nariz e ajustar conforme necessário. Prima SET UP para aceder ao menu principal, e depois prima Set Até Vol Minuto é destacado em vermelho. Use as setas para cima e para baixo para ajustar o fluxo de destino. Imprensa Run / Voltar para voltar à tela principal. </li><li> Confirmar profundidade de anestesia, como determinado por uma falta de reflexo de retirada durante uma pitada interdigital. Aplicar pomada oftálmica para os olhos para evitar a secura durante a anestesia. </li></ol></li></ol> 4. Iniciar a monitorização fisiológica <ol><li> Coloque sensor sobre almofada de pata traseira. Posicione o sensor de modo que a luz vermelha está debaixo da pata e ilumina a pata. Use as setas acima e abaixo da tela para exibir o oxiwave. O animal está agora anestesiados com segurança usando um fluxo baixo, impulsionado por seringa, vaporizador digital. </li></ol> 5. Retire o animal <ol><li> Desligue oEntrega anestesia. <ol><li> Para interromper a entrega de anestésico, vire anestésico Agente botão de Concentração de Min (ou 0%) e remover animais da máscara. </li><li> Monitorar o mouse durante a recuperação da anestesia. Uma vez que o mouse se tornou totalmente ambulatorial, devolvê-lo para a jaula. </li></ol></li></ol>

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Este projecto foi apoiado com equipamentos e financiamento por Kent Scientific Corporation, a American Heart Association para CJ Goergen (SDG18220010), e da Universidade de Purdue. Os autores Krista Bigiarelli e Irina Toore são funcionários de Kent Scientific Corporation, que produz equipamentos utilizados neste artigo. Abra a publicação em acesso deste artigo é patrocinado pela Kent Scientific Corporation.

O sistema de anestesia com baixo fluxo digital permite ao utilizador para anestesiar ratos eficazmente a taxas de fluxo muito baixas sem a utilização de qualquer gás comprimido. Isto difere significativamente de vaporizadores passivas padrão, a maioria das quais requerem uma fonte de gás comprimido a taxas de fluxo mínimo de cerca de 500 ml / min. vaporizadores padrão utilizam mostradores que carecem de precisão entre gradações, e eles devem ser atendidos anualmente para manter a precisão. Um sistema de anestésico conduzido seringa pode proporcionar uma concentração específica de anestésico no caudal regulado para calcular a velocidade exacta necessária da bomba de seringa. calibrações de rotina são desnecessárias, resultando em economia de custos e tempo adicionais. O caudal mínimo recomendado para manter um animal em um circuito não-reinalação é 1,5-2,2 vezes o volume minuto do animal. A taxa de fluxo de 100 ml / min utilizada neste estudo excedeu este valor mínimo para fornecer anestésico suficiente para os animais. O settin caudalGS são críticos para esta técnica de fornecimento de anestésico, tal como a taxa de fluxo está directamente relacionada com a quantidade de isoflurano utilizada para um dado período de tempo. Quando utilizado a taxas de fluxo baixas, esta técnica pode reduzir grandemente a quantidade de isoflurano necessária durante a utilização, enquanto o animal ainda é eficazmente anestesiados 1,19-21. Novos custos de equipamento entre vaporizadores tradicionais e vaporizadores digitais de baixo fluxo são comparáveis. No entanto, o sistema de anestesia com baixo fluxo digital tem a capacidade de entregar ou isoflurano ou sevoflurano. Isso elimina a necessidade de isoflurano designado e vaporizadores de precisão sevoflurano, reduzindo os custos dos equipamentos iniciais para grupos usando os dois agentes anestésicos. Comparações recentemente publicados entre tecnologias vaporizador têm sugerido redução de custos ao longo do tempo quando se utiliza um baixo fluxo de vaporizador digital 1,19,20. Os resultados destas comparações pode ser usada para aproximar potenciais economias de custos ao longo de um ano. Comosuming definições de utilização típicos realizados em incrementos de 2 horas, 5 dias por semana, durante 52 semanas, um vaporizador isoflurano tradicional vai consumir 3,8 L de isoflurano, ou doze 250 ml garrafas. Um vaporizador digital de baixo fluxo utilizado com a mesma frequência que consomem apenas 0,32 L, ou dois frascos de 250 ml. o consumo de carvão recipiente é também reduzida. Assumindo que cada recipiente contém 50 g de gás residual eliminado, um vaporizador tradicional vai encher latas de carvão, aproximadamente, 21 ao longo de um ano. Em comparação, um vaporizador digital de baixo fluxo vai exigir 6 ou menos. Um vaporizador tradicional exigiria cerca de 5 grandes cilindros de gás por ano, cada um com uma capacidade de 9.500 L. A bomba de ar interna, disponível em alguns modelos de vaporizadores de baixo fluxo digitais, elimina a necessidade de gás comprimido. Se o gás comprimido eram para ser utilizado, o sistema poderia utilizar apenas um cilindro por ano 1. A técnica pode ser modificado com base na necessidade. Baixo fluxo vaporiz digitaisers permitir que o usuário para ajustar a profundidade da anestesia com rapidez e precisão. Se a profundidade da anestesia deve ser aumentada ou diminuída, o utilizador pode aumentar a concentração de anestésico em incrementos de 0,1%, utilizando a ligação na parte superior do sistema. A taxa de fluxo pode também ser ajustada conforme necessário durante todo o procedimento. Esse protocolo utiliza uma seringa de 2 ml, embora tamanhos maiores de seringa estão disponíveis por procedimentos mais longos. A bomba de ar interna oferece aos usuários a opção para anestesiar animais sem a necessidade de uma fonte de gás comprimido. Para procedimentos que requerem gases comprimidos ou oxigênio suplementar, o usuário tem a opção de ligar uma fonte de gás para o sistema de baixo fluxo, em vez de usar o ar circundante. O usuário pode continuar a entregar a fonte de ar selecionado durante todo o procedimento, ou pode alternar entre a bomba interna e uma fonte de gás comprimido, conforme necessário. Por exemplo, o usuário pode configurar o sistema para fornecer ar ambiente através da bomba interna durante a indução e manutenção, mas livra suplementar oxigen durante a recuperação. Embora existam muitas vantagens em usar um vaporizador digital de baixo fluxo, existem limitações também. Porque uma válvula de descarga não está incluído, rubor manualmente a câmara com ar limpo antes da abertura é a única maneira de purgar a câmara de indução. Este sistema foi concebido para operar em apenas baixas taxas de fluxo e não proporcionar anestesia acima caudais de 800 mL / min, onde vaporizadores tradicionais podem ser utilizados com taxas de fluxo de até 10 L / min. Este sistema em particular é, por conseguinte, apenas adequado para espécies animais pequenos. Além disso, o sistema possui menos agente anestésico em relação a um vaporizador tradicional. Pode haver situações em que a seringa deve ser recarregados durante um procedimento. No entanto, atrasos durante o reabastecimento pode ser reduzida pela pré-encher uma seringa segundo próxima para substituir a seringa vazia. tamanhos de seringas até 10 ml estão disponíveis para reduzir a necessidade de encher seringas meados de procedimento. Finalmente, ao contrário de um vaporizador tradicional, o baixo-FLvaporizador digital ow requer eletricidade. As baterias estão disponíveis para uso nos casos em que a energia elétrica não está disponível ou em caso de falta de energia. Estudos anteriores demonstraram que os sistemas digitais de baixo fluxo consumir menos isoflurano, gás de transporte, e latas de carvão em comparação com um sistema tradicional anestesia 1,19,20. A redução do gás anestésico scavenged também pode identificar uma redução de gás anestésico resíduos, embora seja necessário mais trabalho nessas áreas. espectroscopia de infravermelho de gás pode ser usado para monitorar a produção isoflurano resíduos e emblemas dosímetros pode ser usado para quantificar a exposição isoflurano para o pessoal de laboratório em comparações futuras. Em resumo, esta técnica para entrega anestésico vai ser benéfico para grupos que realizam a anestesia roedores devido à melhoria da segurança, eficácia, e a precisão em relação aos sistemas tradicionais.

Há muitos vaporizadores de precisão disponíveis para uso veterinário que operam entre as taxas de fluxo de 0,5-10 L / min 2. Estas velocidades de fluxo não são ideais para roedores, como o intervalo é elevado em comparação com o seu pequeno volume respiratório minutos. Velocidades de fluxo elevadas não são recomendadas na prática veterinária, devido à sua promoção de hipotermia e de secagem do tracto respiratório 3,4. Além disso, muitos manuais do fabricante vaporizador veterinários comuns avisar que as taxas de fluxo elevadas podem causar um aumento na ocorrência de flutuações de contrapressão. Também tem sido mostrado que muitas vaporizadores convencionais se tornam imprecisas abaixo taxas de fluxo de 500 ml / min, e esta taxa é considerado como um caudal mínimo no domínio veterinário 5-7. Um animal pode ser mantido em um circuito T-peça ou modificado circuito de bain usando um caudal tão baixo quanto volume minuto 1,5-2,2 vezes do animal 8-10. Estas taxas de fluxo são considerados sufficient para evitar a respiração de gases expirados e evitar um aumento das concentrações de dióxido de carbono no sangue 8. Usando esta recomendação taxa de fluxo, um rato de 30 g pode ser mantida a uma taxa de fluxo de tão baixo como 52 mL / min, cerca de dez vezes menos do que a aceite ml / min mínimo de um vaporizador 500 tradicional. Enquanto um vaporizador tradicional depende do fluxo de gás e a pressão atmosférica durante a vaporização anestésico passiva, um vaporizador de injecção directa mede o fluxo total de gás fresco e injecta directamente o vapor para dentro da corrente de gás 2. Alguns vaporizadores de injecção directa utilizar uma bomba de seringa para administrar o anestésico para dentro da corrente de gás. controlos computadorizados de permitir que estes sistemas para ajustar automaticamente a velocidade da bomba de seringa para injectar o volume de agente líquido necessária para alcançar a concentração desejada do anestésico. vaporizadores conduzido Seringa estão disponíveis e aprovados para uso clínico e pediátrica, e muitas configurações semelhantes são consideradas como umestética conservação dispositivos na prática clínica 11-16. Pouco tempo após a sua aprovação, os dispositivos Conserving anestésicos com vaporizadores bomba de seringa foram adaptados para o uso em estudos com animais 8,17,18. Ao contrário de um vaporizador tradicional, um sistema de injecção directa, utilizando uma bomba de seringa não está limitado por uma taxa de fluxo mínimo, a fim de manter a precisão. Por este motivo, esta tecnologia é ideal para utilização em anestesia roedores e outros casos em que as taxas de fluxo baixas são necessárias. Os benefícios e economia de custos potenciais associados com este projeto vaporizador inspirou o desenvolvimento de novos sistemas de anestesia projetados especificamente para roedores 1,19,20. Este novo sistema também incorpora um embutido bomba de ar, que permite ao utilizador administrar anestesia sem a necessidade de uma fonte de gás comprimido. Como um benefício adicional, o sistema é pré-calibrada para uso com ambos isoflurano e sevoflurano. Com a introdução desta tecnologia vaporizador no campo de animais de laboratório, it é agora possível para anestesiar os animais pequenos de laboratório a taxas de fluxo mais perto de níveis recomendados, sem a necessidade de gás comprimido.

<table><tbody><tr><td>&lt;em&gt;Anesthetic Equipment&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>SomnoSuite Low-Flow Digital Anesthesia System</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO</td><td>Includes anti-spill, anti-vapor bottle top adapter; Y adapter tubing; charcoal scavenging filter</td></tr><tr><td>MouseSTAT Pulse Oximeter &amp;amp; Heart Rate Monitor</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-MSTAT-Module</td><td>Integrated into SomnoSuite</td></tr><tr><td>MouseSTAT Mouse Paw Sensor</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>MSTAT-MSE</td><td></td></tr><tr><td>2 ml Glass Syringe</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-2ML</td><td></td></tr><tr><td>Low-Cost Induction Chamber, 0.5 L</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-0705</td><td></td></tr><tr><td>Low Profile Facemask, x-small</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-0304</td><td></td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Animal Warming&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PhysioSuite Physiological Monitoring System with RightTemp Homeothermic Warming</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>PS-RT</td><td>Includes infrared warming pad, rectal probe, and pad temperature probe</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Anesthetic Agents&lt;br/&gt; and Medications&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane (250 ml bottle)</td><td>Piramal Healthcare</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Puralube Opthalmic Ointment</td><td>Perrigo</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

use of a low-flow digital anesthesia system for mice and rats

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a gas stream. Unlike a traditional vaporizer, it can be used at very low flow rates, making it ideal for use on mice and rats. 
The equipment's capability to use low flow rates could result in a substantial cost savings due to the reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal scavenging filters1. A lower flow rate means less waste of anesthetic gas and likely reduces the risk of anesthetic exposure to laboratory personnel. Thus, the high levels of precision and safety associated with direct injection vaporizers, along with a reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal filters are beneficial for research requiring small animal anesthesia. 
The goal of this protocol is to demonstrate the use of a syringe-driven direct injection vaporizer as part of a digital, low-flow anesthesia system. The direct injection vaporizer is capable of accurately delivering anesthesia at very low flow rates compared to a traditional vaporizer, making it a promising alternative for controlled gas anesthetic delivery to rodents.

animais foram anestesiados e mantida com 1,3-1,5% de isoflurano, enquanto a frequência cardíaca, saturação de oxigênio e freqüência respiratória foram monitorados; ratos 3 adulto C57 / BL6NTac fêmeas (peso de 15 +/- 1 g Taconic, idade 6-7 semanas). Todos os ratos foram Murino Pathogen Free conforme determinado pelo teste de fornecedor de rotina antes da chegada à instalação. Os animais estavam em gaiolas microisolation e forneceu-livre acesso a ração padrão para roedores e água por garrafa alojados em grupo. uso isoflurano O sistema de anestesia com baixo fluxo mede a quantidade de agente anestésico que permanece na seringa durante a utilização. O volume na seringa, tal como medido pelo sistema de anestesia, foi observado que o animal foi transferido para o cone de nariz, e novamente no final do período de manutenção. O volume final wcomo subtraído do volume inicial para quantificar a quantidade de anestésico consumida durante o período de manutenção (Figura 1). Parâmetros fisiológicos Frequência cardíaca, SpO2 e taxa de respiração foram monitorados durante a manutenção através de oximetria de pulso (Figuras 2 - 4). A temperatura do corpo foi mantida a 37,5 ° C através de uma almofada de aquecimento de infravermelhos. Cada rato foi mantido com sucesso em baixos caudais de 100 mL / min de ar ambiente sob um plano cirúrgico de anestesia durante 60 min, como determinado por uma falta de reflexo de retirada a partir de uma pitada interdigital. O mouse não acordou ou responder a pitadas interdigitais aplicadas de forma intermitente durante o período de manutenção. Batimentos cardíacos dos animais (Figura 2), de oxigênio no sangue (Figura 3) e frequência respiratória (Figura 4) permaneceu relatvamente estável durante todo o estudo. Devido ao posicionamento dos animais e sensor, o sinal da frequência respiratória de rato 1 e rato 3 foi intermitente e a medição foi interrompida. Quando o posicionamento do animal foi ajustado, o sinal melhorou ea taxa respiratória medida foi comparável a outros em momentos semelhantes. O sistema digital de baixo anestesia de fluxo usado uma média de 0,63 ml de isoflurano durante os 60 minutos do período de manutenção (Figura 1). <img alt="figura 1" src="/files/ftp_upload/54436/54436fig1.jpg" /> Figura 1:.. Uso isoflurano A quantidade de isoflurano utilizada em ml por três ratinhos diferentes ao longo de 1 hora da manutenção da anestesia utilizando o sistema de anestesia com baixo fluxo digitais <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig1large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> Figura 2:.. Heart Rate A taxa de coração de três ratos em batimentos por minuto (bpm) 5-60 min após a indução anestésica inicial com o sistema de anestesia com baixo fluxo digitais <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig2large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/54436/54436fig3.jpg" /> Figura 3:.. A saturação de oxigênio Os níveis de saturação de oxigênio no sangue (%) de três ratinhos 5-60 min após a indução anestésica inicial com o sistema de anestesia com baixo fluxo digitais <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig3large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> Figura 4:.. Respiração Rate A taxa de respiração de três ratos em respirações por minuto (bpm) 5-60 min após a indução anestésica inicial com o sistema de anestesia com baixo fluxo digitais <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig4large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

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Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats

Here, we present a protocol to more safely and efficiently administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system utilizing a syringe-driven direct injection vaporizer.

O uso de um baixo fluxo Sistema de Anestesia Digital para camundongos e ratos

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

17.8K visualizações.  Purdue University. Here, we present a protocol to more safely and efficiently administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system utilizing a syringe-driven direct injection vaporizer. 

Vídeo: Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats

Direct Intraventricular Delivery of Drugs to the Rodent Central Nervous System

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses specifically on antisense oligonucleotides (ASOs), though the techniques shown in the video here can also be used to deliver a plethora of other drugs to the CNS. Antisense oligonucleotides (ASOs) have the capability to knockdown sequence-specific targets 1 as well as shift isoform ratios of specific genes 2. To achieve widespread gene knockdown or splicing in the CNS of mice, the ASOs can be delivered into the brain using two separate routes of administration, both of which we demonstrate in the video.
The first uses Alzet osmotic pumps, connected to a catheter that is surgically implanted into the lateral ventricle. This allows the ASOs to be continuously infused into the CNS for a designated period of time. The second involves a single bolus injection of a high concentration of ASO into the right lateral ventricle. Both methods use the mouse cerebral ventricular system to deliver the ASO to the entire brain and spinal cord, though depending on the needs of the study, one method may be preferred over the other.

We describe a method to target drugs to the central nervous system by either implanting a catheter or performing a bolus injection into the right lateral ventricle in mice. We focus specifically on the delivery of antisense oligonucleotides. This technique is readily adaptable to other drugs and to rats.

Entrega intraventricular direta de medicamentos para o Sistema Nervoso Central Rodent

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses ...

Neurociência

Proper Positioning and Restraint of a Rat Hind Limb for Focused High Resolution Imaging of Bone Micro-architecture Using In Vivo Micro-computed Tomography

The use of in vivo micro-computed tomography (&#181;CT) is a powerful tool which involves the non-destructive imaging of internal structures at high resolutions in live animal models. This allows for repeated imaging of the same rodent over time. This feature not only reduces the total number of rodents required in an experimental design and thereby reduces the inter-subject variation that can arise, but also allows researchers to assess longitudinal or life-long responses to an intervention. To acquire high quality images that can be processed and analyzed to more accurately quantify outcomes of bone micro-architecture, users of in vivo &#181;CT scanners must properly anesthetize the rat, and position and restrain the hind limb. To do this, it is imperative that the rat be anesthetized to a level of complete relaxation, and that pedal reflexes are lost. These guidelines may be modified for each individual rat, as the rate of isoflurane metabolism can vary depending on strain and body size. Proper technique for in vivo &#181;CT image acquisition enables accurate and consistent measurement of bone micro-architecture within and across studies.

Proper Positioning and Restraint of a Rat Hind Limb for Focused High Resolution Imaging of Bone Micro-architecture Using In Vivo Micro-computed Tomography

This paper instructs users of in vivo micro-computed tomography (&#181;CT) scanners how to anesthetize, correctly position and restrain the hind limb of a rat for minimal movement during high-resolution imaging of the tibia. The result is high quality images that can be processed to accurately quantify bone micro-architecture.

Posicionamento adequado e a contenção de um membro posterior de ratos para concentrado de alta resolução de imagem de osso usando Microarquitetura na Vivo Microtomografia computadorizada

The use of in vivo micro-computed tomography (&#181;CT) is a powerful tool which involves the non-destructive imaging of internal structures at high ...

Bioengenharia

Non-restraining EEG Radiotelemetry: Epidural and Deep Intracerebral Stereotaxic EEG Electrode Placement

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and neurodegenerative diseases as well as epilepsies. This powerful technique does not only provide valuable insights into the underlying pathophysiological mechanisms, i.e., the etiopathogenesis of CNS related diseases, it also facilitates the development of new translational, i.e., therapeutic approaches. Whereas competing techniques that make use of recorder systems used in jackets or tethered systems suffer from their unphysiological restraining to semi-restraining character, radiotelemetric EEG recordings overcome these disadvantages. Technically, implantable EEG radiotelemetry allows for precise and highly sensitive measurement of epidural and deep, intracerebral EEGs under various physiological and pathophysiological conditions. First, we present a detailed protocol of a straight forward, successful, quick and efficient technique for epidural (surface) EEG recordings resulting in high-quality electrocorticograms. Second, we demonstrate how to implant deep, intracerebral EEG electrodes, e.g., in the hippocampus (electrohippocampogram). For both approaches, a computerized 3D stereotaxic electrode implantation system is used. The radiofrequency transmitter itself is implanted into a subcutaneous pouch in both mice and rats. Special attention also has to be paid to pre-, peri- and postoperative treatment of the experimental animals. Preoperative preparation of mice and rats, suitable anesthesia as well as postoperative treatment and pain management are described in detail.

Non-restraining EEG radiotelemetry is a valuable methodological approach to record in vivo long-term electroencephalograms from freely moving rodents. This detailed protocol describes stereotaxic epidural and deep intracerebral electrode placement in different brain regions in order to obtain reliable recordings of CNS rhythmicity and CNS related behavioral stages.

Não restrição EEG Radiotelemetria: Epidural e Deep intracerebral estereotáxica EEG Colocação de eletrodos

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and ...

Cavernous Nerve Stimulation and Recording of Intracavernous Pressure in a Rat

The stimulation of the cavernous nerve (CN) and measurement of intracavernous pressure (ICP) have been used extensively to test and evaluate therapies for erectile dysfunction. However, the methods used vary between laboratories, and pitfalls still exist. The goal of this study was to describe a surgical technique that would provide a reliable and reproducible model. By exposing the ischiocavernosus muscle at its point of insertion on the ischial tuberosity, the penile crus could be cannulated with minimal dissection and injury to the structures involved in erectile function. Repeated stimulation of the CN, without the need for lifting and drying, was achieved by using a 125 &#181;m bipolar silver electrode and biocompatible silicon glue to isolate the electrode-nerve complex. This method prevents neuropraxia by reducing stretching and drying the nerve and provides complete isolation of the nerve, negating electrical leakage and preventing stimulation of alternative pathways.

This study describes a simplified surgical procedure and technique for performing cavernous nerve stimulation with the isolation of the nerve-electrode complex using silicone glue and intracavernous pressure measurement.

Estimulação do nervo cavernoso e gravação de pressão Intracavernous em um rato

The stimulation of the cavernous nerve (CN) and measurement of intracavernous pressure (ICP) have been used extensively to test and evaluate therapies for ...

Medicina

Laminectomy and Spinal Cord Window Implantation in the Mouse

This protocol describes a method for spinal cord laminectomy and glass window implantation for in vivo imaging of the mouse spinal cord. An integrated digital vaporizer is utilized to achieve a stable plane of anesthesia at a low-flow rate of isoflurane. A single vertebral spine is removed, and a commercially available cover-glass is overlaid on a thin agarose bed. A 3D-printed plastic backplate is then affixed to the adjacent vertebral spines using tissue adhesive and dental cement. A stabilization platform is used to reduce motion artifact from respiration and heartbeat. This rapid and clamp-free method is well-suited for acute multi-photon fluorescence microscopy. Representative data are included for an application of this technique to two-photon microscopy of the spinal cord vasculature in transgenic mice expressing eGFP:Claudin-5 &#8212; a tight junction protein.

This protocol describes implantation of a glass window onto the spinal cord of a mouse to facilitate visualization by intravital microscopy.

Implante de janela de laminectomia e medula espinhal no mouse

This protocol describes a method for spinal cord laminectomy and glass window implantation for in vivo imaging of the mouse spinal cord. An integrated ...

Direct Intrabronchial Administration to Improve the Selective Agent Deposition Within the Mouse Lung

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.&#160; However, distribution of intratracheally-administered agents to the distal mouse lung is often asymmetric, with lung parenchymal concentrations increased in the smaller (but equally accessible) left lung of the mouse.&#160; Described in this report is a novel intrabronchial (IB) approach to cannulate the left and/or right lungs of living mice non-operatively.&#160; It is also demonstrated how this approach can be used to selectively administer agents to one lung or adapted (via dose-adjusted IB delivery) to improve the left-right symmetry of lung delivery of experimental agents, thereby improving models of diffuse lung disease such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.

Intratracheal (IT) administration of experimental agents in mice often results in asymmetric delivery to the distal lungs.&#160; In this report, we describe a direct intrabronchial (IB) approach to cannulate each lung in living mice non-operatively.&#160; This approach can be used to selectively administer agents to one lung or may be adapted to improve the symmetric agent delivery to both lungs.

Administração Intrabronquial direta para melhorar a deposição do agente seletivo dentro do pulmão do rato

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced ...

In vivo Calcium Imaging in Mouse Inferior Olive

Inferior olive (IO), a nucleus in the ventral medulla, is the only source of climbing fibers that form one of the two input pathways entering the cerebellum. IO has long been proposed to be crucial for motor control and its activity is currently considered to be at the center of many hypotheses of both motor and cognitive functions of the cerebellum. While its physiology and function have been relatively well studied on single-cell level in vitro, presently there are no reports on the organization of the IO network activity in living animals. This is largely due to the extremely challenging anatomical location of the IO, making it difficult to subject to conventional fluorescent imaging methods, where an optic path must be created through the entire brain located dorsally to the region of interest.
Here we describe an alternative method for obtaining state-of-the-art -level calcium imaging data from the IO network. The method takes advantage of the extreme ventral location of the IO and involves a surgical procedure for inserting a gradient-refractive index (GRIN) lens through the neck viscera to come into contact with the ventral surface of the calcium sensor GCaMP6s-expressing IO in anesthetized mice. A representative calcium imaging recording is shown to demonstrate the feasibility to record IO neuron activity after the surgery. While this is a non-survival surgery and the recordings must be conducted under anesthesia, it avoids damage to life-critical brainstem nuclei and allows conducting large variety of experiments investigating spatiotemporal activity patterns and input integration in the IO. This procedure with modifications could be used for recordings in other, adjacent regions of the ventral brainstem.

In vivo Calcium Imaging in Mouse Inferior Olive

We present a protocol to expose the brainstem of adult mouse from the ventral side. By using a gradient-refractive index lens with a miniature microscope, calcium imaging can be used to examine the activity of inferior olive neural somata in vivo.

In vivo Imagem de cálcio em rato de azeitona inferior

Inferior olive (IO), a nucleus in the ventral medulla, is the only source of climbing fibers that form one of the two input pathways entering the ...

Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare recommendations, animals are warmed and monitored during procedures requiring anesthesia. Common anesthesia and physiological monitoring equipment include gas tanks, anesthetic vaporizers and stands, warming controllers and pads, mechanical ventilators, and pulse oximeters. A computer is also necessary for data collection and to run equipment software. In smaller spaces or when performing field work, it can be challenging to configure all this equipment in limited space.
The goal of this protocol is to demonstrate best practices for use of a low-flow digital vaporizer using both compressed oxygen and room air, along with an integrated mechanical ventilator, pulse oximeter, and far infrared warming as an all-inclusive anesthesia and physiological monitoring suite ideal for rodents.

Here, we present a protocol to safely and effectively administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system with integrated ventilator and physiological monitoring modules.

Uso de um vaporizador anestésico integrado de baixo fluxo, ventilador e sistema de monitoramento fisiológico para roedores

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare ...

Intracerebroventricular Delivery of Gut-Derived Microbial Metabolites in Freely Moving Mice

The impact of gut microbiota and their metabolites on host physiology and behavior has been extensively investigated in this decade. Numerous studies have revealed that gut microbiota-derived metabolites modulate brain-mediated physiological functions through intricate gut-brain pathways in the host. Short-chain fatty acids (SCFAs) are the major bacteria-derived metabolites produced during dietary fiber fermentation by the gut microbiome. Secreted SCFAs from the gut can act at multiple sites in the periphery, affecting the immune, endocrine, and neural responses due to the vast distribution of SCFAs receptors. Therefore, it is challenging to differentiate the central and peripheral effects of SCFAs through oral and intraperitoneal administration of SCFAs. This paper presents a video-based method to interrogate the functional role of SCFAs in the brain via a guide cannula in freely moving mice. The amount and type of SCFAs in the brain can be adjusted by controlling the infusion volume and rate. This method can provide scientists with a way to appreciate the role of gut-derived metabolites in the brain.

Gut-derived microbial metabolites have multifaceted effects leading to complex behavior in animals. We aim to provide a step-by-step method to delineate the effects of gut-derived microbial metabolites in the brain via intracerebroventricular delivery via a guide cannula.

Entrega intracerebroventricular de metabólitos microbianos derivados do intestino em camundongos em movimento livre

The impact of gut microbiota and their metabolites on host physiology and behavior has been extensively investigated in this decade. Numerous studies have ...

Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the mouse provides great potential to explore cardiac function at the molecular level. The mouse&#39;s small size does present some challenges in regards to performing detailed cardiac phenotyping. Miniaturization and other advancements in technology have made many methods of cardiac assessment possible in the mouse. Of these, the simultaneous collection of pressure and volume data provides a detailed picture of cardiac function that is not available through any other modality. Here a detailed procedure for the collection of pressure-volume loop data is described. Included is a discussion of the principles underlying the measurements and the potential sources of error. Anesthetic management and surgical approaches are discussed in great detail as they are both critical to obtaining high quality hemodynamic measurements. The principles of hemodynamic protocol development and relevant aspects of data analysis are also addressed.

This manuscript describes a detailed protocol for the collection of pressure-volume data from the mouse.

Medição do volume Pressão Loops no mouse

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the ...