Name: use of a low-flow digital anesthesia system for mice and rats
Uploaded: 2016-09-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 6 s
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すべての研究は、規制や制度ガイドラインに従って完了しました。この研究の動物の側面は、パーデュー大学動物実験委員会（PACUC）によって承認されたケント・サイエンティフィック社の動物使用プログラムによって評価され、実験動物22の管理と使用に関するガイドに従って行われました。 注：このプロトコルで使用される低流量デジタル麻酔システムが統合されたパルスオキシメータが装備されています。 1.統合されたパルスオキシメータを用いた低流量麻酔・システムの設定します<ol><li>イソフルランの配信のために<ol><li>キャリアガス供給源を選択します。内部の空気ポンプを利用するために、吸入室内空気への内部ポンプを可能にする、背面のインレットポートを緩め。 </li><li>ポートを排出するためにチャコールキャニスタを接続します。 </li><li>低流量、デジタル麻酔システムの前面にYアダプターを接続します。トンに白い枝を接続するために色分けされたクリップを使用します彼ノーズコーン、および誘導室に青分岐します。 </li><li>室への直接気流にホワイトクリップクランプとオープン青クリップクランプを閉じます。 </li><li> 2ミリリットルの注射器を選択します。 </li></ol></li><li>生理学的モニタリングのための、統合されたパルスオキシメータを使用して<ol><li> 「AUX」と表示された低流量麻酔システム、背面のポートにパルスオキシメータの足のセンサーを接続します。 </li></ol></li></ol> 2.設定を構成します<ol><li>麻酔のための<ol><li>麻酔システムの電源をオンにして、設定メニューにアクセスします。押して、赤でメインメニュー &gt; 麻酔 &gt; セットアップにアクセスするための設定します。 </li><li>麻酔薬を選択してください。押して、赤でタイプANESTを強調表示するように設定します。イソフルランを選択するために、上下の矢印を使用します。 </li><li>シリンジサイズを設定します。押して、 シルサイズをハイライト表示するように設定します。 2ミリリットルの注射器を選択するために、上下の矢印を使用します。 </li><li>空の位置を設定します。プレスhに設定ighlight赤で空集合 。シリンジホールディングクランプは、シリンジの金属製カラーに着座されるように注射器を配置することにより、シリンジ保持ブロック内の空、完全に押し下げガラスシリンジを固定します。プッシャーブロックは、シリンジプランジャの頂部と光密着するように、プッシャーブロックを移動するには上向きまたは下向き矢印を押してください。押して、空の位置を設定するために選択します。 </li><li>押して、赤で削除ハイライト表示するように設定します。注射器を取り外して、ボトルの上部アダプタを使用してイソフルランで注射器を埋めます。 </li><li>麻酔システムにシリンジを接続します。 </li><li>プライム麻酔デリバリーチューブ。押して、赤でプライムチューブを強調表示するように設定します。下を押して麻酔薬を注射器と蒸発器ブロックに黒のフィッティングに移動するまで。 </li><li>麻酔を有効にします。押して、赤で有効強調表示するように設定します。 [ はい ] を選択するために、上下の矢印を使用します。押して[実行/戻るメインメニューに戻ります。 </li><li> Aを選択IR供給と分のボリューム。押して、赤でエア・サプライを強調表示するように設定します。 内部ポンプを選択するために、上下の矢印を使用します。押して、赤でミニッツの巻を強調表示するように設定します。 250ミリリットル/分に設定流量。 </li></ol></li><li>生理学的モニタリングのための<ol><li>マウス（240）に最小検出された心拍数を設定します。 メインメニューにアクセスするための設定を押して&gt; MouseStat。上下の矢印ボタンを使用して最小心拍数を設定します。 </li></ol></li></ol> 3.麻酔配信を開始<ol><li>マウスを誘導<ol><li>押して実行して、/バック回実行モードに入り、空気の流れを開始します。 </li><li>しっかりと蓋を閉じ、誘導チャンバ内にマウスを置きます。 3％に麻酔剤濃度ノブを調整します。 </li><li>マウスは、正向反射の消失により決定麻酔の所望の面に達するまで監視します。必要に応じて麻酔薬の濃度を調整します。 </li><li>動物は、その立ち直り反射aを失ったら、ndは十分に麻酔され、0％に麻酔濃度ダイヤルを回します。著者らは、以前に気流が誘導室をフラッシュすることができ、30〜60秒麻酔深度1を反転させずにチャンバをパージするのに十分であることを見出しました。 </li><li>素早くフェイスマスクに空気を導くように白いクランプを開き、誘導室に通じる青いクランプを閉じます。 </li><li>離れた研究者からチャンバを開き、マウスを削除し、すぐにノーズコーンにフィット。 </li><li>フィードバックループの直腸プローブを介して37℃の体温を維持するように設定赤外線加温パッド上で動物を中心。 </li><li>マウスはノーズコーンに安定している場合、1.5％または麻酔剤濃度ノブを回すことにより、メンテナンスの必要に応じて、イソフルランの濃度を調整します。 </li><li>メンテナンスのために微小な量を減らします。動物を支援するための最小流量は、30gのマウスのための1.5-2.2倍動物の分容積（に等しいです。52ミリリットル/分）の最小値。ノーズコーンスタイルに特定の設定を推奨流量については、製造元の説明書を参照し、必要に応じて調整します。押して、メインメニューにアクセスするように設定してから、分巻が赤で強調表示されるまでセットアップを押します。目標流量を調整するために上下の矢印を使用します。押して[実行/戻るメイン画面に戻ります。 </li><li>すだれ状ピンチ中に引っ込め反射の欠如によって決定されるように、麻酔の深さを確認してください。麻酔中の乾燥を防ぐために、眼に眼軟膏を適用します。 </li></ol></li></ol> 4.生理学的モニタリングを開始<ol><li>後足のパッドの上にセンサーを配置します。赤色光が足の下で、足を照らすようにセンサーを配置します。 oxiwaveを表示するには、画面上の上下の矢印を使用してください。動物を安全に低流量、シリンジ駆動型、デジタル気化器を用いて麻酔されます。 </li></ol> 5.動物を削除します<ol><li>オフにします麻酔配信。 <ol><li>麻酔薬の配信を停止するには、最小（または0％）に麻酔剤濃度ノブを回し、フェイスマスクから動物を削除します。 </li><li>麻酔の回復中に、マウスを監視します。マウスが完全に歩行可能となった後、ケージに戻します。 </li></ol></li></ol>

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このプロジェクトは、ケント・サイエンティフィック社、CJ Goergenにアメリカ心臓協会（SDG18220010）、およびパデュー大学によって設備と資金でサポートされていました。著者クリスタBigiarelliとイリーナTooreは、この記事で使用される機器を生産ケント・サイエンティフィック社の従業員です。この記事のオープンアクセス出版は、ケント・サイエンティフィック社が主催しています。

デジタル低流量麻酔システムは、ユーザが効率的に任意の圧縮ガスを使用することなく、非常に低い流量でマウスを麻酔することができます。これは、約500 ml /分の最小流量で圧縮ガスの供給源を必要とする大部分の標準的な受動的な蒸発器、大きく異なります。標準の気化器は、階調間の精度を欠いているダイヤルを利用し、彼らは精度を維持するために、毎年サービスされなければなりません。シリンジ駆動麻酔システムは、シリンジポンプの正確な必要な速度を計算するために設定された流量で麻酔薬の具体的な濃度を提供することができます。ルーチンのキャリブレーションは、追加のコストと時間の節約をもたらす、不必要です。 非再呼吸回路に動物を維持するために推奨される最小流量は、1.5から2.2倍、動物の分のボリュームです。本研究で使用し100ml /分の流量を動物に十分な麻酔薬を送達するために、この最小値を超えていました。流量設流量を直接与えられた期間に使用されるイソフルランの量に関連するようにGSは、この麻酔薬送達技術にとって重要です。低流量で使用する場合、動物がまだ有効1,19-21麻酔しながら、この技術は非常に、使用時に必要なイソフルランの量を減らすことができます。 従来の気化器と低流量デジタル気化器との間に新たな設備コストは同等です。しかし、デジタル低流量麻酔システムは、イソフルランまたはセボフルランのいずれかを送達する能力を有します。これは、指定されたイソフルランおよびセボフルラン精度気化器、麻酔薬の両方を使用してグループのための初期の設備コストを削減する必要がなくなります。低流量デジタル気化器1,19,20を使用するとき、気化器技術との間の最近公開された比較は、時間の経過と共にコスト削減を示唆しています。これらの比較の結果は、年間を通じて潜在的なコスト削減を近似するために使用することができます。として52週間、週に2時間ずつ、5日間で行われる一般的な使用の設定をsuming、伝統的なイソフルラン気化器は、イソフルランの3.8 L、または12 250ミリリットルのボトルを消費します。同じ周波数で使用される低フローデジタル気化器は、ちょうど0.32 L、または2 250ミリリットルのボトルを消費することになります。チャコールキャニスタの消費量も低減されます。各キャニスターが掃気廃ガスの50グラムを保持していると仮定すると、従来の気化器は、年間を通じて約21チャコールキャニスターを記入します。比較して、低流量デジタル気化器は、6個以下が必要になります。従来の気化器は、9500 L.デジタル低流量気化器の一部のモデルで利用可能な内部空気ポンプの容量で年間約5大ガスボンベ、それぞれを必要とする、圧縮ガスの必要性を排除します。圧縮ガスが使用された場合、システムは、年1ごとに1シリンダーを使用します。 技術が必要に基づいて変更することができます。低フローデジタルvaporiz者は、ユーザが迅速かつ正確に麻酔深度を調整することを可能にします。麻酔の深さを増減する必要がある場合、ユーザは、システム上のダイヤルを使用して、0.1％単位で麻酔薬の濃度を増加させることができます。手順全体を通して、必要に応じて流量も調節することができます。より大きなシリンジサイズが長い手続きのために利用可能であるにもかかわらずこのプロトコルは、2ミリリットルの注射器を利用しています。内部空気ポンプは、ユーザーに圧縮ガス源を必要とせずに、動物を麻酔するためのオプションを提供しています。圧縮ガスまたは酸素補給を必要とする手順については、ユーザではなく、周囲の空気を使用するよりも低流量システムへのガス供給源を接続するためのオプションを持っています。ユーザーは、プロシージャ全体で選択された空気源を提供し続けることができ、または必要に応じて内部のポンプと圧縮ガス源を切り替えることができます。例えば、ユーザは、誘導およびメンテナンス時に内部ポンプを介して室内の空気を提供するようにシステムを設定しますが、補足オキシを供給することができますリカバリ中GEN。 低流量デジタル気化器を使用することには多くの利点がありますが、同様の制限があります。フラッシュバルブが含まれていないので、手動で開放する前に、きれいな空気で室内をフラッシュする導入室をパージするための唯一の方法です。このシステムは、ごく低い流量で動作するように設計されており、従来の気化器は、10リットル/分までの流量で使用することができる800 ml /分の流速の上方麻酔を提供しません。この特定のシステムは、したがって、小型の動物種にのみ適しています。さらに、システムは、従来の気化器に比べて少ない麻酔薬を保持しています。注射器は、手順の間に補充されなければならない状況があるかもしれません。しかし、再充填時の遅延が空のシリンジを交換するために近くの第2のシリンジを事前に充填することによって減少させることができます。 10ミリリットルまでのシリンジサイズは半ば手順シリンジを補充する必要性を軽減するために利用可能です。最後に、従来の気化器と異なり、低-FLOWデジタル気化器は、電気を必要とします。バッテリーは、電力が利用できない、または停電時にあるインスタンスで使用できます。 以前の研究は、低流量のデジタルシステムは、従来の麻酔システム1,19,20に比べて少ないイソフルラン、キャリアガス、及び木炭キャニスタを消費することを示しています。さらに作業がこれらの分野で必要とされているが掃気麻酔ガスの減少はまた、余剰麻酔ガスの低減を識別することができます。ガス赤外線分光法は、廃棄物のイソフルランの製造を監視するために使用することができ、線量計バッジは、将来の比較研究室職員にイソフルラン暴露を定量するために使用することができます。 要約すると、麻酔薬送達のためのこの技術は向上により、安全性、有効性、および従来のシステムに比べて高精度に齧歯類麻酔を行うグループに有益なものとなろう。

0.5〜10リットル/分2の流量との間で動作獣医学的使用のための利用可能な多くの精度の気化器があります。範囲がその小さな毎分呼吸量に比べて高くなるように、これらの流量は、げっ歯類のために理想的ではありません。高流量が原因低体温や呼吸器3,4の乾燥の彼らの推進に獣医学的に推奨されていません。さらに、多くの一般的な獣医の気化器メーカーのマニュアルには、高流量は背圧変動の発生の増加を引き起こす可能性があることを警告します。また、多くの標準的な気化器を500 ml /分の流速下不正確になることが示されているが、この速度は、獣医学の分野5-7の最小流量とみなされます。 動物は、1.5-2.2倍動物の分容積8-10と低い流速を使用してTピース回路または修飾ベイン回路に維持することができます。これらの流量はsufficienと考えられていますtは呼気の再呼吸を防止し、血液の二酸化炭素濃度が8の増大を防止することができます。この流量の推奨を使用して、30gのマウスは、従来の気化器の受け入れ500 ml /分の最小値よりも52 ml /分、約10倍以下と低い流量に維持することができます。 従来の気化器は、ガス流と受動麻酔剤気化大気圧に依存するが、直接噴射気化器は、全新鮮なガス流量を測定し、ガス流2に直接蒸気を注入します。いくつかの直接噴射気化器は、ガス流中に麻酔薬を投与するためにシリンジポンプを利用します。コンピュータ化されたコントロールは、これらのシステムは自動的に麻酔薬の所望の濃度に達するのに必要な液体薬剤の量を注入するシリンジポンプ速度を調整することを可能にします。シリンジ駆動気化器が利用可能であり、臨床および小児の使用が承認され、多くの同様の構成は次のように考えられています審美臨床実践11-16でデバイスを節約。すぐにそれらの承認後、シリンジポンプ気化器と麻酔薬節約装置は、動物実験8,17,18における使用のために適合させました。従来の気化器とは異なり、シリンジポンプを用いた直接噴射システムは、精度を維持するために最小流量によって制限されません。この理由から、この技術は、齧歯類麻酔及び低流量が必要とされる他のインスタンスで使用するのに理想的です。この気化器の設計に関連する利益および潜在的なコスト削減は、齧歯類1,19,20のために特別に設計された新しい麻酔システムの開発に影響を与えました。この新しいシステムは、ユーザが、圧縮ガスの供給源を必要とせずに麻酔を投与することができ、内蔵の空気ポンプを組み込んでいます。さらなる利点として、システムは、事前較正イソフルランおよびセボフルランの両方で使用するためのものです。実験動物のフィールドに、この気化器技術の導入により、私tは、圧縮ガスを必要とせずに近い推奨レベルまで流量で小さな実験動物を麻酔することが可能になりました。

<table><tbody><tr><td>&lt;em&gt;Anesthetic Equipment&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>SomnoSuite Low-Flow Digital Anesthesia System</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO</td><td>Includes anti-spill, anti-vapor bottle top adapter; Y adapter tubing; charcoal scavenging filter</td></tr><tr><td>MouseSTAT Pulse Oximeter &amp;amp; Heart Rate Monitor</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-MSTAT-Module</td><td>Integrated into SomnoSuite</td></tr><tr><td>MouseSTAT Mouse Paw Sensor</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>MSTAT-MSE</td><td></td></tr><tr><td>2 ml Glass Syringe</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-2ML</td><td></td></tr><tr><td>Low-Cost Induction Chamber, 0.5 L</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-0705</td><td></td></tr><tr><td>Low Profile Facemask, x-small</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-0304</td><td></td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Animal Warming&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PhysioSuite Physiological Monitoring System with RightTemp Homeothermic Warming</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>PS-RT</td><td>Includes infrared warming pad, rectal probe, and pad temperature probe</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Anesthetic Agents&lt;br/&gt; and Medications&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane (250 ml bottle)</td><td>Piramal Healthcare</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Puralube Opthalmic Ointment</td><td>Perrigo</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

use of a low-flow digital anesthesia system for mice and rats

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a gas stream. Unlike a traditional vaporizer, it can be used at very low flow rates, making it ideal for use on mice and rats. 
The equipment's capability to use low flow rates could result in a substantial cost savings due to the reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal scavenging filters1. A lower flow rate means less waste of anesthetic gas and likely reduces the risk of anesthetic exposure to laboratory personnel. Thus, the high levels of precision and safety associated with direct injection vaporizers, along with a reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal filters are beneficial for research requiring small animal anesthesia. 
The goal of this protocol is to demonstrate the use of a syringe-driven direct injection vaporizer as part of a digital, low-flow anesthesia system. The direct injection vaporizer is capable of accurately delivering anesthesia at very low flow rates compared to a traditional vaporizer, making it a promising alternative for controlled gas anesthetic delivery to rodents.

動物 3成体C57 / BL6NTac雌マウス（タコニック、年齢6~7週、体重15±1 g）を麻酔し、心拍数、酸素飽和度、呼吸速度を監視しながら、1.3〜1.5％のイソフルランで維持しました。施設への到着前にルーチンベンダー試験によって決定されるようにすべてのマウスは、マウス病原体フリーでした。動物はmicroisolationのケージでグループ飼育しており、ボトルげっ歯類用の標準食と水へのフリーアクセスを提供します。 イソフルラン使い方低流量麻酔システムは、使用中にシリンジ内に残っている麻酔薬の量を測定します。動物は、維持期間の終了時に再びノーズコーンに移し、そしてたように、シリンジ内のボリュームは、麻酔システムによって測定され、注目されました。最終容量ワット維持期間（ 図1）中に消費麻酔薬の量を定量化するための初期体積から減じました。 生理的パラメータ心拍数、のSpO 2、呼吸数は、パルス酸素濃度計（4 - 図2）を介して、メンテナンス時にモニターしました。体温を赤外線加温パッドを介して37.5℃に維持しました。すだれ状ピンチから引っ込め反射の欠如によって決定されるように、各マウスは正常に、60分間、麻酔の外科手術面下室内空気/分100mlを低流量に維持しました。マウスが目を覚ましませんでしたか、メンテナンス期間中に断続的に適用されるインターデジタルピンチに応答します。動物の心拍数（ 図2）、血中酸素（ 図3）、および呼吸数（ 図4）は relat残りました研究を通してively安定。動物とセンサの位置決めに、マウス1およびマウス3からの呼吸速度信号が断続的だったし、測定が中断されました。動物の位置決めを調整したときに、信号が向上し、測定された呼吸速度は、同様の時点で他に匹敵しました。低流量デジタル麻酔システムは、メンテナンス期間（ 図1）の60分の間、イソフルランの0.63ミリリットルの平均値を使用しました。 <img alt="図1" src="/files/ftp_upload/54436/54436fig1.jpg" /> 図1： イソフルラン使用デジタル低流量麻酔システムを使用して、麻酔の維持の1時間かけて3匹の異なるマウスのためミリリットルで使用されるイソフルランの量。。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> 図2： 心拍数分当たりのビートで3匹のマウスの心拍数（bpm）デジタル低流量麻酔システムとの最初の麻酔導入後5-60分。。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図3" src="/files/ftp_upload/54436/54436fig3.jpg" /> 図3： 酸素飽和度 3匹のデジタル低流量麻酔システムとの最初の麻酔導入後の5-60分の血中酸素飽和度（％） <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig3large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> 図4：呼吸数分（BPM）デジタル低流量麻酔システムとの最初の麻酔導入後5-60分あたりの呼吸で3匹のマウスの呼吸数は、 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig4large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a>

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Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats

Here, we present a protocol to more safely and efficiently administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system utilizing a syringe-driven direct injection vaporizer.

マウスやラットのための低フローデジタル麻酔システムの利用

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

17.8K ビュー.  Purdue University. Here, we present a protocol to more safely and efficiently administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system utilizing a syringe-driven direct injection vaporizer. 

ビデオ: Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats

Direct Intraventricular Delivery of Drugs to the Rodent Central Nervous System

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses specifically on antisense oligonucleotides (ASOs), though the techniques shown in the video here can also be used to deliver a plethora of other drugs to the CNS. Antisense oligonucleotides (ASOs) have the capability to knockdown sequence-specific targets 1 as well as shift isoform ratios of specific genes 2. To achieve widespread gene knockdown or splicing in the CNS of mice, the ASOs can be delivered into the brain using two separate routes of administration, both of which we demonstrate in the video.
The first uses Alzet osmotic pumps, connected to a catheter that is surgically implanted into the lateral ventricle. This allows the ASOs to be continuously infused into the CNS for a designated period of time. The second involves a single bolus injection of a high concentration of ASO into the right lateral ventricle. Both methods use the mouse cerebral ventricular system to deliver the ASO to the entire brain and spinal cord, though depending on the needs of the study, one method may be preferred over the other.

We describe a method to target drugs to the central nervous system by either implanting a catheter or performing a bolus injection into the right lateral ventricle in mice. We focus specifically on the delivery of antisense oligonucleotides. This technique is readily adaptable to other drugs and to rats.

齧歯中枢神経系への薬物の直接脳室内デリバリー

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses ...

神経科学

Proper Positioning and Restraint of a Rat Hind Limb for Focused High Resolution Imaging of Bone Micro-architecture Using In Vivo Micro-computed Tomography

The use of in vivo micro-computed tomography (&#181;CT) is a powerful tool which involves the non-destructive imaging of internal structures at high resolutions in live animal models. This allows for repeated imaging of the same rodent over time. This feature not only reduces the total number of rodents required in an experimental design and thereby reduces the inter-subject variation that can arise, but also allows researchers to assess longitudinal or life-long responses to an intervention. To acquire high quality images that can be processed and analyzed to more accurately quantify outcomes of bone micro-architecture, users of in vivo &#181;CT scanners must properly anesthetize the rat, and position and restrain the hind limb. To do this, it is imperative that the rat be anesthetized to a level of complete relaxation, and that pedal reflexes are lost. These guidelines may be modified for each individual rat, as the rate of isoflurane metabolism can vary depending on strain and body size. Proper technique for in vivo &#181;CT image acquisition enables accurate and consistent measurement of bone micro-architecture within and across studies.

Proper Positioning and Restraint of a Rat Hind Limb for Focused High Resolution Imaging of Bone Micro-architecture Using In Vivo Micro-computed Tomography

This paper instructs users of in vivo micro-computed tomography (&#181;CT) scanners how to anesthetize, correctly position and restrain the hind limb of a rat for minimal movement during high-resolution imaging of the tibia. The result is high quality images that can be processed to accurately quantify bone micro-architecture.

適切なポジショニングと骨のマイクロ アーキテクチャを使用して体内のマイクロ-コンピューター断層撮影の焦点の高分解能イメージングのためのラットの後肢の拘束

The use of in vivo micro-computed tomography (&#181;CT) is a powerful tool which involves the non-destructive imaging of internal structures at high ...

生物工学

Non-restraining EEG Radiotelemetry: Epidural and Deep Intracerebral Stereotaxic EEG Electrode Placement

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and neurodegenerative diseases as well as epilepsies. This powerful technique does not only provide valuable insights into the underlying pathophysiological mechanisms, i.e., the etiopathogenesis of CNS related diseases, it also facilitates the development of new translational, i.e., therapeutic approaches. Whereas competing techniques that make use of recorder systems used in jackets or tethered systems suffer from their unphysiological restraining to semi-restraining character, radiotelemetric EEG recordings overcome these disadvantages. Technically, implantable EEG radiotelemetry allows for precise and highly sensitive measurement of epidural and deep, intracerebral EEGs under various physiological and pathophysiological conditions. First, we present a detailed protocol of a straight forward, successful, quick and efficient technique for epidural (surface) EEG recordings resulting in high-quality electrocorticograms. Second, we demonstrate how to implant deep, intracerebral EEG electrodes, e.g., in the hippocampus (electrohippocampogram). For both approaches, a computerized 3D stereotaxic electrode implantation system is used. The radiofrequency transmitter itself is implanted into a subcutaneous pouch in both mice and rats. Special attention also has to be paid to pre-, peri- and postoperative treatment of the experimental animals. Preoperative preparation of mice and rats, suitable anesthesia as well as postoperative treatment and pain management are described in detail.

Non-restraining EEG radiotelemetry is a valuable methodological approach to record in vivo long-term electroencephalograms from freely moving rodents. This detailed protocol describes stereotaxic epidural and deep intracerebral electrode placement in different brain regions in order to obtain reliable recordings of CNS rhythmicity and CNS related behavioral stages.

非拘束EEG Radiotelemetry：硬膜外とディープ脳内定位EEG電極配置

Implantable EEG radiotelemetry is of central relevance in the neurological characterization of transgenic mouse models of neuropsychiatric and ...

Cavernous Nerve Stimulation and Recording of Intracavernous Pressure in a Rat

The stimulation of the cavernous nerve (CN) and measurement of intracavernous pressure (ICP) have been used extensively to test and evaluate therapies for erectile dysfunction. However, the methods used vary between laboratories, and pitfalls still exist. The goal of this study was to describe a surgical technique that would provide a reliable and reproducible model. By exposing the ischiocavernosus muscle at its point of insertion on the ischial tuberosity, the penile crus could be cannulated with minimal dissection and injury to the structures involved in erectile function. Repeated stimulation of the CN, without the need for lifting and drying, was achieved by using a 125 &#181;m bipolar silver electrode and biocompatible silicon glue to isolate the electrode-nerve complex. This method prevents neuropraxia by reducing stretching and drying the nerve and provides complete isolation of the nerve, negating electrical leakage and preventing stimulation of alternative pathways.

This study describes a simplified surgical procedure and technique for performing cavernous nerve stimulation with the isolation of the nerve-electrode complex using silicone glue and intracavernous pressure measurement.

海綿神経刺激とラットの海綿静脈洞部の圧力の記録

The stimulation of the cavernous nerve (CN) and measurement of intracavernous pressure (ICP) have been used extensively to test and evaluate therapies for ...

医学

Laminectomy and Spinal Cord Window Implantation in the Mouse

This protocol describes a method for spinal cord laminectomy and glass window implantation for in vivo imaging of the mouse spinal cord. An integrated digital vaporizer is utilized to achieve a stable plane of anesthesia at a low-flow rate of isoflurane. A single vertebral spine is removed, and a commercially available cover-glass is overlaid on a thin agarose bed. A 3D-printed plastic backplate is then affixed to the adjacent vertebral spines using tissue adhesive and dental cement. A stabilization platform is used to reduce motion artifact from respiration and heartbeat. This rapid and clamp-free method is well-suited for acute multi-photon fluorescence microscopy. Representative data are included for an application of this technique to two-photon microscopy of the spinal cord vasculature in transgenic mice expressing eGFP:Claudin-5 &#8212; a tight junction protein.

This protocol describes implantation of a glass window onto the spinal cord of a mouse to facilitate visualization by intravital microscopy.

マウスにおける線込みおよび脊髄窓移植

This protocol describes a method for spinal cord laminectomy and glass window implantation for in vivo imaging of the mouse spinal cord. An integrated ...

Direct Intrabronchial Administration to Improve the Selective Agent Deposition Within the Mouse Lung

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.&#160; However, distribution of intratracheally-administered agents to the distal mouse lung is often asymmetric, with lung parenchymal concentrations increased in the smaller (but equally accessible) left lung of the mouse.&#160; Described in this report is a novel intrabronchial (IB) approach to cannulate the left and/or right lungs of living mice non-operatively.&#160; It is also demonstrated how this approach can be used to selectively administer agents to one lung or adapted (via dose-adjusted IB delivery) to improve the left-right symmetry of lung delivery of experimental agents, thereby improving models of diffuse lung disease such as bleomycin-induced pulmonary fibrosis.

Intratracheal (IT) administration of experimental agents in mice often results in asymmetric delivery to the distal lungs.&#160; In this report, we describe a direct intrabronchial (IB) approach to cannulate each lung in living mice non-operatively.&#160; This approach can be used to selectively administer agents to one lung or may be adapted to improve the symmetric agent delivery to both lungs.

マウス肺内の選択的剤沈着を改善するための直接気管支内投与

Intratracheal (IT) administration of experimental agents is an essential technique in murine models of diffuse lung diseases, such as bleomycin-induced ...

In vivo Calcium Imaging in Mouse Inferior Olive

Inferior olive (IO), a nucleus in the ventral medulla, is the only source of climbing fibers that form one of the two input pathways entering the cerebellum. IO has long been proposed to be crucial for motor control and its activity is currently considered to be at the center of many hypotheses of both motor and cognitive functions of the cerebellum. While its physiology and function have been relatively well studied on single-cell level in vitro, presently there are no reports on the organization of the IO network activity in living animals. This is largely due to the extremely challenging anatomical location of the IO, making it difficult to subject to conventional fluorescent imaging methods, where an optic path must be created through the entire brain located dorsally to the region of interest.
Here we describe an alternative method for obtaining state-of-the-art -level calcium imaging data from the IO network. The method takes advantage of the extreme ventral location of the IO and involves a surgical procedure for inserting a gradient-refractive index (GRIN) lens through the neck viscera to come into contact with the ventral surface of the calcium sensor GCaMP6s-expressing IO in anesthetized mice. A representative calcium imaging recording is shown to demonstrate the feasibility to record IO neuron activity after the surgery. While this is a non-survival surgery and the recordings must be conducted under anesthesia, it avoids damage to life-critical brainstem nuclei and allows conducting large variety of experiments investigating spatiotemporal activity patterns and input integration in the IO. This procedure with modifications could be used for recordings in other, adjacent regions of the ventral brainstem.

In vivo Calcium Imaging in Mouse Inferior Olive

We present a protocol to expose the brainstem of adult mouse from the ventral side. By using a gradient-refractive index lens with a miniature microscope, calcium imaging can be used to examine the activity of inferior olive neural somata in vivo.

インビボ マウス劣オリーブにおけるカルシウムイメージング

Inferior olive (IO), a nucleus in the ventral medulla, is the only source of climbing fibers that form one of the two input pathways entering the ...

Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare recommendations, animals are warmed and monitored during procedures requiring anesthesia. Common anesthesia and physiological monitoring equipment include gas tanks, anesthetic vaporizers and stands, warming controllers and pads, mechanical ventilators, and pulse oximeters. A computer is also necessary for data collection and to run equipment software. In smaller spaces or when performing field work, it can be challenging to configure all this equipment in limited space.
The goal of this protocol is to demonstrate best practices for use of a low-flow digital vaporizer using both compressed oxygen and room air, along with an integrated mechanical ventilator, pulse oximeter, and far infrared warming as an all-inclusive anesthesia and physiological monitoring suite ideal for rodents.

Here, we present a protocol to safely and effectively administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system with integrated ventilator and physiological monitoring modules.

げっ歯類のための統合された低流量麻酔気化器、換気装置および生理学的モニタリングシステムの使用

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare ...

Intracerebroventricular Delivery of Gut-Derived Microbial Metabolites in Freely Moving Mice

The impact of gut microbiota and their metabolites on host physiology and behavior has been extensively investigated in this decade. Numerous studies have revealed that gut microbiota-derived metabolites modulate brain-mediated physiological functions through intricate gut-brain pathways in the host. Short-chain fatty acids (SCFAs) are the major bacteria-derived metabolites produced during dietary fiber fermentation by the gut microbiome. Secreted SCFAs from the gut can act at multiple sites in the periphery, affecting the immune, endocrine, and neural responses due to the vast distribution of SCFAs receptors. Therefore, it is challenging to differentiate the central and peripheral effects of SCFAs through oral and intraperitoneal administration of SCFAs. This paper presents a video-based method to interrogate the functional role of SCFAs in the brain via a guide cannula in freely moving mice. The amount and type of SCFAs in the brain can be adjusted by controlling the infusion volume and rate. This method can provide scientists with a way to appreciate the role of gut-derived metabolites in the brain.

Gut-derived microbial metabolites have multifaceted effects leading to complex behavior in animals. We aim to provide a step-by-step method to delineate the effects of gut-derived microbial metabolites in the brain via intracerebroventricular delivery via a guide cannula.

自由に動くマウスにおける腸由来微生物代謝物の脳室内送達

The impact of gut microbiota and their metabolites on host physiology and behavior has been extensively investigated in this decade. Numerous studies have ...

Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the mouse provides great potential to explore cardiac function at the molecular level. The mouse&#39;s small size does present some challenges in regards to performing detailed cardiac phenotyping. Miniaturization and other advancements in technology have made many methods of cardiac assessment possible in the mouse. Of these, the simultaneous collection of pressure and volume data provides a detailed picture of cardiac function that is not available through any other modality. Here a detailed procedure for the collection of pressure-volume loop data is described. Included is a discussion of the principles underlying the measurements and the potential sources of error. Anesthetic management and surgical approaches are discussed in great detail as they are both critical to obtaining high quality hemodynamic measurements. The principles of hemodynamic protocol development and relevant aspects of data analysis are also addressed.

This manuscript describes a detailed protocol for the collection of pressure-volume data from the mouse.

マウスで圧力ボリュームループを測定します

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the ...

マウスやラットのための低フローデジタル麻酔システムの利用

要約

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齧歯中枢神経系への薬物の直接脳室内デリバリー

適切なポジショニングと骨のマイクロアーキテクチャを使用して体内のマイクロ-コンピューター断層撮影の焦点の高分解能イメージングのためのラットの後肢の拘束

非拘束EEG Radiotelemetry：硬膜外とディープ脳内定位EEG電極配置

海綿神経刺激とラットの海綿静脈洞部の圧力の記録

マウスにおける線込みおよび脊髄窓移植

マウス肺内の選択的剤沈着を改善するための直接気管支内投与

インビボマウス劣オリーブにおけるカルシウムイメージング

げっ歯類のための統合された低流量麻酔気化器、換気装置および生理学的モニタリングシステムの使用

自由に動くマウスにおける腸由来微生物代謝物の脳室内送達

マウスで圧力ボリュームループを測定します

マウスやラットのための低フローデジタル麻酔システムの利用

要約

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齧歯中枢神経系への薬物の直接脳室内デリバリー

適切なポジショニングと骨のマイクロ アーキテクチャを使用して体内のマイクロ-コンピューター断層撮影の焦点の高分解能イメージングのためのラットの後肢の拘束

非拘束EEG Radiotelemetry：硬膜外とディープ脳内定位EEG電極配置

海綿神経刺激とラットの海綿静脈洞部の圧力の記録

マウスにおける線込みおよび脊髄窓移植

マウス肺内の選択的剤沈着を改善するための直接気管支内投与

インビボ マウス劣オリーブにおけるカルシウムイメージング

げっ歯類のための統合された低流量麻酔気化器、換気装置および生理学的モニタリングシステムの使用

自由に動くマウスにおける腸由来微生物代謝物の脳室内送達

マウスで圧力ボリュームループを測定します

適切なポジショニングと骨のマイクロアーキテクチャを使用して体内のマイクロ-コンピューター断層撮影の焦点の高分解能イメージングのためのラットの後肢の拘束

インビボマウス劣オリーブにおけるカルシウムイメージング