Name: novel assay for cold nociception in drosophila larvae
Uploaded: 2017-04-03T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 52 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Novel Assay for Cold Nociception in Drosophila Larvae at JoVE.com

אנו מודים שרה וו וקמיל גרהם לפיתוח בשלבים מוקדמים של assay הבדיקה הקר, המרכז במלאי Bloomington תסיסנית מניות זבוב, וחברי מעבדת Galko עבור האנושות לקרוא את כתב היד. עבודה זו נתמכה על ידי NIH NRSA (NIH F31NS083306) כדי HNT, ועל ידי NIH R01NS069828, R21NS087360 לבין אוניברסיטת טקסס MD Anderson קלארק המלגה בסיסי מחקר כדי MJG.

1. הכנת הזחלים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רם מניות או צלבים גנטיים בתוך חממת 25 ºC. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אם culturing צלב, להשתמש 20-25 נקבות בתולה ו 15-20 זכרים לכל בקבוקון המכיל תקשורת זבוב קמח תירס רגילה. אפשר נקבות להטיל ביצים במשך כ 48 שעות לפני העברתי בקבוקון חדש של מזון. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 4-5 ימים לאחר ליי ביצה, לאסוף הזחלים instar 3 rd של הגנוטיפ הרצוי על ידי התזת בעדינות זרם של מים לתוך המזון וזחלים רגשני, ושופכים את תוכנה אל צלחת פטרי בגודל בינוני, נקי (60 מ&quot;מ x 15 מ&quot;מ). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הבא, ולמיין זחלים בעדינות בעזרת מלקחיים באמצעות גודל או מכחול כדי למנוע גדול &quot;נדודי 3 rd instar&quot; או זחלים חולניים קטנים מ נבדק. זחלי מחק המכילים כל סמנים גנטיים או מאזנים רצויים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יש מאכלי תווית חבר במעבדת בחור או מכולות שבו זחלים ממוינים יוצבו כך הנסיין יכול להיות &quot;עיוור&quot; על האקסתנאי או הגנוטיפ perimental של הזחלים אם רלוונטי. הנסיין יכול להחיל תוויות מפוענחות נתונים שנאספו לאחר הניסוי באמצעות מפתח שנוצר על ידי חברי מעבדה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות scoopula, להעביר סכום פרוטה בגודל של מזון טרי לתוך (35 מ&quot;מ x 10 מ&quot;מ או 60 מ&quot;מ x 15 מ&quot;מ) נקי, מלא צלחת פטרי שכותרתו בחצי הדרך עם מים בטמפרטורת החדר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעדינות להזיז את הזחלים הממוינים על המזון (כדי למנוע רעב או התייבשות אם צפויות בדיקות לקחת יותר מ 20 דקות) באמצעות מלקחיים או מכחול. </li></ol> 2. הקרה Probe Assay <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעל את יחידת הבדיקה הקרה המאפשרת כמה דקות עד שיתקרר לטמפרטורה הרצויה. אם הגדרתי לטמפרטורות נמוכות, התעבות תהווה סבירה לאורך החללית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> נקה את כל עודף לחות עם מעבדה לנגב לפני בקשת הזחל. כאשר אינו בשימוש מיידי, במקום בידוד כובע על החללית לשני לבודד וכדי לשמור על קצה נקי ולמנוע נזק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניח זחל instar באמצע 3 rd גבי פיסת דקה של ויניל נייד הכהה (בדרך כלל, להשתמש חתיכה קטנה לחתוך מתוך קלסר מחברת) תחת מיקרוסקופ שדה בהיר. העזרים ויניל השחורים להדמיה ניגודיות בהעברת הזחל מבלי לגעת בו כדי ליישר את זה כמו שצריך עם החללית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כוון את המיקרוסקופ (ראו טבלה של חומרים) ויחידת אור (ראו טבלה של חומרים) כדי בהירות בינונית (בהירות מקסימום 50-75%) לספק בניגוד ולמנוע הזחל מהתייבשות מהר מדי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבטל את כל זחלים אינם מציגים נורמליות ראשון נידות פריסטלטיות כפי שיכלו לבלבל את התוצאות. הזחל צריך להיות לח מצלחת פטרי של מים אחרים הזחל תדבק ויניל עיכוב תנועה נורמלית. מים צריכים לא רופסים סביב הזחל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Advance החללית ביד לכיוון הזחל בזווית 90º לצייר גוף anteroposterior, באמצעות ויניל כדי להזיז את הזחל לתוך corעמדת rect (ראה איור 1 א). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כוון את הקצה של החללית להניח בעדינות על פני השטח הגבה באמצע של הזחל עם החללית בזווית של כ -45 אל במת מיקרוסקופ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במגע חללי, להפעיל טיימר מעבדה. החל מספיק לחץ כלפי מטה על מנת להגדיל את כניסת המשטח מעט של לציפורן הזחל תוך התרה קדימה או תנועה לאחור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החזק בדיקה במקום עד 10 s או עד לתגובה ההתנהגותית קר עורר הוא ציין - המוקדם מביניהם. ואז להסיר את החללית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רשום את התגובה ההתנהגותית שנצפתה ואת חביון התגובה. זחלים כי לא ישיבו תוך 10 ימים נחשבים &quot;לא מגיב&quot;. זמן אחזור יכול גם להיות מוקלט עבור מגיבים ומשמש למדידת שינויים / משרעת חוסן תגובה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בטל זחל ולהכין את הבא. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על שלבי 2.3-2.11 עד המספר הרצוי של זחלי מבחן הוא הגיע (שלושה סטים של n = 20-40 זחלים היו used כאן). </li></ol>

<ol>
	<li>Grueber, W. B., Jan, L. Y., Jan, Y. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tiling+of+the+Drosophila+epidermis+by+multidendritic+sensory+neurons.">Tiling of the Drosophila epidermis by multidendritic sensory neurons.</a> Development. 129 (12), 2867-2878 (2002).</li><li>Gao, F. B., Brenman, J. E., Jan, L. Y., Jan, Y. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genes+regulating+dendritic+outgrowth,+branching,+and+routing+in+Drosophila.">Genes regulating dendritic outgrowth, branching, and routing in Drosophila.</a> Genes Dev. 13 (19), 2549-2561 (1999).</li><li>Sweeney, S. T., Broadie, K., Keane, J., Niemann, H., O'Kane, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+expression+of+tetanus+toxin+light+chain+in+Drosophila+specifically+eliminates+synaptic+transmission+and+causes+behavioral+defects.">Targeted expression of tetanus toxin light chain in Drosophila specifically eliminates synaptic transmission and causes behavioral defects.</a> Neuron. 14 (2), 341-351 (1995).</li><li>Hwang, R. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nociceptive+neurons+protect+Drosophila+larvae+from+parasitoid+wasps.">Nociceptive neurons protect Drosophila larvae from parasitoid wasps.</a> Curr Biol. 17 (24), 2105-2116 (2007).</li><li>Im, S. H., Galko, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pokes,+sunburn,+and+hot+sauce:+Drosophila+as+an+emerging+model+for+the+biology+of+nociception.">Pokes, sunburn, and hot sauce: Drosophila as an emerging model for the biology of nociception.</a> Dev Dyn. 241 (1), 16-26 (2012).</li><li>Milinkeviciute, G., Gentile, C., Neely, G. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+as+a+tool+for+studying+the+conserved+genetics+of+pain.">Drosophila as a tool for studying the conserved genetics of pain.</a> Clin Genet. 82 (4), 359-366 (2012).</li><li>Turner, H. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+TRP+Channels+Pkd2,+NompC,+and+Trpm+Act+in+Cold-Sensing+Neurons+to+Mediate+Unique+Aversive+Behaviors+to+Noxious+Cold+in+Drosophila.">The TRP Channels Pkd2, NompC, and Trpm Act in Cold-Sensing Neurons to Mediate Unique Aversive Behaviors to Noxious Cold in Drosophila.</a> Curr Biol. , (2016).</li><li>Kernan, M., Cowan, D., Zuker, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+dissection+of+mechanosensory+transduction:+mechanoreception-defective+mutations+of+Drosophila.">Genetic dissection of mechanosensory transduction: mechanoreception-defective mutations of Drosophila.</a> Neuron. 12 (6), 1195-1206 (1994).</li><li>Tsubouchi, A., Caldwell, J. C., Tracey, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dendritic+filopodia,+Ripped+Pocket,+NOMPC,+and+NMDARs+contribute+to+the+sense+of+touch+in+Drosophila+larvae.">Dendritic filopodia, Ripped Pocket, NOMPC, and NMDARs contribute to the sense of touch in Drosophila larvae.</a> Curr Biol. 22 (22), 2124-2134 (2012).</li><li>Yan, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+NOMPC+is+a+mechanotransduction+channel+subunit+for+gentle-touch+sensation.">Drosophila NOMPC is a mechanotransduction channel subunit for gentle-touch sensation.</a> Nature. 493 (7431), 221-225 (2013).</li><li>Tracey, W. D., Wilson, R. I., Laurent, G., Benzer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=painless,+a+Drosophila+gene+essential+for+nociception.">painless, a Drosophila gene essential for nociception.</a> Cell. 113 (2), 261-273 (2003).</li><li>Babcock, D. T., Landry, C., Galko, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cytokine+signaling+mediates+UV-induced+nociceptive+sensitization+in+Drosophila+larvae.">Cytokine signaling mediates UV-induced nociceptive sensitization in Drosophila larvae.</a> Curr Biol. 19 (10), 799-806 (2009).</li><li>Chattopadhyay, A., Gilstrap, A. V., Galko, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Local+and+global+methods+of+assessing+thermal+nociception+in+Drosophila+larvae.">Local and global methods of assessing thermal nociception in Drosophila larvae.</a> J Vis Exp. (63), e3837 (2012).</li><li>Grueber, W. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Projections+of+Drosophila+multidendritic+neurons+in+the+central+nervous+system:+links+with+peripheral+dendrite+morphology.">Projections of Drosophila multidendritic neurons in the central nervous system: links with peripheral dendrite morphology.</a> Development. 134 (1), 55-64 (2007).</li><li>Hughes, C. L., Thomas, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+sensory+feedback+circuit+coordinates+muscle+activity+in+Drosophila.">A sensory feedback circuit coordinates muscle activity in Drosophila.</a> Mol Cell Neurosci. 35 (2), 383-396 (2007).</li><li>Zhong, L., Hwang, R. Y., Tracey, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pickpocket+is+a+DEG/ENaC+protein+required+for+mechanical+nociception+in+Drosophila+larvae.">Pickpocket is a DEG/ENaC protein required for mechanical nociception in Drosophila larvae.</a> Curr Biol. 20 (5), 429-434 (2010).</li><li>Xiang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Light-avoidance-mediating+photoreceptors+tile+the+Drosophila+larval+body+wall.">Light-avoidance-mediating photoreceptors tile the Drosophila larval body wall.</a> Nature. 468 (7326), 921-926 (2010).</li><li>Neely, G. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=TrpA1+regulates+thermal+nociception+in+Drosophila.">TrpA1 regulates thermal nociception in Drosophila.</a> PLoS One. 6 (8), e24343 (2011).</li><li>Zhou, Y., Cameron, S., Chang, W. T., Rao, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Control+of+directional+change+after+mechanical+stimulation+in+Drosophila.">Control of directional change after mechanical stimulation in Drosophila.</a> Mol Brain. 5, 39 (2012).</li><li>Im, S. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tachykinin+acts+upstream+of+autocrine+Hedgehog+signaling+during+nociceptive+sensitization+in+Drosophila.">Tachykinin acts upstream of autocrine Hedgehog signaling during nociceptive sensitization in Drosophila.</a> Elife. 4, e10735 (2015).</li><li>Babcock, D. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hedgehog+signaling+regulates+nociceptive+sensitization.">Hedgehog signaling regulates nociceptive sensitization.</a> Curr Biol. 21 (18), 1525-1533 (2011).</li><li>Berrigan, D., Pepin, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+Maggots+Move+-+Allometry+and+Kinematics+of+Crawling+in+Larval+Diptera.">How Maggots Move - Allometry and Kinematics of Crawling in Larval Diptera.</a> J. Insect Physiol. 41 (4), 329-337 (1995).</li><li>Galko, M. J., Krasnow, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cellular+and+genetic+analysis+of+wound+healing+in+Drosophila+larvae.">Cellular and genetic analysis of wound healing in Drosophila larvae.</a> PLoS Biol. 2 (8), E239 (2004).</li><li>Burra, S., Wang, Y., Brock, A. R., Galko, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Using+Drosophila+larvae+to+study+epidermal+wound+closure+and+inflammation.">Using Drosophila larvae to study epidermal wound closure and inflammation.</a> Methods Mol Biol. 1037, 449-461 (2013).</li><li>Dar, A. C., Das, T. K., Shokat, K. M., Cagan, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemical+genetic+discovery+of+targets+and+anti-targets+for+cancer+polypharmacology.">Chemical genetic discovery of targets and anti-targets for cancer polypharmacology.</a> Nature. 486 (7401), 80-84 (2012).</li><li>Pandey, U. B., Nichols, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+disease+models+in+Drosophila+melanogaster+and+the+role+of+the+fly+in+therapeutic+drug+discovery.">Human disease models in Drosophila melanogaster and the role of the fly in therapeutic drug discovery.</a> Pharmacol Rev. 63 (2), 411-436 (2011).</li><li>Gill, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multistate+life-tables+and+regression+models.">Multistate life-tables and regression models.</a> Math Popul Stud. 3 (4), 259-276 (1992).</li><li>Mantel, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ranking+procedures+for+arbitrarily+restricted+observation.">Ranking procedures for arbitrarily restricted observation.</a> Biometrics. 23 (1), 65-78 (1967).</li><li>Breslow, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+generalized+Kruskal-Wallis+test+for+comparing+K+samples+subject+to+unequal+patterns+of+censorship.">A generalized Kruskal-Wallis test for comparing K samples subject to unequal patterns of censorship.</a> Biometrika. 57 (3), 579-594 (1970).</li><li>Gehan, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+generalized+wilcoxon+test+for+comparing+arbitrarily+singly-censored+samples.">A generalized wilcoxon test for comparing arbitrarily singly-censored samples.</a> Biometrika. 52, 203-223 (1965).</li></ol>

בקשה לפטנט בארה&quot;ב (CL) ממתינה על העיצוב של החללית הקרה. מידע נוסף על פרטים של מספרים הקטלוגיים קרה חללית ובנייה, וכן ייעוץ נוסף על עיצוב כלי יסופק לפי בקשה.

Assay המתואר כאן יכול לשמש כדי להעריך איכותית וכמותית nociception או רגישות nociceptive הזחלים של רקע גנטי שונים, השפעות סביבתיות, ו / או תנאי-induced נזק. מאז assay זה מאפשר יישום מוקד של גירוי קור, עם הכלי הזה אפשר להעריך את הפונקציה של קבוצת משנה של עצב סנסורי פריפריה במיוחד להגיב לטמפר...

דרוזופילה הוכיחה להיות שימושי מאוד עבור זיהוי של גנים שמורים הרומן ומעגלים עצביים העומדים בבסיס התנהגויות מורכבות. זבובים לספק ערכת כלים גנטיות מתוחכמת ומערכת עצבים פשוטה המאפשרת מניפולציה גנטית מדויקת עצבית 1, 2, 3, 4 לנתח הבסיסים התאיים ומולקולריים של nociception 5, 6, 7. זחלים הם שימושיים במיוחד עבור ניתוחים אלו, בהתחשב בעובדת מבחני התנהגות עבור מגע עדין 8, 9, 10, חום רעיל 11, 12, 13 ו תחושה מכאנית של גירוי מזיק 4, </sup&gt; 11 כבר הוקמו, ואת לציפורן הזחל השקופה מאפשרת הדמיה לחיות או קבועה של האפידרמיס העצב סנסורי בסיסי. לאחרונה, ב assay עבור קר רעיל גם פותח 7, אשר אנו מתארים בפירוט רב יותר כאן. באמצעות בדיקה קרה בסדר, קוניים שקצהו, אנו מראים כי תערוכת זחלים תסיסנית סט של התנהגויות תגובתי קרות ספציפיות, נבדל התנהגויות שנצפו בזמן תנועה נורמלית, הבאים במגע עדין, או אחרי גירויי טמפרטורה מכאניים או גבוהים קשים 7, 8, 11 . ההתנהגויות הקרות ספציפיות כוללות התכווצות גוף מלא וחזקה (CT), העלאת 45-90º המגזרים האחוריים (יח&quot;צ) ו העלאה זמנית של הקדמי ואת הפלח אחורי לתוך בצורת U (ארה&quot;ב). השכיחות של התנהגויות אלה מגדילה עם טמפרטורות ופוחתות אך כל פסגות בבית היםטמפרטורות שונות קרות בקלילות. מחקר שנערך לאחרונה מצביע על כך תגובות CT מתווכות על ידי עצב סנסורי פריפריה שונה מאלו להגיב חום רעיל או גירויים מכאניים קשים 7. בדומה קולטן אזעקה החולייתנים, דנדריטים מרובים דרוזופילה (MD) עצב סנסורי הפריפריה יש מבנים דנדריטים מורכבים arborize מעל האפידרמיס 1. נוירונים MD נמצאים בכל מגזר גוף הזחל, מקרין האקסונים שלהם כדי העצב בחוט הגחון 14. עצב סנסורי MD מופרד לארבע כיתות שונות (I-IV) המבוססות על מורפולוגיה הדנדריטים ויש לי משתנה פונקציות חושיות 4, 9, 10, 15, 16, 17. בעוד נוירונים IV בכיתה נדרשים עבור תגובות רול גוף לרוחב זחללטמפרטורות גבוהות או גירויים מכאניים קשים III נוירונים 4, בכיתה נדרשות עבור תגובות מגע עדין 9, 10 ו לא מופעלים רק על ידי קר, אלא גם נדרשים עבור התגובות התנהגותיות הקרות עורר 7. שני נוירונים IV III ומעמד בכיתה לנצל ערוצי פוטנציאל הקולטן חולף דיסקרטיים (TRP) כדי להקל על תגובות התנהגותיות 7 רעילים, 11, 18 ו גירויים שאינם רעיל 9, 10, 17, 19. בהמשך, nociception הזחל הוא רגיש לפציעה הבאה, ברמה התאית 20 והתנהגותיים 12, 21. Assay המתואר כאן מאפשר quantification של אחד נורמלי, או פוטנציאל לשנות תגובות התנהגותיות לטמפרטורות קרות החל קר מזיק (≤ 10 ºC), מגניב מזיק (11-17 ºC), כדי בטמפרטורות הסביבה (18-22 ºC). הטמפרטורות הקרות המשמשות assay זה מסוגלות מפעיל ישירות בכיתת III נוירונים חושיים, לעורר עליות סידן חזקות, לשחזור קר עורר תגובות התנהגותיות, אשר יכולה להיות איכותית וכמותית נתחו 7. ניתן ליישם assay זה כדי זחלים של כל גנוטיפ כמעט כמו גם זחלים חשופים לתנאים סביבתיים מגוונים (תזונת שינה, פגיעה, סוכנים תרופתיים) כדי לקבוע שניהם גורמים גנטיים וסביבתיים המשפיעים nociception הקר, רגישות nociceptive או פלסטיות nociceptive. בהתחשב בכך thermosensation הוא נמצא בכל מקום על פני מינים רבים, assay זה מספק כלי רב ערך לחקר nociception ועלול לחשוף מטרות גן רומן או אינטראקציות עצביות שתשפרנההבנתנו nociception חוליות. החללית הקרה שהותקנה (ראה בדיקה קרה, טבלת החומרים) מנצלת טמפרטורת לולאה סגורה מבוקרת מכשיר פלטייה, אשר מקרר את פיר אלומיניום טיפ חרוטים באמצעות הולכה תרמית. Thermistor מוטבע בתוך קצה קוני אלומיניום מדווח הטמפרטורה בזמן אמת על יחידת הבקרה. כיור ומאוורר מחוברים מודול התרמו להסדיר את עומס החום של אפקט פלטייה (קוו) ולכן טווח הטמפרטורה הרצויה של (22-0 מעלות צלזיוס) יכול להיות מושגת (ראה יחידת בקרת תרמית, ענייני חומרים). הגירוי הקר המזיק של בדיקת הקצה הקר מוחל ביד אל קו אמצע הגב, כדי לפלח (הים) במרחק שווה מן הקצוות קדמיים וגם אחוריים (בערך קטע A4, לראות באיור 1 א) של הזחל. בתגובה לגירויים קרים, זחלים בדרך כלל לייצר אחד משלוש התנהגויות קרות עורר בתוך החיתוך של 10: גוף מלאהתכווצות (CT), העלאה 45-90º של מגזרים קדמיים וגם אחוריים לתוך בצורת U (ארה&quot;ב), או העלאה של המגזרים האחוריים (יח&quot;צ) (המתוארים תוצאות). אף אחד ההתנהגויות אלה מבוצעים בזמן תנועה פריסטלטיות רגילה או התנהגות שיחור מזון. התנהגויות אלו הן גם נבדלים תגובות מגע עדינות התגובה מתגלגלת מרתיעת טמפרטורה גבוהה או גירויים מכאניים רעילים.

<table><tbody><tr><td>Cold Probe</td><td>Pro-Dev Engineering</td><td>Custom-built on demand</td><td>Part numbers and construction details can be provided on request</td></tr><tr><td>Thermal Control Unit</td><td>TE Technology</td><td>Custom Built enclosure</td><td>Part numbers and construction details can be provided on request</td></tr><tr><td>Zeiss Stemi 2000 microscope</td><td>Zeiss</td><td>NT55-605</td><td></td></tr><tr><td>Fiber-Lite MI-150 High Intensity Illuminator</td><td>Dolan-Jenner Industries.</td><td>A20500</td><td></td></tr><tr><td>Schott Dual Gooseneck 23 inch Fiber Optic Light Guide</td><td>Schott North America, Inc.</td><td>Schott A08575</td><td></td></tr><tr><td>Forceps</td><td>FST</td><td>FS-1670</td><td>Used to sort and handle larvae. Be sure to smooth and blunt forceps tips slightly to lower the risk of accidently puncturing or injuring the larvae</td></tr><tr><td>Paintbrush</td><td>Dick Blick Art Materials</td><td>06762-1002</td><td>Used to sort and handle larvae. It is helpful if the paintbrush is damp during use.</td></tr><tr><td>35 mm x 10 mm Polystyrene Petri dish</td><td>Falcon</td><td>351008</td><td></td></tr><tr><td>60mm x 10 mm Polystyrene Petri dish</td><td>Falcon</td><td>351007</td><td></td></tr><tr><td>Piece of black vinyl (at least 2 inches x 2 inches)</td><td></td><td></td><td>Used to provide contrast and orient larvae to the cold probe</td></tr><tr><td>Fisherbrand Scoopula Spatula</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-357Q</td><td>Used to move food</td></tr><tr><td>Kimtech Science Kimwipes</td><td>Fisher Scientific</td><td>06-666A</td><td>Used to dry the larvae and cold probe if there is excess moisture</td></tr></tbody></table>

novel assay for cold nociception in drosophila larvae

איך אורגניזמים לחוש ולהגיב לטמפרטורות רעילות עדיין הוא הבין היטב. בהמשך, המנגנונים רגישים של המכונות החושיות, כגון בחולים חווים נוירופתיה היקפית או רגישות מושרה פציעה, אינם מתאפיינים גם. המודל תסיסנית הגנטי הצייתן נעשה שימוש כדי לחקור את תאי גנים דרושים זיהוי חום רעיל, אשר הניב גנים שמורים מרובים של עניין. מעט מאוד ידוע זאת על תאי קולטנים חשובים עבור חישה קרה רעילה. למרות, דרוזופילה לא לשרוד חשיפה ממושכת לטמפרטורות קרות (≤10 ºC), ותמנע מגניב, והעדיפה בטמפרטורות חמות מבחני העדפה התנהגותית, איך הם מרגישים ואולי למנוע גירויים קרים רעילים יש רק נחקר לאחרונה. כאן אנו מתארים ולאפיין הקור הרעיל הראשון (≤10 ºC) assay התנהגותייםדרוזופילה. שימוש בכלי זה assay, אנו מראים חוקרים כיצד איכותיים וכמותית להעריך התנהגויות nociceptive קרות. ניתן לעשות זאת בתנאי תרבות נורמלים / בריאים, או כנראה בהקשר של מחלה, פציעה או רגישות. יתר על כן, ניתן ליישם assay כדי זחלים שנבחרו עבור גנוטיפים רצוי, אשר עשוי להשפיע thermosensation, כאב, או רגישות nociceptive. בהתחשב בכך כאב הוא תהליך שמור ביותר, באמצעות assay ללמוד nociception תרמית נוספת יהיה ללקט הבנה חשובה סביר של תהליכי כאב מינים אחרים, כולל בעלי חוליות.

דרוזופילה מהלך זחלים בתנועה פריסטלטיות הכוללת הפסקות מדי פעם, מפנה את ראשו, ואת שינויים בכיוון 22. בתגובה לבקשת מוקד של גירוי קור רעיל אולם, תערוכת זחלי סט של התנהגויות ייחודיות, בניגוד הגליל לרוחב המרתיע חום רעיל גירויים מכאניים. ה?...

Watch this Scientific Journal Video about Novel Assay for Cold Nociception in Drosophila Larvae at JoVE.com

Novel Assay for Cold Nociception in Drosophila Larvae

כאן אנו מדגימים assay הרומן ללמוד nociception קר הזחלים תסיסנית. assay זה מנצל בדיקה שהותקנה פלטייה מסוגל ליישם גירוי קור מוקד רעיל וכתוצאה מכך התנהגויות קרות ספציפיות הניתנות לכימות. טכניקה זו תאפשר דיסקציה תאית ומולקולרית נוספת של nociception הקר.

Assay רומן עבור הקרה Nociception ב<em&gt; דרוזופילה</em&gt; זחלים

How organisms sense and respond to noxious temperatures is still poorly understood. Further, the mechanisms underlying sensitization of the sensory ...

novel-assay-for-cold-nociception-in-drosophila-larvae

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Novel Assay for Cold Nociception in Drosophila Larvae

7.7K Views.  UT MD Anderson Cancer Center.  כאן אנו מדגימים assay הרומן ללמוד nociception קר הזחלים תסיסנית. assay זה מנצל בדיקה שהותקנה פלטייה מסוגל ליישם גירוי קור מוקד רעיל וכתוצאה מכך התנהגויות קרות ספציפיות הניתנות לכימות. טכניקה זו תאפשר דיסקציה תאית ומולקולרית נוספת של nociception הקר. ...

Video: Novel Assay for Cold Nociception in Drosophila Larvae

Local and Global Methods of Assessing Thermal Nociception in Drosophila Larvae

In this article, we demonstrate assays to study thermal nociception in Drosophila larvae. One assay involves spatially-restricted (local) stimulation of thermal nociceptors1,2 while the second involves a wholesale (global) activation of most or all such neurons3. Together, these techniques allow visualization and quantification of the behavioral functions of Drosophila nociceptive sensory neurons.
The Drosophila larva is an established model system to study thermal nociception, a sensory response to potentially harmful temperatures that is evolutionarily conserved across species1,2. The advantages of Drosophila for such studies are the relative simplicity of its nervous system and the sophistication of the genetic techniques that can be used to dissect the molecular basis of the underlying biology4-6 In Drosophila, as in all metazoans, the response to noxious thermal stimuli generally involves a "nocifensive" aversive withdrawal to the presented stimulus7. Such stimuli are detected through free nerve endings or nociceptors and the amplitude of the organismal response depends on the number of nociceptors receiving the noxious stimulus8. In Drosophila, it is the class IV dendritic arborization sensory neurons that detect noxious thermal and mechanical stimuli9 in addition to their recently discovered role as photoreceptors10. These neurons, which have been very well studied at the developmental level, arborize over the barrier epidermal sheet and make contacts with nearly all epidermal cells11,12. The single axon of each class IV neuron projects into the ventral nerve cord of the central nervous system11 where they may connect to second-order neurons that project to the brain.
Under baseline conditions, nociceptive sensory neurons will not fire until a relatively high threshold is reached. The assays described here allow the investigator to quantify baseline behavioral responses or, presumably, the sensitization that ensues following tissue damage. Each assay provokes distinct but related locomotory behavioral responses to noxious thermal stimuli and permits the researcher to visualize and quantify various aspects of thermal nociception in Drosophila larvae. The assays can be applied to larvae of desired genotypes or to larvae raised under different environmental conditions that might impact nociception. Since thermal nociception is conserved across species, the findings gleaned from genetic dissection in Drosophila will likely inform our understanding of thermal nociception in other species, including vertebrates.

Local and Global Methods of Assessing Thermal Nociception in Drosophila Larvae

In this article, we demonstrate assays to study thermal nociception in Drosophila larvae. One assay involves spatially-restricted (local) stimulation of thermal nociceptors1,2 while the second involves a wholesale (global) activation of most or all such neurons3. Together, these techniques allow visualization and quantification of the behavioral functions of Drosophila nociceptive sensory neurons.

שיטות מקומיים וכלל עולמיים של הערכת Nociception תרמי ב<em&gt; תסיסנית</em&gt; רימה

In this article, we demonstrate assays to study thermal nociception in Drosophila larvae. One assay involves spatially-restricted (local) stimulation of ...

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other insects proprioception is provided by specialized sensory organs termed chordotonal organs (ChOs) 2. Like many other organs in Drosophila, ChOs develop twice during the life cycle of the fly. First, the larval ChOs develop during embryogenesis. Then, the adult ChOs start to develop in the larval imaginal discs and continue to differentiate during metamorphosis.
The development of larval ChOs during embryogenesis has been studied extensively 10,11,13,15,16. The centerpiece of each ChO is a sensory unit composed of a neuron and a scolopale cell. The sensory unit is stretched between two types of accessory cells that attach to the cuticle via specialized epidermal attachment cells 1,9,14. When a fly larva moves, the relative displacement of the epidermal attachment cells leads to stretching of the sensory unit and consequent opening of specific transient receptor potential vanilloid (TRPV) channels at the outer segment of the dendrite 8,12. The elicited signal is then transferred to the locomotor central pattern generator circuit in the central nervous system.
Multiple ChOs have been described in the adult fly 7. These are located near the joints of the adult fly appendages (legs, wings and halters) and in the thorax and abdomen. In addition, several hundreds of ChOs collectively form the Johnston's organ in the adult antenna that transduce acoustic to mechanical energy 3,5,17,4.
In contrast to the extensive knowledge about the development of ChOs in embryonic stages, very little is known about the morphology of these organs during larval stages. Moreover, with the exception of femoral ChOs 18 and Johnston's organ, our knowledge about the development and structure of ChOs in the adult fly is very fragmentary.
Here we describe a method for staining and visualizing ChOs in third instar larvae and pupae. This method can be applied together with genetic tools to better characterize the morphology and understand the development of the various ChOs in the fly.

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

A method to immunostain and visualize chordotonal organs in larvae and pupae of Drosophila melanogaster is described.

ויזואליזציה של Proprioceptors ב<em&gt; תסיסנית</em&gt; זחלים וגלמים

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other ...

Novel Whole-tissue Quantitative Assay of Nitric Oxide Levels in Drosophila Neuroinflammatory Response

Neuroinflammation is a complex innate immune response vital to the healthy function of the central nervous system (CNS). Under normal conditions, an intricate network of inducers, detectors, and activators rapidly responds to neuron damage, infection or other immune infractions. This inflammation of immune cells is intimately associated with the pathology of neurodegenerative disorders, such as Parkinson&#39;s disease (PD), Alzheimer&#39;s disease and ALS. Under compromised disease states, chronic inflammation, intended to minimize neuron damage, may lead to an over-excitation of the immune cells, ultimately resulting in the exacerbation of disease progression. For example, loss of dopaminergic neurons in the midbrain, a hallmark of PD, is accelerated by the excessive activation of the inflammatory response. Though the cause of PD is largely unknown, exposure to environmental toxins has been implicated in the onset of sporadic cases. The herbicide paraquat, for example, has been shown to induce Parkinsonian-like pathology in several animal models, including Drosophila melanogaster. Here, we have used the conserved innate immune response in Drosophila to develop an assay capable of detecting varying levels of nitric oxide, a cell-signaling molecule critical to the activation of the inflammatory response cascade and targeted neuron death. Using paraquat-induced neuronal damage, we assess the impact of these immune insults on neuroinflammatory stimulation through the use of a novel, quantitative assay. Whole brains are fully extracted from flies either exposed to neurotoxins or of genotypes that elevate susceptibility to neurodegeneration then incubated in cell-culture media. Then, using the principles of the Griess reagent reaction, we are able to detect minor changes in the secretion of nitric oxide into cell-culture media, essentially creating a primary live-tissue model in a simple procedure. The utility of this model is amplified by the robust genetic and molecular complexity of Drosophila melanogaster, and this assay can be modified to be applicable to other Drosophila tissues or even other small, whole-organism inflammation models.

Novel Whole-tissue Quantitative Assay of Nitric Oxide Levels in Drosophila Neuroinflammatory Response

Levels of the inflammatory cell-signaling molecule nitric oxide (NO) are commonly assayed using Griess reagent. In this protocol, we have created a modified Griess assay utilizing live Drosophila brain tissue in order to detect the secretion of NO in a simple, quantifiable and highly repeatable method.

Neuroinflammation is a complex innate immune response vital to the healthy function of the central nervous system (CNS). Under normal conditions, an ...

Immunology and Infection

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

In the following we describe the methodological details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with genetic interference, provides a handle to analyze the neuronal and molecular fundamentals of specifically associative learning in a simple larval brain.
Organisms can use past experience to adjust present behavior. Such acquisition of behavioral potential can be defined as learning, and the physical bases of these potentials as memory traces1-4. Neuroscientists try to understand how these processes are organized in terms of molecular and neuronal changes in the brain by using a variety of methods in model organisms ranging from insects to vertebrates5,6. For such endeavors it is helpful to use model systems that are simple and experimentally accessible. The Drosophila larva has turned out to satisfy these demands based on the availability of robust behavioral assays, the existence of a variety of transgenic techniques and the elementary organization of the nervous system comprising only about 10,000 neurons (albeit with some concessions: cognitive limitations, few behavioral options, and richness of experience questionable)7-10.
Drosophila larvae can form associations between odors and appetitive gustatory reinforcement like sugar11-14. In a standard assay, established in the lab of B. Gerber, animals receive a two-odor reciprocal training: A first group of larvae is exposed to an odor A together with a gustatory reinforcer (sugar reward) and is subsequently exposed to an odor B without reinforcement 9. Meanwhile a second group of larvae receives reciprocal training while experiencing odor A without reinforcement and subsequently being exposed to odor B with reinforcement (sugar reward). In the following both groups are tested for their preference between the two odors. Relatively higher preferences for the rewarded odor reflect associative learning - presented as a performance index (PI). The conclusion regarding the associative nature of the performance index is compelling, because apart from the contingency between odors and tastants, other parameters, such as odor and reward exposure, passage of time and handling do not differ between the two groups9.

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

Drosophila larvae are able to associate odor stimuli with gustatory reward. Here we describe a simple behavioral paradigm that allows the analysis of appetitive associative olfactory learning.

למידה אסוציאטיבית הרחה באפטטיבית<em&gt; דרוזופילה</em&gt; זחלים

In the following we describe the methodological  details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with ...

Light Preference Assay to Study Innate and Circadian Regulated Photobehavior in Drosophila Larvae

Light acts as environmental signal to control animal behavior at various levels. The Drosophila larval nervous system is used as a unique model to answer basic questions on how light information is processed and shared between rapid and circadian behaviors. Drosophila larvae display a stereotypical avoidance behavior when exposed to light. To investigate light dependent behaviors comparably simple light-dark preference tests can be applied. In vertebrates and arthropods the neural pathways involved in sensing and processing visual inputs partially overlap with those processing photic circadian information. The fascinating question of how the light sensing system and the circadian system interact to keep behavioral outputs coordinated remains largely unexplored. Drosophila is an impacting biological model to approach these questions, due to a small number of neurons in the brain and the availability of genetic tools for neuronal manipulation. The presented light-dark preference assay allows the investigation of a range of visual behaviors including circadian control of phototaxis.

Light Preference Assay to Study Innate and Circadian Regulated Photobehavior in Drosophila Larvae

Here we describe a light-dark preference test for Drosophila larva. This assay provides information about innate and circadian regulation of light sensing and processing photobehavior.

Assay העדפות אור לחקר Photobehavior מוסדר מולדת ויממה ב<em&gt; דרוזופילה</em&gt; זחלים

Light acts as environmental signal to control animal behavior at various levels. The Drosophila larval nervous system is used as a unique model to answer ...

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster. In a light-tight box illuminated by red light that is invisible to fruit flies, a camera linked to custom data acquisition software monitors the position of six flies simultaneously. Each fly is confined to walk in individual arenas containing a food odor at the center. The testing arenas rest on a porous floor that functions to prevent odor accumulation. Latency to locate the odor source, a metric that reflects olfactory sensitivity under different physiological states, is determined by software analysis. Here, we discuss the critical mechanics of running this behavioral paradigm and cover specific issues regarding fly loading, odor contamination, assay temperature, data quality, and statistical analysis.

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster.

יחיד לטוס Assay עבור התנהגות שיחור מזון ב<em&gt; דרוזופילה</em

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video ...

An Improved Assay and Tools for Measuring Mechanical Nociception in Drosophila Larvae

Published assays for mechanical nociception in Drosophila have led to variable assessments of behavior. Here, we fabricated, for use with Drosophila larvae, customized metal nickel-titanium alloy (nitinol) filaments. These mechanical probes are similar to the von Frey filaments used in vertebrates to measure mechanical nociception. Here, we demonstrate how to make and calibrate these mechanical probes and how to generate a full behavioral dose-response from subthreshold (innocuous or non-noxious range) to suprathreshold (low to high noxious range) stimuli. To demonstrate the utility of the probes, we investigated tissue damage-induced hypersensitivity in Drosophila larvae. Mechanical allodynia (hypersensitivity to a normally innocuous mechanical stimulus) and hyperalgesia (exaggerated responsiveness to a noxious mechanical stimulus) have not yet been established in Drosophila larvae. Using mechanical probes that are normally innocuous or probes that typically elicit an aversive behavior, we found that Drosophila larvae develop mechanical hypersensitization (both allodynia and hyperalgesia) after tissue damage. Thus, the mechanical probes and assay that we illustrate here will likely be important tools to dissect the fundamental molecular/genetic mechanisms of mechanical hypersensitivity.

An Improved Assay and Tools for Measuring Mechanical Nociception in Drosophila Larvae

The goal of this protocol is to show how to perform an improved assay for mechanical nociception in Drosophila larvae. We use the assay here to demonstrate that mechanical hypersensitivity (allodynia and hyperalgesia) exists in Drosophila larvae.

מבחנים וכלים משופרים למדידת תפיסה מכנית בזחלי דרוזופילה

Published assays for mechanical nociception in Drosophila have led to variable assessments of behavior. Here, we fabricated, for use with Drosophila ...

Behavior

A Temperature Gradient Assay to Determine Thermal Preferences of Drosophila Larvae

Many animals, including the fruit fly, Drosophila melanogaster, are capable of discriminating minute differences in&#160;environmental temperature, which enables them to seek out their preferred thermal landscape. To define the temperature preferences of larvae over a defined linear range, we developed an assay using a temperature gradient. To establish a single-directional gradient, two aluminum blocks are connected to independent water baths, each of which controls the temperature of individual blocks. The two blocks set the lower and upper limits of the gradient. The temperature gradient is established by placing an agarose-coated aluminum plate over the two water-controlled blocks so that the plate spans the distance between them. The ends of the aluminum plate that is set on the top of the water blocks defines the minimum and maximum temperatures, and the regions in-between the two blocks form a linear temperature gradient. The gradient assay can be applied to&#160;larvae of different ages and can be used to identify mutants that exhibit phenotypes, such as those with mutations affecting genes encoding TRP channels and opsins, which are required for temperature discrimination.

A Temperature Gradient Assay to Determine Thermal Preferences of Drosophila Larvae

Here, we present a protocol to determine the preferred environmental temperature of Drosophila larvae using a continuous thermal gradient.

וזמינותו שינוי טמפרטורה כדי לקבוע העדפות תרמי של הזחלים דרוזופילה

Many animals, including the fruit fly, Drosophila melanogaster, are capable of discriminating minute differences in&#160;environmental temperature, which ...

Behavioral Assays for Optogenetic Manipulation of Neural Circuits in Drosophila melanogaster

Optogenetics has become a fundamental technique in neuroscience, enabling precise control of neuronal activity through light stimulation. This study introduces easy-to-implement setups for applying optogenetic methods in Drosophila melanogaster. Two optogenetic tools, CsChrimson, a red-light-activated cation channel, and GtACR2, a blue-light-activated anion channel, were employed in four experimental approaches. Three of these approaches involve single-fly experiments: (1) a blue-light optogenetic thermotactic positional preference assay targeting temperature-sensitive heating cells, (2) a red-light optogenetic positional preference assay activating bitter sensing neurons, and (3) a proboscis extension response assay activating the sweet-sensing neurons. The fourth approach (4) is a fly maze setup to assess avoidance behaviors using multiple flies. The ability to manipulate neural activity temporally and spatially offers powerful insights into sensory processing and decision-making, underscoring the potential of optogenetics to advance our knowledge of neural function. These methods provide an accessible and robust framework for future research in neuroscience to enhance the understanding of specific neural pathways and their behavioral outcomes.

This paper presents methods for optogenetic manipulation in Drosophila melanogaster, utilizing CsChrimson and GtACR2 to activate and silence specific neurons. Four experiments are described to utilize optogenetics to explore thermotactic and gustatory behaviors, providing insights into the underlying neural mechanisms governing these processes.

מבחנים התנהגותיים למניפולציה אופטוגנטית של מעגלים עצביים בדרוזופילה מלנוגסטר

Optogenetics has become a fundamental technique in neuroscience, enabling precise control of neuronal activity through light stimulation. This study ...

Local Heat Probe Assay: A Method to Assess Nociception of High Temperatures in Drosophila Larvae

Source: Chattopadhyay, A., et al. <a href="https://www.jove.com/video/3837/" target="_blank">Local and Global Methods of Assessing Thermal Nociception in Drosophila Larvae</a>. J. Vis. Exp. (2012).
Drosophila larvae have dedicated sensory neurons&#8211;nociceptors&#8211;whose response to potentially harmful thermal stimuli triggers aversive&#8211;or so-called &#34;nocifensive&#34;&#8211;behaviors in the animal. This video describes a method to assess thermal nociception by recording larval behavior in response to local application of a heat probe onto the cuticle. This method is, therefore, called the local heat probe assay.

בדיקת חום מקומית: שיטה להערכת נוסיספטציה של טמפרטורות גבוהות בזחלי דרוזופילה

Source: Chattopadhyay, A., et al. Local and Global Methods of Assessing Thermal Nociception in Drosophila Larvae. J. Vis. Exp. (2012).
Drosophila larvae ...

Assay רומן עבור הקרה Nociception ב

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

שיטות מקומיים וכלל עולמיים של הערכת Nociception תרמי ב

ויזואליזציה של Proprioceptors ב

Novel Whole-tissue Quantitative Assay of Nitric Oxide Levels in Drosophila Neuroinflammatory Response

למידה אסוציאטיבית הרחה באפטטיבית

Assay העדפות אור לחקר Photobehavior מוסדר מולדת ויממה ב

יחיד לטוס Assay עבור התנהגות שיחור מזון ב

מבחנים וכלים משופרים למדידת תפיסה מכנית בזחלי דרוזופילה

וזמינותו שינוי טמפרטורה כדי לקבוע העדפות תרמי של הזחלים דרוזופילה

מבחנים התנהגותיים למניפולציה אופטוגנטית של מעגלים עצביים בדרוזופילה מלנוגסטר

בדיקת חום מקומית: שיטה להערכת נוסיספטציה של טמפרטורות גבוהות בזחלי דרוזופילה