אנו מודים למריאן קרלסברג, אן מארי הפנימי, פיבי פרטנן ואן קנקונן על תמיכה טכנית מצוינת. עבודה זו מומנה על ידי האקדמיה של פינלנד, Päivikki ו Sakari סולברג קרן, טמפרה שחפת קרן, קרן רפואית פינית, קרן המחקר המחוזית בית החולים Pirkanmaa וקרן המחקר של בית החולים אוניברסיטת טמפרה.

הפרוטוקול המתואר כאן אושר על ידי הוועדה הלאומית לאתיקה של בעלי חיים בפינלנד (מספר פרוטוקול ESAVI/9520/2020 ו- ESAVI/6421/04.10.07/2017).
1. אינדוקציה של מודל OIR של בעלי חיים ועכבר ניסיוניים
הערה: השתמש בבעלי חיים שהזדווגו בזמן, למשל, עכברי C57BL/6J נפוצים, כדי לקבל גורים שנולדו באותו יום. השתמש סכרים מטפחים, למשל, 129 זן (129S1 / SvImJ או 129S3 / SvIM) סכרים מניקים, כדי לטפל בגורים במהלך ואחרי אינדוקציה של hyperoxia. לחלופין, ודאו שיש סכרים מניקים נוספים למקרה שיהיה צורך להחליף את הסכרים הסיעודיים בשל תשישות. להגביל את גודל המלטה ל 6-7 גורים עבור כל סכר בעת שימוש C57BL / 6J עכברים / סכרים (אם המלטה גדולה יותר מזה הגורים נוטים להיות עלייה במשקל מוגבלת)16.
<ol><li>רשום את משקל בעלי החיים לפני ואחרי אינדוקציה hyperoxia, ובזמן ההקרבה.</li>
	<li>ודא כי יש מספיק מזון בתחתית הכלוב, כך הסכרים יש גישה קלה למזון.</li>
	<li>הוסף סודה סיד עם מחוון צבע לתחתית התא כדי לספוג CO2 עודף כאשר מערכת סינון אינו בשימוש.</li>
	<li>לפקח על הלחות והטמפרטורה בתוך התא ולשמור על הלחות בין 40 ל 65%. הגדל את הלחות של התא, במידת הצורך, על ידי הנחת כלים עם מים על החלק התחתון של התא (למשל, מנות פטרי).</li>
	<li>כייל את חיישן O2 עם 100% O2 ואוויר חדר רגיל.</li>
	<li>מקם את העכברים P7 לתוך תא ולהגדיר את רמת O2 ל 75%. שמור את העכברים בתא במשך 5 ימים, עד P12. הימנע מפתיחת התא במהלך אינדוקציה hyperoxia. בדוק את לחץ הגז של צילינדר O2 ולהחליף את הצילינדר בעת הצורך. לפקח על בעלי החיים במהלך האינדוקציה.</li>
	<li>תוציאו את כלובי העכברים מהתא ותשקול את כל הגורים. קיבוץ הגורים על סמך המשקל כך שלכל קבוצת ניסוי יש חלוקת משקל דומה בגורים.</li>
</ol>2. אינדוקציה של מודל OIR של בעלי חיים ניסיוניים וחולדות (באמצעות מערכת סגורה למחצה)
הערה: השתמש בבעלי חיים שהזדווגו בזמן כדי לגרום לגורים להיוולד באותו יום. עבור עכברוש OIR, להשתמש בגודל המלטה מוגברת, כ 18 גורים / סכר, כדי לקבל אינדוקציה NV מספיק במודל החולדה. גורי בריכה מכמה פסולת כדי להשיג מספיק גורים לכל המלטה.
<ol><li>רשום את משקלם של בעלי החיים לפני ואחרי האינדוקציה, ובזמן ההקרבה.</li>
	<li>ודא כי יש מספיק מזון בתחתית הכלוב, כך הסכרים יש גישה קלה למזון.</li>
	<li>מוסיפים סודה סיד עם מחוון צבע לתחתית התא כדי לספוג CO2 עודף כאשר מערכת הסינון אינה בשימוש.</li>
	<li>לפקח על הלחות והטמפרטורה בתוך התא. לספוג לחות נוספת (שנוצר ממספר רב של חולדות) על ידי הוספת ג'ל סיליקה בתחתית התא.</li>
	<li>כייל את חיישן O2 עם 100% N2 ואוויר חדר רגיל.</li>
	<li>מניחים את החולדות לתוך התא ב P0 (כמה שעות לאחר הלידה). הגדר את רמת O2 ל 50% ולחבר O2 צילינדרים לתא במשך 24 שעות. לאחר מכן, לעבור את ההגדרות 10% O2 ולחבר חנקן (N2)צילינדר לתא במשך 24 שעות. המשך רכיבה על אופניים 24 שעות בין 50% ו 10% O2 רמות במשך 14 ימים.</li>
	<li>לפקח על צריכת הגז ואת רווחתם של בעלי החיים במהלך המחקר. פתח את התא במהלך השינוי בין 50/10% O2 ולהוסיף עוד מזון ומים במידת הצורך. לשנות את הכלובים של בעלי החיים כדי לנקות אלה במהלך האינדוקציה.</li>
	<li>תוציא את כלובי החולדות מהתא ותשקול את כל הגורים. קיבוץ הגורים על סמך המשקל כך שלכל קבוצת ניסוי יש תפוצת משקל דומה אצל הגורים.</li>
</ol>3. מתן תרופות (אופציונלי)
הערה: מסלול מינהל הסמים הנפוץ ב- OIR הוא על ידי טיפול תוך-ורידי (ivt), ב- P12-P14 לעכברים וב- P14 לחולדות. לקבוע את יום הטיפול בהתבסס על ההתקנה הניסיונית. כאשר פסולת מרובה של גורים משמשים בניסויים, לחלק את קבוצות הטיפול יש בעלי חיים מכל המלטה. רצוי, להזריק את התרופה רק לעין אחת, ולשמור על העין הנגדית כפקד.
<ol><li>לשקול את בעלי החיים ולעשות סימני זיהוי לזנב ו / או האוזן.</li>
	<li>הרדמה של החיה עם הרדמה להזרקה (למשל תערובת של קטמין ו medetomidine, 30 מ"ג / קילוגרם ו 0.4 מ"ג / קילוגרם לעכברים) או עם הרדמה בשאיפה (isoflurane ב 2-3.5% isoflurane ו 200-350 mL / min זרימת אוויר). בדוק את עומק ההרדמה על ידי צביטת הבהונות. שמור את החיה על כרית חימום במהלך הטיפול.</li>
	<li>להרדמה מקומית, יש למרוח טיפת משכך כאבים על העפעף. פתח את העפעף בזהירות עם מלקחיים לפני ביצוע ivt, כמו עכברים וחולדות לפתוח את עיניהם סביב P14. החל טיפה של משכך כאבים (למשל, הידרוכלוריד oxybuprocaine) על הקרנית.</li>
	<li>החל טיפה של יוד לפני ביצוע הזרקת ivt.</li>
	<li>להזרקת ivt להשתמש במזרק זכוכית עם מחט 33-34 G מחובר. לחץ על העפעפיים כלפי מטה וגרירת גלגל העין עם מלקחיים. הפוך את ההזרקה האחורית לימבוס, בערך 45° מחט זווית הצבעה לכיוון עצב הראייה.</li>
	<li>הימנע הזרקת יותר מ 1.0 μL לתוך החלל התוך ורידי. שמור את המחט במקום במשך 30 s לאחר הזרקת התרופה כדי למנוע ריפלוקס של הפתרון מוזרק.</li>
	<li>בדוק את העין (למשל, עם רפואת עיניים) עבור כל סיבוכים, כגון דימום או נזק ברשתית, לאחר הסרת המחט. החל משחה אנטיביוטית על גבי הקרנית לאחר ההזרקה. הערה: נפח הזרקת ivt לעכברים צריך להיות 0.5 – 1.0 μL.</li>
	<li>הפוך את ההרדמה (למשל עם α2-אנטגוניסט עבור medetomidine (2.5 מ"ג / קילוגרם) ולהחזיר את הגור לכלוב. בית המלטה בדרך כלל עד סוף המחקר.</li>
</ol>4. דימות ויוו ואלקטרורטינוגרפיה (אופציונלי)
<ol><li>אם תרצה, לנהל הדמיה vivo על בעלי חיים חיים במהלך תקופת המעקב כדי לתעד שינויים המתפתחים ברשתית במהלך התגובות אנגיוגנית. לדוגמה, בצע אנגיוגרפיה פלואורסצנטית (FA) או סריקת מיקרוסקופיית לייזר קונפוקלית19 כדי לדמיין את כלי הדם (איור 4). השתמש בטומוגרפיה קוהרנטית אופטית של תחום ספקטרלי (SD-OCT) כדי לדמיין שכבות רשתית ב- vivo (איור 4).</li>
	<li>אם תרצה, בדוק שינויים תפקודיים באוכלוסיות שונות של תאי רשתית לאחר אינדוקציה של OIR באמצעות אלקטרורטינוגרפיה (ERG) (איור 5).</li>
</ol>5. איסוף רקמות והכנת תושבות שטוחות ברשתית
הערה: לאסוף את הרקמות על פי השערת המחקר הרצויה. עבור עכברים, לאסוף את הדגימות למשל ב P12 (כדי ללמוד vaso-השמדת לאחר השלב hyperoxic) או בתקופה היפוקסית (P13-P17). לאסוף את העכבר דגימות OIR ב P17, המהווה את נקודת הזמן הנפוצה ביותר עבור דגימה, כדי לזהות את השיא בכמות NV. ב- OIR עכברוש, לאסוף את הדגימות ב P18-P21 כדי לבחון את הכמות הגבוהה ביותר של NV (איור 3).
<ol><li>לשקול את החיות לפני הדגימה.</li>
	<li>כדי לתייג את כלי הדם ברשתית, בעלי חיים מורדמים עמוקים יכולים להיות מותזים באופן טרנסקרדיאלי עם FITC-dextran. (לחלופין, כתם את הרשתית שטוח mounts עם Isolectin מאוחר יותר).</li>
	<li>להקריב את בעלי החיים באמצעות מנת יתר של תרופות הרדמה (למשל תערובת של קטמין ו medetomidine, 300 מ"ג / קילוגרם ו 4 מ"ג / קילוגרם לעכברים) או CO2 שאיפה.</li>
	<li>לאסוף את העיניים של בעלי החיים על ידי תופס מאחורי גלגל העין עם מלקחיים מעוגלים, לחתוך את הרקמה סביב העיניים ולהרים את העין מן המסלול.</li>
	<li>דגירה גלגלי העין עשוי טרי, מסונן 4% paraformaldehyde (מלוחים אגירה פוספט, PBS) עבור 1-4 שעות. הסר את התיקון ולשטוף את גלגלי העין 3 x 10 דקות עם PBS. לנתח את הרשתיות מיד או לאחסן אותם PBS ב +4 מעלות צלזיוס. התראה: Paraformaldehyde רעיל על ידי שאיפה, במגע עם העור ואם בלע. נא קרא את גליון נתוני הבטיחות לפני שתעבוד איתו. הערה: אין להפעיל לחץ על גלגל העין במהלך הדגימה או בכל שלב של עיבוד הרקמה על מנת למנוע ניתוק רשתית, אם חתכים מגלגלי עיניים שלמים נעשים.</li>
	<li>הכן תושבות שטוחות ברשתית כדי לכמת את כמות ה- NV ואת גודל ה- AVAs. לחלופין, לעבד את העיניים / רשתית עבור היסטולוגיה, או RNA או ניתוח חלבון. לנתח את הרשתית תחת מיקרוסקופ סטריאו באמצעות מספריים מיקרו מלקחיים.<ol>
<li>מניחים את גלגל העין ב- PBS כדי לשמור אותו לח ולנקב את גלגל העין בלימבוס עם מחט (23G) ולחתוך סביב לימבוס עם מספריים מיקרו מעוגלים כדי להסיר את הקשתית ואת הקרנית.</li>
		<li>בזהירות למקם את קצה המספריים בין סקלרה רשתית לחתוך סקלרה לכיוון עצב הראייה. לעשות את אותו הדבר לצד השני של גלגל העין, בזהירות לחתוך / לקרוע את הסקלרה עד הרשתית נחשפת. מוציאים את העדשה מכוס הרשתית ומוסיפים PBS לגביע.</li>
		<li>הסר את כל כלי לשון, זגוגית ופסולת מבלי לפגוע ברשתית. לשטוף את הרשתית על ידי הוספת PBS לגביע הרשתית. בצע ארבעה חתכים (בשעה 12, 3, 6 ו -9) לרשתית עם מספריים מיקרו ישר לעשות מבנה דמוי פרח. באופן אופציונלי, בצע את החתכים עם להב כירורגי לפני הרכבה הדגימות. הרם את הרשתית באמצעות מברשת צבע רכה לצלחת היטב עבור כתמים.</li>
	</ol>
</li>
	<li>תווית vasculature הרשתית באמצעות Isolectin B4 אשר מכתים את פני השטח של תאי אנדותל (אם בעלי החיים לא היו חדורים עם FITC-dextran). דגירה הרשתיות במאגר חסימה (10% NGS + 0.5% טריטון ב TBS) עבור 1 שעה לשטוף עם 1% NGS + 0.1% טריטון ב TBS במשך 10 דקות. דגירה הרשתית עם צבע פלואורסצנטי מצומד Isolectin B4 (5-10μg /ml) ב 1% NGS + 0.1% טריטון ב TBS לילה ב +4 מעלות צלזיוס תוך הגנה מפני האור. הערה: אם תרצה, לתייג תאים אחרים כגון תאים דלקתיים ו pericytes באמצעות נוגדנים ספציפיים.</li>
	<li>לשטוף את הרשתיות 3x במשך 10 דקות עם 1% NGS + 0.1% טריטון ב TBS ולהרים רשתית על שקופית מיקרוסקופית, הרשתית הפנימית פונה כלפי מעלה. בזהירות להפיץ את הרשתית באמצעות מברשת צבע רכה ולהסיר את כל כלי לשון הנותרים או פסולת. מוסיפים מדיום הרכבה לתלוש כיסוי ומניחים אותו על גבי הרשתית. אחסן רשתית ב+4 °C (60 °F) ולהגן מפני אור.</li>
</ol>6. ניתוח הרכבות השטוחות
<ol><li>צלם תמונות של תושבות הרשתית השטוחות באמצעות מיקרוסקופ פלואורסצנטי עם מטרה של פי 10. התמקדו בפלקסוס כלי הדם השטחיים ובניבסולריזציה הפרה-רה-רטינלית. יצירת תמונת סריקת אריחים ללכידת הרשתית כולה ומיזוג סריקות האריחים</li>
	<li>לכמת את התמונות על ידי מדידת AVAs, אזור NV ואת אזור הרשתית הכולל באמצעות תוכנית עיבוד תמונה (ראה טבלה של חומרים).<ol>
<li>ציירו את ה- AVAs ואת אזור הרשתית הכולל באמצעות כלי ציור יד חינם ובחרו באזורים הניאו-וסקולריים בעזרת כלי בחירה. התוכנה מודדת את אזורי העניין בפיקסלים, ואת האזורים AVA ו- NV (לידי ביטוי פיקסלים) ניתן להשתמש כדי לחשב את האחוזים שלהם ביחס לאזור הרשתית הכולל. כמו כן, כלי תוכנה מסוימים זמינים לכימות NV. הערה: לאחרונה, קוד פתוח, תוכניות אוטומטיות לחלוטין לכימות ערכי מפתח של תמונות OIR באמצעות רשתות עצביות למידה עמוקה הוצגו ולספק כלי אמין לכימות לשחזור של AVA ברשתית ו- NV (למשל, https://github.com/uw-biomedical-ml/oir/tree/bf75f9346064f1425b8b9408ab792b1531a86c64)20,21.</li>
	</ol>
</li>
	<li>אם אתם משתמשים בנוגדנים לגילוי אימונוהיסטוכימי של אוכלוסיות תאים בודדים, כימתו את מספר התאים המוכתמים (כגון microglia, איור 2B)מהטענות השטוחות ברשתית ביד או על ידי מערכות ניתוח תמונה אוטומטיות במידת הצורך.</li>
</ol>7. סטטיסטיקה
<ol><li>לנתח נתונים מופצים בדרך כלל על ידי מבחן t של סטודנט או ANOVA חד כיווני ואחריו מבחן השוואות מרובות של Dunnett או Tukey, לפי הצורך. השתמש בבדיקות לא פרמטריות כמו מבחן מאן-וויטני U או מבחן קרוסקל וואליס לנתונים שאינם מופצים בדרך כלל. שקול הבדלים מובהקים סטטיסטית ברמת P < 0.05.</li>
</ol>

המחברים מריה Vähätupa, PhD, ניינה Jääskeläinen, מארק סראדה-Gimenez, PhD, ורובינה Thapa הם עובדים של ניסויים בע"מ.
המחבר Giedrius Kalesnykas, PhD, הוא עובד (נשיא ומנכ"ל) ובעל מניות של Experimentica בע"מ המציעה שירותי מחקר חוזה העסקת מודלים OIR פרה-קליני בשימוש במאמר זה.
Tero Järvinen, MD, PhD, ו Hannele Uusitalo-Järvinen, MD, PhD, אין מה לחשוף.

חומרת פנוטיפ המחלה תלויה הן בזן ואפילו בספק בדגמי OIR של עכברים וחולדות23. הדבר מצביע על כך שקיימת שונות גנוטיפית רחבה בהתפתחות הפתולוגית. באופן כללי, מכרסמים פיגמנטיים מפתחים פנוטיפ חמור יותר מאשר אלה לבקן. לדוגמה, כלי הדם ברשתית של לבקן BALB / c revascularizes במהירות לאחר hyperoxia ואינו מפ?...

מודלים ניסיוניים אמינים ומשוחזרים נדרשים כדי לחקור את הפתולוגיה שמאחורי מחלות עיניים אנגיוגניות ולפתח טיפולים חדשניים למחלות הרסניות אלה. אנגיוגנזה פתולוגית היא סימן ההיכר לניוון מקולרי רטוב הקשור לגיל (AMD) ועבור מחלות רשתית איסכמיות רבות ביניהן רטינופתיה של פגות (ROP), רטינופתיה סוכרתית מתפשטת (PDR) וחסימה של ורידים ברשתית (RVO)1,2,3,4. רשתית אנושית ומכרסמים בצע דפוס דומה של התפתחות, כמו רשתית הן אנושי מכרסמים הם בין הרקמות האחרונות כי הם vascularized. לפני כלי הדם ברשתית התפתחה לחלוטין, הרשתית מקבלת את אספקת התזונה שלה מן כלי הדם לשון, אשר, בתורו, רגרסיה כאשר כלי הדם ברשתית מתחיל לפתח1,2. אצל בני אדם, התפתחות כלי הדם ברשתית הושלמה לפני הלידה, ואילו מכרסמים הצמיחה של כלי הדם ברשתית מתרחשת לאחר הלידה. מאז התפתחות כלי הדם ברשתית מתרחשת לאחר הלידה מכרסמים, הוא מספק מערכת מודל אידיאלי ללמוד את אנגיוגנזה2,3. מכרסמים שזה עתה נולד יש רשתית כלי הדם המתפתחת בהדרגה עד פיתוח רשתית כלי הדם המלא מושגת עד סוף השבוע השלישי לאחר הלידה4. כלי הדם הגדלים של עכבר יילודים הם פלסטיק, והם עוברים רגרסיה במהלך גירוי hyperoxia5.
ROP היא הגורם המוביל לעיוורון בילדות במדינות המערב, שכן היא משפיעה על כמעט 70% מהפגים עם משקל לידה מתחת לגיל 1,250גרם 6,7. ROP מתרחשת אצל פגים שנולדים לפני כלי הרשתית להשלים את הצמיחה הרגילה שלהם. ROP מתקדמת בשני שלבים: בשלב I, לידה מוקדמת מעכבת את צמיחת כלי הדם ברשתית שבו לאחר שלב II, כלי הדם הלא גמורים של הרשתית המתפתחת גורמים להיפוקסיה, אשר גורמת לביטוי של גורמי גדילה אנגיוגניים הממריצים צמיחה חדשה ולא תקינה של כליהדם 8. מודל OIR היה מודל נפוץ לחקור את הפתופיזיולוגיה של ROP רטינופתיות איסכמיות אחרות, כמו גם כדי לבדוק מועמדים לתרופה הרומן2,3,9. זה נחשב באופן נרחב כמודל לשחזור לביצוע מחקרים הוכחת הרעיון עבור תרופות אנטי אנגיוגניות פוטנציאליות למחלות עיניים, כמו גם שאינם עינית. שני דגמי מכרסמים כלומר, עכבר וחולדה OIR שונים במודל שלהם אינדוקציה ומחלות פנוטיפ. מודל החולדה מחקה פנוטיפ ROP בצורה מדויקת יותר, אך מודל העכבר מספק מודל חזק יותר, מהיר יותר וניתן לשחזור עבור neovascularization הרשתית (NV). במודל העכבר, NV מפתחת לרשתית המרכזית. קריאה פתולוגית זו חשובה במחקרי יעילות פרמקולוגית עבור רטינופתיות איסכמיות רבות, כגון PDR, קרוואנים ו- AMD אקסוידטיבי, כמו גם למחלות אנגיוגניות שאינן עיניות כגון סרטן. יתר על כן, הזמינות של עכברים שעברו מניפולציה גנטית (מהונדסת ונוקאאוט) הופכת את דגם OIR של העכבר לאפשרות פופולרית יותר. עם זאת, לא עכבר ולא עכברוש מודל OIR יוצר פיברוזיס ברשתית, אשר אופייני במחלות אנושיות.
ההבנה כי רמות חמצן גבוהות תורמות להתפתחות ROP בשנות החמישים10,11 הוביל לפיתוח מודלים של בעלי חיים. המחקרים הראשונים על השפעת החמצן על כלי הדם ברשתית נעשו בשנת 195012,13,14 ועד שנות התשעים היו עידונים רבים למודל OIR. המחקר של סמית ואח 'בשנת 1994 קבע תקן עבור מודל OIR העכבר הנוכחי המפריד בין עצם הלשון לרטינופתיה15. אימוץ רחב של השיטה לכמת vaso-השמדת NV פתולוגי על ידי קונור ואח '(2009) עוד יותר הגדיל את הפופולריות שלה16. במודל זה, עכברים ממוקמים ב 75% חמצן (O2) במשך 5 ימים ב P7, ואחריו 5 ימים בתנאים נורמוקסיים. Hyperoxia מ P7 כדי P12 גורם כלי הדם ברשתית לסגת ברשתית המרכזית. עם החזרה לתנאים הנורמוקסיים, הרשתית הופכת להיפוקסית (איור 1A). בשל הגירויים ההיפוקסיים של הרשתית המרכזית, חלק מכלי הדם ברשתית צומחים לכיוון הזגוגית, ויוצרים NV preretinal, הנקרא tufts preretinal2,3. ציצים אלה אינם בוגרים, ו hyperpermeable. כמות פסגות NV ב P17, לאחר מכן הוא נסוג. הרשתית היא revascularized מלא NV הוא נסוג לחלוטין על ידי P23 - P25 (איור 2A)2,3.
מודל OIR עכברוש (באמצעות רמות משתנות של O2) תואר לראשונה בשנות התשעים מראה כי משתנה O2 רמות ב 80% ו 40% לגרום NV בולט יותר מאשר תחת 80% O2 חשיפה מתמדת17. מאוחר יותר התגלה כי מודל היפוקסיה לסירוגין, שבו O 2 הוא רכב עלאופניים מ hyperoxia (50%) כדי היפוקסיה (10-12%), גורם אפילו יותר NV מאשר 80/40% O2 מודל18. במודל 50/10%, גורי חולדות חשופים ל -50% במשך 24 שעות, ואחריו 24 שעות ב -10% O2. מחזורים אלה נמשכים עד P14, כאשר גורי החולדות מוחזרים לתנאים נורמוקסיים (איור 1B). כמו בחולי ROP אנושיים, במודל החולדה מתפתחים אזורי החוליות לפריפריה של הרשתית בגלל מקלעת כלי דם רשתית לא בוגרת (איור 3).
בשני הדגמים, הפרמטרים העיקריים שבדרך כלל מכמתים הם בגודל של AVA ו- NV. פרמטרים אלה מנותחים בדרך כלל מן תושבות שטוחות ברשתית שבו תאי האנדותל מסומנים4,16. בעבר כמות NV preretinal הוערך חתכים ברשתית על ידי ספירת כלי דם או גרעיני תא כלי הדם המשתרעים זגוגית מעל הממברנה המגבילה הפנימית. המגבלה העיקרית של גישה זו היא שלא ניתן לכמת את ה- AVAs.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>33 gauge, Small Hub RN Needle</td>
			<td>Hamilton Company</td>
			<td>7803-05, 10mm, 25&#176;, PS4</td>
			<td>For intravitreal injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adobe Photoshop</td>
			<td>Adobe Inc.</td>
			<td></td>
			<td>For image analysis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Air pump air100</td>
			<td>Eheim GmbH &#38; Co. KG.</td>
			<td>143207</td>
			<td>For inhalation anaesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anaesthesia unit 410 AP</td>
			<td>Univentor Ltd.</td>
			<td>2360309</td>
			<td>For inhalation anaesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AnalaR NORMAPUR Soda lime</td>
			<td>VWR International Ltd</td>
			<td>22666.362</td>
			<td>For CO2 control during model induction</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Attane Vet 1000 mg/g</td>
			<td>VET MEDIC ANIMAL HEALTH OY</td>
			<td>vnr 17 05 79</td>
			<td>For inhalation anaesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brush</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>For preparation of flat mounts</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carbon dioxide gas</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>For sacrifice</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Celeris D430 ERG system</td>
			<td>Diagnosys LLC</td>
			<td>121</td>
			<td>For in vivo ERG</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell culture dishes</td>
			<td>Greiner Bio-One International GmbH</td>
			<td>664 160</td>
			<td>For preparation of flat mounts</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cepetor Vet 1 mg/mL</td>
			<td>VET MEDIC ANIMAL HEALTH OY</td>
			<td>vnr 08 78 96</td>
			<td>For anaesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cover slips</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>15165452</td>
			<td>For preparation of flat mounts</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>O2 Controlled InVivo Cabinet, Aninal Filtrarion System and Dehumidifier</td>
			<td>Coy Laboratory Products</td>
			<td></td>
			<td>Closed system for disease model induction, optional for semi-closed system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>E702 O2 sensor</td>
			<td>BioSphenix, Ltd.</td>
			<td>E207, 1801901</td>
			<td>For oxygen level measurement</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Envisu R2200 Spectral Domain Optical Coherence Tomograph (SD-OCT)</td>
			<td>Bioptigen, Inc.</td>
			<td>BPN000668</td>
			<td>For in vivo imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eye spears</td>
			<td>Beaver-Visitec International, Inc.</td>
			<td>0008685</td>
			<td>For intravitreal injection and in vivo imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flexilux 600LL Cold light source</td>
			<td>Mikron</td>
			<td>11140</td>
			<td>For intravitreal injection or tissue collection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluorescein sodium salt</td>
			<td>Merck KGaA</td>
			<td>F6377-100G</td>
			<td>For in vivo imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gas Exhaust unit (+Double 3-way valve, mouse and rat face masks, UNOsorb filter)</td>
			<td>UNO Roestvaststaal BV</td>
			<td>GEX 17015249</td>
			<td>For inhalation anaesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass syringe, Model 65 RN</td>
			<td>Hamilton Company</td>
			<td>7633-01</td>
			<td>For intravitreal injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HRA2 Retina angiograph (FA)</td>
			<td>Heidelberg Engineering GmbH</td>
			<td>Spec-KT-05488</td>
			<td>For in vivo imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isolectin GS-IB4, Alexa Fluor 488 Conjugate</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>I21411</td>
			<td>For labeling retinal vasculature on flat mounts</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketaminol Vet 50 mg/mL</td>
			<td>Intervet International B.V.</td>
			<td>vnr 51 14 85</td>
			<td>For anaesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medicinal Oxygen gas</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>For disease model induction</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mice C57BL/6JRj</td>
			<td>Janvier Labs</td>
			<td></td>
			<td>Also other strains possible</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope slides</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>J1800AMNZ</td>
			<td>For preparation of flat mounts</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Minims Povidone Iodine 5% (unit)</td>
			<td>Bausch &#38; Lomb U.K Limited</td>
			<td>vnr 24 11 304</td>
			<td>For intravitreal injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nitrogen gas</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>For disease model induction (rat)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oftan Chlora 10 mg/g</td>
			<td>Santen Pharmaceutical Co., Ltd.</td>
			<td>vnr 55 01 11</td>
			<td>For intravitreal injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oftan Metaoksedrin 100 mg/ml</td>
			<td>Santen Pharmaceutical Co., Ltd.</td>
			<td>vnr 55 03 43</td>
			<td>For in vivo ERG</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oftan Obucain 4 mg/ml</td>
			<td>Santen Pharmaceutical Co., Ltd.</td>
			<td>vnr 55 03 50</td>
			<td>For intravitreal injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oftan Tropicamid 5 mg/ml</td>
			<td>Santen Pharmaceutical Co., Ltd.</td>
			<td>vnr 04 12 36</td>
			<td>For in vivo imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ProOx Model 110 O2 controller and animal chamber</td>
			<td>BioSphenix, Ltd.</td>
			<td>803</td>
			<td>For disease model induction, semi-closed system, optional for closed system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ProOx Model P360 O2 controller and animal chamber</td>
			<td>BioSphenix, Ltd.</td>
			<td>538</td>
			<td>For disease model induction, semi-closed system, optional for closed system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rats CD(SD)</td>
			<td>Charles River Laboratories</td>
			<td></td>
			<td>Also other strains possible</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Revertor 5 mg/mL</td>
			<td>VET MEDIC ANIMAL HEALTH OY</td>
			<td>vnr 13 04 97</td>
			<td>For anaesthesia reversal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silica gel</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>For humidity control during model induction</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Systane Ultra 10ml</td>
			<td>Alcon</td>
			<td>Tamro 2050250</td>
			<td>For hydration of the eye</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Systane Ultra unit 0.7ml</td>
			<td>Alcon</td>
			<td>Tamro 2064871</td>
			<td>For hydration of the eye</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Transfer pipette</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>1343-9108</td>
			<td>For preparation of flat mounts</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VENTI-Line VL 180 PRIME Drying oven</td>
			<td>VWR</td>
			<td>VL180S 170301</td>
			<td>For drying silica gel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VisiScope SZT350 Stereomicroscope</td>
			<td>VWR</td>
			<td>481067</td>
			<td>For intravitreal injection or tissue collection</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

oxygen-induced retinopathy model for ischemic retinal diseases in rodents

אחד המודלים הנפוצים עבור רטינופתיות איסכמיות הוא מודל רטינופתיה הנגרמת על ידי חמצן (OIR). כאן אנו מתארים פרוטוקולים מפורטים עבור אינדוקציה מודל OIR ואת הקריאות שלה הן עכברים וחולדות. neovascularization הרשתית הוא המושרה OIR על ידי חשיפת גורי מכרסמים או hyperoxia (עכברים) או לסירוגין רמות של hyperoxia והיפוקסיה (חולדות). הקריאות העיקריות של מודלים אלה הן בגודל של אזורים ניאו-וסקולריים (NV) ו- AVA (AVA) ברשתית. מודל זה preclinical in vivo יכול לשמש כדי להעריך את היעילות של תרופות אנטי אנגיוגניות פוטנציאליות או כדי לטפל בתפקיד של גנים ספציפיים אנגיוגנזה ברשתית באמצעות בעלי חיים מניפולציה גנטית. המודל יש כמה זן וריאציה ספציפית ספק אינדוקציה OIR אשר יש לקחת בחשבון בעת תכנון הניסויים.

התוצאה העיקרית של המודל היא פנוטיפ כלי הדם: גודל AVAs וכמות NV. במודל OIR של העכבר, הוואסו-השמדה מתרחש ברשתית המרכזית(איור 2A),ואילו במודל החולדה שהיא מפתחת בפריפריה, כלומר בדומה ל-ROP22 האנושי(איור 3A). הסיבה לכך היא כי מקלעת כלי הדם השטחית כבר התפתחה כאש?...

Watch this Scientific Journal Video about Oxygen-Induced Retinopathy Model for Ischemic Retinal Diseases in Rodents at JoVE.com

Oxygen-Induced Retinopathy Model for Ischemic Retinal Diseases in Rodents

רטינופתיה הנגרמת על ידי חמצן (OIR) יכולה לשמש למודל מחלות רשתית איסכמיות כגון רטינופתיה של פגות ורטינופתיה סוכרתית מתפשטת ולשמש כמודל למחקרים הוכחת הרעיון בהערכת תרופות אנטי אנגיוגניות למחלות ניאו-שריריות. OIR גורם neovascularization חזק לשחזור ברשתית שניתן לכמת.

מודל רטינופתיה הנגרמת על ידי חמצן למחלות רשתית איסכמיות במכרסמים

One of the commonly used models for ischemic retinopathies is the oxygen-induced retinopathy (OIR) model. Here we describe detailed protocols for the OIR ...

oxygen-induced-retinopathy-model-for-ischemic-retinal-diseases

Research

JoVE Journal

Medicine

8.2K Views.  Tampere University & Tampere University Hospital. רטינופתיה הנגרמת על ידי חמצן (OIR) יכולה לשמש למודל מחלות רשתית איסכמיות כגון רטינופתיה של פגות ורטינופתיה סוכרתית מתפשטת ולשמש כמודל למחקרים הוכחת הרעיון בהערכת תרופות אנטי אנגיוגניות למחלות ניאו-שריריות. OIR גורם neovascularization חזק לשחזור ברשתית שניתן לכמת.

Video: Oxygen-Induced Retinopathy Model for Ischemic Retinal Diseases in Rodents

A Simplified Technique for Producing an Ischemic Wound Model

One major obstacle in current diabetic wound research is a lack of an ischemic wound model that can be safely used in diabetic animals. Drugs that work well in non-ischemic wounds may not work in human diabetic wounds because vasculopathy is one major factor that hinders healing of these wounds. We published an article in 2007 describing a rabbit ear ischemic wound model created by a minimally invasive surgical technique. Since then, we have further simplified the procedure for easier operation. On one ear, three small skin incisions were made on the vascular pedicles, 1-2 cm from the ear base. The central artery was ligated and cut along with the nerve. The whole cranial bundle was cut and ligated, leaving only the caudal branch intact. A circumferential subcutaneous tunnel was made through the incisions, to cut subcutaneous tissues, muscles, nerves, and small vessels. The other ear was used as a non-ischemic control. Four wounds were made on the ventral side of each ear. This technique produces 4 ischemic wounds and 4 non-ischemic wounds in one animal for paired comparisons. After surgery, the ischemic ear was cool and cyanotic, and showed reduced movement and a lack of pulse in the ear artery. Skin temperature of the ischemic ear was 1-10 &deg;C lower than that on the normal ear and this difference was maintained for more than one month. Ear tissue high-energy phosphate contents were lower in the ischemic ear than the control ear. Wound healing times were longer in the ischemic ear than in the non-ischemic ear when the same treatment was used. The technique has now been used on more than 80 rabbits in which 23 were diabetic (diabetes time ranging from 2 weeks to 2 years). No single rabbit has developed any surgical complications such as bleeding, infection, or rupture in the skin incisions. The model has many advantages, such as little skin disruption, longer ischemic time, and higher success rate, when compared to many other models. It can be safely used in animals with reduced resistance, and can also be modified to meet different testing requirements.

We have developed a minimally invasive technique to create a rabbit ischemic ear wound model by dividing the central artery and nerve and the cranial neurovascular bundle. A subcutaneous tunnel then cuts all subcutaneous tissues. This procedure causes minimal skin disruption and can be safely used in diabetic animals.

טכניקה פשוטה לייצור דגם פצע איסכמי

One major obstacle in current diabetic wound research is a lack of an ischemic wound model that can be safely used in diabetic animals. Drugs that work ...

Retinal Detachment Model in Rodents by Subretinal Injection of Sodium Hyaluronate

Subretinal injection of sodium hyaluronate is a widely accepted method of inducing retinal detachment (RD). However, the height and duration of RD or the occurrence of subretinal hemorrhage can affect photoreceptor cell death in the detached retina. Hence, it is advantageous to create reproducible RDs without subretinal hemorrhage for evaluating photoreceptor cell death. We modified a previously reported method to create bullous and persistent RDs in a reproducible location with rare occurrence of subretinal hemorrhage. The critical step of this modified method is the creation of a self-sealing scleral incision, which can prevent leakage of sodium hyaluronate after injection into the subretinal space. To make the self-sealing scleral incision, a scleral tunnel is created, followed by scleral penetration into the choroid with a 30 G needle. Although choroidal hemorrhage may occur during this step, astriction with a surgical spear reduces the rate of choroidal hemorrhage. This method allows a more reproducible and reliable model of photoreceptor death in diseases that involve RD such as rhegmatogenous RD, retinopathy of prematurity, diabetic retinopathy, central serous chorioretinopathy, and age-related macular degeneration (AMD).

Creating experimental retinal detachments with a reproducible and sustained height of detachment, and without subretinal hemorrhage, is important for studying the pathophysiology of photoreceptor cell loss in retinal disease and evaluating potential therapeutic interventions. Here, we report such a method in detail.

רשתית דגם ניתוק במכרסמים על ידי הזרקת subretinal של נתרן Hyaluronate

Subretinal injection of sodium hyaluronate is a widely accepted method of inducing retinal detachment (RD). However, the height and duration of RD or the ...

Remote Limb Ischemic Preconditioning:  A Neuroprotective Technique in Rodents

Sublethal ischemia protects tissues against subsequent, more severe ischemia through the upregulation of endogenous mechanisms in the affected tissue. Sublethal ischemia has also been shown to upregulate protective mechanisms in remote tissues. A brief period of ischemia (5-10 min) in the hind limb of mammals induces self-protective responses in the brain, lung, heart and retina. The effect is known as remote ischemic preconditioning (RIP). It is a therapeutically promising way of protecting vital organs, and is already under clinical trials for heart and brain injuries. This publication demonstrates a controlled, minimally invasive method of making a limb &#8211; specifically the hind limb of a rat &#8211; ischemic. A blood pressure cuff developed for use in human neonates is connected to a manual sphygmomanometer and used to apply 160 mmHg pressure around the upper part of the hind limb. A probe designed to detect skin temperature is used to verify the ischemia, by recording the drop in skin temperature caused by pressure-induced occlusion of the leg arteries, and the rise in temperature which follows release of the cuff. This method of RIP affords protection to the rat retina against bright light-induced damage and degeneration.

Remote ischemic preconditioning (RIP) is a method of conditioning tissues against damaging stress. We have established a method of remote ischemia at the hind limb, by inflating a sphygmomanometer cuff for 5-10 min. The neuroprotective capabilities of RIP have been demonstrated in a model of retinal degeneration in rodents.

איבר מרוחק איסכמי אכשור קד: טכניקת neuroprotective במכרסמים

Sublethal ischemia protects tissues against subsequent, more severe ischemia through the upregulation of endogenous mechanisms in the affected tissue. ...

Performing Subretinal Injections in Rodents to Deliver Retinal Pigment Epithelium Cells in Suspension

The conversion of light into electrical impulses occurs in the outer retina and is accomplished largely by rod and cone photoreceptors and retinal pigment epithelium (RPE) cells. RPE provide critical support for photoreceptors and death or dysfunction of RPE cells is characteristic of age-related macular degeneration (AMD), the leading cause of permanent vision loss in people age 55 and older. While no cure for AMD has been identified, implantation of healthy RPE in diseased eyes may prove to be an effective treatment, and large numbers of RPE cells can be readily generated from pluripotent stem cells. Several interesting questions regarding the safety and efficacy of RPE cell delivery can still be examined in animal models, and well-accepted protocols used to inject RPE have been developed. The technique described here has been used by multiple groups in various studies and involves first creating a hole in the eye with a sharp needle. Then a syringe with a blunt needle loaded with cells is inserted through the hole and passed through the vitreous until it gently touches the RPE. Using this injection method, which is relatively simple and requires minimal equipment, we achieve consistent and efficient integration of stem cell-derived RPE cells in between the host RPE that prevents significant amount of photoreceptor degeneration in animal models. While not part of the actual protocol, we also describe how to determine the extent of the trauma induced by the injection, and how to verify that the cells were injected into the subretinal space using in vivo imaging modalities. Finally, the use of this protocol is not limited to RPE cells; it may be used to inject any compound or cell into the subretinal space.

Here we present a community accepted protocol in multimedia format for subretinally injecting a bolus of RPE cells in rats and mice. This approach can be used for determining rescue potentials, safety profiles, and survival capacities of grafted RPE cells upon implantation in animal models of retinal degeneration.

ביצוע subretinal זריקות במכרסמים כדי לספק תאי הרשתית פיגמנט האפיתל בהשעיה

The conversion of light into electrical impulses occurs in the outer retina and is accomplished largely by rod and cone photoreceptors and retinal pigment ...

Quantitative Fundus Autofluorescence for the Evaluation of Retinal Diseases

The retinal pigment epithelium (RPE) is juxtaposed to the overlying sensory retina, and supports the function of the visual system. Among the tasks performed by the RPE are phagocytosis and processing of outer photoreceptor segments through lysosome-derived organelles. These degradation products, stored and referred to as lipofuscin granules, are composed partially of bisretinoids, which have broad fluorescence absorption and emission spectra that can be detected clinically as fundus autofluorescence with confocal scanning laser ophthalmoscopy (cSLO). Lipofuscin accumulation is associated with increasing age, but is also found in various patterns in both acquired and inherited degenerative diseases of the retina. Thus, studying its pattern of accumulation and correlating such patterns with changes in the overlying sensory retina are essential to understanding the pathophysiology and progression of retinal disease. Here, we describe a technique employed by our lab and others that uses cSLO in order to quantify the level of RPE lipofuscin in both healthy and diseased eyes.

The retinal pigment epithelium (RPE) supports the sensory retina through recycling visual cycle byproducts, which accumulate as lipofuscin. These products are autofluorescent and can be qualitatively imaged in vivo. Here, we describe a method to quantitatively image RPE lipofuscin using confocal scanning laser ophthalmoscopy.

כמותי הפונדוס autofluorescence עבור הערכת מחלות רשתית

The retinal pigment epithelium (RPE) is juxtaposed to the overlying sensory retina, and supports the function of the visual system. Among the tasks ...

An Ex Vivo Tissue Culture Model for Fibrovascular Complications in Proliferative Diabetic Retinopathy

Diabetic retinopathy (DR) is the most common microvascular complication of diabetes and one of the leading causes of blindness in working-age adults. No current animal models of diabetes and oxygen-induced retinopathy develop the full-range progressive changes manifested in human proliferative diabetic retinopathy (PDR). Therefore, understanding of the disease pathogenesis and pathophysiology has relied largely on the use of histological sections and vitreous samples in approaches that only provide steady-state information on the involved pathogenic factors. Increasing evidence indicates that dynamic cell-cell and cell-extracellular matrix (ECM) interactions in the context of three-dimensional (3D) microenvironments are essential for the mechanistic and functional studies towards the development of new treatment strategies. Therefore, we hypothesized that the pathological fibrovascular tissue surgically excised from eyes with PDR could be utilized to reliably unravel the cellular and molecular mechanisms of this devastating disease and to test the potential for novel clinical interventions. Towards this end, we developed a novel method for 3D ex vivo culture of surgically-excised patient-derived fibrovascular tissue (FT), which will serve as a relevant model of human PDR pathophysiology. The FTs are dissected into explants and embedded in fibrin matrix for ex vivo culture and 3D characterization. Whole-mount immunofluorescence of the native FTs and end-point cultures allows thorough investigation of tissue composition and multicellular processes, highlighting the importance of 3D tissue-level characterization for uncovering relevant features of PDR pathophysiology. This model will allow the simultaneous assessment of molecular mechanisms, cellular/tissue processes and treatment responses in the complex context of dynamic biochemical and physical interactions within the PDR tissue architecture and microenvironment. Since this model recapitulates PDR pathophysiology, it will also be amenable for testing or developing new treatments.

Here, we present a protocol to study the pathophysiology of proliferative diabetic retinopathy by using patient-derived, surgically-excised, fibrovascular tissues for three-dimensional native tissue characterization and ex vivo culture. This ex vivo culture model is also amenable for testing or developing new treatments.

מודל תרביות רקמה לשעבר Vivo עבור סיבוכים Fibrovascular Proliferative רטינופתיה סוכרתית

Diabetic retinopathy (DR) is the most common microvascular complication of diabetes and one of the leading causes of blindness in working-age adults. No ...

A Murine Model of Ischemic Retinal Injury Induced by Transient Bilateral Common Carotid Artery Occlusion

Diverse vascular diseases such as diabetic retinopathy, occlusion of retinal veins or arteries and ocular ischemic syndrome can lead to retinal ischemia. To investigate pathological mechanisms of retinal ischemia, relevant experimental models need to be developed. Anatomically, a main retinal blood supplying vessel is the ophthalmic artery (OpA) and OpA originates from the internal carotid artery of the common carotid artery (CCA). Thus, disruption of CCA could effectively cause retinal ischemia. Here, we established a mouse model of retinal ischemia by transient bilateral common carotid artery occlusion (tBCCAO) to tie the right CCA with 6-0 silk sutures and to occlude the left CCA transiently for 2 seconds via a clamp, and showed that tBCCAO could induce acute retinal ischemia leading to retinal dysfunction. The current method reduces reliance on surgical instruments by only using surgical needles and a clamp, shortens occlusion time to minimize unexpected animal death, which is often seen in mouse models of middle cerebral artery occlusion, and maintains reproducibility of common retinal ischemic findings. The model can be utilized to investigate the pathophysiology of ischemic retinopathies in mice and further can be used for in vivo drug screening.

Here, we describe a mouse model of retinal ischemia by transient bilateral common carotid artery occlusion using simple sutures and a clamp. This model can be useful for understanding the pathological mechanisms of retinal ischemia caused by cardiovascular abnormalities.

דגם מורין של פגיעה איסכמית ברשתית הנגרמת על ידי חסימת עורקים דו-צדדית משותפת חולפת

Diverse vascular diseases such as diabetic retinopathy, occlusion of retinal veins or arteries and ocular ischemic syndrome can lead to retinal ischemia. ...

Retinal Pigment Epithelium Transplantation in a Non-human Primate Model for Degenerative Retinal Diseases

Retinal pigment epithelial (RPE) transplantation holds great promise for the treatment of inherited and acquired retinal degenerative diseases. These conditions include retinitis pigmentosa (RP) and advanced forms of age-related macular degeneration (AMD), such as geographic atrophy (GA). Together, these disorders represent a significant proportion of currently untreatable blindness globally. These unmet medical needs have generated heightened academic interest in developing methods of RPE replacement. Among the animal models commonly utilized for preclinical testing of therapeutics, the non-human primate (NHP) is the only animal model that has a macula. As it shares this anatomical similarity with the human eye, the NHP eye is an important and appropriate preclinical animal model for the development of advanced therapy medicinal products (ATMPs) such as RPE cell therapy.
This manuscript describes a method for the submacular transplantation of an RPE monolayer, cultured on a polyethylene terephthalate (PET) cell carrier, underneath the macula onto a surgically created RPE wound in immunosuppressed NHPs. The fovea-the central avascular portion of the macula-is the site of the greatest mechanical weakness during the transplantation. Foveal trauma will occur if the initial subretinal fluid injection generates an excessive force on the retina. Hence, slow injection under perfluorocarbon liquid (PFCL) vitreous tamponade is recommended with a dual-bore subretinal injection cannula at low intraocular pressure (IOP) settings to create a retinal bleb. 
Pretreatment with an intravitreal plasminogen injection to release parafoveal RPE-photoreceptor adhesions is also advised. These combined strategies can reduce the likelihood of foveal tears when compared to conventional techniques. The NHP is a key animal model in the preclinical phase of RPE cell therapy development. This protocol addresses the technical challenges associated with the delivery of RPE cellular therapy in the NHP eye.

The non-human primate (NHP) is an ideal model for studying human retinal cellular therapeutics due to the anatomical and genetic similarities. This manuscript describes a method for submacular transplantation of retinal pigment epithelial cells in the NHP eye and strategies to prevent intraoperative complications associated with macular manipulation.

השתלת אפיתל פיגמנט רשתית במודל פרימטים לא אנושי למחלות רשתית ניוונית

Retinal pigment epithelial (RPE) transplantation holds great promise for the treatment of inherited and acquired retinal degenerative diseases. These ...

An Intact Pericardium Ischemic Rodent Model

This protocol has shown that the pericardium and its contents play an essential anti-fibrotic role in the ischemic rodent model (coronary ligation to induce myocardial injury). The majority of pre-clinical myocardial infarction models require the disruption of pericardial integrity with loss of the homeostatic cellular milieu. However, recently a methodology has been developed by us to induce myocardial infarction, which minimizes pericardial damage and retains the heart&#39;s resident immune cell population. An improved cardiac functional recovery in mice with an intact pericardial space following coronary ligation has been observed. This method provides an opportunity to study inflammatory responses in the pericardial space following myocardial infarction. Further development of the labeling techniques can be combined with this model to understand the fate and function of pericardial immune cells in regulating the inflammatory mechanisms that drive remodeling in the heart, including fibrosis.

This protocol outlines the steps for inducing myocardial infarction in mice while preserving the pericardium and its contents.

מודל מכרסם איסכמי שלם של קרום הלב

This protocol has shown that the pericardium and its contents play an essential anti-fibrotic role in the ischemic rodent model (coronary ligation to ...

A Simplified Model for Heterotopic Heart Valve Transplantation in Rodents

There is an urgent clinical need for heart valve replacements that can grow in children. Heart valve transplantation is proposed as a new type of transplant with the potential to deliver durable heart valves capable of somatic growth with no requirement for anticoagulation. However, the immunobiology of heart valve transplants remains unexplored, highlighting the need for animal models to study this new type of transplant. Previous rat models for heterotopic aortic valve transplantation into the abdominal aorta have been described, though they are technically challenging and costly. For addressing this challenge, a renal subcapsular transplant model was developed in rodents as a practical and more straightforward method for studying heart valve transplant immunobiology. In this model, a single aortic valve leaflet is harvested and inserted into the renal subcapsular space. The kidney is easily accessible, and the transplanted tissue is securely contained in a subcapsular space that is well vascularized and can accommodate a variety of tissue sizes. Furthermore, because a single rat can provide three donor aortic leaflets and a single kidney can provide multiple sites for transplanted tissue, fewer rats are required for a given study. Here, the transplantation technique is described, providing a significant step forward in studying the transplant immunology of heart valve transplantation.

This protocol describes a simple and efficient method for the transplantation of aortic valve leaflets under the renal capsule to allow for the study of alloreactivity of heart valves.