マリアンヌ・カールスバーグ、アン・マリ・ハーパニエミ、パイヴィ・パルタネン、アン・カンクネンの技術サポートに感謝します。この研究は、フィンランドアカデミー、パイビキ、サカリ・ソールバーグ財団、タンペレ結核財団、フィンランド医学財団、ピルカンマー病院地区研究財団、タンペレ大学病院研究基金によって資金提供されました。

ここに記載されているプロトコルは、フィンランドの国家動物倫理委員会(プロトコル番号ESAVI/9520/2020およびESAVI/6421/04.10.07/2017)によって承認されています。
1. 実験動物とマウスOIRモデル誘導
注:例えば、一般的に使用されるC57BL / 6Jマウスを使用して、同じ日に生まれた子犬を得るために、時間交配動物を使用してください。育成ダム、例えば、129株(129S1 / SvImJまたは129S3 / SvIM)授乳ダムを使用して、ハイオキシアの誘導中および誘導後に子犬を看護します。あるいは、疲労のために授乳ダムを交換する必要がある場合に備えて、余分な授乳ダムがあることを確認してください。C57BL/6Jマウス/ダムを使用する場合、各ダムのごみサイズを6〜7匹に制限する(ごみがそれより大きい場合は、子犬が体重増加を制限する傾向がある場合)16。
<ol><li>過酸化誘発前後、および犠牲時の動物の体重を記録する。</li>
	<li>ケージの底に十分な食料があることを確認してください。</li>
	<li>濾過システムが使用されていないときに余分なCO2 を吸収するためにチャンバーの底部に色表示器とソーダライムを追加します。</li>
	<li>室内の湿度と温度を監視し、湿度を40~65%に保ちます。必要に応じて、チャンバーの底に水を入れる皿(例えば、ペトリ皿)を置くことによって、チャンバーの湿度を高めます。</li>
	<li>O2センサーを100%O2と通常の室内空気でキャリブレーションします。</li>
	<li>P7マウスをチャンバーに入れ、O2レベルを75%に設定します。マウスを5日間、P12までチャンバーに保管します。高酸素誘導時にチャンバーを開けないようにしてください。O2シリンダーのガス圧力を確認し、必要に応じてシリンダーを交換してください。誘導中に動物を監視します。</li>
	<li>チャンバーからマウスケージを取り出し、すべての子犬の重量を量ります。各実験群が子犬の体重分布が類似するように体重に基づいて子犬をグループ化する。</li>
</ol>2. 実験動物及びラットOIRモデル誘導(半閉系を用いた)
注:同じ日に生まれた子犬を取得するために、時間交配動物を使用してください。ラットOIRの場合は、ラットモデルで十分なNV誘導を得るために、約18の子犬/ダムの増加したごみサイズを使用してください。各ごみに十分な子犬を得るためにいくつかのごみから子犬をプールします。
<ol><li>誘導前後、および犠牲時の動物の体重を記録する。</li>
	<li>ケージの底に十分な食料があることを確認してください。</li>
	<li>濾過システムが使用されていない場合は、余分なCO2 を吸収するためにチャンバーの底部に色インジケーターとソーダライムを追加します。</li>
	<li>室内の湿度と温度を監視します。チャンバーの底にシリカゲルを加えて(複数のラットから生成される)余分な湿度を吸収します。</li>
	<li>O2センサーを100%N2と通常の室内空気でキャリブレーションします。</li>
	<li>ラットをP0(出産後数時間)のチャンバーに入れます。O2レベルを50%に設定し、O2シリンダをチャンバーに24時間接続します。その後、設定を10%O2に切り替え、窒素(N2)シリンダをチャンバーに24時間接続します。50%と10%のO2レベルの間で24時間のサイクリングを14日間続けます。</li>
	<li>研究中のガス消費量と動物の幸福を監視します。50/10%O2の間の変更の間にチャンバーを開き、必要に応じてより多くの食料と水を加えます。誘導時に動物のケージを清掃するように変更します。</li>
	<li>チャンバーからネズミのケージを取り出し、すべての子犬の重量を量ります。各実験群が子犬の体重分布が類似するように体重に基づいて子犬をグループ化する。</li>
</ol>3. 薬物投与(オプション)
注:OIRで一般的に使用される薬物投与経路は、マウスの場合はP12-P14、ラットの場合はP14で、ビトリアル治療(ivt)によるものである。実験の設定に基づいて、治療日を決定します。複数の子犬が実験に使用される場合は、すべてのごみから動物を持つために治療グループを分割します。好ましくは、片方の眼だけに薬物を注入し、対照として対側の目を保つ。
<ol><li>動物の重量を量り、尾や耳に識別マークを作ります。</li>
	<li>注射可能な麻酔(例えばケタミンとメデトミジンの混合物、マウスの場合は30mg/kgおよび0.4mg/kg)または吸入麻酔(2-3.5%のイゾフルランおよび200-350 mL/min気流)のいずれかで動物を麻酔する。つまんで麻酔の深さを確認します。治療中は、動物を加熱パッドの上に保管してください。</li>
	<li>局所麻酔の場合は、まぶたに鎮痛薬を一滴塗布します。マウスとラットがP14の周りに目を開くので、ivtを実行する前に鉗子で慎重にまぶたを開きます。鎮痛薬(例えば、オキシブプロカイン塩酸塩)を角膜に塗布します。</li>
	<li>ivt注射を行う前にヨウ素の滴を適用します。.</li>
	<li>ivt注射には、33-34G針が取り付けられたガラス注射器を使用してください。まぶたを押し下げ、眼球を鉗子で引っ張ります。注射を後肢に、およそ45° 角度針で視神経を向けて作る。</li>
	<li>1.0 μL以上をビトリア空間に注入しないようにしてください。注射液の還流を避けるために、薬剤を注入した後、30 sの針を所定の位置に保ちます.</li>
	<li>針を取り除いた後、眼(例えば、眼科鏡)で出血や眼の損傷などの合併症を調べます。注射後、角膜の上に抗生物質軟膏を塗布する。 注: マウスの ivt インジェクションボリュームは 0.5 ~ 1.0 μL にする必要があります。</li>
	<li>麻酔を逆にします(例えばメデトミジンのα2アンタゴニスト(2.5mg/kg)を使用して、子犬をケージに戻します。研究の終わりまでごみを通常の状態で収容する。</li>
</ol>4. インビボイメージングと電気レタイノグラフィー(オプション)
<ol><li>必要に応じて、血管新生応答の間にレティナで発症する変化を記録するために、フォローアップ期間中に生きている動物に生体イメージングを行う。例えば、蛍光血管造影(FA)または走査型レーザー共焦点顕微鏡19を行い、血管構造を可視化する(図4)。スペクトルドメイン光コヒレンス断層撮影(SD-OCT)を使用して、生体内のレチナル層を可視化する(図4)。</li>
	<li>必要に応じて、電解法(ERG)を用いてOIR誘導後の異なるレチン細胞集団の機能的変化を調査する(図5)。</li>
</ol>5. 組織の採取と、レチン状の平台の準備
注:所望の研究仮説に従って組織を収集します。マウスの場合、サンプルを例えばP12(高酸素相後の血管軟化を研究するため)または低酸素期(P13-P17)で採取する。P17でマウスOIRサンプルを収集し、これは、サンプリングのための最も一般的なタイムポイントであり、NV量のピークを検出します。ラットOIRでは、P18-P21でサンプルを収集して、NVの最高量を観察する(図3)。
<ol><li>サンプリング前に動物の重量を量る。</li>
	<li>残性血管系にラベルを付けるために、深く麻酔動物をFITC-dextranと経体的に浸透させることができる。(あるいは、後でイソレクチンでレティナルフラットマウントを染色する)。</li>
	<li>麻酔薬の過剰摂取(ケタミンとメデトミジンの混合物、マウスの場合は300mg /kgおよび4mg/kg)またはCO2 吸入のいずれかを使用して動物を犠牲にする。</li>
	<li>曲がった鉗子で眼球の後ろをつかんで動物の目を集め、眼の周りの組織を切り取り、軌道から目を持ち上げます。</li>
	<li>作りたてで眼球をインキュベートし、4%パラホルムアルデヒド(リン酸緩衝生理食塩水、PBS)を1〜4時間濾過する。固定液を取り出し、眼球を3 x 10分PBSで洗います。すぐにレチナを解剖するか、+4°CでPBSに保管してください。 注意:パラホルムアルデヒドは、吸入、皮膚と接触し、飲み込んだ場合に有毒です。安全データシートを読んでから操作してください。 注:眼球全体の断面が行われている場合、網膜剥離を避けるために、サンプリング中または組織処理の任意の段階で眼球に圧力をかけないでください。</li>
	<li>NV の量と AVA のサイズを定量化するために、レティナル フラット マウントを準備します。あるいは、眼球/レチナを処理して、体質学、またはRNAまたはタンパク質分析を行います。マイクロハサミと鉗子を用いて、ステレオ顕微鏡でレチナを解剖する。<ol>
<li>眼球をPBSに入れ、針(23G)で手足の眼球を湿らせて穿刺し、湾曲したマイクロハサミで手足の周りを切って虹彩と角膜を取り除きます。</li>
		<li>慎重に、はさみの先端を、眼神経に向かって切り取り、皮切りと切り傷の間に置きます。眼球の反対側にも同じことを行い、レチンカップが露出するまで慎重に切り取り/引き裂きます。レティナルカップからレンズを引き出し、カップにPBSを加えます。</li>
		<li>すべてのヒアロイド血管、炎および破片を除去し、その後、残骸を傷つけることなく。レチンカップにPBSを加えて、レティナを洗います。まっすぐなマイクロハサミで、4つの切開(12、3、6、9時)を行い、花のような構造を作ります。必要に応じて、サンプルを取り付ける前に、外科用ブレードで切り傷を行います。柔らかいペイントブラシを使用してレティナをよくプレートに持ち上げて染色します。</li>
	</ol>
</li>
	<li>内皮細胞の表面を染色するイソレクチンB4を使用して、レチナル血管系にラベルを付けます(動物にFITC-dextranを浸透させなかった場合)。1時間ブロッキングバッファー(10% NGS + 0.5% トリトン)でレティナをインキュベートし、1%NGS + 0.1% トリトンをTBSで10分間洗浄します。蛍光色素共役イソレクチンB4(5-10μg/ml)を1%NGS+0.1%トリトンで一晩+4°Cで光から保護しながら、レチナをインキュベートします。 注:必要に応じて、特定の抗体を使用して炎症細胞や潜血細胞などの他の細胞にラベルを付けます。</li>
	<li>TBSで1%NGS + 0.1%トリトンで10分間レチナ3倍を洗い、内側のレチナを上向きに向けた顕微鏡スライドでレチナを持ち上げます。柔らかい絵筆を使用して慎重にレティナを広げ、残りのヒアロイド容器や破片を取り除きます。取り付け用メディアをカバースリップに加え、遺素の上に置きます。レチナを+4 °Cで保存し、光から保護します。</li>
</ol>6. フラットマウントの解析
<ol><li>10xの目的を持つ蛍光顕微鏡を使用して、レティナルフラットマウントの画像を撮ります。表面血管叢および前脳血管新生に焦点を当てる。タイルスキャン画像を作成して、全体のretinaをキャプチャし、タイルスキャンをマージします</li>
	<li>画像処理プログラムを使用して、AVA、NVの面積、および全レティナル領域を測定して画像を定量化します( 資料表を参照)。<ol>
<li>自由な手描きツールを使用して、AVAと総レチナル領域を描画し、選択ツールを使用して新血管領域を選択します。ソフトウェアは、対象領域をピクセル単位で測定し、AVAとNV領域(ピクセル単位で表す)を使用して、総領域に対するパーセンテージを計算することができます。また、NV を定量化するためのソフトウェア ツールもいくつか用意されています。 注:最近、ディープラーニングニューラルネットワークを用いたOIR画像の主要値を定量化するためのオープンソースの完全自動化プログラムが導入され、RET-AVAとNV(例えば、https://github.com/uw-biomedical-ml/oir/tree/bf75f9346064f1425b8b9408ab792b1531a86c64)20,21の再現可能な定量化のための信頼性の高いツールを提供しています。</li>
	</ol>
</li>
	<li>個々の細胞集団の免疫組織化学的検出に抗体を用いる場合、必要に応じて、必要に応じて、手で、または自動画像分析システムによって、染色された細胞(ミクログリア、 図2Bなど)を、レチナルフラットマウントから定量化します。</li>
</ol>7. 統計
<ol><li>必要に応じて、スチューデントのt検定またはワンウェイANOVAで正規分布データを分析し、その後にダネットまたはTukeyの複数比較テストを行います。マン・ホイットニーU検定や、非正規分布データのクルスカル・ウォリス検定などのノンパラメトリック検定を使用します。P < 0.05 レベルで統計的に有意な差を考慮してください。</li>
</ol>

著者マリア・ヴェハトゥパ、博士号、ニーナ・ヤスケカイネン、マルク・セラダ・ヒメネス、博士号、ルビーナ・タパは、株式会社実験の従業員です。
著者ギドリウス・カレスニカス博士は、この記事で使用される前臨床OIRモデルを採用した契約研究サービスを提供する従業員(社長兼最高経営責任者)および株式会社エクスペリシカの株主です。
テロ・ヤルヴィネン博士、博士号、ハネレ・ウシタロ=ヤルヴィネン博士は何も開示する必要はありません。

疾患表現型の重症度は、マウスおよびラットOIRモデル23の両方における株およびベンダーの両方に依存する。これは、病理の発達に広い遺伝子学的変動があることを示唆している。一般に、色素化したげっ歯類は、アルビノよりも重篤な表現型を発症する。例えば、アルビノBALB/cの血管系の筋血管は、高酸素症後に急速に血管化し、全24でNVを発症しない。同様に、ラットにおいて、色素化したブラウンノルウェーラットは、アルビノ・スプレイグ・ドーリー(SD)ラット25よりも重篤な病理を示す。SDラットは一般的に使用される株であり、OIR表現型のベンダー関連の違いは株内で報告されている。例えば、チャールズ川からのSDラットは、ハーランまたはジビックミラー23のラットよりも有意に多くのNVを産生する。C3H/HeJマウスは、逆に、遺伝子の残性変性1(Rd1)遺伝子に変異を有し、薄いレチナを有し、NV26を発症しない。これらの理由とトランスジェニックマウスラインの可用性のために、近血C57BL / 6Jは、OIR研究のために最も一般的に使用されるマウス株です。しかし、高酸素暴露によるC57BL/6Jダムの死亡率はかなり高いため、研究を設計し、実験中に監視する際にマウスの幸福を考慮する必要があります。また、BalB/cマウス27と比較して、C57BL/6マウスで増加した感光体損傷が見られる。
ネズミの幸福とダムや子犬の生存を確実にするためには、ごみの大きさを小さく保つ必要があります(6〜7匹の子犬/ダム)。これは、高酸素ストレス27,28の影響を受けやすいC57BL/6マウスを使用する場合に特に重要です。さらに、容易にアクセスできるサポート食品(ケージの底部に置く)をマウスに提供する必要があります。一部の研究者は、酸素誘導後にチャンバー内のダムを健康なダムに置き換えるために代理ダムを使用しています。しかし、ほとんどの研究者は、ダムが22,29を使い果たした場合にのみサロゲートを使用します。より大きなごみサイズを使用する場合は、代理ダムを使用することをお勧めします。129S3/SvIMマウスはC57BL/6より多くのNVを産生し、酸素レベル28の変化により良く持続することが公表されている。OIRで使用されるダムはOIR誘導後に未受精であり、さらに繁殖目的22のために使用されるべきではないことに留意すべきである。子犬の出生後体重増加は、OIR病理の重症度に影響を与える。出生後体重増加が悪い子犬(P17では<5 g)は、正常な子犬(P17で5-7.5 g)または広範な体重増加(P17で7.5 g)と比較した場合にVEGFの発現が遅れ、網膜症の持続期を示す29。さらに、P7で5g以上の体重のマウスの子犬は、OIR誘導30後に血管消滅領域を示さない。したがって、実験中に子犬の体重を量ることが重要です。逆の無処置眼は、マウスの栄養状態が結果に影響を与えないことを保証するための内部制御として使用することができる。状況はラットで似ています;子犬が小さいほど、より重度のOIR表現型が31を発症する。したがって、ラットOIRモデルには大きなゴミサイズ(約18個の子犬)を使用することが推奨されます。
OIRモデルの誘導は、完全に閉じたシステムを使用して行うことができます, それは、室に戻ってフィルターシステム(ソーダライムと活性炭)を介して空気を循環ポンプと閉ループ回路があります。別のオプションは、換気が余分な代謝物がチャンバーから除去されることを保証する半閉じたシステムです。余分なCO2が除去されることを確実にするために、ソーダライム(水酸化ナトリウムまたは水酸化カリウムと水酸化カルシウムの混合物)をチャンバーの底に置くことができる。高CO2レベルがラット32の疾患表現型を悪化させるので、CO2の除去は必須である。また、時間の経過とともにドリフトする傾向があり、意図したものから間違った酸素濃度を提供する可能性があるため、チャンバーの酸素センサーを定期的に再調整することを忘れないでください。
車両噴射(PBS)単独で、あるいは硝子体内空間への穿刺だけでも、NV(図6)33、34、35、36の血管新生率と量に対する効果があると報告されている。PBS/車両注射で見られる効果は、注射中の眼圧の変化によるものか、顔料上皮由来成長因子34、37の間で血管新生成長因子のレベルを増加させる眼構造への傷害によるものか推測されている。さらに、パイロットの副レチナル注射(下皮腔への穿刺)だけでは、未治療ラット38と比較した場合にOIRにおける血管および機能的表現型に影響を及ぼすものが示されている。これらの結果は、OIR研究における適切な陰性制御の重要性、あるいは試験化合物の全身投与の重要性、ならびに各研究グループにおける十分な大きさのn-数を強調している。血管注射が実際にretinaの血管新生率を高めるという事実は、血管再生速度と病理学的前レチナリー房の形成がOIRモデルにおいて相互に関連しているため、主要な制限因子である:血管新生ftftsの代償性の低下調節につながる。したがって、OIRモデルの両方の主要な結果尺度は、車両注入の影響を受ける。
VEGF阻害剤は、治療AMDに革命をもたらし、OIRモデルは前臨床的に効能を実証するために使用された。OIRにおけるVEGF阻害剤に関して、異なる抗VEGおよび抗PlG(胎盤成長因子)を比較する研究(P12で注入された)は、抗VEGF単独が小さな血管領域につながったのに対し、抗PIGF処置眼は大きな血管領域33を有することを示した。アフリバーセプトは、他の薬物治療と比較して最大のAAを持っていた33.アフリバーセプトは、VEGFとPlGF39の両方に結合することが知られており、OIRにおけるPlGFを阻害することは、生理的血管新生の遮断をもたらす可能性がある。
非侵襲的なin vivoイメージングは、フォローアップ期間中にレチン血管系40およびレチンの層および構造をモニタリングするためのツールを提供する。FAを用いて、血管密度および動脈の歪みおよび静脈拡張(プラス病と呼ばれる、図4A)のようなパラメータは40,41を測定することができる。SD-OCT は、OIR フォローアップ期間42,43の間に構造変化を評価し、レチンの厚さを測定するために使用できます。ERGは、レティナの機能的変化を測定するために使用される。異なる細胞タイプは光刺激後に電位を生み出し、これらの信号や「波」はERGで測定することができます。光受容体は負のa波を産生しており、ONバイポーラ細胞とミュラー細胞はb波44を主に担っている。OIRマウスおよびラット45,46において典型的な腎皮機能の喪失(図5)。長続きする変化は、Retinaに持続し、機能変化およびタンパク質レベルの変化の両方が、再血管化およびNV回帰34,47の後でもOIRレティナで報告されている。
この家臣血管系を可視化するために、生きたマウスは、FITC標識デキストランまたはレチナルフラットマウントを付けて、イソレクチンB4と標識した蛍光色素で染色することができる。蛍光色素の違いを理解する必要があります。FITC-dextransによる灌流は血管の内腔のみを標識し、イソレクチンB4は内皮細胞の表面を染色する。したがって、適切な内腔を有する機能的な血管はFITC-dextran灌流でのみ視覚化され、イソレクチンB4はFITC-dextran灌流動物よりも大きく見えるが、イソレクチンB4は本質的に機能的な内腔を形成していない内皮細胞を本質的に拾うためである。3次元形式で全体の眼球を可視化する最近の選択肢は、2光子蛍光顕微鏡による深部組織イメージング(49)である。
げっ歯類OIRモデルは、一般的に動物モデルと同様に、部分的にヒト疾患の特徴を表す。OIRに関連する大きな違いは、歯立腺OIRの線維症に関連しないのに対し、新生血管形成はヒト新血管性疾患における線維血管増殖に一般的につながります。さらに、OIR対ヒト疾患を引き起こす条件はほぼ反対である可能性があります。ROPを有する早産新生児は、呼吸支援を伴う補足酸素を必要とし、頻繁に再発性無呼吸によって引き起こされる断続的な低酸素症および高酸素症のエピソードを経験するが、それらは高レベルの酸素にさらされない。永久的な損傷を最小にするために、インスピレーションを受けたO2の高い分率は避ける。その点、5日間75%O2に一定の曝露を伴うマウスモデルも、50/10ラットモデルもヒトROPの病因に似たものではない。さらに、ラットとマウスOIRモデルの間にも違いがあります。新血管新生は、P24による正常血管の再確立を伴うマウスモデルの後退を伴うが、ラットOIRモデルでは状態が悪化する(ヒトROPに似ている)。しかし、ラットOIRモデルは、遅延されたレチナル血管発達およびその後の病理学的新生血管化などのROPの臨床的に関連する特徴を示しているが、その使用は、トランスジェニックラット株のほとんど完全な欠如、高い維持コストおよびマウスOIRモデルよりもNVの少ないによって制限される。
ヒト虚血性増殖性網膜症とげっ歯類OIRモデルの違いにもかかわらず、NVを誘導し、網膜の容易な視覚化と定量化と相まって、OIRモデルは虚血性増殖性網膜症の分子メカニズムおよび潜在的な治療法を研究するために普及する。興味深いことに、マウスOIRモデルにおける過酸素暴露はまた、ヒト未熟児における補足酸素療法によって引き起こされる別の疾患である気管支肺異形成を誘発し、OIRモデルがROPおよび気管支肺異形成の両方の新しい標的を同時に探索するために使用できることを示す50。

血管新生眼疾患の背後にある病理を研究し、これらの壊滅的な疾患に対する新しい治療法を開発するために、信頼性と再現性のある実験モデルが必要です。病理学的血管新生は、湿潤加齢黄斑変性症(AMD)の特徴であり、その中でも多くの虚血性網膜症の未熟児網膜症(ROP)、増殖性糖尿病網膜症(PDR)および網膜静脈閉塞(RVO)1、2、3、4の特徴である。ヒトとげっ歯類の両方が血管化された最後の組織の一つであるため、ヒトとげっ歯類のretinaは同様の発達パターンに従う。残管血管系が完全に発達する前に、レティナはヒアルイド血管系から栄養供給を受け取り、その結果、その後、残性血管系が発達し始めると後退する。ヒトでは、生前に血管の血管の発達が完了し、げっ歯類では出生後に血管系の成長が起こる。歯立ちの後に生後に起こる血管の発達は、血管形成2,3を研究する理想的なモデルシステムを提供する。新生児げっ歯類は、第3週目4の終わりまでに完全な血管内の残性が発達するまで徐々に発達する血管性の無脈を有する。新生児マウスの成長血管はプラスチックであり、彼らは過酸素刺激5の間に退行を受ける。
ROPは、1,250 g6,7の出生体重を有する未熟児のほぼ70%に影響を及ぼすので、西洋諸国における小児失明の主な原因である。ROPは、レチナル血管が正常な成長を完了する前に生まれた未熟児に発生する。第1期において、早産は、第II期の後に、発達中の性状性の残管化が低酸素症を引き起こし、新しい異常な血管成長を刺激する血管新生成長因子の発現を誘発する、再発性血管成長を遅らせる。OIRモデルは、ROPおよび他の虚血性網膜症の病態生理学を研究し、新しい薬剤候補2、3、9をテストするために広く使用されているモデルである。眼疾患および非眼疾患に対する潜在的な抗血管新生薬の概念実証研究を行うための再現性のあるモデルとして広く考えられています。2つのげっ歯類モデルすなわち、マウスとラットOIRは、そのモデル誘導および疾患表現型において異なる。ラットモデルはROP表現型をより正確に模倣しますが、マウスモデルは、より堅牢で迅速かつ再現性のあるモデルを提供し、より強く、より迅速に再現性の高いモデルを提供します。マウスモデルでは、NVは中央のレティナに発達する。この病理学的読み出しは、PDR、RVおよび滲出性AMDなどの多くの虚血性網膜症、ならびに癌のような非眼球、血管新生疾患に対する薬理学的有効性研究において重要である。さらに、遺伝的に操作された(トランスジェニックおよびノックアウト)マウスの利用可能性は、マウスOIRモデルをより一般的な選択肢にする。しかし、マウスもラットOIRモデルも、ヒト疾患に典型的な筋線維症を作り出さない。
高酸素濃度が1950年代10年のROPの発展に寄与するという理解は、動物モデルの開発につながった。酸素が残性血管系に及ぼす影響に関する最初の研究は1950年12年、13年、14年に行われ、1990年代までOIRモデルには多くの改良がありました。1994年のSmithらの研究は、ヒャロイドパシーと網膜症を分離する現在のマウスOIRモデルの標準を設定した。コナーら(2009)によって血管義務と病理学的NVを定量化する方法の広い採用は、その人気をさらに高めた16.このモデルでは、マウスはP7で5日間、75%酸素(O2)に配置され、続いてノルモキシ状態で5日間置かれる。P7からP12までの高酸素症は、心筋の後退に筋脈管を引き起こす。ノルモキシ性状態に戻ると、血管性の無酸素性の無酸素状態になる(図1A)。血管中央部の低酸素刺激により、いくつかの陰部血管が、膜前房2,3と呼ばれる前レチナルNVを形成し、膜前に向かって芽生える。これらの房は未熟で、過透過性です。NV の量は P17 でピークに達し、その後は後退します。レチナは完全に再血管化され、NVはP23 - P25(図2A)2、3によって完全に後退する。
ラットOIRモデル(O2の様々なレベルを用いた)は、80%および40%でO2レベルを変動させることが80%O2定常暴露17の下よりも顕著なNVを引き起こすことを示す1990年代に最初に説明された。その後、O2が過酸化症からサイクルされる断続的な低酸素モデル(50%)が発見された低酸素症(10-12%)に、80/40%O2モデル18よりもさらに多くのNVを引き起こす。50/10%モデルでは、ラットの子犬は24時間50%に曝され、次いで10%O2で24時間が続く。これらのサイクルは、ラットの子犬がノルモキシ状態に戻されるまでP14まで続く(図1B)。ヒトROP患者のように、ラットモデルでは、未熟な心血管叢のために、血管領域がレチナの周辺に発達する(図3)。
どちらのモデルでも、通常は定量化される主なパラメータは、AVAとNVのサイズです。これらのパラメータは通常、内皮細胞が4,16のラベルが付いているレチナルフラットマウントから分析されます。以前は、プレレチナルNVの量は、血管または血管細胞核を数えることによって、内膜の上の膜上の膜に延びることによって、レチナル断面から評価した。このアプローチの主な制限は、AVA を定量化できないことです。

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>33 gauge, Small Hub RN Needle</td>
			<td>Hamilton Company</td>
			<td>7803-05, 10mm, 25&#176;, PS4</td>
			<td>For intravitreal injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adobe Photoshop</td>
			<td>Adobe Inc.</td>
			<td></td>
			<td>For image analysis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Air pump air100</td>
			<td>Eheim GmbH &#38; Co. KG.</td>
			<td>143207</td>
			<td>For inhalation anaesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anaesthesia unit 410 AP</td>
			<td>Univentor Ltd.</td>
			<td>2360309</td>
			<td>For inhalation anaesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AnalaR NORMAPUR Soda lime</td>
			<td>VWR International Ltd</td>
			<td>22666.362</td>
			<td>For CO2 control during model induction</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Attane Vet 1000 mg/g</td>
			<td>VET MEDIC ANIMAL HEALTH OY</td>
			<td>vnr 17 05 79</td>
			<td>For inhalation anaesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brush</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>For preparation of flat mounts</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carbon dioxide gas</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>For sacrifice</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Celeris D430 ERG system</td>
			<td>Diagnosys LLC</td>
			<td>121</td>
			<td>For in vivo ERG</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell culture dishes</td>
			<td>Greiner Bio-One International GmbH</td>
			<td>664 160</td>
			<td>For preparation of flat mounts</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cepetor Vet 1 mg/mL</td>
			<td>VET MEDIC ANIMAL HEALTH OY</td>
			<td>vnr 08 78 96</td>
			<td>For anaesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cover slips</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>15165452</td>
			<td>For preparation of flat mounts</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>O2 Controlled InVivo Cabinet, Aninal Filtrarion System and Dehumidifier</td>
			<td>Coy Laboratory Products</td>
			<td></td>
			<td>Closed system for disease model induction, optional for semi-closed system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>E702 O2 sensor</td>
			<td>BioSphenix, Ltd.</td>
			<td>E207, 1801901</td>
			<td>For oxygen level measurement</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Envisu R2200 Spectral Domain Optical Coherence Tomograph (SD-OCT)</td>
			<td>Bioptigen, Inc.</td>
			<td>BPN000668</td>
			<td>For in vivo imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eye spears</td>
			<td>Beaver-Visitec International, Inc.</td>
			<td>0008685</td>
			<td>For intravitreal injection and in vivo imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flexilux 600LL Cold light source</td>
			<td>Mikron</td>
			<td>11140</td>
			<td>For intravitreal injection or tissue collection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluorescein sodium salt</td>
			<td>Merck KGaA</td>
			<td>F6377-100G</td>
			<td>For in vivo imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gas Exhaust unit (+Double 3-way valve, mouse and rat face masks, UNOsorb filter)</td>
			<td>UNO Roestvaststaal BV</td>
			<td>GEX 17015249</td>
			<td>For inhalation anaesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass syringe, Model 65 RN</td>
			<td>Hamilton Company</td>
			<td>7633-01</td>
			<td>For intravitreal injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HRA2 Retina angiograph (FA)</td>
			<td>Heidelberg Engineering GmbH</td>
			<td>Spec-KT-05488</td>
			<td>For in vivo imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isolectin GS-IB4, Alexa Fluor 488 Conjugate</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>I21411</td>
			<td>For labeling retinal vasculature on flat mounts</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketaminol Vet 50 mg/mL</td>
			<td>Intervet International B.V.</td>
			<td>vnr 51 14 85</td>
			<td>For anaesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medicinal Oxygen gas</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>For disease model induction</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mice C57BL/6JRj</td>
			<td>Janvier Labs</td>
			<td></td>
			<td>Also other strains possible</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope slides</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>J1800AMNZ</td>
			<td>For preparation of flat mounts</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Minims Povidone Iodine 5% (unit)</td>
			<td>Bausch &#38; Lomb U.K Limited</td>
			<td>vnr 24 11 304</td>
			<td>For intravitreal injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nitrogen gas</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>For disease model induction (rat)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oftan Chlora 10 mg/g</td>
			<td>Santen Pharmaceutical Co., Ltd.</td>
			<td>vnr 55 01 11</td>
			<td>For intravitreal injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oftan Metaoksedrin 100 mg/ml</td>
			<td>Santen Pharmaceutical Co., Ltd.</td>
			<td>vnr 55 03 43</td>
			<td>For in vivo ERG</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oftan Obucain 4 mg/ml</td>
			<td>Santen Pharmaceutical Co., Ltd.</td>
			<td>vnr 55 03 50</td>
			<td>For intravitreal injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oftan Tropicamid 5 mg/ml</td>
			<td>Santen Pharmaceutical Co., Ltd.</td>
			<td>vnr 04 12 36</td>
			<td>For in vivo imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ProOx Model 110 O2 controller and animal chamber</td>
			<td>BioSphenix, Ltd.</td>
			<td>803</td>
			<td>For disease model induction, semi-closed system, optional for closed system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ProOx Model P360 O2 controller and animal chamber</td>
			<td>BioSphenix, Ltd.</td>
			<td>538</td>
			<td>For disease model induction, semi-closed system, optional for closed system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rats CD(SD)</td>
			<td>Charles River Laboratories</td>
			<td></td>
			<td>Also other strains possible</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Revertor 5 mg/mL</td>
			<td>VET MEDIC ANIMAL HEALTH OY</td>
			<td>vnr 13 04 97</td>
			<td>For anaesthesia reversal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silica gel</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>For humidity control during model induction</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Systane Ultra 10ml</td>
			<td>Alcon</td>
			<td>Tamro 2050250</td>
			<td>For hydration of the eye</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Systane Ultra unit 0.7ml</td>
			<td>Alcon</td>
			<td>Tamro 2064871</td>
			<td>For hydration of the eye</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Transfer pipette</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>1343-9108</td>
			<td>For preparation of flat mounts</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VENTI-Line VL 180 PRIME Drying oven</td>
			<td>VWR</td>
			<td>VL180S 170301</td>
			<td>For drying silica gel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VisiScope SZT350 Stereomicroscope</td>
			<td>VWR</td>
			<td>481067</td>
			<td>For intravitreal injection or tissue collection</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

oxygen-induced retinopathy model for ischemic retinal diseases in rodents

虚血性網膜症に一般的に使用されるモデルの1つは酸素誘発性網膜症(OIR)モデルです。ここでは、OIRモデル誘導の詳細なプロトコルと、マウスとラットの両方における読み出しについて説明します。OIRでは、高酸素(マウス)または高酸素および低酸素(ラット)の交互レベルのいずれかにげっ歯類の子犬を曝露することによって、OIRで新生血管新生が誘導される。これらのモデルの主要な読み出しは、新血管(NV)および無血管(AVA)領域の大きさです。この前臨床インビボモデルは、潜在的な抗血管新生薬の有効性を評価したり、遺伝子操作された動物を用いて、遺伝子新生における特定の遺伝子の役割に対処するために使用することができる。このモデルは、OIR誘導に歪みとベンダー固有の変動があり、実験を設計する際に考慮する必要があります。

モデルの主な結果は血管表現型:AAのサイズとNVの量です。マウスOIRモデルでは、血管軟化は中央のレチナ(図2A)で起こり、ラットモデルでは周囲に発症する、すなわちヒトROP22 と同様である(図3A)。これは、マウスが高酸素状態に曝露されると表面血管叢が既に発症しており、一方ラットモデルでは、OIR誘導時の無血管(P0)である。前レチナル新血管新生は、血管領域の近く、すなわち、マウスの中央のレチナ、およびラットの周辺(図2A および 図3A)の近くで発症する。
断面または平坦なマウントのいずれかを用いた組織学的解析は、OIRレチナの形態学的変化または対象の細胞タイプの存在、例えば炎症細胞の存在を評価するために行うことができる(図2B)。OIRモデル中の異なる時点で、さらに遺伝子やタンパク質の発現解析のために、眼全体または亜白素サンプルを採取することができます。遺伝子またはタンパク質発現レベルは、RT-qPCRまたはウェスタンブロッティングなどの標準的な方法で分析することができます。
任意に、非侵襲的なインビボイメージングは、OIRフォローアップ期間中に行うことができる。FAで、レチナルおよびヒアルロイド血管系を可視化することができます (図 4A)。SD-OCTを使用して、レティナの構造変化を評価することができます(図4B)。レティナの機能的変化はERG(図5)で測定することができる。
血管内皮増殖因子(VEGF)の阻害剤は、ヒト血管新生眼疾患の治療に一般的に使用されている。従って、抗VEGFは、OIRにおいて参照化合物としてしばしば使用される。可溶性VEGFトラップとして働くアフリベルセプトは、高用量と低用量の両方でOIRにおけるNVおよび生理学的再血管化の両方を阻害する(P14で注射)。高用量のアフリベルセプトでP14に注入されたOIR眼は、未治療の眼よりもさらに大きな眼性AAを有していた(図6)。これは、アフリベルセプトブロックも低酸素症によって駆動される生理的なretinal再生を示唆している。マウスおよびラットモデルの両方を使用して、異なる抗血管新生剤が、その後のRETINAおよび生理的再血管化に及ぼす影響を評価することができる(図3Bおよび図6)。
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61482/61482fig01.jpg"> 図1:マウスおよびラットの標準的なOIR研究設計のグラフィカルな概要。マウスOIRモデルは、マウスをP7からP12まで75%O2に曝露し、通常の室内空気に戻すことによって誘導された。プレレチナルNVのピークはP17で見られましたが、これは通常実験のサンプリングポイントです。(B)ラットOIRモデルは、ラットをP0からP14に交互にO2レベル(50/10%O2)に曝露し、ノルモキシ状態に戻すことによって誘導された。ラットは通常、NVの量がピークに達したP20で犠牲になります。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61482/61482fig01large.jpg" target="_blank">この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61482/61482fig02.jpg"> 図2:マウスOIRモデルにおける血管表現型。マウスOIRモデルは図1に記載されているように生成された。(A)正常マウスで発症した表面血管叢を、OIRマウスをP7からP12に75%O2に曝露した。この間、血管の義務は、中央のレチナで開発された(定量化された画像ではP12およびP17で青色で示される)。マウスは正常な室内空気に戻され、血管内の無神経は低酸素になり、残性および病理的NV(下のパネルのP17で赤色でマーク)における機能的な血管再成長につながった。中央の脈管の血管と血管の間に発達した前レチナル血管の房は、中央の内大な領域である。NVの量はP17でピークに達し、その後後退しました。Retinaは完全に再血管化され、NVはP24-P25の周りに後退した。(B)P12およびP17におけるレチナル・イバ-1染色ミクログリア(緑色)およびGS-IB4染色血管(赤色)を示す、レチナル平坦化の免疫ヒストリカル染色の一例。(C) P17でマウスOIR眼の断面が、プレレチナル房(矢印)が、膜炎に向かって発芽していた。また、内核層(INL)および外型プレキシフォーム層(OPL)の間引きも見られた。スケールバーは、Aで1mm、Bで50μm、C.ILM=内膜制限膜、GCL=神経節細胞層、IPL=内プレキシフォーム層、INL=内核層、OPL=外プレキシフォーム層、ONL=外核層、RPE=網膜色素上皮である。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61482/61482fig02large.jpg" target="_blank">この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61482/61482fig03.jpg"> 図3:ラットOIRモデルにおける血管表現型およびその発達(A)血管血管領域(青色でマーク)とNV(赤でマーク)は、ヒトROPと同様に、レチナの周辺で発達した。(B) AVA は OIR reinas で見られましたが、ノルモキシ性コントロールには見られなかった。(C)NVの面積の定量化は、P20でのNVの量のピークに向かう傾向を示したが、その差はOIRのP18およびP21と比較して統計的に有意ではなかった。(学生のt検定は、ノルモキシとOIRレチナと一致した時間の間、**p≤0.01、***p≤0.001、グラフにプロットされた動物の両方の目)。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61482/61482fig03large.jpg" target="_blank">この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61482/61482fig04.jpg"> 図4:ラットOIRモデルにおけるフルオレセイン血管造影(FA)およびスペクトルドメイン光コヘレンス断層撮影(SD-OCT)を用いたインビボイメージング。(A)血管のトートアシティ(矢印頭)は、ノルモキシ性P19ラットと比較して、OIRラットのP18およびP20の中央レチナ(上列)から撮影された画像に見られた。NV(矢印)およびAVA(アスタリスク)は、P18およびP20 OIRのretinasに見られるように、レチナ(中央列)の周辺に開発された。後退ヒアロイド血管(下列)をFA(B)によって捕捉し、Vitreousに向かう血管の成長は、OIRレチナ(矢印)における神経線維層(NFL)および神経節細胞層(GCL)上の肥厚として観察された。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61482/61482fig04large.jpg" target="_blank">この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61482/61482fig05.jpg"> 図5:レチンニューロンの機能は、フラッシュ電解法(fERG)を用いて測定することができる。a波は、ラットOIRモデルにおいて、眼下の錐体と棒の光受容体に由来し、その振幅が有意に減少した。その効果は光強度が高くなると増加し、その欠陥が主に錐体感光体機能に影響を及ぼしていたことを示唆している。(B)OIR動物からのB波振幅は、ノルモキシコントロールと比較して減少した。B波は、オンバイポーラ細胞およびミュラー細胞に由来した。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61482/61482fig05large.jpg" target="_blank">この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61482/61482fig06.jpg"> 図 6: イントラビトインドケイド PBS は、マウス OIR モデルの NV および AVA を減少させます。(A)未処理のレチナルフラットマウントの代表的な画像、およびアフリベルセプト処理(P14で20μg)およびPBSがP17でOIR眼を注入した。高用量のアフリベルセプト(20μg)は、AAのサイズを47%増加させ(白で概説)、NVを未治療のコントロールと比較して98%(矢印)阻害した。PBS注射は、未治療のコントロールと比較して31%、NVによってAVAを31%、NVを42%減少した。また、ivtに似たスクレラの穿刺はPBSのivt注入と同様の効果を生み出したが、その差は統計的に有意ではなかった。解剖中に除去されなかったヒヤロイド血管の矢印点。(片道分散分析、 * p ≤ 0.05; ** p ≤ 0.01, *** p ≤ 0.001, **** p ≤ 0.0001)。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61482/61482fig06large.jpg" target="_blank">この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。</a>

Watch this Scientific Journal Video about Oxygen-Induced Retinopathy Model for Ischemic Retinal Diseases in Rodents at JoVE.com

Oxygen-Induced Retinopathy Model for Ischemic Retinal Diseases in Rodents

酸素誘導網膜症(OIR)は、未熟児網膜症や糖尿病網膜症の増殖などの虚血性網膜症をモデル化し、新血管疾患の抗血管新生薬の評価における概念実証研究のモデルとして使用することができます。OIRは、定量化できるレチナにおける堅牢で再現性の新生血管化を誘導する。

げっ歯類における虚血性網膜症の酸素誘導網膜症モデル

One of the commonly used models for ischemic retinopathies is the oxygen-induced retinopathy (OIR) model. Here we describe detailed protocols for the OIR ...

oxygen-induced-retinopathy-model-for-ischemic-retinal-diseases

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Medicine

8.2K ビュー.  Tampere University & Tampere University Hospital. 酸素誘導網膜症(OIR)は、未熟児網膜症や糖尿病網膜症の増殖などの虚血性網膜症をモデル化し、新血管疾患の抗血管新生薬の評価における概念実証研究のモデルとして使用することができます。OIRは、定量化できるレチナにおける堅牢で再現性の新生血管化を誘導する。

ビデオ: Oxygen-Induced Retinopathy Model for Ischemic Retinal Diseases in Rodents

A Simplified Technique for Producing an Ischemic Wound Model

One major obstacle in current diabetic wound research is a lack of an ischemic wound model that can be safely used in diabetic animals. Drugs that work well in non-ischemic wounds may not work in human diabetic wounds because vasculopathy is one major factor that hinders healing of these wounds. We published an article in 2007 describing a rabbit ear ischemic wound model created by a minimally invasive surgical technique. Since then, we have further simplified the procedure for easier operation. On one ear, three small skin incisions were made on the vascular pedicles, 1-2 cm from the ear base. The central artery was ligated and cut along with the nerve. The whole cranial bundle was cut and ligated, leaving only the caudal branch intact. A circumferential subcutaneous tunnel was made through the incisions, to cut subcutaneous tissues, muscles, nerves, and small vessels. The other ear was used as a non-ischemic control. Four wounds were made on the ventral side of each ear. This technique produces 4 ischemic wounds and 4 non-ischemic wounds in one animal for paired comparisons. After surgery, the ischemic ear was cool and cyanotic, and showed reduced movement and a lack of pulse in the ear artery. Skin temperature of the ischemic ear was 1-10 &deg;C lower than that on the normal ear and this difference was maintained for more than one month. Ear tissue high-energy phosphate contents were lower in the ischemic ear than the control ear. Wound healing times were longer in the ischemic ear than in the non-ischemic ear when the same treatment was used. The technique has now been used on more than 80 rabbits in which 23 were diabetic (diabetes time ranging from 2 weeks to 2 years). No single rabbit has developed any surgical complications such as bleeding, infection, or rupture in the skin incisions. The model has many advantages, such as little skin disruption, longer ischemic time, and higher success rate, when compared to many other models. It can be safely used in animals with reduced resistance, and can also be modified to meet different testing requirements.

We have developed a minimally invasive technique to create a rabbit ischemic ear wound model by dividing the central artery and nerve and the cranial neurovascular bundle. A subcutaneous tunnel then cuts all subcutaneous tissues. This procedure causes minimal skin disruption and can be safely used in diabetic animals.

虚血性創傷モデルを作製するための簡略化手法

One major obstacle in current diabetic wound research is a lack of an ischemic wound model that can be safely used in diabetic animals. Drugs that work ...

医学

Retinal Detachment Model in Rodents by Subretinal Injection of Sodium Hyaluronate

Subretinal injection of sodium hyaluronate is a widely accepted method of inducing retinal detachment (RD). However, the height and duration of RD or the occurrence of subretinal hemorrhage can affect photoreceptor cell death in the detached retina. Hence, it is advantageous to create reproducible RDs without subretinal hemorrhage for evaluating photoreceptor cell death. We modified a previously reported method to create bullous and persistent RDs in a reproducible location with rare occurrence of subretinal hemorrhage. The critical step of this modified method is the creation of a self-sealing scleral incision, which can prevent leakage of sodium hyaluronate after injection into the subretinal space. To make the self-sealing scleral incision, a scleral tunnel is created, followed by scleral penetration into the choroid with a 30 G needle. Although choroidal hemorrhage may occur during this step, astriction with a surgical spear reduces the rate of choroidal hemorrhage. This method allows a more reproducible and reliable model of photoreceptor death in diseases that involve RD such as rhegmatogenous RD, retinopathy of prematurity, diabetic retinopathy, central serous chorioretinopathy, and age-related macular degeneration (AMD).

Creating experimental retinal detachments with a reproducible and sustained height of detachment, and without subretinal hemorrhage, is important for studying the pathophysiology of photoreceptor cell loss in retinal disease and evaluating potential therapeutic interventions. Here, we report such a method in detail.

ヒアルロン酸ナトリウムの網膜下注入によるげっ歯類における網膜剥離モデル

Subretinal injection of sodium hyaluronate is a widely accepted method of inducing retinal detachment (RD). However, the height and duration of RD or the ...

Remote Limb Ischemic Preconditioning:  A Neuroprotective Technique in Rodents

Sublethal ischemia protects tissues against subsequent, more severe ischemia through the upregulation of endogenous mechanisms in the affected tissue. Sublethal ischemia has also been shown to upregulate protective mechanisms in remote tissues. A brief period of ischemia (5-10 min) in the hind limb of mammals induces self-protective responses in the brain, lung, heart and retina. The effect is known as remote ischemic preconditioning (RIP). It is a therapeutically promising way of protecting vital organs, and is already under clinical trials for heart and brain injuries. This publication demonstrates a controlled, minimally invasive method of making a limb &#8211; specifically the hind limb of a rat &#8211; ischemic. A blood pressure cuff developed for use in human neonates is connected to a manual sphygmomanometer and used to apply 160 mmHg pressure around the upper part of the hind limb. A probe designed to detect skin temperature is used to verify the ischemia, by recording the drop in skin temperature caused by pressure-induced occlusion of the leg arteries, and the rise in temperature which follows release of the cuff. This method of RIP affords protection to the rat retina against bright light-induced damage and degeneration.

Remote ischemic preconditioning (RIP) is a method of conditioning tissues against damaging stress. We have established a method of remote ischemia at the hind limb, by inflating a sphygmomanometer cuff for 5-10 min. The neuroprotective capabilities of RIP have been demonstrated in a model of retinal degeneration in rodents.

リモート四肢虚血プレコンディショニング：げっ歯類における神経保護技術

Sublethal ischemia protects tissues against subsequent, more severe ischemia through the upregulation of endogenous mechanisms in the affected tissue. ...

Performing Subretinal Injections in Rodents to Deliver Retinal Pigment Epithelium Cells in Suspension

The conversion of light into electrical impulses occurs in the outer retina and is accomplished largely by rod and cone photoreceptors and retinal pigment epithelium (RPE) cells. RPE provide critical support for photoreceptors and death or dysfunction of RPE cells is characteristic of age-related macular degeneration (AMD), the leading cause of permanent vision loss in people age 55 and older. While no cure for AMD has been identified, implantation of healthy RPE in diseased eyes may prove to be an effective treatment, and large numbers of RPE cells can be readily generated from pluripotent stem cells. Several interesting questions regarding the safety and efficacy of RPE cell delivery can still be examined in animal models, and well-accepted protocols used to inject RPE have been developed. The technique described here has been used by multiple groups in various studies and involves first creating a hole in the eye with a sharp needle. Then a syringe with a blunt needle loaded with cells is inserted through the hole and passed through the vitreous until it gently touches the RPE. Using this injection method, which is relatively simple and requires minimal equipment, we achieve consistent and efficient integration of stem cell-derived RPE cells in between the host RPE that prevents significant amount of photoreceptor degeneration in animal models. While not part of the actual protocol, we also describe how to determine the extent of the trauma induced by the injection, and how to verify that the cells were injected into the subretinal space using in vivo imaging modalities. Finally, the use of this protocol is not limited to RPE cells; it may be used to inject any compound or cell into the subretinal space.

Here we present a community accepted protocol in multimedia format for subretinally injecting a bolus of RPE cells in rats and mice. This approach can be used for determining rescue potentials, safety profiles, and survival capacities of grafted RPE cells upon implantation in animal models of retinal degeneration.

懸濁液中の網膜色素上皮細胞を送達するげっ歯類における網膜下注射の実行

The conversion of light into electrical impulses occurs in the outer retina and is accomplished largely by rod and cone photoreceptors and retinal pigment ...

Quantitative Fundus Autofluorescence for the Evaluation of Retinal Diseases

The retinal pigment epithelium (RPE) is juxtaposed to the overlying sensory retina, and supports the function of the visual system. Among the tasks performed by the RPE are phagocytosis and processing of outer photoreceptor segments through lysosome-derived organelles. These degradation products, stored and referred to as lipofuscin granules, are composed partially of bisretinoids, which have broad fluorescence absorption and emission spectra that can be detected clinically as fundus autofluorescence with confocal scanning laser ophthalmoscopy (cSLO). Lipofuscin accumulation is associated with increasing age, but is also found in various patterns in both acquired and inherited degenerative diseases of the retina. Thus, studying its pattern of accumulation and correlating such patterns with changes in the overlying sensory retina are essential to understanding the pathophysiology and progression of retinal disease. Here, we describe a technique employed by our lab and others that uses cSLO in order to quantify the level of RPE lipofuscin in both healthy and diseased eyes.

The retinal pigment epithelium (RPE) supports the sensory retina through recycling visual cycle byproducts, which accumulate as lipofuscin. These products are autofluorescent and can be qualitatively imaged in vivo. Here, we describe a method to quantitatively image RPE lipofuscin using confocal scanning laser ophthalmoscopy.

網膜疾患の評価のための定量的眼底自己蛍光

The retinal pigment epithelium (RPE) is juxtaposed to the overlying sensory retina, and supports the function of the visual system. Among the tasks ...

An Ex Vivo Tissue Culture Model for Fibrovascular Complications in Proliferative Diabetic Retinopathy

Diabetic retinopathy (DR) is the most common microvascular complication of diabetes and one of the leading causes of blindness in working-age adults. No current animal models of diabetes and oxygen-induced retinopathy develop the full-range progressive changes manifested in human proliferative diabetic retinopathy (PDR). Therefore, understanding of the disease pathogenesis and pathophysiology has relied largely on the use of histological sections and vitreous samples in approaches that only provide steady-state information on the involved pathogenic factors. Increasing evidence indicates that dynamic cell-cell and cell-extracellular matrix (ECM) interactions in the context of three-dimensional (3D) microenvironments are essential for the mechanistic and functional studies towards the development of new treatment strategies. Therefore, we hypothesized that the pathological fibrovascular tissue surgically excised from eyes with PDR could be utilized to reliably unravel the cellular and molecular mechanisms of this devastating disease and to test the potential for novel clinical interventions. Towards this end, we developed a novel method for 3D ex vivo culture of surgically-excised patient-derived fibrovascular tissue (FT), which will serve as a relevant model of human PDR pathophysiology. The FTs are dissected into explants and embedded in fibrin matrix for ex vivo culture and 3D characterization. Whole-mount immunofluorescence of the native FTs and end-point cultures allows thorough investigation of tissue composition and multicellular processes, highlighting the importance of 3D tissue-level characterization for uncovering relevant features of PDR pathophysiology. This model will allow the simultaneous assessment of molecular mechanisms, cellular/tissue processes and treatment responses in the complex context of dynamic biochemical and physical interactions within the PDR tissue architecture and microenvironment. Since this model recapitulates PDR pathophysiology, it will also be amenable for testing or developing new treatments.

Here, we present a protocol to study the pathophysiology of proliferative diabetic retinopathy by using patient-derived, surgically-excised, fibrovascular tissues for three-dimensional native tissue characterization and ex vivo culture. This ex vivo culture model is also amenable for testing or developing new treatments.

増殖糖尿病網膜症における線合併症の体外培養モデル

Diabetic retinopathy (DR) is the most common microvascular complication of diabetes and one of the leading causes of blindness in working-age adults. No ...

A Murine Model of Ischemic Retinal Injury Induced by Transient Bilateral Common Carotid Artery Occlusion

Diverse vascular diseases such as diabetic retinopathy, occlusion of retinal veins or arteries and ocular ischemic syndrome can lead to retinal ischemia. To investigate pathological mechanisms of retinal ischemia, relevant experimental models need to be developed. Anatomically, a main retinal blood supplying vessel is the ophthalmic artery (OpA) and OpA originates from the internal carotid artery of the common carotid artery (CCA). Thus, disruption of CCA could effectively cause retinal ischemia. Here, we established a mouse model of retinal ischemia by transient bilateral common carotid artery occlusion (tBCCAO) to tie the right CCA with 6-0 silk sutures and to occlude the left CCA transiently for 2 seconds via a clamp, and showed that tBCCAO could induce acute retinal ischemia leading to retinal dysfunction. The current method reduces reliance on surgical instruments by only using surgical needles and a clamp, shortens occlusion time to minimize unexpected animal death, which is often seen in mouse models of middle cerebral artery occlusion, and maintains reproducibility of common retinal ischemic findings. The model can be utilized to investigate the pathophysiology of ischemic retinopathies in mice and further can be used for in vivo drug screening.

Here, we describe a mouse model of retinal ischemia by transient bilateral common carotid artery occlusion using simple sutures and a clamp. This model can be useful for understanding the pathological mechanisms of retinal ischemia caused by cardiovascular abnormalities.

一過性両側性頸動脈閉塞による虚血性筋炎損傷のマウスモデル

Diverse vascular diseases such as diabetic retinopathy, occlusion of retinal veins or arteries and ocular ischemic syndrome can lead to retinal ischemia. ...

Retinal Pigment Epithelium Transplantation in a Non-human Primate Model for Degenerative Retinal Diseases

Retinal pigment epithelial (RPE) transplantation holds great promise for the treatment of inherited and acquired retinal degenerative diseases. These conditions include retinitis pigmentosa (RP) and advanced forms of age-related macular degeneration (AMD), such as geographic atrophy (GA). Together, these disorders represent a significant proportion of currently untreatable blindness globally. These unmet medical needs have generated heightened academic interest in developing methods of RPE replacement. Among the animal models commonly utilized for preclinical testing of therapeutics, the non-human primate (NHP) is the only animal model that has a macula. As it shares this anatomical similarity with the human eye, the NHP eye is an important and appropriate preclinical animal model for the development of advanced therapy medicinal products (ATMPs) such as RPE cell therapy.
This manuscript describes a method for the submacular transplantation of an RPE monolayer, cultured on a polyethylene terephthalate (PET) cell carrier, underneath the macula onto a surgically created RPE wound in immunosuppressed NHPs. The fovea-the central avascular portion of the macula-is the site of the greatest mechanical weakness during the transplantation. Foveal trauma will occur if the initial subretinal fluid injection generates an excessive force on the retina. Hence, slow injection under perfluorocarbon liquid (PFCL) vitreous tamponade is recommended with a dual-bore subretinal injection cannula at low intraocular pressure (IOP) settings to create a retinal bleb. 
Pretreatment with an intravitreal plasminogen injection to release parafoveal RPE-photoreceptor adhesions is also advised. These combined strategies can reduce the likelihood of foveal tears when compared to conventional techniques. The NHP is a key animal model in the preclinical phase of RPE cell therapy development. This protocol addresses the technical challenges associated with the delivery of RPE cellular therapy in the NHP eye.

The non-human primate (NHP) is an ideal model for studying human retinal cellular therapeutics due to the anatomical and genetic similarities. This manuscript describes a method for submacular transplantation of retinal pigment epithelial cells in the NHP eye and strategies to prevent intraoperative complications associated with macular manipulation.

ヒト以外の霊長類モデルにおける変性網膜疾患の網膜色素上皮移植

Retinal pigment epithelial (RPE) transplantation holds great promise for the treatment of inherited and acquired retinal degenerative diseases. These ...

An Intact Pericardium Ischemic Rodent Model

This protocol has shown that the pericardium and its contents play an essential anti-fibrotic role in the ischemic rodent model (coronary ligation to induce myocardial injury). The majority of pre-clinical myocardial infarction models require the disruption of pericardial integrity with loss of the homeostatic cellular milieu. However, recently a methodology has been developed by us to induce myocardial infarction, which minimizes pericardial damage and retains the heart&#39;s resident immune cell population. An improved cardiac functional recovery in mice with an intact pericardial space following coronary ligation has been observed. This method provides an opportunity to study inflammatory responses in the pericardial space following myocardial infarction. Further development of the labeling techniques can be combined with this model to understand the fate and function of pericardial immune cells in regulating the inflammatory mechanisms that drive remodeling in the heart, including fibrosis.

This protocol outlines the steps for inducing myocardial infarction in mice while preserving the pericardium and its contents.

無傷心膜虚血性げっ歯類モデル

This protocol has shown that the pericardium and its contents play an essential anti-fibrotic role in the ischemic rodent model (coronary ligation to ...

A Simplified Model for Heterotopic Heart Valve Transplantation in Rodents

There is an urgent clinical need for heart valve replacements that can grow in children. Heart valve transplantation is proposed as a new type of transplant with the potential to deliver durable heart valves capable of somatic growth with no requirement for anticoagulation. However, the immunobiology of heart valve transplants remains unexplored, highlighting the need for animal models to study this new type of transplant. Previous rat models for heterotopic aortic valve transplantation into the abdominal aorta have been described, though they are technically challenging and costly. For addressing this challenge, a renal subcapsular transplant model was developed in rodents as a practical and more straightforward method for studying heart valve transplant immunobiology. In this model, a single aortic valve leaflet is harvested and inserted into the renal subcapsular space. The kidney is easily accessible, and the transplanted tissue is securely contained in a subcapsular space that is well vascularized and can accommodate a variety of tissue sizes. Furthermore, because a single rat can provide three donor aortic leaflets and a single kidney can provide multiple sites for transplanted tissue, fewer rats are required for a given study. Here, the transplantation technique is described, providing a significant step forward in studying the transplant immunology of heart valve transplantation.

This protocol describes a simple and efficient method for the transplantation of aortic valve leaflets under the renal capsule to allow for the study of alloreactivity of heart valves.