Marianne Karlsberg, Anne Mari Haapaniemi, Päivi Partanen ve Anne Kankkunen'e mükemmel teknik destek için teşekkür ederiz. Bu çalışma Finlandiya Akademisi, Päivikki ve Sakari Sohlberg Vakfı, Tampere Tüberküloz Vakfı, Finlandiya Tıp Vakfı, Pirkanmaa Hastanesi Bölge Araştırma Vakfı ve Tampere Üniversite Hastanesi Araştırma Fonu tarafından finanse edildi.

Burada açıklanan protokol Finlandiya Ulusal Hayvan Etik Komitesi tarafından onaylanmıştır (protokol numarası ESAVI/9520/2020 ve ESAVI/6421/04.10.07/2017).
1. Deneysel hayvanlar ve fare OIR modeli indüksiyonu
NOT: Yavruların aynı gün doğması için zaman çiftleşmesine neden olan hayvanları, örneğin yaygın olarak kullanılan C57BL/6J fareleri kullanın. Hiperoksinin indüksiyonu sırasında ve sonrasında yavruları emzirmek için 129 suş (129S1/SvImJ veya 129S3/SvIM) emziren barajlar kullanın. Alternatif olarak, bakım barajlarının tükenme nedeniyle değiştirilmesi gerektiğinde ekstra emziren barajlar olduğundan emin olun. C57BL/ 6J fareler / barajlar kullanırken her baraj için çöp boyutunu 6-7 yavru ile kısıtlayın (yavrular, yavruların sınırlı kilo alımına sahip olma eğiliminde olduğundan daha büyükse)16.
<ol><li>Hiperoksi indüksiyondan önce ve sonra ve kurban anında hayvanların ağırlığını kaydedin.</li>
	<li>Kafesin dibinde yeterli yiyecek olduğundan emin olun, böylece barajlar yiyeceğe kolay erişime sahiptir.</li>
	<li>Filtrasyon sistemi kullanılmadığında fazla CO2'yi emmek için odanın altına renk göstergesine sahip soda kireç ekleyin.</li>
	<li>Odanın içindeki nemi ve sıcaklığı izleyin ve nemi% 40 ila 65 arasında tutun. Gerekirse, odanın dibine su ile bulaşıklar yerleştirerek odanın nemini artırın (örneğin, Petri yemekleri).</li>
	<li>O2 sensörini %100 O2 ve normal oda havasıyla kalibre edin.</li>
	<li>P7 farelerini bir odaya yerleştirin ve O2 seviyesini% 75'e ayarlayın. Fareleri P12'ye kadar 5 gün boyunca odada tutun. Hiperoksi indüksiyonu sırasında hazneyi açmaktan kaçının. O2 silindirinin gaz basıncını kontrol edin ve gerektiğinde silindiri değiştirin. İndüksiyon sırasında hayvanları izleyin.</li>
	<li>Fare kafeslerini odadan çıkar ve tüm yavruları tart. Yavruları ağırlığa göre grupla, böylece her deney grubu yavrularda benzer ağırlık dağılımına sahiptir.</li>
</ol>2. Deney hayvanları ve sıçan OIR modeli indüksiyonu (yarı kapalı sistem kullanılarak)
NOT: Yavruların aynı gün doğmasını sağlamak için zamanla çiftleşen hayvanları kullanın. Sıçan OIR için, sıçan modelinde yeterli NV indüksiyonu elde etmek için yaklaşık 18 yavru / baraj olmak üzere artan çöp boyutu kullanın. Her çöpe yeterli yavru elde etmek için birkaç çöpten havuz yavruları.
<ol><li>Hayvanların ağırlığını indüksiyondan önce ve sonra ve kurban anında kaydedin.</li>
	<li>Kafesin dibinde yeterli yiyecek olduğundan emin olun, böylece barajlar yiyeceğe kolay erişime sahiptir.</li>
	<li>Filtrasyon sistemi kullanılmadığında fazla CO2'yi emmek için odanın altına renk göstergesine sahip soda kireç ekleyin.</li>
	<li>Odanın içindeki nemi ve sıcaklığı izleyin. Odanın altına silika jel ekleyerek ekstra nemi (birden fazla sayıda sıçandan üretilen) emer.</li>
	<li>O2 sensörini %100 N2 ve normal oda havasıyla kalibre edin.</li>
	<li>Sıçanları P0'daki odaya yerleştirin (doğumdan birkaç saat sonra). O2 seviyesini % 50'ye ayarlayın ve O2 silindirini 24 saat boyunca hazneye bağlayın. Bundan sonra, ayarları% 10 O2'ye geçirin ve azot (N2)silindirini 24 saat boyunca odaya bağlayın. 14 gün boyunca % 50 ila% 10 O 2 seviyeleri arasında24 saat bisiklet sürmeye devam edin.</li>
	<li>Çalışma sırasında gaz tüketimini ve hayvanların refahını izleyin. %50/10 O2 arasındaki değişim sırasında hazneyi açın ve gerekirse daha fazla yiyecek ve su ekleyin. İndüksiyon sırasında hayvanların kafeslerini temiz olacak şekilde değiştirin.</li>
	<li>Fare kafeslerini odadan çıkar ve tüm yavruları tart. Yavruları ağırlığa göre gruplaştır, böylece her deney grubu yavrularda benzer ağırlık dağılımına sahiptir.</li>
</ol>3. İlaç kullanımı (isteğe bağlı)
NOT: OIR'de yaygın olarak kullanılan ilaç uygulama yolu intravitreal tedavi (ivt), fareler için P12-P14 ve sıçanlar için P14'tedir. Deneysel kuruluma göre tedavi gününü belirleyin. Deneylerde birden fazla yavru kullanıldığında, tüm yavrulardan hayvan olması için tedavi gruplarını bölün. Tercihen, ilacı sadece bir göze enjekte edin ve karşıt gözü kontrol olarak tutun.
<ol><li>Hayvanları tartın ve kuyruğa ve/veya kulağa kimlik işaretleri yapın.</li>
	<li>Hayvanı enjekte edilebilir anestezi (örneğin ketamin ve medetomidin karışımı, fareler için 30 mg/kg ve 0,4 mg/kg) veya inhalasyon anestezisi (% 2-3,5 izofluran ve 200-350 mL/ dk hava akışında izofluran) ile uyuşturun. Parmak uçlarını kıstırarak anestezinin derinliğini kontrol edin. Tedavi sırasında hayvanı bir ısıtma yastığında tutun.</li>
	<li>Lokal anestezi için göz kapağına bir damla analjezik uygulayın. Fareler ve sıçanlar P14 etrafında gözlerini açtığından, ivt'yi gerçekleştirmeden önce göz kapağınıps ile dikkatlice açın. Korneaya bir damla analjezik (örneğin oksibuprokain hidroklorür) uygulayın.</li>
	<li>Ivt enjeksiyonu yapmadan önce bir damla iyot uygulayın.</li>
	<li>Ivt enjeksiyonu için 33-34 G iğnesi takılı bir cam şırınga kullanın. Göz kapaklarını aşağı bastırın ve göz küresini asalarla kavrayın. Enjeksiyon arkasını limbusun içine, yaklaşık olarak optik sinire doğru işaret eden 45° açılı iğne yapın.</li>
	<li>İntravitreal alana 1,0 μL'den fazla enjekte etmekten kaçının. Enjekte edilen çözeltinin reflüden kaçınmak için ilacı enjekte ettikten sonra iğneyi 30 s yerinde tutun.</li>
	<li>İğneyi çıkardıktan sonra kanamalar veya retina hasarı gibi komplikasyonlar için gözü (örneğin oftalmoskopla) inceleyin. Enjeksiyondan sonra korneanın üzerine antibiyotik merhem uygulayın. NOT: Fareler için ivt enjeksiyon hacmi 0,5 – 1,0 μL olmalıdır.</li>
	<li>Anesteziyi tersine çevirin (örneğin medetomidin için bir α2-antagonist ile (2,5 mg / kg) ve yavruyu kafese geri koyun. Çöpü çalışmanın sonuna kadar normal şekilde barındırın.</li>
</ol>4. In vivo görüntüleme ve elektroretinografi (isteğe bağlı)
<ol><li>İstenirse, anjiyojenik yanıtlar sırasında retinada gelişen değişiklikleri kaydetmek için takip süresi boyunca canlı hayvanlar üzerinde in vivo görüntüleme gerçekleştirin. Örneğin, vaskülatı görselleştirmek için floresan anjiyografi (FA) veya tarama lazer konfokal mikroskopi19 gerçekleştirin (Şekil 4). Retina katmanlarını in vivo olarak görselleştirmek için spektral etki alanı optik tutarlılık tomografisini (SD-OCT) kullanın (Şekil 4).</li>
	<li>İstenirse, elektroretinografi (ERG) kullanarak OIR indüksiyonu sonrası farklı retina hücre popülasyonlarındaki fonksiyonel değişiklikleri araştırın (Şekil 5).</li>
</ol>5. Doku toplama ve retina düz montajların hazırlanması
NOT: Dokuları istenen araştırma hipotezine göre toplayın. Fareler için, örnekleri örneğin P12'de (hiperoksik fazdan sonra vazo-obliterasyonu incelemek için) veya hipoksik dönemde (P13-P17) toplayın. NV miktarındaki tepe noktasını tespit etmek için örnekleme için en yaygın zaman noktası olan P17'de fare OIR örneklerini toplayın. Sıçan OIR'de, en yüksek NV miktarını gözlemlemek için örnekleri P18-P21'de toplayın (Şekil 3).
<ol><li>Örneklemeden önce hayvanları tartın.</li>
	<li>Retinal vaskülatürü etiketlemek için, derin anesteziye maruz hayvanlar FITC-dekstran ile transkardiyel olarak perfüzyon yapılabilir. (Alternatif olarak, retina düz montajlarını daha sonra Isolectin ile lekelenin).</li>
	<li>Aşırı dozda anestezi ilaçları (örneğin ketamin ve medetomidin karışımı, fareler için 300 mg / kg ve 4 mg / kg) veya CO2 inhalasyonu kullanarak hayvanları kurban edin.</li>
	<li>Kavisli tokalarla göz küresinin arkasına tutunarak hayvanların gözlerini toplayın, gözlerin etrafındaki dokuyu kesin ve gözü yörüngeden kaldırın.</li>
	<li>Gözbebeklerini taze yapılmış, filtrelenmiş% 4 paraformaldehitte (fosfat tamponlu salin, PBS'de) 1-4 saat kuluçkaya yatırın. Fiksatifi çıkarın ve gözbebeklerini PBS ile 3 x 10 dk yıkayın. Retinaları hemen parçalara alın veya PBS'de +4 °C'de saklayın. DİkKAT: Paraformaldehit solunması, ciltle temas halinde ve yutulması durumunda toksiktir. Lütfen çalışmadan önce güvenlik veri sayfasını okuyun. NOT: Tüm göz kürelerinden kesitler yapılırsa, retina dekolmanını önlemek için örnekleme sırasında veya doku işleminin herhangi bir aşamasında göz küresine basınç uygulamayın.</li>
	<li>NV miktarını ve AVA'ların boyutunu ölçmek için retina düz montajları hazırlayın. Alternatif olarak, histoloji veya RNA veya protein analizi için göz kürelerini / retinaları işleyin. Retinayı stereo mikroskop altında mikro makas ve etops kullanarak parçalara ayrıştırın.<ol>
<li>Göz küresini nemli tutmak için PBS'ye yerleştirin ve göz küresini bir iğneyle (23G) limbusta delin ve iris ve korneayı çıkarmak için kavisli mikro makasla limbus etrafında kesin.</li>
		<li>Makasın ucunu sklera ve retina arasına dikkatlice yerleştirin ve sklerayı optik sinire doğru kesin. Aynı şeyi göz küresinin diğer tarafına da yapın ve retina kabı açığa çıkana kadar sklerayı dikkatlice kesin / yırtın. Lensi retina kabından çıkarın ve fincana PBS ekleyin.</li>
		<li>Retinaya zarar vermeden tüm hyaloid damarları, vitreus ve döküntüleri çıkarın. Retina kabına PBS ekleyerek retinayı yıkayın. Çiçek benzeri bir yapı yapmak için retinaya düz mikro makasla dört kesi (saat 12, 3, 6 ve 9'da) yapın. İsteğe bağlı olarak, numuneleri monte etmeden önce cerrahi bıçakla kesimleri yapın. Yumuşak bir boya fırçası kullanarak retinayı boyama için iyi bir tabağa kaldırın.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Endotel hücrelerinin yüzeyini lekeleyen Isolectin B4 kullanarak retinal vaskülatürü etiketleyin (hayvanlar FITC-dekstran ile perfüzyona maruz kalmadıysa). Retinaları bloke tamponunda (%10 NGS + TBS'de %0,5 Triton) 1 saat kuluçkaya yatırın ve 10 dakika boyunca TBS'de %1 NGS + %0,1 Triton ile yıkayın. Işıktan korunurken bir gecede TBS'de%1 NGS + %0,1 Triton'da floresan boya konjuge Isolectin B 4 (5-10μg/ml) ile retinaları kuluçkaya yatırın. NOT: İsterseniz, belirli antikorları kullanarak enflamatuar hücreler ve perisitler gibi diğer hücreleri etiketleyin.</li>
	<li>Tbs'de %1 NGS + %0,1 Triton ile retinaları 10 dakika boyunca 3x yıkayın ve retinaları mikroskobik bir slaytta, iç retina yukarı bakacak şekilde kaldırın. Retinayı yumuşak boya fırçası kullanarak dikkatlice yayın ve kalan hyaloid kaplarını veya kalıntılarını çıkarın. Kapak kaymasına montaj ortamı ekleyin ve retinanın üzerine yerleştirin. Retinaları +4 °C'de saklayın ve ışıktan koruyun.</li>
</ol>6. Düz montajların analizi
<ol><li>10x hedefe sahip bir floresan mikroskobu kullanarak retina düz montajlarının görüntülerini alın. Yüzeysel vasküler pleksusa ve preretinal neovaskülarizasyona odaklanın. Tüm retinayı yakalamak ve karo taramalarını birleştirmek için bir karo tarama görüntüsü yapın</li>
	<li>Bir görüntü işleme programı kullanarak AVA'ları, NV alanını ve toplam retina alanını ölçerek görüntüleri ölçün (bkz. Malzeme Tablosu).<ol>
<li>Ücretsiz bir el çizim aracı kullanarak AVA'ları ve toplam retina alanını çizin ve bir seçim aracı kullanarak neovasküler alanları seçin. Yazılım, ilgi alanlarını piksel cinsinden ölçür ve AVA ve NV alanları (piksellerle ifade edilir) toplam retina alanına göre yüzdelerini hesaplamak için kullanılabilir. Ayrıca, NV'yi ölçmek için bazı yazılım araçları mevcuttur. NOT: Son zamanlarda, derin öğrenme sinir ağları kullanarak OIR görüntülerinin temel değerlerinin ölçülmesi için açık kaynaklı, tam otomatik programlar tanıtıldı ve retina AVA ve NV'nin (örneğin, https://github.com/uw-biomedical-ml/oir/tree/bf75f9346064f1425b8b9408ab792b1531a86c64) tekrarlanabilir nicelemesi için güvenilir bir araç sağladı20,21.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Bireysel hücre popülasyonlarının immünohistokimyasal tespiti için antikor kullanıyorsanız, retina düz montajlarından elde veya istenirse otomatik görüntü analiz sistemleriyle lekeli hücrelerin (mikroglia, Şekil 2Bgibi) sayısını ölçün.</li>
</ol>7. İstatistikler
<ol><li>Normalde dağıtılan verileri Student's t testine veya One-Way ANOVA'ya ve ardından Dunnett'in veya Tukey'in çoklu karşılaştırma testine göre analiz edin. Normalde dağıtılmayan veriler için Mann-Whitney U testi veya Kruskal Wallis testi gibi nonparametrik testler kullanın. P < 0.05 düzeyinde istatistiksel olarak anlamlı farklılıkları göz önünde bulundurun.</li>
</ol>

Yazarlar Maria Vähätupa, PhD, Niina Jääskeläinen, Marc Cerrada-Gimenez, PhD ve Rubina Thapa Experimentica Ltd.'nin çalışanlarıdır.
Yazar Giedrius Kalesnykas, PhD, bu Makalede kullanılan preklinik OIR modellerini kullanan sözleşme araştırma hizmetleri sunan Experimentica Ltd.'nin bir çalışanı (Başkan ve İcra Kurulu Başkanı) ve hissedarıdır.
Tero Järvinen, M.D., PhD ve Hannele Uusitalo-Järvinen, M.D., PhD, açıklayacak hiçbir şey yok.

Hastalık fenotipinin şiddeti hem fare hem de sıçan OIR modellerinde hem zorlanmaya hem de satıcıyabağlıdır 23. Bu, patoloji gelişiminde geniş bir genotipik değişkenlik olduğunu göstermektedir. Genel olarak, pigmentli kemirgenler albino olanlardan daha şiddetli fenotip geliştirir. Örneğin, albino BALB /c'nin retinal vaskülatürü hiperoksiden sonra hızla revaskülarize olur ve24'teNV gelişmez. Benzer şekilde, sıçanlarda, pigmentli Kahverengi Norveç ...

Anjiyojenik göz hastalıklarının arkasındaki patolojiyi incelemek ve bu yıkıcı hastalıklara yeni terapötikler geliştirmek için güvenilir ve tekrarlanabilir deneysel modellere ihtiyaç vardır. Patolojik anjiogenez, ıslak yaşa bağlı makula dejenerasyonu (AMD) ve bunların arasında prematürite retinopatisi (ROP), proliferatif diyabetik retinopati (PDR) ve retinal ven tıkanıklığı (RVO)1, 2,3,4gibi birçok iskemik retina hastalığı için ayırt edicidir. İnsan ve kemirgen retinaları benzer bir gelişim modelini izler, çünkü hem insan hem de kemirgen retinası damarlı son dokular arasındadır. Retina vaskülat tamamen gelişmeden önce, retina besin kaynağını hyaloid vaskülürden alır, bu da retinal vaskülat gelişmeye başladığında geriler1,2. İnsanda, retinal vasküler gelişim doğumdan önce tamamlanır, kemirgenlerde ise doğumdan sonra retinal vaskülat büyümesi meydana gelir. Retinal vasküler gelişim kemirgenlerde postnatal olarak gerçekleştiğinden, anjiogenez2,3. Yenidoğan kemirgenler, üçüncü doğum sonrası haftanın sonuna kadar tam vasküler retina gelişimi elde edilene kadar yavaş yavaş gelişen bir avasküler retinaya sahiptir4. Yenidoğan faresinin büyüyen kan damarları plastiktir ve hiperoksi uyaranı sırasında gerileme geçirirler5.
ROP, Doğum ağırlığı 1.250 g6,7'nin altında olan prematüre bebeklerin neredeyse% 70'ini etkilediği için Batı ülkelerinde çocukluk körlüğünün önde gelen nedenidir. ROP, retina damarları normal büyümesini tamamlamadan doğan prematüre bebeklerde görülür. ROP iki aşamada ilerler: Faz I'de, preterm doğum retina vasküler büyümeyi geciktirir, faz II'den sonra, gelişmekte olan retinanın bitmemiş vaskülerleşmesi hipoksiye neden olur, bu da yeni ve anormal kan damar büyümesini uyaran anjiyojenik büyüme faktörlerinin ifade edilmesine neden olur8. OIR modeli, ROP ve diğer iskemik retinopatilerin patofizyolojisini incelemek ve yeni ilaç adaylarını test etmek için yaygın olarak kullanılan bir model olmuştur2,3,9. Oküler ve oküler olmayan hastalıklar için potansiyel antianjiyojenik ilaçlar için kavram kanıtı çalışmaları yapmak için tekrarlanabilir bir model olarak kabul edilir. İki kemirgen modeli, yani fare ve sıçan OIR, model indüksiyonu ve hastalık fenotipinde farklılık gösterir. Sıçan modeli ROP fenotipini daha doğru bir şekilde taklit eder, ancak fare modeli retina neovaskülarizasyonu (NV) için daha sağlam, hızlı ve tekrarlanabilir bir model sağlar. Fare modelinde, NV merkezi retinaya gelişir. Bu patolojik okuma, PDR, RV ve eksüdatif AMD gibi birçok iskemik retinopatinin yanı sıra kanser gibi oküler olmayan, anjiyojenik hastalıklar için farmakolojik etkinlik çalışmalarında önemlidir. Ayrıca, genetik olarak manipüle edilmiş (transgenik ve nakavt) farelerin mevcudiyeti, fare OIR modelini daha popüler bir seçenek haline getirir. Bununla birlikte, ne fare ne de sıçan OIR modeli, insan hastalıklarında tipik olan retina fibrozisi oluşturur.
Yüksek oksijen seviyelerinin 1950'lerde ROP gelişimine katkıda bulunduğunun anlaşılması10,11 hayvan modellerinin gelişmesine yol açmıştır. Oksijenin retinal vaskülür üzerindeki etkisi ile ilgili ilk çalışmalar 195012 , 13,14'te yapılmış ve 1990'lara kadar OIR modelinde birçok iyileştirme yapılmıştır. Smith ve arkadaşları tarafından 1994 yılında yapılan araştırma, hyaloidopatiyi retinopati15'tenayıran mevcut fare OIR modeli için bir standart belirledi. Connor ve ark. (2009) tarafından vazo-yok etme ve patolojik NV'yi ölçme yönteminin geniş bir şekilde benimsenmesi popülaritesini daha da artırdı16. Bu modelde, fareler P7'de 5 gün boyunca% 75 oksijene (O2)yerleştirilir, ardından normoksik koşullarda 5 gün. P7'den P12'ye hiperoksi, retina vaskülatlarının merkezi retinada gerilemesine neden olur. Normoksik durumlara geri döndüğünde, avasküler retina hipoksik hale gelir (Şekil 1A). Avasküler merkezi retinanın hipoksik uyaranları nedeniyle, retina kan damarlarının bir kısmı vitreusa doğru filizlenir ve preretinal tufts2,3olarak adlandırılan preretinal NV oluşturur. Bu tutamlar olgunlaşmamış ve hiperpermezik. NV miktarı P17'de zirveler, daha sonra geriler. Retina tamamen revaskülarizedir ve NV P23 - P25 (Şekil 2A)2,3tarafından tamamen geriletilir.
Sıçan OIR modeli (farklı O2seviyeleri kullanılarak) ilk olarak 1990'larda, değişen O2 seviyelerinin% 80 ve% 40'ta% 80'in altında daha belirgin NV'ye neden olduğunu gösteren açıklanmıştır O2 sürekli maruz kalma17. Daha sonra, O2'nin hiperoksiden (%50) geçtiği aralıklı hipoksi modelinin hipoksiye (%10-12), %80/40 O2 model18'dendaha fazla NV'ye neden olur. % 50/10 modelinde, sıçan yavruları 24 saat boyunca% 50'ye maruz kalır, ardından% 10 O2'de 24saat . Bu döngüler, sıçan yavrularının normoksik koşullara geri döndüğü P14'e kadar devam eder (Şekil 1B). İnsan ROP hastalarında olduğu gibi, sıçan modelinde de avasküler alanlar olgunlaşmamış retinal vasküler pleksus nedeniyle retinanın çevresine gelişir (Şekil 3).
Her iki modelde de, genellikle ölçülen ana parametreler AVA ve NV'nin boyutudur. Bu parametreler tipik olarak endotel hücrelerinin4,16olarak etiketlendiği retina düz montajlarından analiz edilir. Daha önce preretinal NV miktarı, iç sınırlayıcı zarın üzerinde vitreusa kadar uzanan kan damarı veya vasküler hücre çekirdekleri sayılarak retina kesitlerinden değerlendirildi. Bu yaklaşımın en büyük sınırlaması, AVA'ları ölçmenin mümkün olmamasıdır.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>33 gauge, Small Hub RN Needle</td>
			<td>Hamilton Company</td>
			<td>7803-05, 10mm, 25&#176;, PS4</td>
			<td>For intravitreal injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adobe Photoshop</td>
			<td>Adobe Inc.</td>
			<td></td>
			<td>For image analysis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Air pump air100</td>
			<td>Eheim GmbH &#38; Co. KG.</td>
			<td>143207</td>
			<td>For inhalation anaesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anaesthesia unit 410 AP</td>
			<td>Univentor Ltd.</td>
			<td>2360309</td>
			<td>For inhalation anaesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AnalaR NORMAPUR Soda lime</td>
			<td>VWR International Ltd</td>
			<td>22666.362</td>
			<td>For CO2 control during model induction</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Attane Vet 1000 mg/g</td>
			<td>VET MEDIC ANIMAL HEALTH OY</td>
			<td>vnr 17 05 79</td>
			<td>For inhalation anaesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brush</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>For preparation of flat mounts</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Carbon dioxide gas</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>For sacrifice</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Celeris D430 ERG system</td>
			<td>Diagnosys LLC</td>
			<td>121</td>
			<td>For in vivo ERG</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell culture dishes</td>
			<td>Greiner Bio-One International GmbH</td>
			<td>664 160</td>
			<td>For preparation of flat mounts</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cepetor Vet 1 mg/mL</td>
			<td>VET MEDIC ANIMAL HEALTH OY</td>
			<td>vnr 08 78 96</td>
			<td>For anaesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cover slips</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>15165452</td>
			<td>For preparation of flat mounts</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>O2 Controlled InVivo Cabinet, Aninal Filtrarion System and Dehumidifier</td>
			<td>Coy Laboratory Products</td>
			<td></td>
			<td>Closed system for disease model induction, optional for semi-closed system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>E702 O2 sensor</td>
			<td>BioSphenix, Ltd.</td>
			<td>E207, 1801901</td>
			<td>For oxygen level measurement</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Envisu R2200 Spectral Domain Optical Coherence Tomograph (SD-OCT)</td>
			<td>Bioptigen, Inc.</td>
			<td>BPN000668</td>
			<td>For in vivo imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eye spears</td>
			<td>Beaver-Visitec International, Inc.</td>
			<td>0008685</td>
			<td>For intravitreal injection and in vivo imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flexilux 600LL Cold light source</td>
			<td>Mikron</td>
			<td>11140</td>
			<td>For intravitreal injection or tissue collection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluorescein sodium salt</td>
			<td>Merck KGaA</td>
			<td>F6377-100G</td>
			<td>For in vivo imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gas Exhaust unit (+Double 3-way valve, mouse and rat face masks, UNOsorb filter)</td>
			<td>UNO Roestvaststaal BV</td>
			<td>GEX 17015249</td>
			<td>For inhalation anaesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass syringe, Model 65 RN</td>
			<td>Hamilton Company</td>
			<td>7633-01</td>
			<td>For intravitreal injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HRA2 Retina angiograph (FA)</td>
			<td>Heidelberg Engineering GmbH</td>
			<td>Spec-KT-05488</td>
			<td>For in vivo imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isolectin GS-IB4, Alexa Fluor 488 Conjugate</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>I21411</td>
			<td>For labeling retinal vasculature on flat mounts</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketaminol Vet 50 mg/mL</td>
			<td>Intervet International B.V.</td>
			<td>vnr 51 14 85</td>
			<td>For anaesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medicinal Oxygen gas</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>For disease model induction</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mice C57BL/6JRj</td>
			<td>Janvier Labs</td>
			<td></td>
			<td>Also other strains possible</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope slides</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>J1800AMNZ</td>
			<td>For preparation of flat mounts</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Minims Povidone Iodine 5% (unit)</td>
			<td>Bausch &#38; Lomb U.K Limited</td>
			<td>vnr 24 11 304</td>
			<td>For intravitreal injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nitrogen gas</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>For disease model induction (rat)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oftan Chlora 10 mg/g</td>
			<td>Santen Pharmaceutical Co., Ltd.</td>
			<td>vnr 55 01 11</td>
			<td>For intravitreal injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oftan Metaoksedrin 100 mg/ml</td>
			<td>Santen Pharmaceutical Co., Ltd.</td>
			<td>vnr 55 03 43</td>
			<td>For in vivo ERG</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oftan Obucain 4 mg/ml</td>
			<td>Santen Pharmaceutical Co., Ltd.</td>
			<td>vnr 55 03 50</td>
			<td>For intravitreal injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oftan Tropicamid 5 mg/ml</td>
			<td>Santen Pharmaceutical Co., Ltd.</td>
			<td>vnr 04 12 36</td>
			<td>For in vivo imaging</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ProOx Model 110 O2 controller and animal chamber</td>
			<td>BioSphenix, Ltd.</td>
			<td>803</td>
			<td>For disease model induction, semi-closed system, optional for closed system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ProOx Model P360 O2 controller and animal chamber</td>
			<td>BioSphenix, Ltd.</td>
			<td>538</td>
			<td>For disease model induction, semi-closed system, optional for closed system</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rats CD(SD)</td>
			<td>Charles River Laboratories</td>
			<td></td>
			<td>Also other strains possible</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Revertor 5 mg/mL</td>
			<td>VET MEDIC ANIMAL HEALTH OY</td>
			<td>vnr 13 04 97</td>
			<td>For anaesthesia reversal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silica gel</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>For humidity control during model induction</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Systane Ultra 10ml</td>
			<td>Alcon</td>
			<td>Tamro 2050250</td>
			<td>For hydration of the eye</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Systane Ultra unit 0.7ml</td>
			<td>Alcon</td>
			<td>Tamro 2064871</td>
			<td>For hydration of the eye</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Transfer pipette</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>1343-9108</td>
			<td>For preparation of flat mounts</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VENTI-Line VL 180 PRIME Drying oven</td>
			<td>VWR</td>
			<td>VL180S 170301</td>
			<td>For drying silica gel</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VisiScope SZT350 Stereomicroscope</td>
			<td>VWR</td>
			<td>481067</td>
			<td>For intravitreal injection or tissue collection</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

oxygen-induced retinopathy model for ischemic retinal diseases in rodents

İskemik retinopatiler için yaygın olarak kullanılan modellerden biri oksijen kaynaklı retinopati (OIR) modelidir. Burada OIR modeli indüksiyonu için ayrıntılı protokolleri ve hem farelerde hem de sıçanlarda okumalarını açıklıyoruz. Retinal neovaskülarizasyon OIR'de kemirgen yavrularını hiperoksi (fareler) veya alternatif hiperoksi ve hipoksi (sıçanlar) seviyelerine maruz kalarak indüklenmiştir. Bu modellerin birincil okumaları retinadaki neovasküler (NV) ve avasküler (AVA) alanların büyüklüğüdür. Bu preklinik in vivo model, potansiyel anti-anjiyojenik ilaçların etkinliğini değerlendirmek veya genetik olarak manipüle edilmiş hayvanlar kullanarak retina anjiogenezinde belirli genlerin rolünü ele almak için kullanılabilir. Model, deneyleri tasarlarken dikkate alınması gereken OIR indüksiyonunda bazı gerilme ve satıcıya özgü varyasyonlara sahiptir.

Modelin ana sonucu vasküler fenotiptir: AVA'ların büyüklüğü ve NV miktarı. Fare OIR modelinde, vazo-obliterasyon merkezi retinada meydana gelir (Şekil 2A), sıçan modelinde ise periferde, yani insan ROP22'ye benzer şekilde gelişir (Şekil 3A). Bunun nedeni, fareler hiperoksiye maruz kaldığında yüzeyel vasküler pleksus zaten gelişmiştir, sıçan modelinde retina OIR indüksiyonu sırasında avaskülerdir (P0). Preretinal...

Watch this Scientific Journal Video about Oxygen-Induced Retinopathy Model for Ischemic Retinal Diseases in Rodents at JoVE.com

Oxygen-Induced Retinopathy Model for Ischemic Retinal Diseases in Rodents

Oksijen kaynaklı retinopati (OIR), prematürite retinopatisi ve proliferatif diyabetik retinopati gibi iskemik retina hastalıklarını modellemek ve neovasküler hastalıklar için antianjiyojenik ilaçların değerlendirilmesinde kavram kanıtı çalışmaları için bir model görevi görmek için kullanılabilir. OIR, retinada ölçülebilen sağlam ve tekrarlanabilir neovaskülarizasyona neden olur.

Kemirgenlerde İskemik Retina Hastalıkları için Oksijen Kaynaklı Retinopati Modeli

One of the commonly used models for ischemic retinopathies is the oxygen-induced retinopathy (OIR) model. Here we describe detailed protocols for the OIR ...

oxygen-induced-retinopathy-model-for-ischemic-retinal-diseases

Research

JoVE Journal

Medicine

8.1K Görüntüleme.  Tampere University & Tampere University Hospital. Oksijen kaynaklı retinopati (OIR), prematürite retinopatisi ve proliferatif diyabetik retinopati gibi iskemik retina hastalıklarını modellemek ve neovasküler hastalıklar için antianjiyojenik ilaçların değerlendirilmesinde kavram kanıtı çalışmaları için bir model görevi görmek için kullanılabilir. OIR, retinada ölçülebilen sağlam ve tekrarlanabilir neovaskülarizasyona neden olur.

Video: Oxygen-Induced Retinopathy Model for Ischemic Retinal Diseases in Rodents

Gene Transfer for Ischemic Heart Failure in a Preclinical Model

Various emerging technologies are being developed for patients with heart failure. Well-established preclinical evaluations are necessary to determine their efficacy and safety.
Gene therapy using viral vectors is one of the most promising approaches for treating cardiac diseases. Viral delivery of various different genes by changing the carrier gene has immeasurable therapeutic potential.
In this video, the full process of an animal model of heart failure creation followed by gene transfer is presented using a swine model. First, myocardial infarction is created by occluding the proximal left anterior descending coronary artery. Heart remodeling results in chronic heart failure. Unique to our model is a fairly large scar which truly reflects patients with severe heart failure who require aggressive therapy for positive outcomes. After myocardial infarct creation and development of scar tissue, an intracoronary injection of virus is demonstrated with simultaneous nitroglycerine infusion. Our injection method provides simple and efficient gene transfer with enhanced gene expression. This combination of a myocardial infarct swine model with intracoronary virus delivery has proven to be a consistent and reproducible methodology, which helps not only to test the effect of individual gene, but also compare the efficacy of many genes as therapeutic candidates.

A method of gene transfer for the treatment of ischemic heart failure is described using a swine model of myocardial infarction. Our simple and reproducible method enables us to readily evaluate the efficacy of various gene transfers with a very simple and reproducible way.

Klinik öncesi Model İskemik Kalp Yetmezliği Gen Transferi

Various emerging technologies are being developed for patients with heart failure. Well-established preclinical evaluations are necessary to determine ...

Tıp

A Simplified Technique for Producing an Ischemic Wound Model

One major obstacle in current diabetic wound research is a lack of an ischemic wound model that can be safely used in diabetic animals. Drugs that work well in non-ischemic wounds may not work in human diabetic wounds because vasculopathy is one major factor that hinders healing of these wounds. We published an article in 2007 describing a rabbit ear ischemic wound model created by a minimally invasive surgical technique. Since then, we have further simplified the procedure for easier operation. On one ear, three small skin incisions were made on the vascular pedicles, 1-2 cm from the ear base. The central artery was ligated and cut along with the nerve. The whole cranial bundle was cut and ligated, leaving only the caudal branch intact. A circumferential subcutaneous tunnel was made through the incisions, to cut subcutaneous tissues, muscles, nerves, and small vessels. The other ear was used as a non-ischemic control. Four wounds were made on the ventral side of each ear. This technique produces 4 ischemic wounds and 4 non-ischemic wounds in one animal for paired comparisons. After surgery, the ischemic ear was cool and cyanotic, and showed reduced movement and a lack of pulse in the ear artery. Skin temperature of the ischemic ear was 1-10 &deg;C lower than that on the normal ear and this difference was maintained for more than one month. Ear tissue high-energy phosphate contents were lower in the ischemic ear than the control ear. Wound healing times were longer in the ischemic ear than in the non-ischemic ear when the same treatment was used. The technique has now been used on more than 80 rabbits in which 23 were diabetic (diabetes time ranging from 2 weeks to 2 years). No single rabbit has developed any surgical complications such as bleeding, infection, or rupture in the skin incisions. The model has many advantages, such as little skin disruption, longer ischemic time, and higher success rate, when compared to many other models. It can be safely used in animals with reduced resistance, and can also be modified to meet different testing requirements.

We have developed a minimally invasive technique to create a rabbit ischemic ear wound model by dividing the central artery and nerve and the cranial neurovascular bundle. A subcutaneous tunnel then cuts all subcutaneous tissues. This procedure causes minimal skin disruption and can be safely used in diabetic animals.

Bir İskemik Yara Model üretmek için Basitleştirilmiş Tekniği

One major obstacle in current diabetic wound research is a lack of an ischemic wound model that can be safely used in diabetic animals. Drugs that work ...

Retinal Detachment Model in Rodents by Subretinal Injection of Sodium Hyaluronate

Subretinal injection of sodium hyaluronate is a widely accepted method of inducing retinal detachment (RD). However, the height and duration of RD or the occurrence of subretinal hemorrhage can affect photoreceptor cell death in the detached retina. Hence, it is advantageous to create reproducible RDs without subretinal hemorrhage for evaluating photoreceptor cell death. We modified a previously reported method to create bullous and persistent RDs in a reproducible location with rare occurrence of subretinal hemorrhage. The critical step of this modified method is the creation of a self-sealing scleral incision, which can prevent leakage of sodium hyaluronate after injection into the subretinal space. To make the self-sealing scleral incision, a scleral tunnel is created, followed by scleral penetration into the choroid with a 30 G needle. Although choroidal hemorrhage may occur during this step, astriction with a surgical spear reduces the rate of choroidal hemorrhage. This method allows a more reproducible and reliable model of photoreceptor death in diseases that involve RD such as rhegmatogenous RD, retinopathy of prematurity, diabetic retinopathy, central serous chorioretinopathy, and age-related macular degeneration (AMD).

Creating experimental retinal detachments with a reproducible and sustained height of detachment, and without subretinal hemorrhage, is important for studying the pathophysiology of photoreceptor cell loss in retinal disease and evaluating potential therapeutic interventions. Here, we report such a method in detail.

Sodyum Hyaluronat subretinal Enjeksiyon Kemirgenler Retina Dekolmanı Modeli

Subretinal injection of sodium hyaluronate is a widely accepted method of inducing retinal detachment (RD). However, the height and duration of RD or the ...

Remote Limb Ischemic Preconditioning:  A Neuroprotective Technique in Rodents

Sublethal ischemia protects tissues against subsequent, more severe ischemia through the upregulation of endogenous mechanisms in the affected tissue. Sublethal ischemia has also been shown to upregulate protective mechanisms in remote tissues. A brief period of ischemia (5-10 min) in the hind limb of mammals induces self-protective responses in the brain, lung, heart and retina. The effect is known as remote ischemic preconditioning (RIP). It is a therapeutically promising way of protecting vital organs, and is already under clinical trials for heart and brain injuries. This publication demonstrates a controlled, minimally invasive method of making a limb &#8211; specifically the hind limb of a rat &#8211; ischemic. A blood pressure cuff developed for use in human neonates is connected to a manual sphygmomanometer and used to apply 160 mmHg pressure around the upper part of the hind limb. A probe designed to detect skin temperature is used to verify the ischemia, by recording the drop in skin temperature caused by pressure-induced occlusion of the leg arteries, and the rise in temperature which follows release of the cuff. This method of RIP affords protection to the rat retina against bright light-induced damage and degeneration.

Remote ischemic preconditioning (RIP) is a method of conditioning tissues against damaging stress. We have established a method of remote ischemia at the hind limb, by inflating a sphygmomanometer cuff for 5-10 min. The neuroprotective capabilities of RIP have been demonstrated in a model of retinal degeneration in rodents.

Uzaktan Ekstremite İskemik Önkoşullanma: Kemirgenler Bir Nöroprotektiftir Tekniği

Sublethal ischemia protects tissues against subsequent, more severe ischemia through the upregulation of endogenous mechanisms in the affected tissue. ...

Performing Subretinal Injections in Rodents to Deliver Retinal Pigment Epithelium Cells in Suspension

The conversion of light into electrical impulses occurs in the outer retina and is accomplished largely by rod and cone photoreceptors and retinal pigment epithelium (RPE) cells. RPE provide critical support for photoreceptors and death or dysfunction of RPE cells is characteristic of age-related macular degeneration (AMD), the leading cause of permanent vision loss in people age 55 and older. While no cure for AMD has been identified, implantation of healthy RPE in diseased eyes may prove to be an effective treatment, and large numbers of RPE cells can be readily generated from pluripotent stem cells. Several interesting questions regarding the safety and efficacy of RPE cell delivery can still be examined in animal models, and well-accepted protocols used to inject RPE have been developed. The technique described here has been used by multiple groups in various studies and involves first creating a hole in the eye with a sharp needle. Then a syringe with a blunt needle loaded with cells is inserted through the hole and passed through the vitreous until it gently touches the RPE. Using this injection method, which is relatively simple and requires minimal equipment, we achieve consistent and efficient integration of stem cell-derived RPE cells in between the host RPE that prevents significant amount of photoreceptor degeneration in animal models. While not part of the actual protocol, we also describe how to determine the extent of the trauma induced by the injection, and how to verify that the cells were injected into the subretinal space using in vivo imaging modalities. Finally, the use of this protocol is not limited to RPE cells; it may be used to inject any compound or cell into the subretinal space.

Here we present a community accepted protocol in multimedia format for subretinally injecting a bolus of RPE cells in rats and mice. This approach can be used for determining rescue potentials, safety profiles, and survival capacities of grafted RPE cells upon implantation in animal models of retinal degeneration.

Süspansiyon Retina pigment epiteli Hücreleri sunun Kemirgenler Subretinal Enjeksiyonları Sahne

The conversion of light into electrical impulses occurs in the outer retina and is accomplished largely by rod and cone photoreceptors and retinal pigment ...

Quantitative Fundus Autofluorescence for the Evaluation of Retinal Diseases

The retinal pigment epithelium (RPE) is juxtaposed to the overlying sensory retina, and supports the function of the visual system. Among the tasks performed by the RPE are phagocytosis and processing of outer photoreceptor segments through lysosome-derived organelles. These degradation products, stored and referred to as lipofuscin granules, are composed partially of bisretinoids, which have broad fluorescence absorption and emission spectra that can be detected clinically as fundus autofluorescence with confocal scanning laser ophthalmoscopy (cSLO). Lipofuscin accumulation is associated with increasing age, but is also found in various patterns in both acquired and inherited degenerative diseases of the retina. Thus, studying its pattern of accumulation and correlating such patterns with changes in the overlying sensory retina are essential to understanding the pathophysiology and progression of retinal disease. Here, we describe a technique employed by our lab and others that uses cSLO in order to quantify the level of RPE lipofuscin in both healthy and diseased eyes.

The retinal pigment epithelium (RPE) supports the sensory retina through recycling visual cycle byproducts, which accumulate as lipofuscin. These products are autofluorescent and can be qualitatively imaged in vivo. Here, we describe a method to quantitatively image RPE lipofuscin using confocal scanning laser ophthalmoscopy.

Retina Hastalıkları Değerlendirilmesi Nicel Otofloresans

The retinal pigment epithelium (RPE) is juxtaposed to the overlying sensory retina, and supports the function of the visual system. Among the tasks ...

An Ex Vivo Tissue Culture Model for Fibrovascular Complications in Proliferative Diabetic Retinopathy

Diabetic retinopathy (DR) is the most common microvascular complication of diabetes and one of the leading causes of blindness in working-age adults. No current animal models of diabetes and oxygen-induced retinopathy develop the full-range progressive changes manifested in human proliferative diabetic retinopathy (PDR). Therefore, understanding of the disease pathogenesis and pathophysiology has relied largely on the use of histological sections and vitreous samples in approaches that only provide steady-state information on the involved pathogenic factors. Increasing evidence indicates that dynamic cell-cell and cell-extracellular matrix (ECM) interactions in the context of three-dimensional (3D) microenvironments are essential for the mechanistic and functional studies towards the development of new treatment strategies. Therefore, we hypothesized that the pathological fibrovascular tissue surgically excised from eyes with PDR could be utilized to reliably unravel the cellular and molecular mechanisms of this devastating disease and to test the potential for novel clinical interventions. Towards this end, we developed a novel method for 3D ex vivo culture of surgically-excised patient-derived fibrovascular tissue (FT), which will serve as a relevant model of human PDR pathophysiology. The FTs are dissected into explants and embedded in fibrin matrix for ex vivo culture and 3D characterization. Whole-mount immunofluorescence of the native FTs and end-point cultures allows thorough investigation of tissue composition and multicellular processes, highlighting the importance of 3D tissue-level characterization for uncovering relevant features of PDR pathophysiology. This model will allow the simultaneous assessment of molecular mechanisms, cellular/tissue processes and treatment responses in the complex context of dynamic biochemical and physical interactions within the PDR tissue architecture and microenvironment. Since this model recapitulates PDR pathophysiology, it will also be amenable for testing or developing new treatments.

Here, we present a protocol to study the pathophysiology of proliferative diabetic retinopathy by using patient-derived, surgically-excised, fibrovascular tissues for three-dimensional native tissue characterization and ex vivo culture. This ex vivo culture model is also amenable for testing or developing new treatments.

Bir Ex Vivo doku kültürü modeli Fibrovascular komplikasyon proliferatif diyabetik retinopati

Diabetic retinopathy (DR) is the most common microvascular complication of diabetes and one of the leading causes of blindness in working-age adults. No ...

A Murine Model of Ischemic Retinal Injury Induced by Transient Bilateral Common Carotid Artery Occlusion

Diverse vascular diseases such as diabetic retinopathy, occlusion of retinal veins or arteries and ocular ischemic syndrome can lead to retinal ischemia. To investigate pathological mechanisms of retinal ischemia, relevant experimental models need to be developed. Anatomically, a main retinal blood supplying vessel is the ophthalmic artery (OpA) and OpA originates from the internal carotid artery of the common carotid artery (CCA). Thus, disruption of CCA could effectively cause retinal ischemia. Here, we established a mouse model of retinal ischemia by transient bilateral common carotid artery occlusion (tBCCAO) to tie the right CCA with 6-0 silk sutures and to occlude the left CCA transiently for 2 seconds via a clamp, and showed that tBCCAO could induce acute retinal ischemia leading to retinal dysfunction. The current method reduces reliance on surgical instruments by only using surgical needles and a clamp, shortens occlusion time to minimize unexpected animal death, which is often seen in mouse models of middle cerebral artery occlusion, and maintains reproducibility of common retinal ischemic findings. The model can be utilized to investigate the pathophysiology of ischemic retinopathies in mice and further can be used for in vivo drug screening.

Here, we describe a mouse model of retinal ischemia by transient bilateral common carotid artery occlusion using simple sutures and a clamp. This model can be useful for understanding the pathological mechanisms of retinal ischemia caused by cardiovascular abnormalities.

Geçici Bilateral Ortak Karotid Arter Tıkanması sonucu İndüklenen İskemik Retina Yaralanmasının Murine Modeli

Diverse vascular diseases such as diabetic retinopathy, occlusion of retinal veins or arteries and ocular ischemic syndrome can lead to retinal ischemia. ...

Retinal Pigment Epithelium Transplantation in a Non-human Primate Model for Degenerative Retinal Diseases

Retinal pigment epithelial (RPE) transplantation holds great promise for the treatment of inherited and acquired retinal degenerative diseases. These conditions include retinitis pigmentosa (RP) and advanced forms of age-related macular degeneration (AMD), such as geographic atrophy (GA). Together, these disorders represent a significant proportion of currently untreatable blindness globally. These unmet medical needs have generated heightened academic interest in developing methods of RPE replacement. Among the animal models commonly utilized for preclinical testing of therapeutics, the non-human primate (NHP) is the only animal model that has a macula. As it shares this anatomical similarity with the human eye, the NHP eye is an important and appropriate preclinical animal model for the development of advanced therapy medicinal products (ATMPs) such as RPE cell therapy.
This manuscript describes a method for the submacular transplantation of an RPE monolayer, cultured on a polyethylene terephthalate (PET) cell carrier, underneath the macula onto a surgically created RPE wound in immunosuppressed NHPs. The fovea-the central avascular portion of the macula-is the site of the greatest mechanical weakness during the transplantation. Foveal trauma will occur if the initial subretinal fluid injection generates an excessive force on the retina. Hence, slow injection under perfluorocarbon liquid (PFCL) vitreous tamponade is recommended with a dual-bore subretinal injection cannula at low intraocular pressure (IOP) settings to create a retinal bleb. 
Pretreatment with an intravitreal plasminogen injection to release parafoveal RPE-photoreceptor adhesions is also advised. These combined strategies can reduce the likelihood of foveal tears when compared to conventional techniques. The NHP is a key animal model in the preclinical phase of RPE cell therapy development. This protocol addresses the technical challenges associated with the delivery of RPE cellular therapy in the NHP eye.

The non-human primate (NHP) is an ideal model for studying human retinal cellular therapeutics due to the anatomical and genetic similarities. This manuscript describes a method for submacular transplantation of retinal pigment epithelial cells in the NHP eye and strategies to prevent intraoperative complications associated with macular manipulation.

Dejeneratif Retina Hastalıkları için İnsan Dışı Primat Modelinde Retina Pigment Epitel Transplantasyonu

Retinal pigment epithelial (RPE) transplantation holds great promise for the treatment of inherited and acquired retinal degenerative diseases. These ...

An Intact Pericardium Ischemic Rodent Model

This protocol has shown that the pericardium and its contents play an essential anti-fibrotic role in the ischemic rodent model (coronary ligation to induce myocardial injury). The majority of pre-clinical myocardial infarction models require the disruption of pericardial integrity with loss of the homeostatic cellular milieu. However, recently a methodology has been developed by us to induce myocardial infarction, which minimizes pericardial damage and retains the heart&#39;s resident immune cell population. An improved cardiac functional recovery in mice with an intact pericardial space following coronary ligation has been observed. This method provides an opportunity to study inflammatory responses in the pericardial space following myocardial infarction. Further development of the labeling techniques can be combined with this model to understand the fate and function of pericardial immune cells in regulating the inflammatory mechanisms that drive remodeling in the heart, including fibrosis.

This protocol outlines the steps for inducing myocardial infarction in mice while preserving the pericardium and its contents.

Bozulmamış Bir Perikard İskemik Kemirgen Modeli

This protocol has shown that the pericardium and its contents play an essential anti-fibrotic role in the ischemic rodent model (coronary ligation to ...