ברצוננו להודות לסילביה דוראן, טרי אלן, חוזה אלגריה ואלחנדרה קאנון על הסיוע בעיבוד הגויאבה באוניברסיטת פלורידה, ריק קורשימה, ג'ין אות' וברוס אינאפוקו על העזרה בהערכת הפרי המלאכותי השורץ בהוואי, ולמייקל סטולברג על הערות מועילות על גרסאות מוקדמות יותר של כתב היד. פרויקט זה מומן בחלקו על ידי USDA APHIS והסכם שיתוף הפעולה של אוניברסיטת פלורידה ונתמך בחלקו על ידי USDA-ARS (פרויקט 2040-22430-027-00D). הממצאים והמסקנות בפרסום ראשוני זה לא הופצו באופן רשמי על ידי משרד החקלאות האמריקאי ואין לפרש אותם כמייצגים כל קביעה או מדיניות של הסוכנות. אזכור שמות מסחריים או מוצרים מסחריים בפרסום זה נועד אך ורק לצורך מתן מידע ספציפי ואינו מרמז על המלצה או תמיכה של USDA. משרד החקלאות האמריקאי הוא ספק הזדמנויות שוות ומעסיק.

1. בחירת פירות
<ol><li>קבע איזה פרי זמין באזור להיסקר.</li>
	<li>בחר פרי מארח בהתבסס על רשימת המארחים הידועים עבור מיני הטפריטיד היעד.</li>
	<li>בחרו פירות רכים ובשלים, כמו מנגו, פפאיה וגויאבה. פירות בוסר או בשר קשה, כגון שקדים טרופיים, יש לבדוק בשיטה אחרת, כגון חיתוך פירות.</li>
	<li>בחרו פירות שנפלו, פרי בשל מדי או פרי בשל על עצים עם סימני נזק, צלקות אוביפוזיציה וכתמים רכים.</li>
	<li>מעבדים כ-2 ליטר פירות בבת אחת (למשל, 5 גויאבות או 5 מנגו בינוני מהווים דגימות מתאימות לשיטה זו). מספר הפירות שניתן לעבד בבת אחת תלוי בגודל הפירות (איור 1A).</li>
</ol>2. מושינג
<ol><li>חתכו את הפרי לחתיכות גדולות והכניסו אותו לשקית אחסון עם נעילת רוכסן בנפח 4 ליטר (איור 1B).</li>
	<li>הוסיפו מים לשקית עד שהמים יכסו את הפרי הקצוץ ב-25-50 מ"מ (איור 1C).</li>
	<li>סחטו את הפרי ביד בעדינות עד שכל העיסה התנתקה מהקליפה וקיבלה מרקם חלק (כלומר, ללא גושים גדולים) (איור 1D).</li>
</ol>3. מסננת לקולקציית כוכבים מאוחרת
<ol><li>עורמים את המסננות. השתמש במסננות גדולות (בקוטר 457 מ"מ) לעיבוד כמויות גדולות של פירות (~ 5 פירות בבת אחת) ובמסננות קטנות יותר (קוטר 305 מ"מ) עבור פירות בודדים או דגימות קטנות יותר (< 5 פירות).</li>
	<li>ערמו את המסננת ברשת גדולה (מס' 8; 2.36 מ"מ) על גבי מסננת רשת קטנה (מס' 20; 0.85 מ"מ). לגילוי כוכבים מוקדמים, הניחו מסננת שלישית (מס' 45; 0.35 מ"מ) בתחתית הערימה (איור 1E).</li>
	<li>שפכו את העיסה לתוך המסננת העליונה (איור 1F).</li>
	<li>שטפו ביסודיות את העיסה דרך ערימת המסננות באמצעות מים מברז, צינור או בקבוק עד שהעיסה העדינה עברה דרך המסננות (איור 1G).</li>
	<li>סרקו ויזואלית את המסננות העליונות בחיפוש אחר זחלי אינסטאר מאוחרים שאולי נשמרו עם הקליפה או עם חתיכות פרי גדולות (איור 1H).</li>
	<li>בדוק היטב את המסננת השנייה עבור זחלי instar מאוחר. עם כמויות גדולות של עיסה עדינה, שטיפה נוספת עשויה להיות נחוצה.</li>
	<li>אספו זחלים מהמסננות בעזרת מלקחיים והכניסו אותם לבקבוקונים עם 70% EtOH.</li>
</ol>4. ציפה בסוכר לקולקציית כוכבים מוקדמת
<ol><li>ערבבו מראש את תמיסת הסוכר על ידי המסת 453 גרם (קופסה אחת) של סוכר חום כהה ב-2 ליטר מי ברז, מה שמניב קריאת בריקס של 19°10.</li>
	<li>שטפו את העיסה ממסננות הרשת העדינות יותר (למשל, מס' 20 ומס' 45) לקצה המסננת במי ברז, ולאחר מכן העבירו את החומר לצלחת פלסטיק (11 ליטר).</li>
	<li>מוסיפים את תמיסת הסוכר החום עד שהיא מכסה את העיסה ב 25-50 מ"מ ומוסיפים 2 טיפות אנטי קצף. תן את העיסה לשבת בתמיסת סוכר חום במשך כ 5 דקות.</li>
	<li>אספו זחלים שצפים על פני השטח של התמיסה עם מלקחיים לזחלים לתוך בקבוקונים עם 70% EtOH.</li>
</ol>5. אוצרות הזחלים
<ol><li>תייגו בקבוקון עם מיקום האיסוף, התאריך, סוג הפרי והאספן לצורך בדיקה וזיהוי מאוחרים יותר.</li>
</ol>

שיטת הריסוק, הניפוי והציפה לאיתור זחלי זבוב פירות

<ol>
	<li>White, I. M., Elson-Harris, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Fruit Files of Economic Significance: Their Identification and Bionomics. , (1992).</li><li>Papadopoulos, N. T., Plant, R. E., Carey, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=From+trickle+to+flood:+the+large-scale,+cryptic+invasion+of+California+by+tropical+fruit+flies.">From trickle to flood: the large-scale, cryptic invasion of California by tropical fruit flies.</a> Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences. 280 (1768), 20131466 (2013).</li><li>Suckling, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Eradication+of+tephritid+fruit+fly+pest+populations:+outcomes+and+prospects.">Eradication of tephritid fruit fly pest populations: outcomes and prospects.</a> Pest Management Science. 72 (3), 456-465 (2016).</li><li>Mcinnis, D. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Can+polyphagous+invasive+tephritid+pest+populations+escape+detection+for+years+under+favorable+climatic+and+host+conditions.">Can polyphagous invasive tephritid pest populations escape detection for years under favorable climatic and host conditions.</a> American Entomologist. 63 (2), 89-99 (2017).</li><li>Mutamiswa, R., Nyamukondiwa, C., Chikowore, G., Chidawanyika, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Overview+of+oriental+fruit+fly,+Bactrocera+dorsalis+(Hendel)+(Diptera:+Tephritidae)+in+Africa:+From+invasion,+bio-ecology+to+sustainable+management.">Overview of oriental fruit fly, Bactrocera dorsalis (Hendel) (Diptera: Tephritidae) in Africa: From invasion, bio-ecology to sustainable management.</a> Crop Protection. 141, 105492 (2021).</li><li>Steck, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oriental+fruit+fly+eradication+in+Florida+2015-2016:+program+implementation,+unique+aspects,+and+lessons+learned.">Oriental fruit fly eradication in Florida 2015-2016: program implementation, unique aspects, and lessons learned.</a> American Entomologist. 65 (2), 108-121 (2019).</li><li>Alvarez, S., Evans, E., Hodges, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Estimated+costs+and+regional+economic+impacts+of+the+oriental+fruit+fly+(Bactrocera+dorsalis)+outbreak+in+Miami-Dade+County,+Florida.">Estimated costs and regional economic impacts of the oriental fruit fly (Bactrocera dorsalis) outbreak in Miami-Dade County, Florida.</a> University of Florida Institute of Food and Agricultural Sciences Extension. , (2016).</li><li>Gould, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Probability+of+detecting+Caribbean+fruit+fly+(Diptera:+Tephritidae)+infestation+by+fruit+dissection.">Probability of detecting Caribbean fruit fly (Diptera: Tephritidae) infestation by fruit dissection.</a> Florida Entomologist. 73 (3), 502-507 (1995).</li><li>Yee, W. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Detection+of+Rhagoletis+indifferens+(Diptera:+Tephritidae)+larvae+using+brown+sugar+flotation+and+hot+water+methods.">Detection of Rhagoletis indifferens (Diptera: Tephritidae) larvae using brown sugar flotation and hot water methods.</a> Journal of Applied Entomology. 136 (7), 549-560 (2012).</li><li>Yee, W. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+the+brown+sugar,+hot+water,+and+salt+methods+for+detecting+western+cherry+fruit+fly+(Diptera:+Tephritidae)+larvae+in+sweet+cherry.">Comparison of the brown sugar, hot water, and salt methods for detecting western cherry fruit fly (Diptera: Tephritidae) larvae in sweet cherry.</a> Florida Entomologist. 97 (2), 422-430 (2014).</li><li>Van Timmeren, S., Diepenbrock, L. M., Bertone, M. A., Burrack, H. J., Isaacs, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+filter+method+for+improved+monitoring+of+Drosophila+suzukii+(Diptera:+Drosophilidae)+larvae+in+fruit.">A filter method for improved monitoring of Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae) larvae in fruit.</a> Journal of Integrated Pest Management. 8 (1), 23 (2017).</li><li>Van Timmeren, S., Davis, A. R., Isaacs, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimization+of+a+larval+sampling+method+for+monitoring+Drosophila+suzukii+(Diptera:+Drosophilidae)+in+blueberries.">Optimization of a larval sampling method for monitoring Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae) in blueberries.</a> Journal of Economic Entomology. 114 (4), 1690-1700 (2021).</li><li>Balagawi, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+brown+sugar+flotation+for+detecting+Queensland+and+Mediterranean+fruit+fly+(Diptera:+Tephritidae)+infestation+in+Australian+cherries.">Evaluation of brown sugar flotation for detecting Queensland and Mediterranean fruit fly (Diptera: Tephritidae) infestation in Australian cherries.</a> Crop Protection. 151, 105823 (2022).</li><li>CFIA (Canadian Food Inspection Agency). <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Directive+D-02-04:+The+Blueberry+Certification+Program+and+domestic+phytosanitary+requirements+to+prevent+the+spread+of+blueberry+maggot+(Rhagoletis+mendax)+within+Canada.+2+Revision+10.">Directive D-02-04: The Blueberry Certification Program and domestic phytosanitary requirements to prevent the spread of blueberry maggot (Rhagoletis mendax) within Canada. 2 Revision 10.</a> CFIA (Canadian Food Inspection Agency). , (2020).</li><li>Kendra, P. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gas+chromatography+for+detection+of+citrus+infestation+by+fruit+fly+larvae+(Diptera:+Tephritidae).">Gas chromatography for detection of citrus infestation by fruit fly larvae (Diptera: Tephritidae).</a> Postharvest Biology and Technology. 59 (2), 143-149 (2011).</li><li>SAS Institute Inc. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=SAS+9.4+Guide+to+Software+Updates+and+Product+Changes.">SAS 9.4 Guide to Software Updates and Product Changes.</a> SAS Institute Inc. , (2013).</li></ol>

המחברים מצהירים כי אין להם ניגודי עניינים.

מטרתנו הייתה לפתח דרך יעילה ואפקטיבית למצוא זחלי טפריטיד בשטח. המוטיבציה להשקת תוכנית מיגור או הקמת אזור הסגר היא איתור נקבות או זחלים מזווגים6, המעידים על אוכלוסיית רבייה. השיטה הנוכחית של חיתוך וחיפוש חזותי של פירות אינה יעילה במציאת זחלים מכיוון שבדרך כלל יש הרבה יותר פירות פונדקאים מאשר ניתן לבדוק בנפרד. בנוסף, אוכלוסיות הטפריטידים ככל הנראה נמוכות באזור של פלישה חדשה, מה שהופך את הסיכויים למצוא זחלים בכמות גדולה של פירות לקשה מאוד. לדוגמה, בתוכנית למיגור Bactrocera dorsalis בפלורידה בשנת 2015, זוהו 54 מינים פונדקאים שונים, ויותר מ-4,000 פירות נחתכו. בתוכנית מיגור זו נמצאו רק זחלים בודדים במנגו, ולא נמצאו פונדקאים אחרים שורצים6. מצאנו כי שיטת MSF/MS הייתה רגישה יותר ומהירה יותר בזיהוי זחלי A. suspensa ו-B. dorsalis בעת עיבוד פירות עם כמות גדולה של עיסה (מנגו, גויאבה ופפאיה) בתפזורת בהשוואה לחיתוך פירות. הכמות הגדולה יותר של פירות פונדקאים שניתן לבדוק בשיטת השטיפה והניפוי, בשילוב עם הגברת הגילוי של זחל נדיר, עשויה להגדיל את ההסתברות לגילוי מוקדם של הזחל. גילוי מוקדם של אוכלוסיית רבייה עשוי להגדיל את הסיכוי למיגור ולהוזיל את עלויות התוכנית.
הניסויים שלנו הראו שמספר הזחלים שזוהו על ידי עובדים שחתכו ובדקו חזותית פירות השתנה במידה ניכרת. עובדים שחותכים פירות פספסו 50% ו-75% מזחלי B. dorsalis שהונחו במנגו ופפאיה, בהתאמה. לעומת זאת, רק 5% ו-15% מהזחלים הוחמצו בשיטת טרשת נפוצה לעיבוד פרי המנגו והפפאיה, בהתאמה. כמו כן, מחקר שבדק חיתוך פירות בנמלי הכניסה הראה שונות ניכרת במספר הפירות והזחלים השורצים שנמצאו על ידי המפקחים8. המחקר הראה כי פקחי נמלים מנוסים פספסו 64%-99% מזחלי A. suspensa ו-16%-82% מהפירות השורצים כאשר הפירות נחתכו ונבדקו ויזואלית8. התוצאות שלנו מצביעות על כך ששיטת השטיפה והניפוי עשויה להפחית את הסיכוי שעובד יחמיץ גילוי פרי שורץ.
ציפה של סוכר ומים חמים הם פרוטוקולים מקובלים בשיטת גישה מערכתית להבטחת דובדבנים ואוכמניות נקיים מזבובי פירות14. תת-קבוצה של משלוח נמעכת לתוך התמיסה, ואז מפקח מסנן חזותית את פני השטח של תמיסת הסוכר לנוכחות ביצים וזחלים. למרות שניתן לעבד מספר גדול יותר של פירות בהשוואה לחיתוך פירות בודדים, ההסתברות למצוא זחלים בטכניקות אלה עדיין מושפעת מיכולתו של המפקח, שלב ומספר הזחלים הנוכחים, וסוג הפרי8. מצאנו שכמו טפריטידים אחרים, B. dorsalis ו-A. suspensa נעקרים מעיסת הפרי וצפים אל פני השטח. באופן מעניין, מצאנו שעם זחלי אינסטאר מאוחרים גדולים יותר, שהם המטרה בתוכניות חירום ומיגור כפי שניתן לזהות אותם מורפולוגית, כולל ציפה של סוכר, לא הגבירו את הדיוק של השיטה. למעשה, הוספת שיטת הציפה הגדילה את זמן העיבוד ב -90% עבור פפאיה וב -48% עבור מנגו. זמן עיבוד ארוך יותר בתוספת החומרים הנוספים (כגון מים, פחים, סוכר וכו') אינם תומכים תפעולית בהוספת שלב זה בעת חיפוש כוכבים גדולים בשטח. שיטת ציפה בסוכר עשויה להתאים כאשר המטרה היא לאתר את כל השלבים כולל כוכבים מוקדמים, כגון בנמלי כניסה ובתי אריזה. סינון תמיסת הסוכר עם מסננת רשת עדינה יספק ככל הנראה את הזיהוי המדויק ביותר של ביצים וכוכבי זחלים מוקדמים11,12.
טכניקות MS ו- MSF עובדות היטב עם פירות שניתן למעוך בקלות ויש להם נפח גדול של עיסה. זחלי Tephritid נוטים להתחפר לתוך עיסת פירות, מה שהופך זיהוי חזותי קשה. היבט קריטי של שיטות MS ו- MSF הוא הפרדת הזחלים ממוך השן. תהליך הניפוי מסיר את הציפה ובכך חושף את הזחלים על רשתות המסננת. באופן דומה, שיטת מי הסוכר מפרידה את הזחלים מהציפה על ידי כך שהיא גורמת לזחלים לצוף, בעוד העיסה שוקעת לתחתית המחבת. זחלים המופרדים ממוך השן בשיטות MS או MSF נצפים בקלות נעים על מסך המסננת או על פני המים. למרות ששיטת ההשתקה, הניפוי והציפה האופציונלית שיפרה מאוד את המהירות והדיוק של איתור זחלי טפריטיד בפירות פונדקאים חשובים, ייתכן שהתהליך אינו מתאים לכל הפירות. לדוגמה, פירות מארחים עם עיסה קשה, כגון אבוקדו ירוק או פרי עם זרע / בור גדול וכמות קטנה יחסית של עיסת, כגון שקדים טרופיים, עשויים להיות קלים יותר לעיבוד על ידי חיתוך ידני ובדיקה חזותית.
מצאנו ששיטות הטרשת הנפוצה וה-MSF היו מהירות יותר כאשר מספר קטן יחסית של פירות (5-10) עובדו. סביר להניח שההבדל יהיה גדול יותר אם יעובדו כמויות גדולות יותר של פירות, מה שעשוי להיות נחוץ ואופייני לתוכניות חירום של זבוב הפירות. הסרת שלב הציפה הגבירה עוד יותר את מהירות הגילוי מבלי לפגוע בדיוק של מציאת זחלי טפריטיד גדולים (>3 מ"מ). הראינו שאפשר לקחת את הטכניקות האלה לשטח, שדימה את התנאים שחווים עובדים במהלך תוכנית חירום של זבוב הפירות. המחקרים שלנו מצביעים על כך ששיטות הטרשת הנפוצה עשויות לאפשר זיהוי מהיר יותר של זחלי אינסטאר מאוחרים ולאחר מכן חיסול של אוכלוסיות רבייה של טפריטידים. MSF יכול לשמש לאיתור ביצים וכוכבים מוקדמים שאינם נמצאים כרגע על הכוונת של תוכניות מיגור.

זבובי פירות Tephritid הם בין המזיקים החקלאיים ההרסניים ביותר, כאשר הסוגים Anastrepha, Bactrocera, ו Ceratitis מהווים את הסיכון הגדול ביותר1. אזורים רבים נמצאים בסיכון גבוה להתבססות זבוב פירות אקזוטי, בהתבסס על 1) פלישות היסטוריות ותוכניות תיחום ומיגור נלוות, 2) שיעור ההגעה הגבוה של חומר מארח של זבוב הפירות לנמלי הכניסה, ו -3) תנאי אקלים נוחים להקמת אוכלוסיות רבייה. מדינת קליפורניה חווה פלישות מרובות וגילויים של tephritids מדי שנה2. היו יותר מ -200 פלישות ותוכניות מיגור נגד tephritids ברחבי העולם במהלך המאה האחרונה, וזה הואץ באופן משמעותי בעשורים האחרונים3. אף על פי שרובן המכריע של תוכניות אלה מצליחות למגר את זבוב הפירות הפולש3,4, הנטל הכלכלי והסביבתי של פלישות אלה נותר עדיין גבוה, והאפשרות להתבססות קיימת תמיד; דוגמה קטסטרופלית עדכנית היא זיהום של Bactrocera dorsalis ביבשת אפריקה5.
במהלך תוכניות חירום של זבוב הפירות, נעשה מאמץ מרוכז לאתר ולשלוט באוכלוסיות הרבייה של המינים הפולשים. לדוגמה, מדינת פלורידה מגיבה לפלישות טפריטידיות על ידי מריחת שאריות קרקע (מתחת לטפטוף של צמחים פונדקאים נושאי פרי) וסילוק פירות פונדקאים ברדיוס של 200 מטר סביב אתרים שבהם נמצאות נקבות ו/או זחלים מזווגים6. פעולות וטקטיקות אלה משמשות להרוג זחלים וגלמים באדמה ולהסיר ביצים וזחלים מפירות באזור. בחלק מתוכניות ההשמדה מסולקת כמות משמעותית של פרי פונדקאי. בשנת 2015, מעל 100,000 ק"ג של פירות נהרסו במהלך תוכנית ביעור B. dorsalis בפלורידה6. ההפסדים הכלכליים למגדלים ולתעשיות הקשורות אליהם באזור ההסגר לבדו נאמדו ביותר מ-10.7 מיליון דולר7.
כדי למצוא זחלי טפריטיד באזורי ההסגר, צוות קטן של אנטומולוגים אוסף פירות פונדקאים ברדיוס של 200 מטר סביב אזור גילוי נקבות זבובים, חותך ובודק חזותית כל פרי עבור זחלים6. עם משאבי צוות מוגבלים ומאות מארחים אפשריים, המשימה הופכת לקשה, במיוחד באזורים שבהם מגוון הצמחים הן באזורי הייצור המסחריים והן בחצרות המגורים גבוה. בנוסף, הזחלים עלולים לפספס בעת חיתוך פירות המארחים. במחקר שבדק חיתוך פירות בנמלי הכניסה, נמצא כי חיתוך פירות אינו יעיל באותה מידה באיתור A. suspensa בהשוואה להחזקת הפירות השורצים במשך מספר שבועות וספירת הזחלים והגלמים שנמצאו במצע הגור8.
ישנן חלופות לחיתוך פירות לאיתור נגע 9,10,11,12,13. לדוגמה, ציפה של סוכר חום ושיטת מים חמים הן שתי שיטות מקובלות המשמשות לאיתור זבובי פירות דובדבן מערביים בדובדבנים שנקטפו 9,10. שיטת הסוכר החום כוללת הנחת פירות כתושים בתמיסת מי סוכר ואיסוף זחלים הצפים למעלה. שיטת הציפה של סוכר חום פותחה במיוחד כדי לעמוד בכללים הרגולטוריים לדובדבנים מיוצאים, המחייבים את בתי האריזה לפקח על מזיקים של זבוב הפירות. קיימת גם תוכנית מאושרת להסמכת אוכמניות בארה"ב-קנדה הכוללת ציפה של מי סוכר חום, ציפה של מי מלח או הרתחה לתמיכה בפיטוסניטציה14. כאשר בדקו את הדיוק של ציפה של סוכר ומים חמים, החוקרים השתמשו בשיטת הניפוי כדי לקבוע כמה זחלים חסרים 9,10,11,12,13. מחקר הראה כי ערבוב אוכמניות כתושות בתמיסת מלח וסינון התמיסה דרך פילטר קפה רב פעמי היה טוב פי ארבעה בזיהוי זחלי סוזוקי דרוזופילה מאשר בדיקה חזותית של פני השטח של תמיסות מלח וסוכר14. בנוסף, כרומטוגרפיית גז שימשה לאיתור זחלי A. suspensa בהדר15. גישות אלה לא נבדקו לתחולה בסקרי שטח.
מטרתנו הייתה לפתח ולבדוק שיטה למציאת זחלי טפריטיד בשטח באמצעות מסננת וציפה של מי סוכר. שיטה זו מאפשרת איתור יעיל יותר של זבובי פירות לא בוגרים מאשר שיטת חיתוך הפירות המסורתית, ותומכת בשליטה בזמן על אוכלוסיות הרבייה במהלך תוכניות להשמדת זבוב הפירות.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Anti foamer</td>
			<td>MicroLubrol</td>
			<td>ML200-50-4</td>
			<td>MicroLubrol 2000 Fluid Pure Silicone Oil, https://www.microlubrol.com</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brown Sugar</td>
			<td>Dominos</td>
			<td></td>
			<td>1 lb Box&#160; Dark Brown Sugar Crystals, https://www.dominosugar.com/products/dark-brown-sugar</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cutting Boards</td>
			<td>KitchenAid</td>
			<td>KE703NOSMGA</td>
			<td>KitchenAid Classic Nonslip Plastic Cutting Board, 12x18-Inch, https://www.amazon.com/KitchenAid-Classic-Nonslip-Plastic-11x14-Inch/dp/B09117L774/ref=sxin_24_ac_d_mf_brs?ac_md=2-1-S2l0Y2hlbkFpZA%3D%3D-ac_d_mf_brs_brs&#38;content-id=amzn1.sym.1ad31f34-ba12-4dca-be4b-f62f7f5bb10d%3Aamzn1.sym.1ad31f34-ba12-4dca-be4b-f62f7f5bb10d&#38;crid=UXMLNC72BL0 
			M&#38;cv_ct_cx=cutting%2Bboards&#38;keywords=cutting%2Bboards 
			&#38;pd_rd_i=B091118V8T&#38;pd_rd_r= 
			4c48b4ad-4d4d-4b4b-8799-fc7313 
			2f8e34&#38;pd_rd_w=li862&#38;pd_rd_wg 
			=KogbB&#38;pf_rd_p=1ad31f34-ba12-4dca-be4b-f62f7f5bb10d&#38;pf_rd_r=9ATJD6W 
			QBF9DVRY889MP&#38;qid=1673911 
			429&#38;refresh=1&#38;sprefix=cutting%2Bboards%2Caps%2C198&#38;sr=1-2-8b2f235a-dddf-4202-bbb9-592393927392&#38;th=1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dish Pans</td>
			<td>Sterilite</td>
			<td>06578012</td>
			<td>White 12 qrt Dishpan, https://www.amazon.com/STERILITE-06578012-Sterilite-White-Dishpan/dp/B0039V2G5E/ref=sr_1_1?crid=2SMBMLFJF18U&#38;keywords= 
			white+12+qt+dishpan+sterilite&#38;qid=1673911729&#38;s=home 
			-garden&#38;sprefix=white+12+qr+dishpan+sterlite%2Cgarden%2C184&#38;sr=1-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EthOH</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP8202500</td>
			<td>Ethanol Solution 96%, Molecular Biology Grade, https://www.fishersci.com/shop/products/ethanol-solution-96-molecular-biology-grade-fisher-bioreagents/BP8202500</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass Vials</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>0333921H</td>
			<td>Fisherbrand&#160;Class B Clear Glass Threaded Vials With Closures, https://www.fishersci.com/shop/products/class-b-clear-glass-threaded-vials-with-closures-packaged-separately/0333921H</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Knives</td>
			<td>Zyliss</td>
			<td>31380</td>
			<td>5.25&#34; Utility Knife, https://www.amazon.com/ZYLISS-Utility-Kitchen-5-5-Inch-Stainless/dp/B00421ATJK/ref=sr_1_7?crid=2U27KE1HTG5N1&#38;keywords= 
			fruit%2Bcutting%2Bknives&#38;qid=1673911609&#38;s= 
			home-garden&#38;sprefix=fruit%2Bcutting%2Bknives%2Cgarden%2C145&#38;sr=1-7&#38;th=1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>No. 20 Mesh sieves</td>
			<td>Hogentogler &#38; Co. Inc.</td>
			<td>4221</td>
			<td>U.S. Standard&#160;Testing Sieves, https://www.hogentogler.com/sieves/18-inch-sieves.asp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>No. 45 Mesh sieves</td>
			<td>Hogentogler &#38; Co. Inc.</td>
			<td>4226</td>
			<td>U.S. Standard&#160;Testing Sieves, https://www.hogentogler.com/sieves/18-inch-sieves.asp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>No. 8 Mesh sieves</td>
			<td>Hogentogler &#38; Co. Inc.</td>
			<td>4215</td>
			<td>U.S. Standard&#160;Testing Sieves, https://www.hogentogler.com/sieves/18-inch-sieves.asp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Soft Forceps</td>
			<td>DR Instruments</td>
			<td>DRENTF01</td>
			<td>DR Instruments Featherweight Entomology Forceps, https://www.amazon.com/DR-Instruments-DRENTF01-Featherweight-Entomology/dp/B008RBLO8Q</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zipper Lock Storage Bags</td>
			<td>Ziploc</td>
			<td>682254</td>
			<td>Ziploc brand 2 gal Clear Freezer Bags, https://www.amazon.com/Ziploc-Freezer-Bag-Gallon-100/dp/B01NCDWR8A/ref=sr_1_1_sspa?crid=3SQFBT64Z76ES&#38;keywords= 
			ziploc+freezer+bags+2+gallon&#38;qid=1674504602&#38;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

sieving fruit pulp to detect immature tephritid fruit flies in the field

זבובי פירות ממשפחת Tephritidae הם בין המזיקים החקלאיים ההרסניים והפולשים ביותר בעולם. מדינות רבות נוקטות בתוכניות מיגור יקרות כדי לחסל אוכלוסיות מתחילות. במהלך תוכניות מיגור, נעשה מאמץ מרוכז לאתר זחלים, שכן זה מצביע מאוד על אוכלוסיית רבייה ומסייע לקבוע את ההיקף המרחבי של ההתפשטות. גילוי שלבי חיים לא בוגרים מעורר פעולות בקרה וויסות נוספות כדי להכיל ולמנוע כל התפשטות נוספת של המזיק. באופן מסורתי, זיהוי הזחלים מתבצע על ידי חיתוך פירות פונדקאים בודדים ובדיקתם באופן חזותי. שיטה זו דורשת עבודה רבה, שכן ניתן לעבד רק מספר מוגבל של פירות, וההסתברות להחמיץ זחל גבוהה. נבדקה טכניקת מיצוי המשלבת i) מחיצת פרי פונדקאי בשקית ניילון, ii) סינון עיסה דרך סדרה של מסננות, iii) הנחת עיסה שמורה בתמיסת מי סוכר חומים, ו-iv) איסוף זחלים הצפים אל פני השטח. השיטה הוערכה בפלורידה עם גויאבה שנאספה בשדה שורצת באופן טבעי על ידי Anastrepha suspensa. כדי לחקות אוכלוסיות נמוכות המייצגות יותר את התוכנית להשמדת זבוב הפירות, המנגו והפפאיה בהוואי שורצים מספר ידוע ונמוך של זחלי Bactrocera dorsalis . ישימות השיטה נבדקה בשטח על גויאבה שורצת באופן טבעי על ידי B. dorsalis כדי להעריך את השיטה בתנאים שחוו העובדים במהלך תוכנית חירום של זבוב הפירות. הן בניסויי שדה והן בניסויי מעבדה, השטיפה והסינון של הציפה היו יעילים יותר (דרשו פחות זמן) ורגישים יותר (נמצאו יותר זחלים) מאשר חיתוך פירות. הצפת הציפה בתמיסת מי סוכר חומים סייעה לזהות זחלי כוכבים מוקדמים יותר. ריסוק וניפוי עיסת פירות של פונדקאים חשובים עשויים להגדיל את ההסתברות לגילוי זחלים במהלך תוכניות חירום.

Tephritid fruit flies are among the most destructive agricultural pests, with the genera Anastrepha, Bactrocera, and Ceratitis posing the greatest risk1. Many areas are at high risk for exotic fruit fly establishment, based on 1) historical incursions and associated delimitation and eradication programs, 2) the high arrival rate of fruit fly host material at ports of entry, and 3) climatic conditions favorable for the establishment of reproducing populations. The state of California experiences multiple incursions and detections of tephritids annually2. There have been more than 200 incursions and eradication programs against tephritids globally over the last century, and this has accelerated significantly in recent decades3. Though the vast majority of these programs are successful in eradicating the invading fruit fly3,4, the economic and environmental burden of these invasions remains still high, and the possibility of establishment is always present; a recent catastrophic example is the infection of Bactrocera dorsalis in the African continent5.
During emergency fruit fly programs, a concerted effort is made to detect and control breeding populations of the invading species. For example, the state of Florida responds to tephritid incursions by applying soil drenches (under the dripline of fruit-bearing host plants) and removing host fruit in a 200 m radius around sites where mated females and/or larvae are found6. These actions and tactics serve to kill larvae and pupae in the soil and remove any eggs and larvae from fruit within the area. In some eradication programs, a significant amount of host fruit is removed. In 2015, over 100,000 kg of fruit was destroyed during the B. dorsalis eradication program in Florida6. The economic losses to growers and associated industries in the quarantined area alone were estimated to be over $10.7 million7.
To find tephritid larvae in the quarantine areas, a small team of entomologists collect host fruits in a 200 m radius around a female fly detection area and cut and visually inspect each fruit for larvae6. With limited staff resources and hundreds of possible hosts, the task becomes difficult, particularly in the areas where plant diversity in both commercial production areas and residential yards is high. In addition, larvae may be missed when cutting host fruits. In a study evaluating fruit cutting at the ports of entry, cutting fruit was found not to be as effective in detecting A. suspensa when compared to holding the infested fruits for several weeks and counting the larvae and pupae found in the pupation substrate8.
There are&#160;alternatives to&#160;fruit cutting for detecting an infestation9,10,11,12,13. For example, a brown sugar floatation and a hot water method are both accepted procedures used to detect western cherry fruit flies in harvested cherries9,10. The brown sugar method involves placing crushed fruit in sugar water solution and collecting larvae that float to the top. The brown sugar floatation method was developed specifically to meet regulatory rules for exported cherries, which require packing houses to monitor for quarantine fruit fly pests. There is also an approved US-Canada blueberry certification program that includes brown sugar water floatation, salt water floatation, or boiling to support phytosanitation14. When testing the accuracy of sugar and hot water floatation, researchers used the sieving method to determine how many larvae are missed9,10,11,12,13. A study showed that mixing crushed blueberries in a salt solution and filtering the solution through a reusable coffee filter was four times better in detecting Drosophila suzukii larvae than visually inspecting the surface of salt and sugar solutions14. In addition, gas chromatography was used for the detection of A. suspensa larvae in citrus15. These approaches have not been tested for applicability in field surveys.
Our goal was to develop and test a method to find tephritid larvae in the field using sieving and sugar water floatation. This method allows the more efficient detection of immature fruit flies than the traditional fruit cutting method, supporting the timely control of breeding populations during fruit fly eradication programs.

מחבר זרקור: ניפוי עיסת פירות לאיתור זבובי פירות טפריטיד לא בשלים בשדה  

ניפוי עיסת פירות לאיתור זבובי פירות טפריטידים לא בשלים בשדה

We are developing a method to find tephritid fruit fly larvae that is faster and more accurate than the current method of cutting and visually inspecting each fruit. We want to develop a simple technique that can be used in the field to process large amounts of fruit. A challenge of this study was finding fruit with a low infestation, which would likely represent what we see during an emergency or eradication program.As we cannot see into the fruit, we use methods to artificially infest key hosts with a low number of larvae. In both field and laboratory trials, mushing and sieving the pulp require less time, and more larvae were found than cutting fruit. Floating the pulp in a brown sugar water solution helped detect earlier instar larvae.Mushing and sieving fruit pulp of important tephritid hosts may increase the probability of detecting larvae during emergency programs. We'll continue to optimize the protocol to determine the optimal sieve size for different species of regulated fruit flies and establish criteria such as the type of fruit, the quantity of fruit, et cetera, that will help decide whether the use of the larval destruction method or standard fruit cutting is warranted.

Watch this Scientific Journal Video about Sieving Fruit Pulp to Detect Immature Tephritid Fruit Flies in the Field at JoVE.com

הגברת האיתור של זבובי פירות טפריטידים לא בוגרים בשטח יכולה לעורר מאמצים בזמן לחסל אוכלוסיות של מזיקים הרסניים אלה. איתור זחלי אינסטאר מאוחרים הוא מהיר ומדויק יותר כאשר מועכים פירות פונדקאי בשקית ומעבירים את הציפה דרך סדרה של מסננות מאשר חיתוך ידני ובדיקה חזותית.

Fruit flies of the Tephritidae family are among the most destructive and invasive agricultural pests in the world. Many countries undertake expensive ...

אנו מפתחים שיטה למציאת זחלי זבוב פירות טפריטידי, מהירה ומדויקת יותר מהשיטה הנוכחית של חיתוך ובדיקה ויזואלית של כל פרי. אנחנו רוצים לפתח טכניקה פשוטה שתוכל לשמש בשטח לעיבוד כמויות גדולות של פירות. אחד האתגרים של מחקר זה היה למצוא פירות עם התפשטות נמוכה, אשר ככל הנראה מייצגים את מה שאנו רואים במהלך תוכנית חירום או מיגור.מכיוון שאיננו יכולים לראות לתוך הפרי, אנו משתמשים בשיטות כדי לשרוף באופן מלאכותי פונדקאים מרכזיים עם מספר נמוך של זחלים. הן בניסויי שדה והן בניסויי מעבדה נדרשו פחות זמן למחיצת הציפה וניפויה, ונמצאו יותר זחלים מאשר חיתוך פירות. הצפת העיסה בתמיסת מי סוכר חומים סייעה לזהות זחלי כוכבים מוקדמים יותר.ריסוק וניפוי עיסת פירות של פונדקאים חשובים עשויים להגדיל את ההסתברות לגילוי זחלים במהלך תוכניות חירום. נמשיך לייעל את הפרוטוקול כדי לקבוע את גודל המסננת האופטימלי עבור מינים שונים של זבובי פירות מוסדרים ולקבוע קריטריונים כגון סוג הפרי, כמות הפרי וכו', שיעזרו להחליט אם השימוש בשיטת השמדת הזחלים או חיתוך פירות סטנדרטי מוצדק.

sieving-fruit-pulp-to-detect-immature-tephritid-fruit-flies

Research

JoVE Journal

Biology

Sieving Fruit Pulp to Detect Immature Tephritid Fruit Flies in the Field

1.1K Views.  United States Department of Agriculture (USDA). אנו מפתחים שיטה למציאת זחלי זבוב פירות טפריטידי, מהירה ומדויקת יותר מהשיטה הנוכחית של חיתוך ובדיקה ויזואלית של כל פרי. אנחנו רוצים לפתח טכניקה פשוטה שתוכל לשמש בשטח לעיבוד כמויות גדולות של פירות. אחד האתגרים של מחקר זה היה למצוא פירות עם התפשטות נמוכה, אשר ככל הנראה מייצגים...

Video: מחבר זרקור: ניפוי עיסת פירות לאיתור זבובי פירות טפריטיד לא בשלים בשדה  

Fruit flies of the Tephritidae family are among the most destructive and invasive agricultural pests in the world. Many countries undertake expensive eradication programs to eliminate incipient populations. During eradication programs, a concerted effort is made to detect larvae, as this strongly indicates a breeding population and helps establish the spatial extent of the infestation. The detection of immature life stages triggers additional control and regulatory actions to contain and prevent any further spread of the pest. Traditionally, larval detection is accomplished by cutting individual host fruits and examining them visually. This method is labor intensive, as only a limited number of fruit can be processed, and the probability of missing a larva is high. An extraction technique that combines i) mushing host fruit in a plastic bag, ii) straining pulp through a series of sieves, iii) placing retained pulp in a brown sugar water solution, and iv) collecting larvae that float to the surface was tested. The method was evaluated in Florida with field-collected guava naturally infested by Anastrepha suspensa. To mimic low populations more representative of a fruit fly eradication program, mangos and papaya in Hawaii were infested with a known, low number of Bactrocera dorsalis larvae. The applicability of the method was tested in the field on guava naturally infested by B. dorsalis to evaluate the method under conditions experienced by workers during an emergency fruit fly program. In both field and laboratory trials, mushing and sieving the pulp was more efficient (required less time) and more sensitive (more larvae found) than cutting fruit. Floating the pulp in brown sugar water solution helped detect earlier instar larvae. Mushing and sieving fruit pulp of important tephritid hosts may increase the probability of detecting larvae during emergency programs.

Increasing the detection of immature tephritid fruit flies in the field can trigger timely efforts to eliminate populations of these destructive pests. Detecting late instar larvae is faster and more accurate when mushing host fruit in a bag and passing the pulp through a series of sieves than hand cutting and visual inspection.

Mushing, Sieving, and Sugar Floatation for Fruit Fly Larvae Collection

To begin, select fallen, overripe, or ripe fruit with signs of damage, over position scars and soft spots. Cut the fruit into large pieces and place them into a four-liter Ziploc storage bag. Add water to the bag until the water covers the chopped fruit by 25 to 50 millimeters.Squeeze the fruit gently by hand until all the pulp has dislodged from the peel and has a smooth consistency. Use large sieves to process around five fruits at once. Stack the sieve with a large mesh sieve atop a small mesh sieve, and place a third sieve on the bottom of the stack to detect early instars.Pour the pulp into the top sieve, and thoroughly wash the pulp through the stack of sieves using water from a hose, faucet or a bottle until the fine pulp has passed through the sieves. Visually scan the top sieves for late instar larvae that might have been retained with the peel or any large pieces of fruit. And carefully inspect the second sieve for late instar larvae.Collect larvae from the sieves with larval forceps and place them into vials with 70%ethanol. Premix the sugar solution by dissolving 453 grams of dark brown sugar in two liters of tap water. Wash the pulp from the finer mesh sieves to the edge of the sieve with tap water, and then move the material to an 11-liter plastic dish pan.Add the brown sugar solution until it covers the pulp by 25 to 50 millimeters, and add two drops of anti-foamer. After five minutes, collect larvae that float to the surface of the solution with larval forceps into vials with 70%ethanol. Label a vial with the collection location, date, type of fruit, and collector for later examination and identification.The mean number of Anastrepha suspensa larvae and the mean number of larvae collected per minute from five guavas and processed by cutting and by mushing, sieving and floating or MSF method are shown here. The result shows that the MSF method yielded greater numbers of larvae and more larvae per minute than hand cutting. This MSF method was validated using manual infestation of mango and papaya to simulate low Bactrocera dorsalis infestation.More larvae were found using the MSF method for both papaya and mango when compared to the fruit cutting method. For both mangoes and papayas, the full MSF method resulted in higher numbers of larval detections and was faster than fruit cutting.