Rilevazione sensibile di Proteopathic Semina attività con FRET Citometria a flusso

Riepilogo

Cell-to-cell transfer of protein aggregates, or proteopathic seeds, may underlie the progression of pathology in neurodegenerative diseases. Here, a novel FRET flow cytometry assay is described that enables specific and sensitive detection of seeding activity from recombinant or biological samples.

Abstract

Increasing evidence supports transcellular propagation of toxic protein aggregates, or proteopathic seeds, as a mechanism for the initiation and progression of pathology in several neurodegenerative diseases, including Alzheimer's disease and the related tauopathies. The potentially critical role of tau seeds in disease progression strongly supports the need for a sensitive assay that readily detects seeding activity in biological samples.

By combining the specificity of fluorescence resonance energy transfer (FRET), the sensitivity of flow cytometry, and the stability of a monoclonal cell line, an ultra-sensitive seeding assay has been engineered and is compatible with seed detection from recombinant or biological samples, including human and mouse brain homogenates. The assay employs monoclonal HEK 293T cells that stably express the aggregation-prone repeat domain (RD) of tau harboring the disease-associated P301S mutation fused to either CFP or YFP, which produce a FRET signal upon protein aggregation. The uptake of proteopathic tau seeds (but not other proteins) into the biosensor cells stimulates aggregation of RD-CFP and RD-YFP, and flow cytometry sensitively and quantitatively monitors this aggregation-induced FRET. The assay detects femtomolar concentrations (monomer equivalent) of recombinant tau seeds, has a dynamic range spanning three orders of magnitude, and is compatible with brain homogenates from tauopathy transgenic mice and human tauopathy subjects. With slight modifications, the assay can also detect seeding activity of other proteopathic seeds, such as α-synuclein, and is also compatible with primary neuronal cultures. The ease, sensitivity, and broad applicability of FRET flow cytometry makes it useful to study a wide range of protein aggregation disorders.

Introduzione

L'accumulo di tau intracellulare amiloidi definisce tauopatie come il morbo di Alzheimer. Nelle fasi iniziali della malattia, la patologia è generalmente localizzata alle regioni discrete del cervello, ma con la progressione della malattia, la patologia si diffonde sempre lungo le reti neurali distinte ^1-5. Accumulare evidenza suggerisce transcellulare propagazione di aggregati proteici tossici alla base di questa patologia (rivisto in ^6-10). In questo modello, i semi proteopathic (ad esempio, tau) vengono rilasciati dalle cellule del donatore e entrano nelle cellule vicine, trasformando proteina tau nativo nella forma misfolded via su modelli cambiamento conformazionale ^11-15. Il test qui descritto è stato sviluppato per rilevare sensibilmente tale attività semina. E 'compatibile con proteina ricombinante e campioni biologici e consente una quantificazione dei livelli di attività di seeding proteopathic ¹⁶ minuti.

Cellule HEK 293T che esprimono stabilmente tau ripetizione dOMain (RD) contenente il P301S mutazione associata a malattia fuso a uno CFP o YFP (di seguito indicato come cellule tau-RD-CFP / YFP) servire come biosensore stabile di attività di seeding. In assenza di semi proteopathic, le cellule mantenere tau come monomero solubile, e non hanno sfondo apprezzabile FRET. Assorbimento spontanea o liposomi mediata trasduzione di semi tau nelle cellule, però, si traduce in RD-CFP e aggregazione RD-YFP, che produce un segnale FRET che si misura all'interno delle cellule singole tramite citometria a flusso.

Numerosi componenti di questo test sono stati progettati per migliorare la sensibilità e ridurre la variabilità. Una linea di cellule monoclonale con un rapporto di 1: espressione RD-CFP / YFP 1 è stato scelto, in quanto fornisce il segnale ottimale: il rumore. Per aumentare la sensibilità, fosfolipidi vengono utilizzati per introdurre semi direttamente in cellule (anche per studiare i meccanismi biologici di assorbimento, questo può essere omesso). Infine, citometria a flusso monitor FRET a livello di popolazione e una singola cella livello, a differenza di altre metodiche di aggregazione delle proteine. La misura di esito finale, densità FRET integrata, è altamente quantitativa e spiegherebbe sia il numero di cellule con aggregazione, e il grado in cui si è verificato l'aggregazione all'interno di ogni cella. Tutti questi parametri ottimizzati migliorare la sensibilità e garantire la riproducibilità.

Questo sistema è stato recentemente impiegato in uno studio completo in transgenici P301S topi taupatia ¹⁷ che ha valutato l'insorgenza e la progressione temporale di attività di seeding tau rispetto ad altri marker patologici tau comunemente usati (per esempio, MC1, AT8, PG5 e ThioflavinS). Attività di seeding è di gran lunga il marcatore prima e più robusto di tau patologia valutato, precedente rilevazione istologica di almeno 6 settimane. Attività di seeding appare a 1,5 mesi e aumenta progressivamente con l'età, suggerendo un ruolo causale di semi proteopathic nell'insorgenza e / o la progressione della neurodegenerazione ^16.

e_content "> quantificazione precisa dei livelli di materiale di seme da campioni biologici minuti può facilitare gli studi che monitorano la progressione della malattia precoce. Accorciando la durata di prova e consentendo l'uso di animali più giovani, ciò potrebbe aumentare l'efficienza e l'accuratezza delle prove sugli animali preclinici. Ad esempio, in il mouse P301S precedentemente descritto, composti di piombo potrebbero essere consegnati già nel 4-6 settimane (immediatamente prima, o inizio dell'attività seeding), e monitorati per l'efficacia 2-4 settimane più tardi. Il dosaggio deve quantificare con precisione eventuali riduzioni di semina attività. FRET citometria a flusso è possibile testare rapidamente in vitro applicazioni di screening così. Ad esempio, reagenti anti-tau (ad esempio, anticorpi, molecole di piccole dimensioni, etc.) per la loro capacità di bloccare la semina di induzione direttamente in coltura, utilizzando tau ricombinante aggregati o lisati cervello-derivato come una fonte di semi (Figura 5). Con questa impostazione, una volta che il materiale seme è preparato, un exsperi- dura solo tre giorni per completare, compresa l'analisi dei dati. La rapida quantificazione dell'attività seeding proteopathic può quindi facilitare molti studi di neurodegenerazione.

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Protocollo

NOTA: Questo protocollo enfatizza l'uso di FRET citometria a flusso per rilevare attività di seeding da campioni biologici del mouse. E 'anche compatibile con fibrille ricombinanti e campioni biologici umani. Mouse l'eutanasia e il cervello raccolta è stata effettuata in conformità con le procedure IACUC approvati.

1. Cervello Estrazione

1. A seguito di profonda anestesia con isoflurano (2%), defluire in un mouse con ghiacciata PBS contenente 0,03% di eparina, ed estrarre il cervello seguendo le istruzioni dettagliate riportate nella Gage et al. ¹⁸
2. Posizionare il tessuto estratto in crio-fiala, e far scattare freeze mettendo in azoto liquido. In alternativa, congelare il tessuto in ghiaccio secco. Una volta congelato, trasferire tessuto a -80 ° C e conservare per un periodo di tempo prolungato, se necessario.
   NOTA: Questo protocollo è compatibile con interi omogenati cerebrali o regioni cerebrali micro-sezionato. Vedere Hagihara et al., Per una dettagliata protocollo micro-dissezione ^19.

2. Preparazione delle sementi biologiche materiale

1. Preparare tampone omogeneizzazione sciogliendo inibitori della proteasi (EDTA gratuito) in 1x TBS (1 compressa per 10 ml). Vortex con vigore, e memorizzare sul ghiaccio. Gli inibitori della proteasi devono essere EDTA liberi al fine di preservare la vitalità cellulare biosensore.
2. Pesare tessuto cerebrale congelato in una pesa barca usa e getta, e trasferire in una provetta da 5 ml. Aggiungere ghiacciata buffer di omogeneizzazione tale che questa soluzione finale è del 10% peso / volume. Temporaneamente memorizzare sul ghiaccio. Massa di tessuto e successiva omogeneizzazione polmone variano a seconda delle dimensioni del cervello e / o delle regioni utilizzato. Qui, un hemibrain topo adulto peso 0,2 g viene sospeso in 2 ml di 10% w / soluzione vol.
3. Campioni di trasferimento in una stanza fredda e regolare un sonicatore sonda per le impostazioni appropriate. Per sonda sonicazione con Omni Ruptor (qui illustrato), impostare la potenza al 20%, che corrisponde a circa 75 W. Utilizzare un modo a impulsi per garantire campioni non sono Over-riscaldata durante sonicazione. Impostare il pulser al 30%, corrispondente a circa 500 msec.
4. Pulire la punta della sonda sonicatore risciacquando con acqua, isopropanolo, e ancora acqua, rimuovendo la sonda tra ciascuna soluzione. Essere certi di lavare e pulire entrambi i lati e la parte inferiore della sonda con laboratorio-salviette.
5. Lavorare con un campione alla volta, immergere la punta della sonda nel buffer di omogeneizzazione, e avviare il sonicatore. Utilizzando le impostazioni di alimentazione e pulser sopra descritte, consegnare 25 impulsi totali. Assicurarsi che il tessuto è completamente in sospensione. Fare attenzione ad evitare la formazione di schiuma del campione durante questa fase.
   NOTA: I campioni sono suscettibili alla formazione di schiuma se a) il volume totale è basso o b) l'omogenato riscalda. Con questo strumento specifico, non sonicare con volumi inferiori a 250 microlitri. Per garantire i campioni rimangono refrigerati, i tubi possono essere conservati in ghiaccio durante questa fase.
6. Pulire la sonda asciugandosi lisato residua, poi consegnare 10 impulsi in un bicchiere oacqua pulita f. Sciacquare le pareti e il fondo della sonda con acqua, isopropanolo, e l'acqua di nuovo (come al punto 2.4), asciugandosi asciugare tra un passo. Per evitare la contaminazione, sciacquare la sonda in tra i campioni.
   NOTA: Con aggregati tau, non abbiamo trovato che i metodi di pulizia più severi sono necessari per prevenire la contaminazione da campione a campione. Altri amiloidi, tuttavia, possono necessitare di cure aggiuntive che è stato ampiamente descritto in letteratura ^20,21.
7. Conservare omogenati in ghiaccio fino sono stati elaborati tutti i campioni.
8. Spin omogenati a 21.300 xg per 15 minuti a 4 ° C.
9. Trasferire il surnatante in una provetta pulita, facendo attenzione a non disturbare il pellet. Eliminare il pellet. Aliquota il surnatante, e conservare lisati a -80 ° C per un ulteriore uso. Evitare cicli di congelamento / scongelamento dei omogenati, tuttavia, come questo riduce l'efficienza semina.

3. Cellule replating biosensore

NOTA:Utilizzare quattro linee di cellule per questo dosaggio: HEK 293T (linea cellulare # 1), RD-P301S-CFP (linea cellulare 2 #), RD-P301S-YFP (linea cellulare 3 #), e RD-P301S-CFP / YFP ( linea cellulare # 4). Si prega di fare riferimento Tabella 1 per il contributo di ogni linea cellulare per il test.

1. In un ambiente sterile, terreno di coltura aspirato. Lavare le cellule con PBS caldo, e aspirare. Trypsinize cellule (3 ml di tripsina-EDTA (0,05%)) per 3 minuti, spegnere con terreno di coltura caldo (9 ml di DMEM, 10% FBS, 1% penna / strep, 1% Glutamax), e trasferire immediatamente le cellule a una tubo conico.
2. Cellule centrifugare a 1000 xg per 5 minuti a temperatura ambiente. Aspirare il terreno, e pellet di cellule risospendere in mezzo di coltura caldo.
3. Utilizzando un emocitometro, determinare la densità delle cellule per ciascuna linea cellulare. Densità cellulare varia a seconda confluenza al momento della raccolta e del volume risospensione. Risospendere le cellule raccolte da un piatto 10 cm al 90% di confluenza in 10 ml media, per la densità cellulare di circa 1 milione di cellule / ml.
4. Compiereun master mix di cellule + supporti in modo tale che ciascun pozzetto di una piastra ben 96 conterrà 35.000 cellule in 130 microlitri mezzi (ad esempio, per fare un master mix per 100 pozzi, risospendere 3,5 milioni di cellule in 13 ml di media). Modificare il numero di cellulare per soddisfare i singoli progetti sperimentali e scadenze. Per il trattamento delle cellule ~ 18 ore dopo la placcatura, aggiungere 35.000 cellule per ciascun pozzetto di una piastra a 96 pozzetti.
5. Utilizzando una pipetta multicanale, lentamente pipetta 130 ml di sospensione cellulare master mix in ogni pozzetto di un fondo piatto, tessuto cultura trattati 96 pozzetti. Mentre placcatura, posizionare la punta della pipetta nel centro del pozzo, senza toccare il fondo della piastra.
   NOTA: Sebbene formato placcatura può essere modificata, rendendo n = 4 pozzetti per ogni linee cellulari 1-3 per piastra è raccomandato. Il resto della piastra (n = 84) è riservato per linea cellulare # 4 (cellule biosensori).
6. Permettono alle cellule di stabilirsi lasciando la placca indisturbato per 10 minuti a temperatura ambiente. Incubare O / N a 37 ° C, 5% CO _2, e &# 8805; 80% di umidità relativa.

4. Cellule Trattamento

NOTA: Il giorno seguente, quando le cellule biosensori tau sono 60-65% confluenti, preparare semi di complessi di trasduzione come segue:

1. In un tubo, unire reagenti di trasfezione, come Lipofectamine, con media-siero ridotto, come Opti-MEM, per fare un master mix. Per bene, aggiungere 1,25 ml di reagente di trasfezione e 8,75 ml di media-siero ridotto. Tubo Flick delicatamente per miscelare brevemente spin down, e incubare per 5 minuti a temperatura ambiente.
2. In un altro tubo, combinare materiale seme (aliquota di lisato dal punto 2.9) con media-siero ridotto.
   NOTA: Volume del materiale di seme varierà secondo l'esperimento individuale. Al momento di scegliere il volume del seme, prendere in considerazione: l'abbondanza di semi in un campione e potenziale tossicità. Omogenati greggio possono essere tossici per le cellule. In quanto tale, utilizzare il volume più basso possibile per monitorare l'effetto desiderato. Volumi precedentemente testati di lisato / pozzetto gamma from 1-5 ml, corrispondenti a proteine ​​totali 5-20 mg. Assicurarsi che il volume totale per pozzetto (semi + media-siero ridotto) è di 10 ml.
3. Unire il contenuto dei due tubi descritti in 4.1 e 4.2, flick delicatamente per miscelare brevemente spin down (1.000 xg, 5 sec), e incubare a temperatura ambiente per almeno 20 minuti e fino a 2 ore.
4. Pipettare delicatamente 20 ml di complesso trasduzione sul lato di singoli pozzetti biosensori. Utilizzare tre repliche tecnici, se possibile. Ritorna cellule trattate per l'incubatore per 24-48. Incubare nelle stesse condizioni come descritto al punto 3.6.
   NOTA: La condizione di controllo negativo appropriato per questa configurazione è cellule biosensori trattate con liposomi vuoti (ad esempio, il reagente liposomi + media-siero ridotto), perché l'applicazione di fosfolipidi introduce un leggero cambiamento nel profilo di fluorescenza rispetto al biosensori cellule non esposte al reattivo liposomi.

5. Celle di raccolta per FRET Citometria a flusso

NOTA: prima della raccolta cellule generalmente a 24-48 post-trattamento è possibile ottenere una lettura preliminare di attività semina utilizzando il filtro GFP su un microscopio a fluorescenza invertito. Le cellule trattate senza materiale di semi (cioè liposomi vuote) mostreranno fluorescenza diffusa, mentre le cellule trattate con materiale seme mostrerà intenso puntata e inclusioni reticolari intracellulari (Figura 1A - B).

1. Utilizzando una pipetta multicanale, aspirare tutte di medie cella (150 ml). Trypsinize (50 ml), le cellule per 5 minuti, e dissetare con 150 ml refrigerata terreno di coltura. Non includere un risciacquo PBS prima di tripsinizzazione in questa fase, in quanto può provocare il sollevamento delle cellule e la successiva perdita di cellule. Escludere eventuali cellule morte contaminanti e detriti durante citometria a flusso, tramite strategie di gating.
2. Subito dopo tempra, le cellule di trasferimento ad una piastra di fondo pozzo rotondo 96, e centrifugare a 1000 xg per 5 min a temperatura ambiente.
3. Aspirare e scartare medio, avendo cura di evitare di disturbare il pellet.
4. Delicatamente, ma a fondo, risospendere il pellet cellulare in 50 ml 2% paraformaldeide, e incubare per 10 min. In alternativa, le cellule eseguire dal vivo, anche se la fissazione fornisce i risultati più puliti e più coerenti.
5. Cellule centrifugare a 1000 xg per 5 minuti a temperatura ambiente. Aspirare e scartare paraformaldeide, avendo cura di evitare di disturbare il pellet.
6. Delicatamente, ma accuratamente, risospendere il pellet cellulare in 200 microlitri di flusso refrigerata citometria tampone (HBSS, 1% FBS, 1 mM EDTA) ed eseguire la piastra appena possibile per evitare grumi cellule.

6. FRET Citometria a Flusso

NOTA: Utilizzare un citofluorimetro come il MACSQuant VYB, che è dotato di FRET-compatibile linee laser e set di filtri (Tabella 2). Per ogni passo all'interno di questa sezione, fare clic sul pozzo di interesse utilizzando il modello a 96 pozzetti del software, quindi fare clic su"Play" per iniziare l'assorbimento e il flusso del campione. Fai trame o tabelle statistiche cliccando sull'icona 'nuova finestra di analisi'. Modificare i parametri degli assi su singoli appezzamenti bivariati facendo clic sul titolo sulla X o Y e selezionare il filtro appropriato. Per spostare popolazioni cellulari o segnali di fluorescenza, aumentare o diminuire le tensioni associate con i filtri appropriati. Con questo strumento, eseguire <1.000 eventi / sec per garantire un monitoraggio cella singola accurata.

1. Fai un Side Scatter-Area (SSC-A) vs Forward Scatter-Area (FSC-A) plot bivariata, e con linea cellulare # 1 in funzione, regolare le tensioni di SSC e FSC fino a quando la popolazione cellulare è nel quadrante in basso a sinistra. Fare clic sullo strumento poligono, e definire la popolazione cellulare (Porta P1). Per tutti i parametri di gating vedi figura 2.
2. Fare un FSC-H (altezza) vs plot FSC A bivariate, e applicare Porta P1 a tale grafico, facendo clic su "live" al di sopra della trama, e selezionando P1. Con la linea di cellule # 1in esecuzione, fare clic sullo strumento poligono, e definire singole cellule (Porta P2).
3. Fai 3 istogramma, uno per ognuno dei filtri di interesse: CFP, YFP e FRET. Applicare Porta P2 a tutte queste trame cliccando su "live" sopra le trame, e selezionando P2. Con la linea di cellule # 1 in funzione, regolare le tensioni in modo che la popolazione di cellule mediana nella PCP, YFP, e ti agiti istogrammi sono tutti tra 0 e 1. Per misurare la PCP e FRET, eccitare le cellule con il laser 405 nm, e la cattura di fluorescenza con una 450/50 nm e 525/50 nm filtro, rispettivamente. Per misurare YFP, eccitare le cellule con un laser e cattura la fluorescenza 488 nm con un 525/50 nm filtro. Impostazioni laser e filtro sono ulteriormente descritti nella Tabella 2.
4. Eseguire il risarcimento dei CFP spillover nei canali FRET e YFP.
   NOTA: Il risarcimento è il processo di correzione di fluorescenza spillover. Fluorescenza spillover si verifica ogni volta che viene rilevata l'emissione di fluorescenza di un fluorocromo all'interno di un filtro designato per misurare il segnale da un altro fluorocromo. Con una corretta compensazione, le ripercussioni di fluorescenza PCP può essere rimosso dai canali FRET e YFP.
   NOTA: Compensazione richiede la presenza di entrambe le celle -positive e -negative fluorescenza. Pertanto, per compensare su cellule PCP-positive (linea cellulare 2 #), cellule negative (linea cellulare # 1) devono essere aggiunti al campione prima della corsa.
   1. Spike in 30 ml di linea cellulare # 1 sospensione da un singolo pozzo in 200 ml di linea cellulare # 2 sospensione immediatamente prima di compensazione.
   2. Fare clic sull'icona "Impostazioni strumento", quindi la scheda 'indennizzo', e verificare 'matrice' per aprire la tabella di compensazione.
   3. Fare un FRET-A vs CFP-Una trama bivariate, e applicare porta P2, come descritto al punto 6.3. Con le linee di cellule 1 + 2 in esecuzione, fare clic sull'icona 'quadrante' e disegnare quadranti tale che le popolazioni di fluorescenza -negative e -positive sono separati da due quadranti inferiori (Gates LL3 unnd LR3, rispettivamente).
   4. Creare una tabella delle statistiche che visualizza l'intensità media di fluorescenza (MFI) di FRET per la LL3 e cancelli LR3. Regolare il parametro FRET nella matrice di compensazione fino alla MFI del segnale FRET è equivalente tra LL3 e LR3. Dopo questo passo, l'MFI del segnale FRET è uguale tra le cellule e le cellule non colorate CFP-positive, suggerendo l'assenza di PCP spillover nel canale FRET.
   5. Fare un YFP-A vs CFP-Una trama bivariate, e applicare porta P2, come descritto al punto 6.3. Disegna quadranti (LL4 e LR4) simile a quella fatta nel passaggio 6.4.3.
   6. Creare una tabella delle statistiche che visualizza la MFI di YFP per LL4 e LR4. Regolare il parametro YFP nella matrice di compensazione fino alla MFI del segnale YFP è equivalente tra LL4 e LR4. Dopo questo passo, l'MFI di un segnale YFP è uguale tra le cellule e le cellule non colorate CFP-positive, suggerendo l'assenza di PCP spillover nel canale YFP.
5. Folla causa di configurazione porta e la compensazione, evidenziare pozzi di interesse ed eseguire il resto del piatto.
6. Dopo che tutti i campioni sono stati eseguiti, i file di dati di esportazione facendo clic su 'file', quindi 'copia'. Selezionare la scheda 'file di dati ", evidenziare la cartella esperimento, e fare clic su' copia '.

Analisi 7. I dati

NOTA: i parametri degli assi cambiamento su singoli appezzamenti bivariati facendo clic sul titolo sulla X o Y e selezionare il filtro appropriato.

1. Aprire i file FCS nella citometria a flusso programma di analisi.
2. In base alle proprietà di dispersione, utilizzare una porta poligonale per definire la popolazione cellulare (SSC vs FSC) e la popolazione singoletto (FSC-H vs FSC-A) da cellule trattate con liposomi vuoti, simile a quella descritta nella sezione 6.
3. Se la compensazione PCP è stato eseguito durante l'installazione, non regolare ulteriormente PCP.
4. Creare una FRET vs YFP bivariata trama. Utilizzando linea cellulare # 3, Definire un cancello FRET falso disegnando un cancello poligonale che corre lungo il pendio della popolazione di cellule FRET-positivo. Questa porta esclude YFP singole cellule positive che emettono un segnale all'interno del filtro FRET, ed è attratto simile a quello precedentemente indicato, vietando et al. ²²
5. Definire un cancello FRET tracciando cellule CFP / YFP liposomi trattati vuote su una FRET vs. PCP bivariata trama. Introdurre un cancello poligonale lungo il pendio della popolazione che si estende verso l'alto e verso sinistra dalla popolazione. Questa porta deve escludere maggior parte delle cellule (~ 99%), in modo tale che sfondo FRET è ≥1% delle cellule. Tutti gli eventi che spostano in questa porta sono considerate FRET-positivo.
   NOTA: Ogni individuo porta sopra descritto si applica a tutti i campioni prima di costruire porte successive. A seguito di analisi, quattro porte individuali sono definiti (popolazione cellulare; singoletto, falso FRET, FRET).
6. Parametri di analisi record di interesse, tra cui: cento FRET positività e MFIdi cellule FRET-positive. Calcolare manualmente la densità FRET integrata misurando il prodotto della percentuale di positività e di MFI.
   NOTA: Se la densità FRET integrato viene utilizzato come misura di esito, impostare sfondo FRET (come definito al punto 7.5) e MFI maggiore o uguale a 1 per evitare il calcolo di un prodotto che è inferiore rispetto ai suoi due fattori individuali.

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Risultati

FRET citometria a flusso consente sensibile, quantitativa, e la rapida individuazione di attività semina da campioni ricombinanti o biologici. Messa a punto del test è facile: le linee cellulari stabili monoclonali-derivati ​​che esprimono tau-RD-CFP / YFP sono trasdotte con materiale di seme, incubate per 24-48 ore, e sottoposti ad analisi di citometria di flusso (Figura 1A). In assenza di semi, cellule biosensori mantengono tau in un solubile, forma monomerica (Figura 1B). In pr...

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Discussione

Il sistema FRET citometria a flusso qui descritto è un potente strumento per valutare in modo rapido e quantitativamente l'attività tau seeding. Si richiede solo moderato esperienza coltura cellulare e una conoscenza di FRET e citometria a flusso. Altri saggi semina, come Thioflavin T - che espone migliorata fluorescenza quando si lega alla struttura foglietto beta - sono laboriosi e richiedono un puro, substrato proteina ricombinante. Inoltre, i test in vitro per la semina in tau sono solo semi-...

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Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
TBS	Sigma	T5912
cOmplete Protease Inhibitors (EDTA-free)	Roche	4693159001
Cryo-vials	Sarstedt	72.694.006
Analytical Balance	Mettler Toledo	XSE 105DU
Weighing Boats	Fisher Scientific	13-735-743
15 ml conical tube	USA Scientific	1475-0501
Omni Sonic Ruptor Ultrasonic Homogenizer	Omni International	18-000-115
Micro-Tip for Ultrasonic Homogenizer	Omni International	OR-T-156
2-Propanol	Fisher Scientific	A451
Noise Cancelling Ear Muffs	Fisher Scientific	19-145-412
Kimwipes	Fisher Scientific	S47299
1.5 ml tubes	USA Scientific	1615-5510
Microcentrifuge	Eppendorf	5424 000.215
DPBS	Life Technologies	14190-136
DMEM	Life Technologies	11965-084
Fetal Bovine Serum	HyClone	SH30071.03
Penicillin-Streptomycin	Life Technologies	15140-122
GlutaMax	Life Technologies	35050-061
Trypsin-EDTA	Life Technologies	25300-054
50 ml Conical Tubes	Phenix Research	SS-PH15
25 ml reagent resevoirs	VWR	41428-954
Multi channel pipet	Fisher Scientific	TI13-690-049
96 well flat bottom plates	Corning	3603
Opti-MEM	Life Technologies	31985-070
Lipofectamine 2000	Invitrogen	11668019
96 well round bottom plates	Corning	3788
16% Paraformaldehyde	Electron Microscopy Sciences	RT 15710
PBS	Sigma-Aldrich	P5493
EDTA	Sigma-Aldrich	ED2SS
HBSS	Life Technologies	14185-052
Sorvall ST 40 Centrifuge	Thermo Scientific	75004509
BIOLiner Swinging Bucket Rotor	Thermo Scientific	75003796
Hemacytometer	VWR	15170-172
MACSQuant VYB Flow Cytomter	Miltenyi Biotec	130-096-116
Chill 96 Rack	Miltenyi Biotec	130-094-459
Flow Jo analysis software	Flow Jo
20 μl pipet tips	Rainin	GPS-L10
200 μl pipet tips	Rainin	GPS-250
1 ml pipet tips	Rainin	GPS-1000
200 μl pipet tips	USA Scientific	1111-1800
5 ml serological pipett	Phenix Research	SPG-606180
10 ml serological pipett	Phenix Research	SPG-607180
25 ml Serological pipett	Phenix Research	SPG-760180