Detecção sensível de Proteopathic Sementeira Atividade com FRET Citometria de Fluxo

Resumo

Cell-to-cell transfer of protein aggregates, or proteopathic seeds, may underlie the progression of pathology in neurodegenerative diseases. Here, a novel FRET flow cytometry assay is described that enables specific and sensitive detection of seeding activity from recombinant or biological samples.

Resumo

Increasing evidence supports transcellular propagation of toxic protein aggregates, or proteopathic seeds, as a mechanism for the initiation and progression of pathology in several neurodegenerative diseases, including Alzheimer's disease and the related tauopathies. The potentially critical role of tau seeds in disease progression strongly supports the need for a sensitive assay that readily detects seeding activity in biological samples.

By combining the specificity of fluorescence resonance energy transfer (FRET), the sensitivity of flow cytometry, and the stability of a monoclonal cell line, an ultra-sensitive seeding assay has been engineered and is compatible with seed detection from recombinant or biological samples, including human and mouse brain homogenates. The assay employs monoclonal HEK 293T cells that stably express the aggregation-prone repeat domain (RD) of tau harboring the disease-associated P301S mutation fused to either CFP or YFP, which produce a FRET signal upon protein aggregation. The uptake of proteopathic tau seeds (but not other proteins) into the biosensor cells stimulates aggregation of RD-CFP and RD-YFP, and flow cytometry sensitively and quantitatively monitors this aggregation-induced FRET. The assay detects femtomolar concentrations (monomer equivalent) of recombinant tau seeds, has a dynamic range spanning three orders of magnitude, and is compatible with brain homogenates from tauopathy transgenic mice and human tauopathy subjects. With slight modifications, the assay can also detect seeding activity of other proteopathic seeds, such as α-synuclein, and is also compatible with primary neuronal cultures. The ease, sensitivity, and broad applicability of FRET flow cytometry makes it useful to study a wide range of protein aggregation disorders.

Introdução

A acumulação intracelular de tau amilóides define tauopatias, tais como a doença de Alzheimer. Nas fases iniciais da doença, patologia está geralmente localizada em regiões discretas do cérebro, mas com a progressão da doença, patologia invariavelmente se espalha ao longo de redes neuronais distintas ^1-5. Evidências sugerem propagação transcelular de agregados de proteínas tóxicas subjacente a esta patologia (revisto em ^10/06). Neste modelo, sementes proteopathic (por exemplo, tau) são libertados a partir de células do doador e entrar nas células vizinhas, transformando proteína tau nativo na forma mal dobrada através modelada alteração conformacional ^11-15. O ensaio aqui descrito foi desenvolvido para detectar com sensibilidade tal actividade semeadura. É compatível com a proteína recombinante e amostras biológicas e permite a quantificação dos níveis de actividade de semeadura proteopathic ¹⁶ minutos.

Células HEK 293T que expressam estavelmente tau d repetiçãoOMain (RD) contendo a mutação P301S associado à doença, quer fundido a PCP ou YFP (daqui em diante referido como células tau-RD-PCP / YFP) servir como um biossensor estável de actividade semeadura. Na ausência de sementes proteopathic, as células manter tau como um monómero solúvel em água, e não têm fundo apreciável de FRET. Absorção espontânea ou transdução mediada por lipossomas de sementes de tau para células, no entanto, resulta em RD-PCP e agregação RD-YFP, que produz um sinal de FRET, que é medida no interior das células individuais através de citometria de fluxo.

Numerosos componentes deste ensaio foram modificadas para aumentar a sensibilidade e reduzir a variabilidade. Uma linha celular monoclonal com uma proporção de 1: expressão RD-PCP / YFP 1 foi seleccionado, uma vez que proporciona melhor sinal: ruído. Para aumentar a sensibilidade, fosfolípidos são usados ​​para introduzir sementes directamente em células (embora para estudar os mecanismos biológicos de captação, esta pode ser omitida). Finalmente, citometria de fluxo monitores FRET ao nível da população e uma única célula nível, ao contrário de outros ensaios de agregação de proteínas. A medida do resultado final, a densidade de FRET integrado, é altamente quantitativa e contabilidade, tanto para o número de células com a agregação, e do grau de agregação que ocorreu dentro de cada célula. Todos estes parâmetros optimizados aumentar a sensibilidade e garantir a reprodutibilidade.

Este sistema foi recentemente empregado em um estudo abrangente em camundongos transgênicos tauopathy P301S ¹⁷ que avaliou o aparecimento temporal e progressão da atividade sementeira tau em relação a outros marcadores patológicos de tau utilizada (por exemplo, MC1, AT8, PG5 e ThioflavinS). Sementeira actividade é, de longe, o marcador mais antigo e mais robusta de patologia tau avaliada, precedendo a detecção histológica por pelo menos 6 semanas. Atividade Sementeira aparece em 1.5 meses e aumenta progressivamente com a idade, sugerindo um papel causal de sementes proteopathic no início e / ou progressão da neurodegeneração ^16.

e_content "> quantificação precisa dos níveis de material de semente de amostras biológicas hora pode facilitar estudos que monitoram a progressão da doença mais cedo. Ao encurtar a duração julgamento e permitindo o uso de animais mais jovens, isto poderia aumentar a eficiência ea precisão de testes em animais pré-clínicos. Por exemplo, em a P301S rato previamente descrito, os compostos de chumbo pode ser entregue tão cedo quanto 4-6 semanas (imediatamente antes, ou no início da actividade sementeira), e monitorizados quanto à eficácia de 2-4 semanas mais tarde. O ensaio deve quantificar com precisão quaisquer reduções de semeadura actividade. FRET citometria de fluxo tem aplicações in vitro de rastreio bem. Por exemplo, reagentes anti-tau (por exemplo, anticorpos, moléculas pequenas, etc.) pode ser rapidamente testado para a sua capacidade para bloquear a indução sementeira directamente em cultura, utilizando quer a tau recombinante agregados ou lisados ​​derivado do cérebro como uma fonte de sementes (Figura 5). Com esta configuração, quando o material de semente é preparada, um experiment leva apenas três dias para ser concluída, incluindo a análise de dados. A rápida quantificação da actividade de semeadura proteopathic pode, assim, facilitar muitos estudos de neurodegeneração.

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Protocolo

NOTA: Este protocolo enfatiza a utilização de citometria de fluxo de FRET para detectar a actividade de sementeira a partir de amostras biológicas do rato. Também é compatível com fibrilas recombinantes e amostras biológicas humanas. Rato eutanásia e do cérebro da colheita foi realizada em conformidade com os procedimentos IACUC-aprovado.

1. Cérebro Extração

1. Após anestesia com isoflurano profunda (2%), perfundir um rato com PBS gelado contendo 0,03% de heparina, e extrair o cérebro seguindo os detalhes descritos nos Gage et al. ¹⁸
2. Colocar o tecido extraído num crio-frasco, e encaixe congelamento por colocação em azoto líquido. Alternativamente, congelar tecido em gelo seco. Uma vez congelado, se necessário transferir tecido para -80 ° C e armazenar durante um longo período de tempo,.
   NOTA: Este protocolo é compatível com homogeneizados de cérebro inteiro ou regiões microdissecadas cerebrais. Veja Hagihara et al. Para um protocolo micro-dissecção detalhada ^19.

2. Preparação de material de semente Biológica

1. Preparar tampão de homogeneização por dissolução de inibidores de protease (EDTA livre) em 1x TBS (1 comprimido por 10 mL). Vortex vigorosamente, e armazenar no gelo. Os inibidores de protease deve ser EDTA livre, a fim de preservar a viabilidade das células de biossensor.
2. Pesar tecido cerebral congelado em um barco pesa descartável, e transferir para um tubo cônico de 5 ml. Adicionar tampão de homogeneização arrefecido em gelo de tal forma que a solução final é de 10% peso / volume. Temporariamente armazenar no gelo. A massa de tecido e o volume de tampão de homogeneização subsequente irá variar dependendo do tamanho do cérebro e / ou regiões utilizado. Aqui, um rato adulto hemibrain pesando 0,2 g é suspenso em 2 ml de uma solução a 10% w / v.
3. Amostras de transferência em uma sala fria, e ajustar um sonicador de sonda para as configurações apropriadas. Para sonicação com sonda com um ruptor Omni (mostrado aqui), ajustar a potência para 20%, o que corresponde a cerca de 75 W. O uso de um modo de pulso para assegurar as amostras não forem ovER-aquecida durante a sonicação. Defina o pulsador a 30%, o que corresponde a cerca de 500 ms.
4. Limpar a ponta da sonda de ultra-sons, por lavagem com água, isopropanol, e novamente com água, retirando a sonda entre em cada solução. Certifique-se de lavar e limpar ambos os lados e fundo da sonda com LAB-toalhetes.
5. Trabalhando com uma amostra de cada vez, submergir a ponta da sonda em tampão de homogeneização, e iniciar o sonicador. Usando as configurações de energia e pulser descritos acima, entregar 25 pulsos totais. Assegurar que o tecido está completamente em suspensão. Ter cuidado para evitar a formação de espuma da amostra, durante este passo.
   NOTA: As amostras são suscetíveis à formação de espuma, se a) o volume total é baixo ou b) o homogeneizado aquece. Com este instrumento específico, não sonicate com volumes inferiores a 250 mL. Para assegurar amostras ficar refrigeradas, os tubos podem ser armazenados em gelo durante este passo.
6. Limpe a sonda por enxugando ligado residual, em seguida, entregar 10 pulsos para uma proveta oágua limpa f. Lavar os lados e o fundo da sonda com água, isopropanol, e água de novo (como no passo 2.4), limpando secar entre cada passo. Para evitar a contaminação, lavar abundantemente a sonda entre amostras.
   NOTA: Com agregados tau, não encontramos que os métodos de limpeza mais rigorosos são necessários para prevenir a contaminação da amostra-para-amostra. Outros amilóides, no entanto, pode exigir cuidados adicionais que tem sido extensivamente descritos na literatura ^20,21.
7. Loja homogeneizados em gelo até que todas as amostras tiverem sido processados.
8. Girar a 21.300 homogenatos xg durante 15 min a 4 ° C.
9. Transferir o sobrenadante para um tubo limpo, tomando cuidado para não perturbar o sedimento. Descarte o sedimento. Alíquota o sobrenadante, e armazenar a -80 ° lisados ​​C para posterior utilização. Evitar ciclos de congelamento / descongelamento dos homogeneizados, no entanto, dado que isso reduz a eficiência da semeadura.

3. repique Biosensor Cells

NOTA:Use quatro linhas de células para este ensaio: HEK 293T (célula linha # 1), RD-P301S-PCP (célula linha # 2), RD-P301S-YFP (célula linha # 3) e RD-P301S-CFP / YFP ( linha celular # 4). Por favor, refira Tabela 1 para a contribuição de cada linha celular para o ensaio.

1. Em um ambiente estéril, meio de cultura aspirado. Lavar as células com PBS quente, e aspirado. Tripsinizar as células (3 ml de tripsina-EDTA (0,05%)) durante 3 min, diluiu-se com meio de cultura quente (9 ml de DMEM, 10% FBS, 1% de pen / strep, 1% de GlutaMax), e transferir imediatamente as células para um tubo cónico.
2. Centrifugar a 1.000 células xg durante 5 min à temperatura ambiente. Aspirar médio e ressuspender pellet celular em meio de cultura quente.
3. Usando um hemocitómetro, determinar a densidade celular para cada linha celular. A densidade celular irá variar dependendo da confluência no momento da colheita e o volume de ressuspensão. Ressuspender as células colhidas a partir de uma placa de 10 cm a 90% de confluência em 10 ml de meio, para a densidade celular de aproximadamente 1 milhão de células / ml.
4. Façouma mistura principal de células + meios de modo a que cada poço de uma placa de 96 poços conterá 35.000 células em 130 ul de meios de comunicação (por exemplo, para fazer uma mistura principal para 100 poços, ressuspender 3,5 milhões de células em 13 ml de meio). Modifique o número de células para caber projetos experimentais individuais e cronogramas. Para o tratamento de células ~ 18 horas após o plaqueamento, adicionar 35.000 células em cada poço de uma placa de 96 poços.
5. Usando uma pipeta de multi-canal, lentamente pipetar 130 ul de suspensão de células de mistura principal para cada poço de um fundo plano, de cultura de tecidos tratados com placa de 96 poços. Enquanto o plaqueamento, colocar a ponta da pipeta no centro do poço, não tocar no fundo da placa.
   NOTA: Embora o plaqueamento formato pode ser alterado, é recomendado fazer n = 4 para cada um dos poços de linhas de células de 1-3 por placa. O restante da placa (n = 84) é reservado para a linha celular # 4 (células de biossensor).
6. Permitir que as células se contentar deixando a placa em repouso durante 10 min à temperatura ambiente. Incubar O / N a 37 ° C, 5% de CO _2, e &# 8805; 80% de umidade relativa.

4. O tratamento de células

NOTA: O dia seguinte, quando as células de biossensor de tau são 60-65% confluentes, preparar complexos de transdução de semente da seguinte forma:

1. Num tubo, combinar o reagente de transfecção, tais como Lipofectamina, com meio de soro reduzido, como Opti-MEM para preparar uma mistura principal. Por bem, adicione 1,25 reagente de transfecção ul e 8,75 mL de mídia de soro reduzido. Flick tubo suavemente para misturar, brevemente girar para baixo, e incubar durante 5 min à TA.
2. Em um outro tubo, combinar material de semente (alíquota de lisado do passo 2.9) com meios de soro reduzido.
   NOTA: O volume do material de semente irá variar de acordo com a experiência individual. Ao escolher o volume de sementes, levar em consideração: abundância de sementes em uma amostra e toxicidade potencial. Homogenatos brutos pode ser tóxico para as células. Como tal, usar a menor quantidade possível de monitorar o efeito desejado. Anteriormente testados volumes de lisado / poço gama FRom pi 1-5, correspondendo a 5-20 ug de proteína total. Certifique-se que o volume total por poço (sementes + media de soro reduzido) é 10 jul.
3. Juntar o conteúdo dos dois tubos descritos em 4.1 e 4.2, súbito suavemente para misturar, brevemente girar para baixo (1.000 x g, 5 segundos), e incuba-se à temperatura ambiente durante pelo menos 20 minutos e até 2 horas.
4. Pipeta suavemente 20 ul de complexo de transdução no lado de poços individuais de biossensor. Use três repetições técnicos, se possível. Células tratadas e volta para a incubadora durante 24-48 hr. Incubar sob as mesmas condições tal como descrito no passo 3.6.
   NOTA: A condição de controle negativo apropriado para esta configuração é células de biossensor tratados com lipossomas vazios (ou seja, reagente lipossoma + media de soro reduzido) porque a aplicação de fosfolipídios introduz uma ligeira mudança no perfil de fluorescência em relação ao biossensor células não expostas ao reagente lipossoma.

5. As células de colheita para FRET Citometria de Fluxo

NOTA: Antes de colher células-geral 24-48 horas pós-tratamento é possível obter uma leitura preliminar de atividade semeadura usando o filtro GFP em um padrão invertido microscópio de fluorescência. As células tratadas sem material de semente (ou seja, lipossomas vazios) irá mostrar fluorescência difusa, enquanto que as células tratadas com material de semente irá mostrar pontuada intensa e inclusões intracelulares reticular (Figura 1A - B).

1. Usando uma pipeta multi-canal, aspirar todo o meio celular (150 mL). Trypsinize (50 ul) as células durante 5 min, e diluiu-se com 150 ul de meio de cultura gelado. Não inclua uma lavagem com PBS antes da tripsinização neste passo, uma vez que pode provocar elevação de células e perda de células subsequente. Excluir todas as células mortas e detritos contaminantes durante a citometria de fluxo através de estratégias de propagação.
2. Imediatamente após têmpera, as células de transferência para uma placa de fundo bem rodada 96, e centrifugar a 1000 xg durante 5 min TA.
3. Aspirar e descartar meio, tomando cuidado para não perturbar o pellet celular.
4. Suavemente, mas completamente, ressuspender o sedimento celular em 50 ul de 2% de paraformaldeído, e incubar durante 10 min. Alternativamente, as células são executados ao vivo, embora a fixação fornece resultados mais limpas e mais consistentes.
5. Centrifugar a 1.000 células xg durante 5 min à temperatura ambiente. Aspirar e descartar paraformaldeído, tomando cuidado para não perturbar o pellet celular.
6. Suavemente, mas completamente, ressuspender o sedimento celular em 200 ul de tampão de citometria de fluxo gelada (HBSS, 1% de FBS, 1 mM de EDTA) e rodar a placa, o mais rapidamente possível para evitar a aglutinação de células.

6. FRET Citometria de Fluxo

NOTA: Usar um citómetro de fluxo tal como o MACSQuant VYB, que está equipado com FRET compatível com linhas de laser e os conjuntos de filtros (Tabela 2). Para cada passo dentro desta seção, clique no bem de interesse usando o modelo de 96 poços do software e clique em"Jogar" para começar a captação de amostra e fluxo. Faça parcelas ou tabelas de estatísticas, clicando no ícone 'janela nova análise'. Alterar parâmetros do eixo em lotes individuais bivariadas clicando no título em X ou eixo Y e selecionando o filtro apropriado. Para deslocar as populações de células ou de sinais de fluorescência, aumentar ou diminuir as tensões associadas com os filtros apropriados. Com este instrumento, execute <1.000 eventos / seg para assegurar o acompanhamento de uma única célula precisa.

1. Faça um Scatter-Side Area (SSC-A) vs Forward Scatter-Área (FSC-A) gráfico de duas variáveis, e com a linha celular # 1 em execução, ajustar as tensões e FSC SSC até que a população celular está no quadrante inferior esquerdo. Clique na ferramenta polígono, e definir a população de células (Portão P1). Para todos os parâmetros de propagação veja a Figura 2.
2. Faça uma FSC-H (altura) vs enredo FSC-A bivariada, e aplicar Portão P1 para este lote, clicando em "ao vivo" acima da trama, e selecionando P1. Com a linha celular # 1execução, clique na ferramenta polígono, e definir células individuais (Portão P2).
3. Faça 3 histograma, uma para cada um dos filtros de interesse: PCP, YFP, e FRET. Aplicar Portão P2 a todas estas parcelas, clicando em "ao vivo" acima das parcelas, e selecionando P2. Com a linha celular # 1 em funcionamento, ajustar tensões de tal modo que a população de células intermédias na PCP, YFP, FRET e histogramas são todos entre 0 e 1. Para medir PCP e de FRET, excitar células com o laser de 405 nm, e com uma captura de fluorescência 450/50 nm e 525/50 nm, filtro, respectivamente. Para medir YFP, excitam células com um laser de 488 nm e captura de fluorescência com um filtro 525/50 nm. As configurações de filtro de laser e são descritos mais adiante na Tabela 2.
4. Execute a compensação para PCP spillover para os canais FRET e YFP.
   NOTA: Compensação é o processo de correção de escape de fluorescência. O escape de fluorescência ocorre quando a emissão de fluorescência de um fluorocromo é detectada dentro de um filtro designed para medir sinal de outro fluorocromo. Com compensação apropriada, o transbordamento de fluorescência PCP pode ser removido a partir dos canais de FRET e YFP.
   NOTA: Compensação requer a presença de ambas as células -positivas e negativos de fluorescência. Assim, para compensar em células CFP-positiva (linha celular # 2), células negativas (linha celular # 1) devem ser adicionados à amostra antes da passagem.
   1. Pico de 30 ul de linha celular # 1 de suspensão de um único poço em 200 ul de linha celular # 2 suspensão imediatamente antes da compensação.
   2. Clique no ícone "Configurações do instrumento", depois no separador "compensação", e verificar "matriz" para abrir a tabela de compensação.
   3. Adicione uma FRET-A contra-PCP Um gráfico de duas variáveis, e aplicar porta P2, tal como descrito na etapa 6.3. Com linhas celulares 1 + 2 em execução, clique no ícone "quadrante" e desenhar quadrantes tal que os fluorescência -negativas e -positivas populações são separados pelos dois quadrantes inferiores (Portões LL3 umND LR3, respectivamente).
   4. Criar uma tabela de estatísticas que mostra a intensidade mediana de fluorescência (MFI) de FRET para o LL3 e portões LR3. Ajustar o parâmetro de FRET na matriz de compensação até a MFI do sinal de FRET é equivalente entre LL3 e LR3. Após este passo, o MFI do sinal de FRET é igual entre as células não coradas e células PCP-positivas, sugerindo a ausência de PCP extravasamento para o canal de FRET.
   5. Adicione uma YFP-A contra-PCP Um gráfico de duas variáveis, e aplicar porta P2, tal como descrito na etapa 6.3. Desenhe quadrantes (LL4 e LR4) semelhante ao que fez no passo 6.4.3.
   6. Criar uma tabela de estatísticas que mostra o MFI de YFP para LL4 e LR4. Ajustar o parâmetro YFP na matriz de compensação até a MFI do sinal YFP é equivalente entre LL4 e LR4. Após este passo, o MFI de um sinal YFP é igual entre as células não coradas e células PCP-positivas, sugerindo a ausência de PCP extravasamento para o canal de YFP.
5. Folldevido configuração do portão e compensação, realce poços de interesse e executar o restante do prato.
6. Depois de todas as amostras foram executados, arquivos de dados de exportação clicando em 'arquivo', então 'copiar'. Selecione a guia 'arquivos de dados', realce a pasta experimento, e clique em 'copiar'.

Análise 7. Dados

NOTA: Alterar parâmetros do eixo em lotes individuais bivariadas clicando no título em X ou eixo Y e selecionando o filtro apropriado.

1. FCS arquivos abertos na citometria de fluxo programa de análise.
2. Com base nas propriedades de dispersão, utilizar uma porta poligonal para definir a população de células (vs SSC FSC) e população singuleto (FSC-H vs FSC-A) a partir de células tratadas com lipossomas vazios, de forma semelhante à que se descreveu na Secção 6.
3. Se foi realizada a compensação CFP durante a instalação, não se ajustam mais PCP.
4. Criar um traste vs YFP bivariada enredo. Usando linha celular # 3, Definir uma porta de FRET falsa pelo desenho de um portão poligonal que corre ao longo do declive da população de células positiva FRET. Este portão exclui YFP células individuais-positiva que emitem um sinal de FRET dentro do filtro, e é desenhado semelhante ao mostrado anteriormente, proibindo et al. ²²
5. Definir um portão FRET traçando células CFP / YFP tratados com lipossomas vazios em um FRET vs PCP bivariada enredo. Introduzir um portão poligonal ao longo da inclinação da população que se estende para cima e para a esquerda para longe da população. Esta porta deve excluir a maioria das células (~ 99%), de tal modo que o fundo FRET é ≥1% das células. Todos os eventos que mudam a este portão são considerados FRET-positivo.
   NOTA: cada uma das portas anteriormente descrito é aplicado a todas as amostras antes de construir portas posteriores. Após a análise, quatro portas individuais são definidos (população celular; singleto; falsa FRET; FRET).
6. Parâmetros de análise da ficha de interesse, incluindo: por cento FRET positividade e MFIcélulas de FRET-positiva. Calcular manualmente a densidade FRET integrado medindo o produto de por cento de positividade e MFI.
   NOTA: Se a densidade de FRET integrado é usado como uma medida do resultado, definido FRET fundo (tal como definido no passo 7.5) e a maior IMF do que ou igual a 1, a fim de evitar o cálculo de um produto que é menos do que os seus dois factores individuais.

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Resultados

FRET citometria de fluxo permite sensível, quantitativa e rápida detecção de atividade semeadura a partir de amostras recombinantes ou biológicas. Ensaio de configuração é fácil: As linhas celulares estáveis ​​que expressam monoclonais derivados de tau-RD-PCP / YFP são transduzidas com material de semente, incubou-se durante 24-48 h, e submeteu-se a análise de citometria de fluxo (Figura 1A). Na ausência de sementes, as células de biossensor manter tau numa forma solúvel, monomérica ...

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Discussão

A citometria de fluxo sistema FRET aqui descrito é uma ferramenta poderosa para a rápida e quantitativamente avaliar a atividade tau semeadura. Ela exige apenas a experiência de cultura celular moderada e um conhecimento prático de FRET e citometria de fluxo. Outros ensaios de semeadura, como Tioflavina T - que exibe fluorescência aumentada quando obrigado a estrutura de folha beta - são trabalhosos e requerem um substrato de proteína pura, recombinante. Além disso, os ensaios in vitro de semeadura para...

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Materiais

Name	Company	Catalog Number	Comments
TBS	Sigma	T5912
cOmplete Protease Inhibitors (EDTA-free)	Roche	4693159001
Cryo-vials	Sarstedt	72.694.006
Analytical Balance	Mettler Toledo	XSE 105DU
Weighing Boats	Fisher Scientific	13-735-743
15 ml conical tube	USA Scientific	1475-0501
Omni Sonic Ruptor Ultrasonic Homogenizer	Omni International	18-000-115
Micro-Tip for Ultrasonic Homogenizer	Omni International	OR-T-156
2-Propanol	Fisher Scientific	A451
Noise Cancelling Ear Muffs	Fisher Scientific	19-145-412
Kimwipes	Fisher Scientific	S47299
1.5 ml tubes	USA Scientific	1615-5510
Microcentrifuge	Eppendorf	5424 000.215
DPBS	Life Technologies	14190-136
DMEM	Life Technologies	11965-084
Fetal Bovine Serum	HyClone	SH30071.03
Penicillin-Streptomycin	Life Technologies	15140-122
GlutaMax	Life Technologies	35050-061
Trypsin-EDTA	Life Technologies	25300-054
50 ml Conical Tubes	Phenix Research	SS-PH15
25 ml reagent resevoirs	VWR	41428-954
Multi channel pipet	Fisher Scientific	TI13-690-049
96 well flat bottom plates	Corning	3603
Opti-MEM	Life Technologies	31985-070
Lipofectamine 2000	Invitrogen	11668019
96 well round bottom plates	Corning	3788
16% Paraformaldehyde	Electron Microscopy Sciences	RT 15710
PBS	Sigma-Aldrich	P5493
EDTA	Sigma-Aldrich	ED2SS
HBSS	Life Technologies	14185-052
Sorvall ST 40 Centrifuge	Thermo Scientific	75004509
BIOLiner Swinging Bucket Rotor	Thermo Scientific	75003796
Hemacytometer	VWR	15170-172
MACSQuant VYB Flow Cytomter	Miltenyi Biotec	130-096-116
Chill 96 Rack	Miltenyi Biotec	130-094-459
Flow Jo analysis software	Flow Jo
20 μl pipet tips	Rainin	GPS-L10
200 μl pipet tips	Rainin	GPS-250
1 ml pipet tips	Rainin	GPS-1000
200 μl pipet tips	USA Scientific	1111-1800
5 ml serological pipett	Phenix Research	SPG-606180
10 ml serological pipett	Phenix Research	SPG-607180
25 ml Serological pipett	Phenix Research	SPG-760180