Modello standardizzato di fibrillazione ventricolare e supporto avanzato per la vita cardiaca in suina

Riepilogo

La rianimazione cardiopolmonare e la defibrillazione sono le uniche opzioni terapeutiche efficaci durante l'arresto cardiaco causato dalla fibrillazione ventricolare. Questo modello presenta un regime standardizzato per indurre, valutare e trattare questo stato fisiologico in un modello di porcellana, fornendo così un approccio clinico con varie opportunità per la raccolta e l'analisi dei dati.

Abstract

La rianimazione cardiopolmonare dopo l'arresto cardiaco, indipendentemente dalla sua origine, è un'emergenza medica regolarmente riscontrata negli ospedali e negli ambienti preclinici. Prove randomizzate prospettiche in soggetti umani sono difficili da progettare ed eticamente ambigue, il che si traduce in una mancanza di terapie basate su prove. Il modello presentato in questa relazione rappresenta una delle cause più comuni di arresti cardiaci, fibrillazione ventricolare, in un ambiente standardizzato in un grande modello animale. Ciò consente osservazioni riproducibili e vari interventi terapeutici in condizioni clinicamente accurate, facilitando così la generazione di prove migliori e, infine, il potenziale per un miglioramento del trattamento medico.

Introduzione

Arresto cardiaco e rianimazione cardiopolmonare (CPR) si incontrano regolarmente emergenze mediche nei reparti ospedalieri e scenari preclinici di fornitori di emergenza^1,2. Mentre ci sono stati ampi sforzi per caratterizzare il trattamento ottimale per questa situazione^3,4,5,6, linee guida internazionali e raccomandazioni di esperti (ad esempio, ERC e ILCOR) di solito si basano su prove di basso grado a causa della mancanza di prove randomizzate prospettiche^3,4,5^,7,8,9. Ciò è in parte dovuto a ovvie riserve etiche riguardanti i protocolli di rianimazione randomizzati nelle prove umane¹⁰. Tuttavia, questo può anche indicare una mancanza di stretta aderenza al protocollo di fronte a una situazione pericolosa per la vita e stressante^11,12. Il protocollo presentato in questa relazione mira a fornire un modello di rianimazione standardizzato in un ambiente clinico realistico, che genera dati preziosi e futuri pur essendo il più valido e accurato possibile senza la necessità di soggetti umani. Aderisce alle linee guida comuni di rianimazione, può essere facilmente applicato e consente alle ricerche di esaminare e caratterizzare vari aspetti e interventi in un ambiente critico ma controllato. Questo porterà a 1) una migliore comprensione dei meccanismi patologici alla base dell'arresto cardiaco e della fibrillazione ventricolare e 2) prove di qualità superiore al fine di ottimizzare le opzioni di trattamento e aumentare i tassi di sopravvivenza.

Protocollo

Gli esperimenti in questo protocollo sono stati approvati dal Comitato statale e istituzionale per la cura degli animali (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz, Koblenz, Germania; Presidente: Dr. Silvia Eisch-Wolf; approvazione n. G16-1-042). Gli esperimenti sono stati condotti in conformità con le linee guida DELL'INSE. Nel protocollo sono stati inclusi sette suini maschi anestesi (sus scrofa domestica) con un peso medio di 30 x 2 kg e 12-16 settimane di età.

1. Anestesia, intubazione e ventilazione meccanica^13,14

1. Mantenere gli animali nel loro ambiente normale il più a lungo possibile per ridurre al minimo lo stress. Trattenere il cibo 6 h prima dell'esperimento programmato per ridurre il rischio di aspirazione, ma non rifiutare l'accesso all'acqua.
2. Sedati suini con iniezione combinata di ketamina (4 mg/kg) e azaperone (8 mg/kg) nel collo o nel muscolo gluteo con un ago (20 G) per l'iniezione intramuscolare. Lasciare gli animali indisturbati nelle loro stalle fino a quando la sedazione non si mette in (15-20 min).
   SOPE': I guanti sono assolutamente necessari quando si maneggiano gli animali.
3. Trasportare gli animali sedati al laboratorio. Il tempo di trasporto non deve superare il tempo effettivo di sedazione (qui, 30-60 min).
4. Monitorare la saturazione periferica dell'ossigeno (SpO₂₎con un sensore tagliato alla coda o all'orecchio.
5. Disinfettare la pelle con un disinfettante alcolico prima dell'inserimento di un catetere della vena periferica (20 G) in una vena dell'orecchio. Spruzzare l'area, pulire 1x, spruzzare di nuovo e lasciare asciugare il disinfettante.
6. Somministrare l'analgesia tramite iniezione endovenosa di fentanil (4 g/kg). Indurre l'anestesia con iniezione endovenosa di propofol (3 mg/kg)
7. Mettere il maiale in posizione supina su una barella con un materasso sottovuoto e fissarlo con bende. Applicare il rilassante muscolare tramite iniezione endovenosa di atracurium (0,5 mg/kg)
8. Avviare direttamente la ventilazione non invasiva con una maschera di ventilazione per cani (dimensioni 2). I parametri di ventilazione sono i seguenti: FiO₂ (frazione di ossigeno inspiratorio) - 100%, frequenza respiratoria - 18-20 respiri/min, pressione inspirativa di picco - <20 cmH₂0, PEEP (pressione positiva end-expiratory) - 5 cmH₂0.
9. Mantenere l'anestesia mediante infusione continua di fentanil (0,1-0,2 mg^{kg -1} h^-1) e propofol (8-12 mg kg^-1 h^-1). Avviare un infuso continuo di soluzione di elettrolita bilanciata (5 kgL^-1 h^-1).
10. Fissare le vie aeree tramite intubazione con un tubo endotracheale comune (ID 6-7) e un intromotore. Utilizzare un lagerione comune con un pannello Macintosh (dimensioni 4). Due persone sono necessarie per questo passo.
    1. Assicurarsi che una persona fissi la lingua all'esterno con un pezzo di tessuto e apra il muso con l'altra mano.
       1. Assicurarsi che la seconda persona esegua una lassacopia della laricensi di porcine. Quando l'epiglottide entra in vista, spostare il lastorazione ventralmente. L'epiglottide deve essere sollevata e le corde vocali saranno visibili.
          NOTA: Se l'epiglottide non si muove ventralmente, si attacca alla palatina morbida e può essere mobilitata dalla punta del tubo.
11. Spostare il tubo con attenzione attraverso le corde vocali.
    NOTA: Il punto più stretto della trachea non è a livello delle corde vocali, ma è subglottico. Se l'inserimento del tubo non è possibile, provare a ruotare il tubo in senso orario o utilizzare un tubo più piccolo.
12. Estrarre l'intromotore dal tubo. Utilizzare una siringa da 10 mL per bloccare il bracciale con 10 mL di aria. Controllare la pressione del bracciale con un gestore del polsino (30 cmH₂O).
13. Avviare la ventilazione meccanica dopo la connessione del tubo con un ventilatore (PEEP 5 cmH₂O, volume di marea 8 mL/kg, FiO₂ - 0,4, I:E [rapporto di ispirazione alla scadenza] - 1:2, frequenza respiratoria , variabile per ottenere un CO di marea finale₂ di <6 kPa, di solito 20-30/min). Assicurarsi che la posizione del tubo sia corretta mediante espirazione regolare e periodica di anidride carbonica tramite capnografia.
14. Controllare la ventilazione fronte/retro tramite auscultazione.
    NOTA: In caso di posizionamento errato del tubo, uno stomaco pieno d'aria forma rapidamente un rigonfiamento chiaramente visibile attraverso la parete addominale. In questo caso, è necessaria la sostituzione immediata del tubo e l'inserimento di un tubo gastrico. Se l'intubazione non ha successo, tornare alla ventilazione della maschera e provare un tubo più piccolo o un migliore posizionamento del muso.
15. Mettere il tubo gastrico nello stomaco per evitare il reflusso e il vomito con due persone.
    1. Fissare la lingua esterna con un pezzo di tessuto e aprire il muso con l'altra mano.
       1. Assicurarsi che una seconda persona esegua una lassaccopia della lassa viscida porcina quindi visualizza l'esofago. Spingere il tubo gastrico all'interno dell'esofago con le pinze di una Magill fino a quando il liquido gastrico non viene drenato.
          NOTA: la visualizzazione può essere difficile. In questo caso, sollevare il tubo con il lasciacquario ventralmente per aprire l'esofago.

2. Strumentazione

1. Utilizzare le bende per tirare indietro le zampe posteriori per lisciare le pieghe nell'area femorale per la caterizzazione della nave.
2. Preparare i seguenti materiali: siringhe (5 mL, 10 mL e 50 mL), ago Seldinger, guasti introducer (6 Fr, 8 Fr, 8 Fr), guidewire per le guaine, catetere venoso centrale con tre porte (7 Fr, 30 cm) con guidewire, monitoraggio dell'uscita cardiaca (Tabella dei materiali) e un catetere (5, 20 cm).
3. Disinfettare l'area inguinale (vedere la fase 1.6). Ripetere questo processo 2x.
4. Riempire tutti i cateteri con soluzione salina. Applicare il gel ad ultrasuoni sulla sonda ad ultrasuoni. Coprire l'area inguinale con un drappo sterile fenestrated.
5. Scansiona i vasi femorali giusti con ultrasuoni e usa la tecnica doppler per identificare l'arteria e la vena¹⁵. Visualizza l'arteria femorale destra assialmente. Passare a una vista longitudinale dell'arteria ruotando la sonda di 90 gradi.
6. Fora l'arteria femorale giusta sotto la visualizzazione ecografica con l'ago Seldinger sotto aspirazione permanente con la siringa da 5 mL.
   NOTA: A nostro parere, la tecnica di Seldinger guidata dagli ultrasuoni è associata a una perdita di sangue e traumi tissutali significativamente inferiori rispetto ad altri metodi di accesso vascolare.
7. Confermare la posizione desiderata dell'ago osservando il sangue pulsante rosso brillante. Scollegare la siringa e inserire rapidamente il filo guida nell'arteria femorale destra.
8. Visualizza l'asse longitudinale della vena femorale destra. Inserire l'ago Seldinger sotto aspirazione permanente con la siringa da 5 mL. Aspirare qualsiasi rosso scuro non-pulsante sangue venoso.
   NOTA: Se la posizione corretta dell'ago nei diversi vasi non può essere confermata visivamente, prelevare campioni di sangue e analizzare il contenuto di gas sanguigno. Un alto livello di ossigeno è un buon segno per il sangue arterioso, mentre la bassa saturazione di ossigeno indica la posizione endovenosa.
9. Inserire il filo guida per il catetere venoso centrale nella vena femorale destra dopo aver scollegato la siringa. Ritirare l'ago Seldinger.
10. Visualizza entrambi i vasi giusti usando gli ultrasuoni per controllare la corretta posizione del filo. Spingere la guaina dell'introdito arterioso (6 Fr) sopra il filo guida nell'arteria giusta e fissare la posizione con aspirazione al sangue.
    NOTA: Posizionare la corona attraverso la pelle può essere difficile. Può essere utile eseguire una piccola incisione lungo il filo per facilitare un migliore posizionamento.
11. Usa la tecnica di Seldinger per posizionare la linea venosa centrale nella vena femorale destra. Aspirati tutte le porte e le sciolgono con soluzione salina.
12. Eseguire la stessa procedura sul lato inguinale sinistro per inserire le altre guaine di introdusse nella tecnica di Seldinger nell'arteria femorale sinistra (8 Fr) e nella vena femorale (8 Fr).
13. Collegare la giusta tala arteriosa e il catetere venoso centrale con due sistemi trasduttore per la misurazione dell'emodinamica invasiva. Posizionare entrambi i trasduttori a livello del cuore.
14. Accendere i tessere ad albero di entrambi i trasduttori aperti all'atmosfera per calibrare il sistema su zero.
    NOTA: È necessario evitare eventuali bolle d'aria e macchie di sangue nel sistema per generare valori plausibili.
15. Passare tutte le infusioni per mantenere l'anestesia dalla vena periferica a una linea venosa centrale. Prendere i valori di base (emodinamica, spirometria, e altra uscita dal monitor cardiaco; vedi sezione 3) dopo un recupero di 15 min.
16. Avviare la fibrillazione ventricolare (cfr. sezione 4).

3. Uscita cardiaca del contorno a impulsi

1. Inserire il catetere termodiale transpolmonare nella guaina dell'introduzione arteriosa destra.
   NOTA: Nella medicina clinica, i cateteri termodiuto sono posizionati direttamente con la tecnica di Seldinger. Tuttavia, anche il posizionamento tramite una rottura dell'introformato è fattibile. Nel protocollo proposto, le fascie sono poste come un accesso vascolare standardizzato per la massima flessibilità nella strumentazione durante diversi esperimenti.
2. Collegare il catetere con il filo arterioso del sistema di controllo cardiaco. Commutare il trasduttore dell'arteriosa direttamente con la porta del monitor cardiaco e ricalibrare come descritto al punto 2.14. Collegare l'unità di misura venosa del sistema di controllo cardiaco con la rottura venosa sinistra.
   NOTA: È necessario collegare le sonde venose e arteriose il più distanti possibile; in caso contrario, la misurazione sarà disturbata, perché l'applicazione di acqua fredda nel sistema venoso influenzerà la misurazione arteriosa. Maggiori dettagli su PiCCO₂ sono stati forniti in precedenza¹⁶.
3. Accendere il sistema di monitoraggio cardiaco. Verificare che venga misurato un nuovo paziente. Immettere le dimensioni e il peso.
4. Passare la categoria agli adulti. Immettere il nome e l'ID del protocollo. Fare clic su Esci.
5. Impostare il volume di iniezione su 10 mL.
   NOTA: il volume della soluzione di iniezione scelta può essere modificato nel software. Un volume più elevato rende i valori misurati più validi. Un piccolo volume è stato scelto per questo esperimento per evitare effetti di emodilizione.
6. Immettere la pressione venosa centrale.
7. Aprire il tappo a tre vie per l'atmosfera.
8. Fare clic su zero per la calibrazione del sistema. Fare clic su Esci.
9. Calibrare la misurazione dell'uscita cardiaca continua.
   1. Fare clic su TD (termodiozione). Preparare una soluzione salina fisiologica con una temperatura di 4 gradi centigradi in una siringa da 10 mL. Fare clic su Start.
   2. Iniettare 10 mL di soluzione salina fredda in modo rapido e costante nell'unità di misura venosa. Attendere il completamento della misurazione e il sistema richiede una ripetizione.
   3. Ripetere il passaggio precedente fino al completamento di tre misurazioni. Il sistema calcolerà la media di tutti i parametri. Fare clic su Esci.
      NOTA: le misurazioni inizieranno immediatamente dopo il completamento della calibrazione. Anche se le misurazioni di uscita cardiaca durante la RCP non vengono eseguite regolarmente, i risultati plausibili sono stati in grado di essere affermati dopo un'adeguata calibrazione^17,18.

4. Fibrillazione ventricolare e rianimazione meccanica

1. Posizionare gli elettrodi patch defibrillatore in posizione anteriore-posteriore sul busto. L'elettrodo posteriore deve essere posizionato sull'emitorace sinistra centrale.
   NOTA: Utilizzare un rasoio per rimuovere i capelli in eccesso e lo sporco per facilitare la conduzione ottimale.
2. Collegare gli elettrodi a un defibrillatore e stabilire un ECG.
3. Immobilizzare il maiale all'interno del materasso sottovuoto. Sgonfiare il materasso per prevenire movimenti indesiderati durante la RCP. Controllare la fissazione degli arti.
4. Posizionare il dispositivo di compressione toracica (qui, LUCAS-2) intorno al petto e sotto il materasso sottovuoto secondo le raccomandazioni del produttore. Regolare il tampone di pressione sul terzo inferiore dello sterno in posizione mediana.
5. Accendere il dispositivo di compressione toracica ("pulsante di accensione") e abbassare il pad di pressione a livello della pelle. Impostare la frequenza di compressione su 100/min, se non diversamente definito nel protocollo. Premere il pulsante Pausa per preparare il dispositivo di compressione per le compressioni toraciche.
6. Inserire un catetere fibrillazione/pacing nella vena femorale sinistra attraverso la rientrata i.v.
7. Gonfiare il bracciale del catetere con 1-2 mL d'aria. Spingere lentamente il bracciale gonfiato ulteriormente fino a quando non è posizionato accanto all'atrio destro (di solito circa una distanza di 50 cm).
8. Collegare gli elettrodi del catetere a un generatore oscilloscopio/funzione adeguato. Regolare i parametri di fibrillazione in base ai valori desiderati (in questo caso, una corrente da 13,8 V con frequenze comprese tra 50-200 Hz).
9. Attivare il generatore e monitorare le modifiche ECG. Spostare il catetere lentamente in avanti fino a quando non è possibile rilevare aritmie nell'ECG.
   AVVISO: Impedire agli elettrodi separati alla fine del catetere di toccare la pelle umana o l'un l'altro per evitare cortocircuiti e situazioni potenzialmente letali.
10. Variare con attenzione la posizione del catetere fino a rilevare la fibrillazione ventricolare.
    NOTA: Può essere difficile indurre subito la fibrillazione. Se si raggiunge una posizione in cui si possono vedere gli effetti ECG, cambiare la frequenza o accendere e spegnere ripetutamente il generatore a volte può essere utile.
11. Una volta confermata la fibrillazione ventricolare, spegnere il generatore, sgonfiare il palloncino e rimuovere il catetere della fibrillazione. Mantenere la fibrillazione con o senza ventilazione per tutto il tempo necessario.
12. Avviare le compressioni toraciche meccaniche premendo il pulsante Riproduci sul dispositivo di compressione. Per interrompere le compressioni toraciche, premere il pulsante Pausa sul dispositivo di compressione.
13. Analizzare i modelli ECG. Se la fibrillazione ventricolare persiste, preparare la defibrillazione.
    1. Attivare la modalità Manuale nel menu del defibrillatore. Regolare l'energia a 200 J bifasica.
    2. Premere il pulsante Carica. Attendere che il segnale acustico si acceda per indicare un valore di shock preparato. Avviare la scossa elettrica.
       AVVISO: solo gli utenti esperti devono gestire defibrillatori e cateteri fibrillazione. Non devono essere avviati shock se vi è alcuna indicazione per i materiali difettosi o usurati. L'avvio di una scossa elettrica deve sempre essere annunciato chiaramente udibile da ogni persona nella stanza, e la persona che lancia la defibrillazione è responsabile di garantire che nessuno stia toccando l'animale o la barella prima di rilasciare lo shock.
       NOTA: Qui è stato utilizzato il protocollo di rianimazione basato sulle linee guida (ad esempio, 2 min di compressioni toraciche, valutazione ECG, shock, 2 min di compressione toracica, somministrazione di adrenalina, ecc.). Per ulteriori informazioni, consultare le linee guida⁴.
14. In caso di ritorno della circolazione spontanea (ROSC), interrompere le compressioni toraciche, continuare la ventilazione e applicare il monitoraggio come esteso e per tutto il tempo necessario.
    NOTA: La somministrazione di farmaci anestetici può o non può essere interrotta durante la RCP, a seconda del protocollo. Se la sedazione non viene più disponibile, l'infusione deve essere riavviata al momento della conferma del ROSC.
15. Si raccomanda un approccio mirato per la guida della somministrazione di liquidi e catecholamine, nonché impostazioni respiratorie e di ventilazione standardizzate per prevenire il deterioramento cardiorespiratorio nella fase ROSC che porta a guasti sperimentali.

5. Fine dell'esperimento e eutanasia (nel caso di ROSC)

1. Iniettare 0,5 mg di fentanil nella linea venosa centrale. Attendere 5 min. Iniettare 200 mg di propofol nella linea venosa centrale.
2. Eutanasia l'animale con un'iniezione di cloruro di potassio di 40 mmol.
3. Eseguire la rimozione/fissazione dell'organo o le analisi in base alle esigenze.

Risultati

L'arresto cardiaco è stato indotto in sette maiali. Il ritorno della circolazione spontanea dopo la RCP è stato ottenuto in quattro suini (57%) con una media di 3 x 1 defibrillazioni bifasiche. I suini sani e adeguatamente anestesisti devono rimanere in posizione supina senza brividi e segni di agitazione durante l'intero esperimento. La pressione sanguigna arteriosa media non deve scendere al di sotto di 50 mmHg prima dell'inizio della fibrillazione¹⁸. Per otten...

Discussione

Alcuni importanti problemi tecnici riguardanti l'anestesia in un modello di porcina sono stati precedentemente descritti dal nostro gruppo^13,14. Questi includono la rigorosa evitamento di stress e dolore inutile per gli animali, possibili problemi anatomici durante la gestione delle vie aeree, e specifiche esigenze del personale¹⁹.

Inoltre, i benefici della cateterizzazione a ultrasuoni sono stati evidenziati in...

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
1 M- Kaliumchlorid-Lösung 7,46% 20ml	Fresenius, Kabi Deutschland GmbH		potassium chloride
Arterenol 1mg/ml 25 ml	Sanofi- Aventis, Seutschland GmbH		norepinephrine
Atracurium Hikma 50mg/5ml	Hikma Pharma GmbH, Martinsried		atracurium
BD Discardit II Spritze 2,5,10,20 ml	Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain		syringe
BD Luer Connecta	Becton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Schweden		3-way-stopcock
BD Microlance 3 20 G	Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain		canula
CorPatch Easy Electrodes	CorPuls, Kaufering, Germany		defibrillator electrodes
Corpuls 3	Corpuls, Kaufering, Germany		defibrillator
Datex Ohmeda S5	GE Healthcare Finland Oy, Helsinki, Finland		hemodynamic monitor
Engström Carestation	GE Heathcare, Madison USA		ventilator
Fentanyl-Janssen 0,05mg/ml	Janssen-Cilag GmbH, Neuss		fentanyl
Führungsstab, Durchmesser 4.3	Rüsch		endotracheal tube introducer
Incetomat-line 150 cm	Fresenius, Kabi Deutschland GmbH		perfusorline
Ketamin-Hameln 50mg/ml	Hameln Pharmaceuticals GmbH		ketamine
laryngoscope	Rüsch		laryngoscope
logicath 7 Fr 3-lumen 30cm lang	Smith- Medical Deutschland GmbH		central venous catheter
LUCAS-2	Physio-Control/Stryker, Redmond, WA, USA		chest compression device
Masimo Radical 7	Masimo Corporation Irvine, Ca 92618 USA		periphereal oxygen saturation
Neofox Oxygen sensor 300 micron fiber	Ocean optics Largo, FL USA		ultrafast pO2-measurements
Ölsäure reinst Ph. Eur NF C18H34O2 M0282,47g/mol Dichte 0,9	Applichem GmbH Darmstadt, Deutschland		oleic acid
Original Perfusor syringe 50ml Luer Lock	B.Braun Melsungen AG, Germany		perfusorsyringe
Osypka pace, 110 cm	Osypka Medical GmbH, Rheinfelden-Herten, Germany		Pacing/fibrillation catheter
PA-Katheter Swan Ganz 7,5 Fr 110cm	Edwards Lifesciences LLC, Irvine CA, USA		PAC
Percutaneous sheath introducer set 8,5 und 9 Fr, 10 cm with integral haemostasis valve/sideport	Arrow international inc. Reading, PA, USA		introducer sheath
Perfusor FM Braun	B.Braun Melsungen AG, Germany		syringe pump
Propofol 2% 20mg/ml (50ml flasks)	Fresenius, Kabi Deutschland GmbH		propofol
Radifocus Introducer II, 5-8 Fr	Terumo Corporation Tokio, Japan		introducer sheath
Rüschelit Super Safety Clear >ID 6/ 6,5 /7,0 mm	Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia		endotracheal tube
Seldinger Nadel mit Fixierflügel	Smith- Medical Deutschland GmbH		seldinger canula
Sonosite Micromaxx Ultrasoundsystem	Sonosite Bothell, WA, USA		ultrasound
Stainless Macintosh Größe 4	Welsch Allyn69604		blade for laryngoscope
Stresnil 40mg/ml	Lilly Deutschland GmbH, Abteilung Elanco Animal Health		azaperone
Vasofix Safety 22G-16G	B.Braun Melsungen AG, Germany		venous catheter
Voltcraft Model 8202	Voltcraft, Hirschau, Germany		oscilloscope/function generator