Un modello murino di insufficienza cardiaca indotta da iperlipidemia con frazione di eiezione conservata

Riepilogo

Questo protocollo presenta un approccio dettagliato alla replicazione di un modello murino di insufficienza cardiaca indotta da iperlipidemia con frazione di eiezione conservata (HFpEF). Il disegno combina la somministrazione del virus adeno-associato 9-troponina cardiaca T-recettore delle lipoproteine a bassa densità (AAV9-cTnT-LDLR) e del poloxamer-407 (P-407).

Abstract

La fisiopatologia dell'insufficienza cardiaca con frazione di eiezione conservata (HFpEF) guidata da lipotossicità non è completamente compresa. Data l'urgente necessità di modelli animali che imitino accuratamente l'HFpEF cardio-metabolica, è stato sviluppato un modello murino indotto da iperlipidemia mediante ingegneria inversa dei fenotipi osservati nei pazienti con HFpEF. Questo modello mirava a studiare l'HFpEF, concentrandosi sull'interazione tra lipotossicità e sindrome metabolica. L'iperlipidemia è stata indotta in topi wild-type (WT) su un background di ceppo 129J attraverso iniezioni intraperitoneali bisettimanali di poloxamer-407 (P-407), un copolimero a blocchi che blocca la lipoproteina lipasi, combinata con una singola iniezione endovenosa del virus adeno-associato 9-troponina cardiaca T-recettore delle lipoproteine a bassa densità (AAV9-cTnT-LDLR). Tra le 4 e le 8 settimane dopo il trattamento sono state condotte valutazioni approfondite, tra cui ecocardiografia, registrazione della pressione arteriosa, pletismografia di tutto il corpo, telemetria ecocardiografica (ECG), monitoraggio della ruota dell'attività (AWM) e analisi biochimiche e istologiche. I topi LDLR/P-407 hanno mostrato caratteristiche distintive a quattro settimane, tra cui disfunzione diastolica, frazione di eiezione conservata e aumento dello spessore della parete ventricolare sinistra. In particolare, la pressione sanguigna e la funzionalità renale sono rimaste entro i range normali. Inoltre, l'ECG e l'AWM hanno rivelato rispettivamente blocchi cardiaci e ridotta attività. La funzione diastolica si è deteriorata a otto settimane, accompagnata da un calo significativo della frequenza respiratoria. Ulteriori indagini sul modello di doppio trattamento hanno rivelato un aumento della fibrosi, dei rapporti tra polmoni umidi e secchi e dei rapporti tra peso cardiaco e peso corporeo. I topi LDLR/P-407 presentavano xantelasmi, ascite e ischemia cardiaca. È interessante notare che le morti improvvise si sono verificate tra le 6 e le 12 settimane dopo il trattamento. Il modello murino di HFpEF offre una risorsa sperimentale preziosa e promettente per chiarire le complessità della sindrome metabolica che contribuisce alla disfunzione diastolica nel contesto dell'HFpEF mediata da lipotossicità.

Introduzione

L'insufficienza cardiaca con frazione di eiezione conservata (HFpEF) denota una sindrome cardiometabolica accompagnata da comorbidità multiple e costituisce oltre il 50% di tutti i casi di insufficienza cardiaca ^1,2. Inoltre, la frequenza dell'HFpEF è aumentata costantemente nell'ultimo decennio³. Con opzioni di trattamento limitate, l'HFpEF rappresenta la più significativa necessità medica insoddisfatta nelle malattie cardiovascolari, data la sua fisiopatologia poliedrica⁴. Pertanto, esiste un urgente bisogno di migliorare la comprensione dei meccanismi sottostanti e della fisiopatologia dell'HFpEF per sviluppare terapie efficaci.

Nonostante i significativi progressi compiuti negli ultimi anni, la fisiopatologia dell'HFpEF attribuita alla lipotossicità rimane incompleta e non è ancora stata compresa. È stato stabilito che i pazienti con HFpEF mostrano un notevole accumulo di lipidi miocardici rispetto a quelli con insufficienza cardiaca con frazione di eiezione ridotta (HFrEF) e controlli sani⁵. I dati di sequenziamento dell'RNA dalle biopsie cardiache hanno mostrato una sottoregolazione del gene della lipoproteina lipasi (LPL) nel gruppo HFpEF rispetto ai pazienti sani e HFrEF⁶. Poloxamer-407 (P-407) è un copolimero a blocchi che induce iperlipidemia bloccando LPL e successivamente aumentando i trigliceridi plasmatici e il colesterolo LDL (lipoproteine a bassa densità)⁷. Studi precedenti hanno dimostrato un'elevata espressione del recettore LDL (LDLR) nel cuore dei topi HFpEF⁸.

Sulla base di questi risultati e riconoscendo l'urgente necessità di modelli animali che imitino accuratamente l'HFpEF cardio-metabolica, è stato sviluppato e presentato un modello murino indotto da iperlipidemia. Questo modello è stato adattato per esplorare l'HFpEF, concentrandosi esplicitamente sul coinvolgimento della lipotossicità insieme alla sindrome metabolica. Indotto dall'iperlipidemia/blocco di LPL e dall'aumento dell'espressione cardiaca di LDLR, questo modello è stato stabilito in topi WT-129 su sfondo 129J attraverso iniezioni intraperitoneali bisettimanali (i.p.) di P-407 combinate con una singola iniezione endovenosa (i.v.) del virus adeno-associato 9-troponina cardiaca T-LDLR (AAV9-cTnT-LDLR)⁹.

Tra le 4 e le 8 settimane dopo il trattamento, è stata condotta un'ampia gamma di valutazioni, che comprendevano ecocardiografia, registrazioni della pressione sanguigna, pletismografia di tutto il corpo (WBP), telemetria elettrocardiografica continua (ECG), monitoraggio della ruota dell'attività (AWM), nonché analisi biochimiche e istologiche⁹. A quattro settimane, i topi LDLR/P407 o "doppio trattamento" hanno mostrato caratteristiche distinte di HFpEF, tra cui disfunzione diastolica, frazione di eiezione conservata e aumento dello spessore della parete ventricolare sinistra⁹. Inoltre, la telemetria ECG e l'AWM hanno rivelato rispettivamente blocchi cardiaci e attività ridotta. In particolare, la pressione sanguigna e la funzionalità renale sono rimaste normali⁹. Entro otto settimane, la funzione diastolica si è deteriorata e le misurazioni della WBP hanno rivelato una riduzione della frequenza respiratoria⁹.

Un'ulteriore esplorazione del modello di doppio trattamento ha rivelato fibrosi, elevati rapporti tra polmoni umidi e secchi e rapporti peso cardiaco/peso corporeo⁹. L'autopsia ha rivelato ascite, ischemia cardiaca e xantelasmi. Curiosamente, le morti improvvise sono state documentate tra le 6 e le 12 settimane dopo il trattamento^. Questo modello di HFpEF guidato dall'iperlipidemia murina fornisce uno strumento sperimentale rapido, prezioso e promettente per svelare le complessità della sindrome metabolica che contribuisce alla disfunzione diastolica con HFpEF mediata da lipotossicità.

Protocollo

Il protocollo sugli animali è stato approvato dall'Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) dell'Università di Miami, in conformità con le linee guida del National Institute of Health (NIH) (protocollo IACUC 23-103-ad03). Per il presente studio, topi wild-type (WT) su sfondo 129J sono stati acquisiti da una fonte commerciale (vedi Tabella dei materiali) e allevati internamente. Tutti i topi erano compagni di cucciolata su sfondo 129J. Gli esperimenti includevano topi maschi e femmine. Il topo LDLR/P-407 HFpEF è stato stabilito somministrando una singola dose di AAV9-cTnT-LDLR alla prima settimana e p407 bisettimanale per quattro settimane.

1. Preparazione e somministrazione di AAV9-cTnT-LDLR

NOTA: Il plasmide AAV9-cTNT-hLDLR (vedi Tabella dei materiali) codifica per l'intera proteina LDLR umana (2664bp) (Figura 1).

1. Preparazione del vettore virale AAV-LDLR
   1. In base al numero di animali, scongelare le fiale di AAV9 con ghiaccio per 20 minuti, quindi diluire le particelle di AAV nella soluzione salina tamponata con fosfato di Dulbco (DPBS) per ottenere una concentrazione di 1 x 10¹² genomi vettoriali/topo in 100 μL.
   2. Inserire la soluzione virale in un ago da 28-30 G su una siringa da 1 ml. Fare attenzione a non aspirare bolle d'aria nell'ago.
2. Procedure di iniezione endovenosa (e.v.) della vena caudale
   1. Accendere l'ossigeno fino a 0,5 L/min e impostare il sistema di anestesia con isoflurano al 4%-5%. Metti il mouse nella camera di induzione per ~2 minuti, fino a quando l'animale non risponde.
   2. Posizionare l'animale su un sistema di ritenuta per illuminatori a coda di topo (ad es. Braintree Scientific, Inc. (Braintree, MA)) e sistemare l'animale sdraiato su un fianco. Utilizzare l'anestesia con isoflurano al 2%-3% per il mantenimento.
      NOTA: Il riscaldamento da parte del dispositivo di contenzione causerà la dilatazione della vena della coda del topo e, quindi, renderà significativamente più facile l'iniezione.
   3. Identificare la vena caudale laterale. Pulire l'area di iniezione con un antisettico utilizzando una garza.
   4. Tieni l'estremità della coda per estenderla e massaggia la coda del topo con le dita fino a visualizzare la vena. Inserire l'ago con un angolo basso (angolo di 10-15 gradi) e iniettare 100 μL di AAV diluito nella vena della coda (Figura 2A).
   5. Estrarre l'ago e applicare immediatamente pressione con un dito fino a quando l'emorragia non si ferma. Rimetti il mouse nella gabbia originale.

2. Preparazione e somministrazione del P-407

1. Preparazione del P-407
   1. Preparare la soluzione diluendo l'agente P-407 (vedi Tabella dei materiali) con DPBS a una concentrazione finale di 100 mg/mL all'interno di una cappa aspirante. Refrigerare la soluzione a 4 °C per una notte su un rotatore per facilitare la dissoluzione del P-407¹⁰.
2. Procedura di iniezione intraperitoneale bisettimanale (i.p.)
   1. Pesare ogni topo il primo giorno di iniezioni i.p. Utilizzando la formula 1 g/kg, calcolare la dose appropriata per ciascun topo in base al peso e preriempire le siringhe.
   2. Sotto una cappa aspirante, trattenere manualmente il mouse con la testa e il corpo inclinati verso il basso per riposizionare cranialmente gli organi interni. Questa tecnica evita la puntura delle strutture vitali nelle vicinanze.
   3. Identificare la cavità peritoneale sinistra nel quadrante inferiore dell'addome, lateralmente alla linea mediana. Pulisci il sito con un antisettico.
   4. Con un angolo di 45 gradi o meno, inserire l'ago nella cavità peritoneale (Figura 2B). Aspirare la siringa per garantire un inserimento adeguato.
   5. Se all'aspirazione è presente sangue o tessuto, estrarre l'ago e ripetere i passaggi 2.2.2 -2.2.4 fino a quando la siringa non è libera. Smaltire l'ago nell'apposito contenitore per oggetti taglienti e rimettere il mouse nella gabbia originale.

3. Valutazione ecocardiografica

1. Preparazione
   1. Applicare la crema depilatoria sul torace e sulla parte superiore dell'addome del topo il giorno prima o diverse ore prima dell'imaging. Rimuovere la crema con una garza bagnata dopo 2 minuti.
   2. Anestetizzare il topo con isoflurano al 2,5%-3,0% a una portata di 0,8 L/min e mantenere con isoflurano all'1%-1,5%. Quindi, fissare il mouse alla piattaforma appropriata in posizione supina con le zampe su elettrodi con gel conduttore e coprire il naso e la bocca con un cono nasale per garantire un'anestesia continua con isoflurano.
2. Vista parasternale dell'asse lungo
   1. Con il mouse posizionato supinamente, inclinare il lato destro della piattaforma di 45 gradi.
   2. Quindi, allineare diagonalmente la sonda del trasduttore nel sistema di binari, inclinandola di 30-40 gradi in senso orario dall'estremità superiore destra all'addome sinistro per ottenere e memorizzare le immagini in modalità B.
   3. Analizzare le immagini in modalità B utilizzando il software di analisi a ultrasuoni (vedere la tabella dei materiali) per ottenere la frazione di eiezione (Figura 3A).
3. Vista parasternale dell'asse corto
   1. Ruotare la sonda del trasduttore nel sistema di binari di 90 gradi in senso orario per ottenere e memorizzare le immagini in modalità B e M.
4. Vista apicale
   1. Inclinare l'angolo superiore sinistro della piattaforma verso il basso e verso destra. Orientare il trasduttore verso la spalla destra dell'animale.
   2. Visualizza la valvola mitrale in modalità B e color Doppler. Acquisizione e memorizzazione di immagini Doppler a onde pulsate (PW) e Doppler tissutale⁵.
   3. Analizzare le immagini PW Doppler e Doppler tissutale utilizzando il software di analisi ecografica per ottenere l'IVRT, E/E' e l'E/A (Figura 3B-E).

4. Registrazione dei dati del circuito pressione-volume (PV)

1. Eseguire analisi emodinamiche alla conclusione dello studio per valutare la funzione sistolica e diastolica del ventricolo sinistro (LV), seguendo la procedura precedentemente descritta^11,12.
   1. Inizia inducendo il topo con isoflurano (3-5%, camera di induzione).
   2. Quando inizia l'azione anestesiologica, trasferire l'animale sul banco operatorio e mantenere l'anestesia con isoflurano (1-3%, maschera facciale).
   3. Praticare una piccola incisione nella pelle sopra il collo per consentire l'intubazione endotracheale (attraverso la bocca).
   4. Ventilare l'animale con una miscela di ossigeno e isoflurano utilizzando un ventilatore per roditori (ad es. Micro vent modello 848, Harvard Apparatus) impostato a ~0,15-0,2 mL di volume e la frequenza respiratoria a 120-170 respiri/min.
   5. Monitorare la temperatura corporea a ~37 °C ± 1 °C durante la procedura utilizzando un tavolo chirurgico a temperatura controllata.
   6. Esporre e incannulare la vena giugulare interna sinistra con un ago da 30 G per la somministrazione di liquidi di supporto.
   7. Tagliare la pelle sopra il sito del collo ventrale mediano ed esporre l'arteria carotide. Dopo l'occlusione della porzione distale dell'arteria carotide destra, praticare un piccolo taglio nell'arteria per consentire l'introduzione di un catetere a pressione-volume (PV) micro-ribaltato (vedi Tabella dei materiali) nel ventricolo sinistro (approccio toracico chiuso).
   8. Registra i loop PV durante lo stato stazionario e l'occlusione della vena cava inferiore.
   9. Al termine dell'esperimento, sopprimere umanamente l'animale (in anestesia profonda) utilizzando un metodo AVMA approvato (ad esempio, isoflurano seguito da lussazione cervicale).
   10. Analizza i dati fotovoltaici utilizzando il software LabChart (vedi Tabella dei materiali) e calibra i volumi utilizzando le misurazioni ecocardiografiche.

Discussione

Nonostante il costante aumento della prevalenza di HFpEF nell'ultimo decennio, una comprensione concreta della fisiopatologia sottostante rimane sfuggente¹³. Inoltre, ad oggi, esiste una terapia basata sull'evidenza limitata¹³. È necessaria una migliore comprensione dei meccanismi coinvolti nell'HFpEF cardio-metabolica. In precedenza, è stato introdotto un modello murino iperlipidemico che imita l'HFpEF senza malattia renale cronica (CKD) né ipertensione indotta da LDLR OE cardiaca e iniezioni di p407⁹.

I risultati hanno rivelato che la combinazione di LDLR OE cardiaco e iperlipidemia provoca disfunzione diastolica, aritmie, ipertrofia ventricolare sinistra (LV), intolleranza all'esercizio, accumulo di lipidi cardiaci e fibrosi nei topi dopo quattro settimane, come precedentemente pubblicato⁹. È^{stato osservato anche} un aumento dell'assorbimento del colesterolo LDL nel cuore, nel fegato e nei muscoli scheletrici e una diminuzione dei trigliceridi nel cuore e nel fegato di questi topi. Il vantaggio di questo metodo risiede nella sua rapidità nello studio delle vie della sindrome cardio-metabolica, che non sono ben comprese rispetto ad altri modelli murini di HFpEF iperlipidemica, come la dieta ricca di grassi (HFD) che richiede fino a 16 e 20 settimane per svilupparne¹⁴. Questo modello impiega quattro settimane per svilupparsi e imita le anomalie metaboliche negli esseri umani. Pertanto, la riproducibilità di questo modello è essenziale.

È imperativo garantire un'accurata preparazione e somministrazione di AAV9-cTnT-LDLR e P-407. La replicabilità di questo modello dipende fortemente da calcoli accurati delle concentrazioni e delle dosi di P-407 e AAV9-cTnT-LDLR, nonché dalle misurazioni del peso. Altrettanto importanti sono le preparazioni della soluzione e le corrette tecniche di iniezione endovenosa e intraperitoneale. Le deviazioni in queste tecniche possono comportare alterazioni significative e risultati indesiderati.

Nonostante l'efficacia e l'efficienza di questo modello, esistono diverse limitazioni. È necessaria una formazione rigorosa per eseguire iniezioni endovenose e intraperitoneali. Inoltre, esiste un potenziale rischio di morbilità e mortalità associato a iniezioni endovenose e frequenti per via endovenosa. Durante l'esecuzione di iniezioni endovenose possono verificarsi lesioni alla coda di topo, mentre la puntura cecale può verificarsi con iniezioni intraperitoneali, portando alla peritonite¹⁵. Queste lesioni sono in genere dovute a tecniche errate e possono comportare la perdita di soggetti sperimentali e trattamenti. Pertanto, è necessaria una formazione approfondita prima di eseguire queste procedure. Un'altra limitazione è l'attenzione di questo modello sulla varietà 129J. Il razionale alla base della scelta del ceppo 129J deriva da studi preliminari che hanno prodotto risultati più rapidi di disfunzione diastolica e HFpEF in questo ceppo rispetto ai topi C57BL/6 che abbiamo inizialmente studiato in indagini non pubblicate.

Indipendentemente da queste limitazioni, questo modello consentirà indagini più rapide sui meccanismi sottostanti coinvolti nell'HFpEF e sulle potenziali opzioni di trattamento efficaci. Studi precedenti hanno portato allo sviluppo di un modello fisiopatologico per l'HFD cardiometabolico indotto da HFpEF e l'estere metilico N[w]-nitro-l-arginina (L-NAME) per 5-15 settimane¹³. Tuttavia, a causa del costante aumento della prevalenza dell'HFpEF, vi è un urgente bisogno di un'ulteriore comprensione della fisiopatologia dell'HFpEF cardiometabolica e dello sviluppo di una terapia efficace. Questo modello murino di OE LDLR cardiaco e iperlipidemia indotta da p407 è un metodo rapido e fattibile per indurre HFpEF cardiometabolica per futuri sforzi di ricerca.

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
Adeno-associated virus 9-cardiac troponin T-LDLR (AAV9-cTnT-LDLR)	U. Penn Vector Core, funded by the NHLBI Gene Therapy Program (GTRP)		Transgene plasmids and AAVs particles were generated by the U. Penn Vector Core, funded by the NHLBI Gene Therapy Program (GTRP). AAV were provided in Dulbecco’s phosphate-buffered saline (PBS) with 0.001% Pluronic F68. The Core determined AAV titers by digital droplet polymerase chain reaction (ddPCR) and assessed all preparations for capsid protein ratio by SDS-PAGE and for the presence of endotoxin. Constructs include the human (h) transcripts tagged by 3X HA, Penn Vector Core (RRID: SCR_022432). AAV9-cTNT-hLDLR plasmid encodes the full human LDLR protein (2664bp).
Imaging systems with a high frequency transducer probe MS400	(VisualSonics, Toronto, ON, Canada)	Vevo 2100 or 3100
Isoflurane	Akorn Animal Health, Inc.	NDC: 59399-106-01
LabChart  software	ADInstruments	Pro version 8.1.5
Poloxamer 407	Sigma-Aldrich	16758
PV catheter	Millar Instrument	PVR 1035
Ultrasound analysis software	Vevo Lab
Wild-type (WT) mice on 129J background	Jackson Laboratory