Questo lavoro è stato supportato da una Wellcome Trust borsa di LP

1. Attrezzature e materiali <ol><li> Questi esperimenti utilizzare una configurazione standard elettrofisiologia composto da uno stimolatore, una unità di isolamento stimolo, due amplificatori microelettrodo, un sistema di acquisizione dati e un computer con software di raccolta. Le apparecchiature aggiuntive comprendono una gabbia di Faraday, uno stereomicroscopio su un supporto braccio, un tavolo isolamento dalle vibrazioni, una fonte di luce, e una piattaforma di registrazione. </li><li> Cinque micromanipolatori vengono utilizzati. Due micromanipolatori richiedono controlli bene per il posizionamento degli elettrodi di registrazione, mentre gli altri tre micromanipolatori richiedono solo controlli lordo per posizionare i due elettrodi di stimolazione e l&#39;elettrodo di massa. Il micromanipolatore per l&#39;elettrodo di registrazione DLM è posto alla fine della coda della preparazione (a sinistra di sperimentatore) e il micromanipolatore per l&#39;elettrodo di registrazione TTM è posto tra lo sperimentatore e il lato della preparazione (leggermente a sinistra dello sperimentatore). I due micromanipolatori che conterrà gli elettrodi di simulazione sono posti a capo della preparazione (diritto di sperimentatore). Il micromanipolatore per l&#39;elettrodo di terra è posto al lato opposto della preparazione </li><li> Tirare microelettrodi registrazione di vetro con resistenze di 40-60 MΩ e memorizzare appartamento in un piatto sostenuto da cera. Per la stimolazione, due elettrodi di tungsteno elettroliticamente (NaOH) affilato vengono utilizzati. Un filo di tungsteno, o di un terzo elettrodo elettroliticamente fabbricato viene utilizzato come terreno. Gli elettrodi stimolanti e terra sono preparati e attaccato al micromanipolatori prima dell&#39;inizio della sessione sperimentale e non deve essere sostituito per tutta la durata della sessione. </li></ol> 2. Preparazione del D. melanogaster <ol><li> Una volta che la vostra attrezzatura è impostato, è il momento di preparare le mosche. Anestetizzare le mosche da raffreddamento su di loro o utilizzando ghiaccio di CO 2. Se la CO 2 viene utilizzata, il tempo sufficiente (circa 20 minuti) per gli effetti del gas a svanire prima di iniziare l&#39;esperimento. </li><li> Usare pinze per trasferire le mosche con delicatezza per le zampe ad un piatto contenente una piattaforma di cera morbida inclinata con un angolo di circa 45 °. I prossimi quattro passi si fanno sotto un microscopio da dissezione lontano da (ma vicino a) l&#39;apparecchio di controllo. </li><li> Il passo successivo è quello di garantire al volo in cera. Orientare il lato ventrale volare verso il basso, con il suo anteriore rivolta verso l&#39;alto sul pendio. Usando un paio di pinze fine, estendere le gambe verso l&#39;esterno, a coppie, e spingerli nella cera. </li><li> Familiarizzare con la posizione dei muscoli da registrare da: il muscolo dorsale longitudinale, o DLM, e il muscolo tergotrochanteral, o TTM. I siti attaccamento intradermica della DLMS corrispondono con la regione tra la linea mediana del torace e la dorsale anteriore setole (o setae). I siti attaccamento TTM si trovano dorsalmente del posteriore e anteriore sovra-alari setole. Fare in modo che le ali non ostruire l&#39;accesso alle fibre DLM o TTM, tenere le ali verso l&#39;esterno e &#39;colla&#39; a la cera. </li><li> Utilizzando un bel paio di pinze, tirare la proboscide verso l&#39;esterno con attenzione, e fissarlo immergendolo nella cera. Questo è un passo fondamentale che richiede una certa pratica in quanto la proboscide è morbido ed è facilmente staccato dal resto della testa. Se ciò accade, scartare il volo e ricominciare. Il mancato per fissare la testa in questo modo porta a problemi durante l&#39;inserimento degli elettrodi stimola attraverso gli occhi. </li></ol> 3. Posizionamento degli elettrodi <ol><li> Una volta che la mosca è ancorata alla cera, trasferire il piatto con la mosca allegato sotto lo stereomicroscopio, che si trova all&#39;interno della gabbia di Faraday. Orientare il volo lateralmente con la testa della mosca a destra dello sperimentatore. </li><li> Il passo successivo è quello di inserire gli elettrodi. Elettrodi di massa e stimolante può essere inserito senza guardare nel microscopio. Buone registrazioni si basano su palo preciso, quindi è una buona idea di praticare la manipolazione del micromanipolatori. Portare gli elettrodi vicino ai siti di inserimento con l&#39;aiuto di micromanipolatori per facilitare la loro collocazione corretta e registrazioni successive. </li><li> Abbassare l&#39;elettrodo di terra nella estremità posteriore dell&#39;addome con le ruote di regolazione del micromanipolatore. Per posizionare gli elettrodi di tungsteno affilato stimolante a livello cerebrale, utilizzare il micromanipolatore per posizionare la punta di uno degli elettrodi in modo che tocchi solo uno degli occhi di mosca. Fate lo stesso con l&#39;altra in modo che entrambi gli elettrodi sono solo toccando l&#39;esterno di ogni occhio. Quindi spingere gli elettrodi, a loro volta, attraverso ogni occhio così le punte degli elettrodi raggiungere il cervello situata nella parte posteriore della capsula testa (circa 2-3mm). </li><li> Elettrodi posizionati correttamente si attiverà il sistema di Gigante fibra. Per verificare che gli elettrodi stimolanti sono posizionati correttamente, applicare un corto (0,03 ms) Stimolo di 30-60 V attraverso gli elettrodi stimolanti, e cercare il movimento delle ali e contrazioni del volo / gamba muscolare &#39; </li><li> Il passo successivo è quello di back-riempire il bicchiere con microelettrodi 3M KCl con un Hamilton o calore tirato siringa di plastica, e metterli nel fine controllo micromanipolatori. Microelettrodi inseriti correttamente può essere utilizzata per diversi round di esperimenti. </li><li> L&#39;elettrodo prima registrazione verrà inserito in una fibra DLM. Ci sono due DLMS simmetria bilaterale, ognuno è composto da sei singole fibre muscolari. Le registrazioni possono essere fatto da uno dei sei fibre, ma il più comunemente usati sono fibre DLM 45 bis e 45 ter per la loro buona accessibilità attraverso il lato dorsale della cuticola toracica, e il fatto che sia le fibre sono innervati dal motorneuron same . </li><li> Utilizzando il micromanipolatore sul lato più lontano da te, inserire un elettrodo di registrazione in fibra DLM 45 bis o b. La pendenza della piattaforma consente l&#39;elettrodo DLM per entrare nella cuticola dorsale ad un angolo di ~ 60-90 °, che aiuta la penetrazione. Utilizzare il software in modalità oscilloscopio e guardare il monitor del computer mentre l&#39;inserimento di elettrodi di registrazione nel torace. Quando l&#39;elettrodo è entrato un muscolo la linea di base scenderà quasi a zero o un valore negativo. Prova con un singolo stimolo per vedere se è possibile osservare la risposta del muscolo. </li><li> Inserire l&#39;altro elettrodo di registrazione nel TTM più vicino a voi. Questo elettrodo viene inserito lateralmente, di fronte a voi, a causa della posizione del sito di inserzione del muscolo. Anche in questo caso osservare il monitor mentre si fa questo e prova con un singolo stimolo una volta che la traccia indica l&#39;elettrodo è nel muscolo. </li></ol> 4. Stimolazione e registrazione <ol><li> Ora siete pronti per iniziare a stimolare il cervello e le risposte registrazione dalla muscoli di gambe e di volo. Applicare una breve (0,03 ms) stimolo attraverso gli elettrodi stimolante a partire da 30 V e di aumentare a 60 V fino a quando si osserva una risposta (cioè una contrazione muscolare, e una depolarizzazione delle cellule muscolari come osservato sul monitor del computer). Per il resto l&#39;esperimento, riportare la tensione V 5-10 al di sopra della soglia di risposta. </li><li> Per misurare la latenza di risposta, dare almeno 5 stimoli singoli con un periodo di 5 secondo riposo tra ogni stimolo. </li><li> Determinare la &quot;frequenza di seguire&quot; fornendo i treni di stimoli a velocità diverse. Tipicamente 10 treni su 10 stimoli sono date a 100 Hz (10 ms tra ogni stimolo), 200Hz (5 ms tra ogni stimolo) e 300Hz (3 ms tra ogni stimolo). Consentire un periodo di riposo di 2 secondi tra ogni treno di stimoli. </li></ol> 5. Risultati: latenze di risposta in frequenza e di seguito nella via fibra Gigante <ol><li> La latenza di risposta è il tempo che intercorre tra la stimolazione del cervello e depolarizzazione del muscolo. Questa cifra si confronta le latenze di risposta per DLM e TTM ad un singolo stimolo. Latenze tra 0,7 e 1,2 ms per il GF-TTM percorso e tra 1,3 e 1,7 ms per il GF-DLM percorso indicano una preparazione tecnica di registrazione sana e corretta. Le latenze può variare con genotipo, background genetico, la temperatura e l&#39;età. Figura 1 (A e B). Rappresentante tracce presentano risultati registrati dal TTMs e DLMS a seguito di un singolo stimolo applicato al cervello. </li><li> Come mostrato qui, registrazioni dal TTM mostrano una maggiore variabilità in termini di ampiezza e la forma del potenziale postsinaptico (PSP) rispetto a quelli delle fibre di DLM di grandi dimensioni; questa maggiore variabilità è dovuta alle piccole dimensioni delle fibre muscolari TTM. Questa variabilità, tuttavia, non influenza i valori di latenza di risposta per il gigante Fiber-to-TTM percorso. Figura 1 (C e D). Aggiuntive &#39;latenza di risposta&#39; tracce da 4 mosche individuale sia per il TTM e DLM. Nota TTM variabilità presentano tracce di forma PSP ma la latenza di risposta non è influenzato. Per DLM c&#39;è meno variabilità di forma PSP. <img src="/files/ftp_upload/2412/2412fig1.jpg" alt="Figura 1-D" /> </li><li> Confrontare la &quot;frequenza di seguire&quot; a 100 Hz, 200 Hz e 300 Hz calcolando la percentuale di risposte efficaci (su 10) sia per DLM e percorsi TTM ad ogni frequenza di stimolazione. A 100 Hz, sia TTM e DLM seguire le 01:01 stimoli. A frequenze di stimolazione superiori a 100 Hz, le risposte DLM iniziano a mostrare fallimenti perché la sinapsi chimica intermediario tra due interneuroni non ha tempo sufficiente per recuperare tra stimoli. Le risposte TTM, tuttavia, restano 1:1 con stimoli anche oltre 300Hz. Figura 2. Tracce Rappresentante mostra la &quot;frequenza di seguire&quot; le registrazioni. A 100Hz, sia TTMs e DLMS rispondere a tutti i 10 stimoli (a sinistra). A 200Hz, le risposte DLM iniziare a fallire (asterisco). <img src="/files/ftp_upload/2412/2412fig2.jpg" alt="Figura 2"> </li></ol> 6. Rappresentante Risultati Wild type breve latenza risposte (elettrodi stimolati sono posti negli occhi, bypassando i recettori sensoriali e innescando il circuito GF direttamente) dipendono da genotipo, background genetico, la temperatura e l&#39;età, e la gamma tra 0,7 e 1,2 ms per il GF-TTM percorso e and1.7 1,3 ms per il GF-DLM percorso (Tanouye e Wyman, 1980; Thomas e Wyman, 1984; Engel e Wu, 1992; Allen e Murphey, 2007; Phelan et al, 2008;. Agostino et al, non pubblicata.) . Questa latenza TTM molto brevi è dovuta alla robusta GF-TTMn sinapsi elettrochimica del percorso monosinaptico e la latenza più DLM si verifica a causa della natura disynaptic della via così come la presenza di una sinapsi chimica (PSI-DLMn). Intermedia e lunga latenza delle risposte (&gt; 3 ms) derivare dalla attivazione delle afferenze GF e sono realizzati mediante l&#39;utilizzo di una stimolazione minore intensità o fornire un controllo visivo (&quot;light-off&quot;) del segnale. A 100Hz sia TTM e DLM dovrebbe seguire gli stimoli 1:1. Sopra 100Hz risposte DLM inizierà a mostrare fallimenti come la sinapsi chimica tra PSI e il DLMns non ha tempo sufficiente per recuperare tra stimoli meno di 10ms a parte. Risposte TTM, comunque, rimarrà 1:1 con stimoli anche al di là 300Hz (Tanouye e Wyman, 1980; Engel e Wu, 1992;. Allen et al, 2007;. Martinez et al, 2007). Le mutazioni nel gene shakB, che codifica per una Drosophila divario di giunzione canale (&quot;innexin&quot;), un aumento significativo della latenza di risposta del GF-TTM percorso (~ 1,5 ms) mentre il GF-DLM ramo non risponde (Allen e Murphey, 2007; Phelan et al., 2008). La risposta mutante può essere ripristinata attraverso la stimolazione dei gangli toracici direttamente, a dimostrazione che l&#39;effetto ritardato non è dovuto a interrotto la trasmissione neuromuscolare. La capacità di seguire la stimolazione ad alta frequenza è alterata in questi mutanti rispetto ai wild-type vola dove il GF-DLM e GF-TTM percorsi sono generalmente in grado di seguire 10 stimoli con rapporto 1:1 fino a 100 Hz e 300 Hz rispettivamente. E &#39;importante notare che queste frequenze sono notevolmente al di sopra frequenze di stimolazione normale ricevuto dal contrazione dei muscoli durante il volo prolungato (3-10 Hz) (Hummon e Costello, 1989). Un altro parametro utilizzato per descrivere la stabilità delle uscite GFS è il &quot;periodo refrattario&quot;, ovvero il tempo minimo tra gli impulsi stimolo gemello che produce ancora due risposte dal muscolo. Il tempo refrattario varia tra i 1-4 ms per TTMs ei 7-15 ms per DLMS. Il periodo relativamente lungo refrattari per DLMS è dovuto alla relativamente labile sinapsi chimica al PSI-DLMn giunzione (Tanouye e Wyman, 1980; Gorczyca e Hall, 1984; Engel e Wu, 1992; Banerjee et al, 2004;. Allen e Godenschwege, 2010).

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	<li>Allen, M. J., Godenschwege, T., Zhang, B., Freeman, M. R., Wadde, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+Recordings+from+the+Drosophila+Giant+Fiber+System.">Electrophysiological Recordings from the Drosophila Giant Fiber System.</a> Drosophila Neurobiology: A Laboratory Manual. , (2010).</li><li>Allen, M. J., Godenschwege, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Making+an+escape:+development+and+function+of+the+Drosophila+giant+fibre+system.">Making an escape: development and function of the Drosophila giant fibre system.</a> Semin Cell Dev Biol. 17, 31-41 (2006).</li><li>Allen, M. J., Murphey, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+chemical+component+of+the+mixed+GF-TTMn+synapse+in+Drosophila+melanogaster+uses+acetylcholine+as+its+neurotransmitter.">The chemical component of the mixed GF-TTMn synapse in Drosophila melanogaster uses acetylcholine as its neurotransmitter.</a> Eur J Neurosci. 26, 439-445 (2007).</li><li>Banerjee, S., Lee, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Loss+of+flight+and+associated+neuronal+rhythmicity+in+inositol+1,4,5-trisphosphate+receptor+mutants+of+Drosophila.">Loss of flight and associated neuronal rhythmicity in inositol 1,4,5-trisphosphate receptor mutants of Drosophila.</a> J Neurosci. 24, 7869-7878 (2004).</li><li>Engel, J. E., Wu, C. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interactions+of+membrane+excitability+mutations+affecting+potassium+and+sodium+currents+in+the+flight+and+giant+fiber+escape+systems+of+Drosophila.">Interactions of membrane excitability mutations affecting potassium and sodium currents in the flight and giant fiber escape systems of Drosophila.</a> J Comp Physiol A. 171, 93-104 (1992).</li><li>Gorczyca, M., Hall, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+a+cholinergic+synapse+in+the+giant+fiber+pathway+of+Drosophila+using+conditional+mutations+of+acetylcholine+synthesis.">Identification of a cholinergic synapse in the giant fiber pathway of Drosophila using conditional mutations of acetylcholine synthesis.</a> J Neurogenet. 1, 289-313 (1984).</li><li>Hummon, M. R., Costello, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Giant+fiber+activation+of+flight+muscles+in+Drosophila:+asynchrony+in+latency+of+wing+depressor+fibers.">Giant fiber activation of flight muscles in Drosophila: asynchrony in latency of wing depressor fibers.</a> J Neurobiol. 20, 593-602 (1989).</li><li>Jacobs, K., Todman, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synaptogenesis+in+the+giant-fibre+system+of+Drosophila:+interaction+of+the+giant+fibre+and+its+major+motorneuronal+target.">Synaptogenesis in the giant-fibre system of Drosophila: interaction of the giant fibre and its major motorneuronal target.</a> Development. 127, 5203-5212 (2000).</li><li>King, D. G., Wyman, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anatomy+of+the+giant+fibre+pathway+in+Drosophila.+I.+Three+thoracic+components+of+the+pathway.">Anatomy of the giant fibre pathway in Drosophila. I. Three thoracic components of the pathway.</a> J Neurocytol. 9, 753-770 (1980).</li><li>Martinez, V. G., Javadi, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Age-related+changes+in+climbing+behavior+and+neural+circuit+physiology+in+Drosophila.">Age-related changes in climbing behavior and neural circuit physiology in Drosophila.</a> Dev Neurobiol. 67, 778-791 (2007).</li><li>Miller, A., Demerec, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+internal+anatomy+and+histology+of+the+imago+of+Drosophila+melanogaster.">The internal anatomy and histology of the imago of Drosophila melanogaster.</a> Biology of Drosophila. , 502-503 (1965).</li><li>Phelan, P., Goulding, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+mechanism+of+rectification+at+identified+electrical+synapses+in+the+Drosophila+giant+fiber+system.">Molecular mechanism of rectification at identified electrical synapses in the Drosophila giant fiber system.</a> Curr Biol. 18, 1955-1960 (2008).</li><li>Power, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+thoracico-abdominal+nervous+system+of+an+adult+insect,+Drosophila+melanogaster.">The thoracico-abdominal nervous system of an adult insect, Drosophila melanogaster.</a> J Comp Neurol. 88, 347-409 (1948).</li><li>Tanouye, M. A., Wyman, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motor+outputs+of+giant+nerve+fiber+in+Drosophila.">Motor outputs of giant nerve fiber in Drosophila.</a> J Neurophysiol. 44, 405-421 (1980).</li><li>Thomas, J. B., Wyman, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mutations+altering+synaptic+connectivity+between+identified+neurons+in+Drosophila.">Mutations altering synaptic connectivity between identified neurons in Drosophila.</a> J Neurosci. 4, 530-538 (1984).</li></ol>

Nessun conflitto di interessi dichiarati.

Una delle cose più importanti si deve prestare attenzione quando si cerca di ottenere registrazioni di alta qualità è il giusto orientamento e la salute della preparazione. Idealmente, il volo dovrebbe essere ancora vivo alla fine della sessione di registrazione e reattivo agli stimoli elettrici. Per gli elettrodi di registrazione per penetrare in modo più efficiente l&#39;esoscheletro toracica, il volo deve essere incollata alla superficie in modo da formare un angolo retto con gli elettrodi, se necessario, l&#39;inserimento di elettrodi può essere facilitato dalla rimozione di una porzione del dorsal cuticola thoracic con uno scalpello tungsteno esponendo così le muscle DLM volo (questo passo offre un ulteriore vantaggio di rendere più difficile per le punte degli elettrodi di vetro per rottura). Inoltre, la cura deve essere presa per evitare di spingere gli elettrodi attraverso i DLMS subcuticularly trova e TTMs. La testa della mosca deve essere ben assicurato per consentire la elettrodi stimolanti per essere adeguatamente inserito nel cervello e di impedire loro di essere tirato fuori durante la sessione di registrazione. Grazie alle sue dimensioni e ben descritta la morfologia, la GFS rappresenta uno dei percorsi più accessibili neuronali in Drosophila. La permeabilità delle sinapsi elettriche ai coloranti piccolo peso molecolare tracciante permette la visualizzazione dei neuroni elettricamente accoppiati, e diverse linee GAL4 disponibili consentono di manipolare i livelli di espressione genica in un sottogruppo di cellule o gruppi di cellule (Jacobs et al, 2000;. Allen et al., 2006) In aggiunta ai vantaggi di cui sopra, sia i componenti afferenti ed toracica di proprietà di visualizzazione del circuito, come abitudine, il recupero spontaneo e dishabituation, rendendo la GFS Drosophila un sistema modello ideale per studiare la plasticità neuronale (Engel e Wu, 1996).

<table border="1"><tbody><tr><td> NOME </td><td> AZIENDA </td><td> CAT. # </td><td> COMMENTI </td></tr><tr><td> S48 Piazza impulsi dello stimolatore </td><td> Erba Instruments </td><td></td><td> http://www.grasstechnologies.com/ </td></tr><tr><td> Stimolazione unità </td><td> Erba Instruments </td><td></td><td> http://www.grasstechnologies.com/ </td></tr><tr><td> SIU5 RF trasformatore di isolamento Unità </td><td> Erba Instruments </td><td></td><td> http://www.grasstechnologies.com/ </td></tr><tr><td> 5A a due canali Amplificatore microelettrodi intracellulari </td><td> Come Instruments </td><td></td><td> http://www.gettinginstruments.com/ </td></tr><tr><td> Digidata 1440A sistema di acquisizione dati </td><td> Molecular Devices </td><td></td><td> http://www.moleculardevices.com/ </td></tr><tr><td> Analogico-digitale Digidata 1320 e Axoscope software 9,0 </td><td> Molecular Devices </td><td></td><td> http://www.moleculardevices.com/ </td></tr><tr><td> Piattaforma di registrazione con micromanipolatori manuale </td><td> Narishige, Sutter Ins., Mondo precisione Ins. </td><td></td><td> http://narishige-group.com/ http://www.sutter.com/index.html http://www.wpi-europe.com/en/ </td></tr><tr><td> Sorgente di luce </td><td> Fostec </td><td></td><td> http://www.nuhsbaum.com/FOSTEC.htm </td></tr><tr><td> Selvatico M5 stereomicroscopio </td><td> Selvatico Heerbrugg </td><td></td><td> http://www.wild-heerbrugg.com/ </td></tr><tr><td> Isolamento dalle vibrazioni tavolo </td><td> TMC </td><td></td><td> http://www.techmfg.com/ </td></tr><tr><td> Tubi borosilicato per microelettrodi </td><td> Sutter strumento </td><td></td><td> http://www.sutter.com/index.html </td></tr><tr><td> P-95 Micropipetta estrattore </td><td> Sutter strumento </td><td></td><td> http://www.sutter.com/index.html </td></tr><tr><td> Microfil calibro 34, 67 mm (filler elettrodo) </td><td> Mondo Strumenti di precisione </td><td> MF34G-5 </td><td> http://www.wpi-europe.com/en/ </td></tr><tr><td> Strumenti di microdissezione (pinze, ...) </td><td> Strumenti Scienza multa </td><td></td><td> www.finescience.com </td></tr><tr><td> Dissezione (stereo) microscopio </td><td> Leica </td><td></td><td> http://www.leica-microsystems.com/ </td></tr><tr><td> Gabbia di Faraday </td><td> Produttore sconosciuto </td><td></td><td></td></tr></tbody></table> Altro: siringhe di plastica, terra filo di tungsteno e NaOH affilate elettrodi di tungsteno, KCl, piattaforma di cera, un PC con monitor ...

electrophysiological recordings from the giant fiber pathway of d. melanogaster

Quando spaventato adulto D. melanogaster reagire saltando in aria e volare via. In molte specie di invertebrati, tra cui D. melanogaster, la &quot;fuga&quot; (o &quot;spaventare&quot;) risposta durante la fase adulta è mediato dal multi-componente del circuito neuronale chiamato Sistema fibra Gigante (GFS). La dimensione comparativa di grandi dimensioni dei neuroni, la loro particolare morfologia e connettività semplice rendere il modello GFS un sistema interessante per lo studio di circuiti neuronali. Il percorso GFS è composto da due simmetria bilaterale gigante Fibra (GF) interneuroni cui assoni scendono dal cervello lungo la linea mediana nel ganglio toracico tramite il connettivo cervicale. Nel neuromere mesothoracic (T2) dei gangli ventrali forma GF elettro-chimica delle sinapsi con 1) il dendrite grande mediale della motorneuron ipsilaterale (TTMn) che aziona il muscolo tergotrochanteral (TTM), l&#39;estensore principale per il femore mesothoracic / gamba , e 2) controlaterale interneurone perifericamente sinapsi (PSI), che a loro volta forme chimiche (colinergici) sinapsi con i motoneuroni (DLMns) dei muscoli dorsali longitudinali (DLMS), l&#39;ala depressori. Il percorso neuronale (s) ai muscoli dorsovental (DVMS), gli ascensori ala, non è stato ancora elaborato (il DLMS e DVMS sono noti congiuntamente come i muscoli di volo indiretto - che non sono collegati direttamente alle ali, ma piuttosto spostare l&#39; ali indirettamente distorcendo la cuticola vicina toracica) (King e Wyman, 1980;. Allen et al, 2006). Il di-sinaptica attivazione del DLMS (via PSI) causa un ritardo piccolo ma importante nel momento della contrazione di questi muscoli relativi alla attivazione monosinaptico di TTM (~ 0,5 ms), permettendo di estendere TTMs prima del femore e spingere il volare da terra. Il TTMs contemporaneamente stiro-attivare il DLMS che a sua volta tratto reciprocamente-attivare il DVMS per tutta la durata del volo. Il percorso GF può essere attivato sia indirettamente applicando una sensoriale (ad esempio &quot;air-puff&quot; o &quot;luci-off&quot;) stimolo, o direttamente da un sovra-soglia di stimolo elettrico al cervello (descritto qui). In entrambi i casi, un potenziale d&#39;azione raggiunge il TTMs e DLMS solo attraverso il GF, SIPS, e TTM / DLM motoneuroni, anche se la TTMns e DLMns hanno altre, non ancora identificato, input sensoriali. Misura &quot;risposta latenza&quot; (il tempo che intercorre tra la stimolazione e la depolarizzazione del muscolo) e il &quot;seguito alla stimolazione ad alta frequenza&quot; (il numero di risposte efficaci a un certo numero di stimoli ad alta frequenza) fornisce un modo per valutare in modo riproducibile e quantitativamente lo stato funzionale dei componenti GFS, includendo sia le sinapsi centrale (GF-TTMn, GF-PSI, PSI-DLMn) e la chimica (glutamatergica) giunzioni neuromuscolari (TTMn-TTM e DLMn-DLM). È stato usato per identificare i geni coinvolti nella formazione di sinapsi centrali e per valutare la funzione del SNC.

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Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

Il sistema di fibra Gigante è un semplice circuito neuronale di adulti<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Contenente la più grande neuroni al volo. Noi descriviamo il protocollo per il monitoraggio trasmissione sinaptica attraverso questo percorso attraverso la registrazione dei potenziali sinaptici posta in dorsale longitudinale (DLM) e tergotrochanteral (TTM) muscoli dopo stimolazione diretta del interneuroni fibra gigante.

Le registrazioni elettrofisiologiche dal Percorso di Fiber Gigante D. melanogaster</em

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" ...

electrophysiological-recordings-from-giant-fiber-pathway-d

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

14.4K Views.  University College London - UCL. Il sistema di fibra Gigante è un semplice circuito neuronale di adulti Drosophila melanogaster Contenente la più grande neuroni al volo. Noi descriviamo il protocollo per il monitoraggio trasmissione sinaptica attraverso questo percorso attraverso la registrazione dei potenziali sinaptici posta in dorsale longitudinale (DLM) e tergotrochanteral (TTM) muscoli dopo stimolazione diretta del interneuroni fibra gigante.

Video: Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Registrazioni Sensillum singolo in Insetti Drosophila melanogaster E Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

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Neuroscienze

Whole Mount Preparation of the Adult Drosophila Ventral Nerve Cord for Giant Fiber Dye Injection

To analyze the axonal and dendritic morphology of neurons, it is essential to obtain accurate labeling of neuronal structures. Preparing well labeled samples with little to no tissue damage enables us to analyze cell morphology and to compare individual samples to each other, hence allowing the identification of mutant anomalies.
In the demonstrated dissection method the nervous system remains mostly inside the adult fly. Through a dorsal incision, the abdomen and thorax are opened and most of the internal organs are removed. Only the dorsal side of the ventral nerve cord (VNC) and the cervical connective 
(CvC) containing the big axons of the giant fibers (GFs)1 are exposed, while the brain containing the GF cell body and dendrites remains2 in the 
intact head. In this preparation most nerves of the VNC should remain attached to their muscles. 
Following the dissection, the intracellular filling of the giant fiber (GF) with a fluorescent dye is demonstrated. In the CvC the GF axons are located at the dorsal surface and thus can be easily visualized under a microscope with differential interference contrast (DIC) optics. This allows the injection of the GF axons with dye at this site to label the entire GF including the axons and their terminals in the VNC. This method results in reliable and strong staining of the GFs allowing the neurons to be imaged immediately after filling with an epifluorescent microscope. Alternatively, the fluorescent signal can be enhanced using standard immunohistochemistry procedures3 suitable for high resolution confocal microscopy.

Whole Mount Preparation of the Adult Drosophila Ventral Nerve Cord for Giant Fiber Dye Injection

An in vivo dissection of the adult Drosophila ventral nerve cord (VNC) is demonstrated. This particular dissection method causes little damage to the VNC allowing the subsequent labeling of the giant fiber neurons with fluorescent dye for high resolution imaging.

Monte Preparazione tutto il Adulti Drosophila Cordone nervoso ventrale per iniezione Giant Dye Fibra

To analyze the axonal and dendritic morphology of neurons, it is essential to obtain accurate labeling of neuronal structures. Preparing well labeled ...

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

Screening compounds for in vivo activity can be used as a first step to identify candidates that may be developed into pharmacological agents1,2. We developed a novel nanoinjection/electrophysiology assay that allows the detection of bioactive modulatory effects of compounds on the function of a neuronal circuit that mediates the escape response in Drosophila melanogaster3,4. Our in vivo assay, which uses the Drosophila Giant Fiber System (GFS, Figure 1) allows screening of different types of compounds, such as small molecules or peptides, and requires only minimal quantities to elicit an effect. In addition, the Drosophila GFS offers a large variety of potential molecular targets on neurons or muscles. The Giant Fibers (GFs) synapse electrically (Gap Junctions) as well as chemically (cholinergic) onto a Peripheral Synapsing Interneuron (PSI) and the Tergo Trochanteral Muscle neuron (TTMn)5. The PSI to DLMn (Dorsal Longitudinal Muscle neuron) connection is dependent on D&alpha;7 nicotinic acetylcholine receptors (nAChRs)6. Finally, the neuromuscular junctions (NMJ) of the TTMn and the DLMn with the jump (TTM) and flight muscles (DLM) are glutamatergic7-12. Here, we demonstrate how to inject nanoliter quantities of a compound, while obtaining electrophysiological intracellular recordings from the Giant Fiber System13 and how to monitor the effects of the compound on the function of this circuit. We show specificity of the assay with methyllycaconitine citrate (MLA), a nAChR antagonist, which disrupts the PSI to DLMn connection but not the GF to TTMn connection or the function of the NMJ at the jump or flight muscles.
Before beginning this video it is critical that you carefully watch and become familiar with the JoVE video titled "Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster " from Augustin et al7, as the video presented here is intended as an expansion to this existing technique. Here we use the electrophysiological recordings method and focus in detail only on the addition of the paired nanoinjections and monitoring technique.

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

A rapid in vivo assay to test for neuromodulatory compounds using the Giant Fiber System (GFS) of Drosophila melanogaster is described. Nanoinjections in the head of the animal along with electrophysiological recordings of the GFS can reveal bioactivity of compounds on neurons or muscles.

Nanoinjection associato e test Elettrofisiologia allo schermo per la bioattività dei composti con il Drosophila melanogaster Sistema Fiber Giant

Screening compounds for in vivo activity can be used as a first step to identify candidates that may be developed into pharmacological agents1,2. We ...

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

Due registrazioni elettrofisiologiche di sinapticamente-evocati Risposte astrogliale e neuronale in acute fettine di ippocampo

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram recordings. This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments, allowing recording of neural activity. Immobilization of the adult requires a mechanism to deliver dissolved oxygen to the gills in lieu of buccal and opercular movement. With our technique, animals are immobilized and perfused with habitat water to fulfill this requirement. A craniotomy is performed under tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anesthesia to provide access to the brain. The primary electrode is then positioned within the craniotomy window to record extracellular brain activity. Through the use of a multitube perfusion system, a variety of pharmacological compounds can be administered to the adult fish and any alterations in the neural activity can be observed. The methodology not only allows for observations to be made regarding changes in neurological activity, but it also allows for comparisons to be made between larval and adult zebrafish. This gives researchers the ability to identify the alterations in neurological activity due to the introduction of various compounds at different life stages.

This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments to allow recordings and manipulation of neural activity in an intact animal.

Registrazione elettrofisiologica nel cervello di intatto Zebrafish adulti

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

Design and Fabrication of Ultralight Weight, Adjustable Multi-electrode Probes for Electrophysiological Recordings in Mice

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic targeting for microcircuit dissection and disease modeling. The introduction of optogenetics, for example, has allowed for bidirectional manipulation of genetically-identified neurons, at an unprecedented temporal resolution. To capitalize on these tools and gain insight into dynamic interactions among brain microcircuits, it is essential that one has the ability to record from ensembles of neurons deep within the brain of this small rodent, in both head-fixed and freely behaving preparations. To record from deep structures and distinct cell layers requires a preparation that allows precise advancement of electrodes towards desired brain regions. To record neural ensembles, it is necessary that each electrode be independently movable, allowing the experimenter to resolve individual cells while leaving neighboring electrodes undisturbed. To do both in a freely behaving mouse requires an electrode drive that is lightweight, resilient, and highly customizable for targeting specific brain structures.
A technique for designing and fabricating miniature, ultralight weight, microdrive electrode arrays that are individually customizable and easily assembled from commercially available parts is presented. These devices are easily scalable and can be customized to the structure being targeted; it has been used successfully to record from thalamic and cortical regions in a freely behaving animal during natural behavior.

Understanding the neural substrates of behavior requires brain circuit ensemble recording. Because of its genetic tractability, the mouse offers a model for circuit dissection and disease mimicry. Here, a method of designing and fabricating miniaturized probes is described that is suitable for targeting deep brain structure in the mouse.

Progettazione e fabbricazione di Ultralight Peso, regolabili sonde multi-elettrodo per elettrofisiologiche Registrazioni nei topi

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic ...

Determination of Photoreceptor Cell Spectral Sensitivity in an Insect Model from In Vivo Intracellular Recordings

Intracellular recording is a powerful technique used to determine how a single cell may respond to a given stimulus. In vision research, intracellular recording has historically been a common technique used to study sensitivities of individual photoreceptor cells to different light stimuli that is still being used today. However, there remains a dearth of detailed methodology in the literature for researchers wishing to replicate intracellular recording experiments in the eye. Here we present the insect as a model for examining eye physiology more generally. Insect photoreceptor cells are located near the surface of the eye and are therefore easy to reach, and many of the mechanisms involved in vision are conserved across animal phyla. We describe the basic procedure for in vivo intracellular recording of photoreceptor cells in the eye of a butterfly, with the goal of making this technique more accessible to researchers with little prior experience in electrophysiology. We introduce the basic equipment needed, how to prepare a live butterfly for recording, how to insert a glass microelectrode into a single cell, and finally the recording procedure itself. We also explain the basic analysis of raw response data for determining spectral sensitivity of individual cell types. Although our protocol focuses on determining spectral sensitivity, other stimuli (e.g., polarized light) and variations of the method are applicable to this setup.

Determination of Photoreceptor Cell Spectral Sensitivity in an Insect Model from In Vivo Intracellular Recordings

The electrophysiological technique of intracellular recording is demonstrated and used to determine spectral sensitivities of single photoreceptor cells in the compound eye of a butterfly.

Determinazione del fotorecettore cellulare Sensibilità spettrale in un modello da insetti<em&gt; In Vivo</em&gt; registrazioni intracellulari

Intracellular recording is a powerful technique used to determine how a single cell may respond to a given stimulus. In vision research, intracellular ...

A Visual Guide to Sorting Electrophysiological Recordings Using 'SpikeSorter'

Few stand-alone software applications are available for sorting spikes from recordings made with multi-electrode arrays. Ideally, an application should be user friendly with a graphical user interface, able to read data files in a variety of formats, and provide users with a flexible set of tools giving them the ability to detect and sort extracellular voltage waveforms from different units with some degree of reliability. Previously published spike sorting methods are now available in a software program, SpikeSorter, intended to provide electrophysiologists with a complete set of tools for sorting, starting from raw recorded data file and ending with the export of sorted spikes times. Procedures are automated to the extent this is currently possible. The article explains and illustrates the use of the program. A representative data file is opened, extracellular traces are filtered, events are detected and then clustered. A number of problems that commonly occur during sorting are illustrated, including the artefactual over-splitting of units due to the tendency of some units to fire spikes in pairs where the second spike is significantly smaller than the first, and over-splitting caused by slow variation in spike height over time encountered in some units. The accuracy of SpikeSorter's performance has been tested with surrogate ground truth data and found to be comparable to that of other algorithms in current development.

A Visual Guide to Sorting Electrophysiological Recordings Using &#039;SpikeSorter&#039;

The article shows how to use the program SpikeSorter to detect and sort spikes in extracellular recordings made with multi-electrode arrays.

Una guida visiva per Ordinamento elettrofisiologiche registrazioni con &#39;SpikeSorter&#39;

Few stand-alone software applications are available for sorting spikes from recordings made with multi-electrode arrays. Ideally, an application should be ...

Whole-cell Patch-clamp Recordings for Electrophysiological Determination of Ion Selectivity in Channelrhodopsins

Over the past decade, channelrhodopsins became indispensable in neuroscientific research where they are used as tools to non-invasively manipulate electrical processes in target cells. In this context, ion selectivity of a channelrhodopsin is of particular importance. This article describes the investigation of chloride selectivity for a recently identified anion-conducting channelrhodopsin of Proteomonas sulcata via electrophysiological patch-clamp recordings on HEK293 cells. The experimental procedure for measuring light-gated photocurrents demands a fast switchable &#8211; ideally monochromatic &#8211; light source coupled into the microscope of an otherwise conventional patch-clamp setup. Preparative procedures prior to the experiment are outlined involving preparation of buffered solutions, considerations on liquid junction potentials, seeding and transfection of cells, and pulling of patch pipettes. The actual recording of current-voltage relations to determine the reversal potentials for different chloride concentrations takes place 24 h to 48 h after transfection. Finally, electrophysiological data are analyzed with respect to theoretical considerations of chloride conduction.

This article describes how the ion selectivity of channelrhodopsin is determined with electrophysiological whole-cell patch-clamp recordings using HEK293 cells. Here, the experimental procedure for investigating chloride selectivity of an anion-selective channelrhodopsin is demonstrated. However, the procedure is transferable to other channelrhodopsins of distinct selectivity.

Registrazioni patch-clamp intere cellule per la determinazione elettrofisiologica della selettività ionica in Channelrhodopsins

Over the past decade, channelrhodopsins became indispensable in neuroscientific research where they are used as tools to non-invasively manipulate ...

Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons

Zebrafish, first introduced as a developmental model, have gained popularity in many other fields. The ease of rearing large numbers of rapidly developing organisms, combined with the embryonic optical clarity, served as initial compelling attributes of this model. Over the past two decades, the success of this model has been further propelled by its amenability to large-scale mutagenesis screens and by the ease of transgenesis. More recently, gene-editing approaches have extended the power of the model.
For neurodevelopmental studies, the zebrafish embryo and larva provide a model to which multiple methods can be applied. Here, we focus on methods that allow the study of an essential property of neurons, electrical excitability. Our preparation for the electrophysiological study of zebrafish spinal neurons involves the use of veterinarian suture glue to secure the preparation to a recording chamber. Alternative methods for recording from zebrafish embryos and larvae involve the attachment of the preparation to the chamber using a fine tungsten pin1,2,3,4,5. A tungsten pin is most often used to mount the preparation in a lateral orientation, although it has been used to mount larvae dorsal-side up4. The suture glue has been used to mount embryos and larvae in both orientations. Using the glue, a minimal dissection can be performed, allowing access to spinal neurons without the use of an enzymatic treatment, thereby avoiding any resultant damage. However, for larvae, it is necessary to apply a brief enzyme treatment to remove the muscle tissue surrounding the spinal cord. The methods described here have been used to study the intrinsic electrical properties of motor neurons, interneurons, and sensory neurons at several developmental stages6,7,8,9.

Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons

This manuscript describes methods for electrophysiological recordings from spinal neurons of zebrafish embryos and larvae. The preparation maintains neurons in situ and often involves minimum dissection. These methods allow for the electrophysiological study of a variety of spinal neurons, from the initial electrical excitability acquisition through the early larval stages.

zebrafish<em&gt; In Situ</em&gt; Spinal Cord Preparazione per elettrofisiologiche Le registrazioni da spinale sensoriali e motori neuroni

Zebrafish, first introduced as a developmental model, have gained popularity in many other fields. The ease of rearing large numbers of rapidly developing ...