Name: diagnostic necropsy and selected tissue and sample collection in rats and mice
Uploaded: 2011-08-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 13 s
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1. Preparazione per la necroscopia <ol><li> Parti importanti di un esame post-mortem lordo (al lordo necroscopico) sono la storia dell&#39;animale e la descrizione dei risultati. </li><li> Un patologo veterinario leggendo le diapositive istopatologia potrebbe non aver visto l&#39;animale e conta su di voi per le informazioni di background. </li><li> Descrivere esattamente ciò che vedi prima di eutanasia degli animali. Ad esempio, &quot;topo femmina, uno dei cinque nella gabbia; C57BL/6N, testa inclinata verso destra&quot; o &quot;ratto marrone maschile; ceppo sconosciuto; animale si gratta, non vi è perdita di capelli a chiazze sul dorso, vicino alla coda e testa &quot;. </li><li> Usa chiaro, descrittivo, linguaggio oggettivo. Modificatori come &quot;lieve&quot;, &quot;moderata&quot; e &quot;grave&quot; può essere utile se il cut-off tra i livelli siano chiaramente delimitate. Descrivendo le cose in termini di oggetti prodotti alimentari o per uso domestico non è generalmente raccomandato. </li><li> Pesatura e di misurazione degli animali, i risultati, o organi è spesso utile. Un &quot;grande milza&quot; a voi potrebbe essere una milza normale per un altro osservatore. Dire che la milza misure di 3cm x 1,5 centimetri fornisce informazioni più obiettive. </li><li> Photodocumentation può essere prezioso. </li><li> Osservare tutte sanitari pertinenti sul lavoro e dispositivi di protezione individuale necessari per lavorare con gli animali vivi, carcasse potenzialmente infetti, o sostanze chimiche come formalina. </li></ol> 2. Postmortem posizione lorda e l&#39;esame di cuore, polmoni, fegato, reni e milza <ol><li> Raccogliere le forniture necessarie prima di eutanasia dell&#39;animale. Come minimo, ciò dovrebbe includere una scheda dissezione o superficie di lavoro simile, pinze, forbici, le etichette per i contenitori, fissativo, ed ogni altro supporto o tubi di raccolta / cups che possono essere potenzialmente necessari. </li><li> Brevemente valutare le condizioni, il comportamento e il movimento dell&#39;animale. Osservare e registrare modelli di respirazione (per esempio, rapido, poco profondo), così come la capacità ambulatoriale e l&#39;andatura (ad esempio, zoppicando, girando, tremori). </li><li> Eutanasia degli animali secondo le procedure standard presso l&#39;istituto, sempre rispettando le linee guida AVMA. </li><li> Valutare le condizioni del corpo dell&#39;animale per anomalie della pelle e pelo, dimagramento, o disidratazione. Prendere nota di eventuali manipolazioni artificiali, protesi, o cicatrici chirurgiche. </li><li> Esaminare tutti gli orifizi esterni (orecchie, occhi, naso, ano, aperture genitali, e la cavità orale). L&#39;uso di un ambito dissezione è consigliata per una più stretta osservazione. </li><li> Posare il mouse eutanasia o carcassa di ratto in decubito dorsale su una tavola di dissezione pulito o superficie di lavoro simile. </li><li> Utilizzando le forbici, incidere la pelle per tutta la lunghezza del ventre dall&#39;ano al mento, riflettendo la pelle e incisione della parete addominale, esponendo il visceri addominali, ghiandole salivari e prepuziale / clitoride e linfonodi cervicali e ascellari. Tagliare la gabbia toracica per esporre ed esaminare i visceri toracici facendo 2 tagli laterali su ogni lato della gabbia toracica, poi uno su, in cima dello sterno, di aprire un ampio spazio sufficiente per esaminare a fondo tutti i lobi dei polmoni. </li><li> Esaminare l&#39;aspetto della struttura muscolo-scheletrico. </li><li> Valutare tutti gli organi per le anomalie. In particolare trovare e identificare il cuore ei polmoni nella cavità toracica. In particolare trovare e identificare il fegato, reni e milza nella cavità addominale. Segnalare eventuali cambiamenti di colore, differenze di dimensioni, e gli organi mancanti o individuato nella posizione errata. Nota la consistenza delle superfici, qualsiasi tessuto aggiuntivi (ad esempio, masse), tasche fluido, o la presenza di liquido nella cavità addominale / toracico. </li><li> Osservare il tratto gastrointestinale per i contenuti, o la mancanza di contenuti, con particolare attenzione per le pareti ispessite, masse, e / o emorragia. Incise i reni (sezione longitudinale sinistra, destra-sezione, sulla linea mediana, ma fuori centro) con una lama di bisturi o un rasoio per verificare parenchima per qualsiasi tipo di anomalia. Controllare il mesentere di linfonodi e / o masse. </li><li> Esaminare il sistema urogenitale, alla ricerca di blocchi, tasche fluido, emorragie o altre anomalie. </li></ol> 3. Raccolta post-mortem di cuore, fegato, reni e milza per istopatologia <ol><li> Raccogliere di dimensioni appropriate, contenitore etichettato (s) riempito con una quantità adeguata del 10% formalina tamponata neutra (NBF). Regolare la quantità del 10% NBF al fine di ottenere un 20:1 rapporto di fissativo al tessuto. </li><li> Posizionare il mouse o la carcassa ratto in decubito dorsale su una tavola di dissezione pulito o superficie di lavoro simile ed esporre il tessuto di interesse. </li><li> Rimuovere il tessuto dalla carcassa con pinze e forbici. </li><li> Tessuto devono essere strettamente tagliata per rimuovere il grasso superfluo e del tessuto connettivo. Tessuto deve essere pulito di sangue, l&#39;uso normale (o fisiologico), soluzione salina) per risciacquare, se necessario. Non usare acqua distillata o di rubinetto per risciacquare i tessuti. </li><li> Posizionare il tessuto nel contenitore del 10% NBF. </li></ol><ol><li> Raccogliere di dimensioni appropriate, contenitore etichettato (s) riempito con una quantità adeguata del 10% NBF. Regolare il pari al 10% NBF al fine di ottenere un 20:1 rapporto di fissativo al tessuto. </li><li> Posizionare il mouse o la carcassa ratto in decubito dorsale su una tavola di dissezione pulito o superficie di lavoro simile. </li><li> Esporre la trachea, cuore e polmoni. </li><li> Usando forbici e pinze togliere la pelle e il muscolo sovrastante le regioni ventrali toraciche e cervicali. </li><li> Usando forbici e pinze, togliere la gabbia toracica di esporre il cuore ei polmoni rendendo 2 tagli laterali su ogni lato della cassa toracica, allora tutto vicino alla clavicola per aprire un ampio spazio sufficiente per esaminare a fondo tutti i lobi dei polmoni. </li><li> Tagliare i muscoli del collo si estende dallo sterno e costole alla mandibola, compresi quelli sovrastanti la trachea. </li><li> Inserire le forbici sotto il bordo anteriore della gabbia toracica ed effettuare 2 tagli, uno per lato, per rimuovere la sezione di osso sovrastante la trachea. </li><li> Afferrare la trachea vicino alla mascella con una pinza e tagliare completamente attraverso la trachea con le forbici posto sopra la pinza </li><li> Premete con delicatezza verso l&#39;alto trachea utilizzando il forcipe, snipping connessioni tessuto ventrale con le forbici fino a quando l&#39;intero insieme dei tessuti del torace (trachea, polmoni e cuore, questo è talvolta chiamato il &quot;coraggio&quot;) è stato rimosso dal corpo. </li><li> Posare i polmoni piatta sul piano di lavoro. </li><li> Liberamente legare un pezzo di materiale di sutura o spago da cucina intorno alla trachea facendo attenzione a non tirare. </li><li> Riempire una siringa con fissativo e inserire un ago che è abbastanza piccolo da entrare nella trachea. Per i topi, una siringa da 1 ml o 3 ml con un ago 26 gauge funziona bene. Per i ratti, una siringa da 5 ml con una siringa 18 gauge funziona bene. </li><li> Inserire l&#39;ago nel foro della trachea e utilizzare pinze per tenere la trachea che circonda l&#39;ago. Iniziare lentamente riempiendo i polmoni con fissativo. </li><li> Riempire i polmoni fino a quando completamente gonfio. Non sovra o underinflate. La quantità di fissativo necessario per gonfiare completamente i polmoni varia per età, ceppo, e la salute dell&#39;animale. <ol><li> Over-inflazione viene rilevato da infiltrazioni di liquidi e la formazione di schiuma dal tessuto polmonare. </li><li> Sottogonfiaggio viene rilevata da polmoni appaiono piatti e non completa in tutte le aree. </li></ol></li><li> Rimuovere l&#39;ago dalla trachea. </li><li> Stringere il materiale di sutura o la stringa che circonda la trachea per evitare il riflusso di fuori fissativo dei polmoni. </li><li> Posizionare i polmoni gonfiati in fissativo utilizzando un approssimativo 20:01 fissativo al rapporto dei tessuti. </li></ol> 5. Raccolta post-mortem del cervello <ol><li> Raccogliere di dimensioni appropriate, contenitore etichettato (s) riempito con una quantità adeguata del 10% NBF. Regolare il pari al 10% NBF al fine di ottenere un 20:1 rapporto di fissativo al tessuto. </li><li> Posizionare il mouse eutanasia o carcassa di ratto in decubito ventrale su una tavola di dissezione pulito o superficie di lavoro simile. </li><li> Usando forbici e pinze, togliere la pelle e il muscolo sovrastante il calvaria. </li><li> Utilizzando le forbici togliere la testa completamente dalla carcassa. </li><li> Utilizzando forbicine inserire la lama in fondo il foro occipitale, l&#39;apertura dove il cranio si apre nel canale spinale, e mantenendo suggerimenti forbice puntato verso l&#39;alto, iniziare a tagliare direttamente e attraverso la linea mediana del calvaria. </li><li> Utilizzando pinze, riflettono indietro le due metà del calvaria esponendo il cervello. 1. Quando possibile, posizionare il cervello esposto in fissativo mentre ancora nel cranio. In questo modo il tessuto di diventare azienda prima della rimozione dal cranio, se questo è richiesto. Patologi molti preferiscono che le sezioni sono tagliati dal cervello mentre ancora nel cranio. </li><li> Capovolgere delicatamente il cranio in modo che la gravità aiuteranno il tessuto a cadere dal cranio. </li><li> Utilizzando pinze curve, far scorrere con attenzione la pinza lungo il bordo esterno del cervello, e sotto il cervello a partire i lobi olfattivi, che circolano in cervello e verso il cervelletto. Pizzicare delicatamente con le pinze qualsiasi tessuto connettivo o nervi che inibiscono il cervello di cadere dal cranio. </li><li> Posizionare il cervello in fissativo con un rapporto approssimativo 20:01 del tessuto di fissativo. </li></ol> 6. Raccolta post-mortem dei linfonodi mesenterici (MLN) <ol><li> Collezione di tessuti per l&#39;analisi PCR dovrebbe essere fatto utilizzando una tecnica asettica. Fiamma sterilizzati, in autoclave o equivalentemente strumenti sterilizzati devono essere utilizzati. </li><li> Assemblare sterili provette Eppendorf e forbici sterili e pinze. </li><li> Posizionare il mouse eutanasia o carcassa di ratto in decubito dorsale su una tavola di dissezione pulito o superficie di lavoro simile. </li><li> Con forbici e pinze sterilizzate incidere la parete addominale ventrale dalla zona genitale alla base della gabbia toracica, Eliminando la pelle e muscoli e di esporre l&#39;intestino. </li><li> Il MLN si trovano nella cavità addominale nel tessuto mesenterico lungo il colon, immediatamente adiacente al cieco. </li><li> Per individuare la MLN, in primo luogo individuare il cieco che è il grande, a forma di virgola sezione dell&#39;intestino. I due punti si estende dal cieco e spesso può essere identificato dalla presenza di pellet fecali. Il MLN si trovano nel mesentere lungo il colon adiacente al cieco. Esso può essere identificato come un giallo, grumo ovoidale o sferica piccola parte di tessuto nel tessuto mesenterico bianco ed è spesso leggermente più spessa e più solida nella struttura rispetto al mesentere circostante e grassi. Utilizzare libri di testo di anatomia, se necessario, per l&#39;orientamento. </li><li> Usando tecniche asettiche e strumenti sterili rimuovere la MLN e posto in una provetta Eppendorf etichettato con informazioni di identificazione. </li></ol> 7. Raccolta post-mortem di aspirare respiratorie <ol><li> Montare forniture necessarie - pipetta sterile, forbici e pinze sterili, soluzioni sterili da lavare attraverso le vie respiratorie, e una scheda pulita dissezione o superficie di lavoro simile. </li><li> Posare il mouse eutanasia o carcassa di ratto in decubito dorsale sul tavolo di dissezione. </li><li> Per aspirato bronchiale nei ratti, l&#39;accesso alle vie respiratorie attraverso la trachea. Per aspirare nasali nei ratti, l&#39;accesso sia attraverso la trachea o attraverso il meato nasofaringeo. Per aspirati nasali o bronchiali nei topi, l&#39;accesso alle vie respiratorie attraverso il meato nasofaringeo. </li><li> Se sia aspirati nasali e bronchiali sono necessari, eseguire il aspirato bronchiale prima. Eseguire aspirato nasale con una nuova pipetta sterile. </li><li> Accesso tracheale (metodo consigliato per i ratti): <ol><li> Rispecchiare la pelle di distanza dalla zona cervicale per esporre tessuti sottocutanei. </li><li> Rimuovere le ghiandole salivari e muscolatura cervicale per esporre la trachea. </li><li> Utilizzando strumenti sterili, incidere la trachea per permettere l&#39;accesso al lume. Mantenere l&#39;asepsi durante la raccolta (Vai al punto 7.7). </li></ol></li><li> Meato accesso nasofaringeo (nasale aspirato e aspirato bronchiale, metodo consigliato per i topi a causa delle dimensioni più piccole della trachea): <ol><li> Questa procedura può essere eseguita sia per l&#39;aspirazione nasale e aspirato bronchiale. </li><li> Utilizzando fiamma sterilizzati in autoclave o strumenti, spezzare il temporomandibolare (mascella) comune e riflettono la mandibola dalla mascella, esponendo il meato nasofaringeo. Mantenere l&#39;asepsi durante la raccolta (Vai al punto 7.7). </li></ol></li><li> Disegna circa 1ml di liquido di campionamento in una pipetta sterile. Questo può essere normale soluzione fisiologica, tampone fosfato, o brodo di soia Trypticase. (Vai al punto 7.8 o 7.9, a seconda di quale aspirare si stanno raccogliendo.) </li><li> Aspirato bronchiale: 1. Asetticamente inserire nella pipetta lume tracheale, diretto caudalmente, e iniettare lentamente il liquido di campionamento nei bronchi e dei polmoni. Prelevare il liquido di campionamento dai bronchi e polmoni nella pipetta e rimuovere la pipetta dalla trachea. Non tutti i fluidi tornerà nella pipetta. Ripetere se più fluido è necessario per il test. </li><li> Aspirato nasale: <ol><li> Asetticamente inserire pipetta nel meato nasofaringeo (topi) o lume tracheale (ratti), diretto cranialmente, e iniettare lentamente il liquido di campionamento nella cavità nasale. </li><li> Assicurarsi che la cavità nasale è raggiunto dal contatto del palato nasale con la punta della pipetta, o attraverso l&#39;osservazione di liquido nella cavità costretto, visto come menischi formando al orifizio nasale (narici) o come fluido visibile attraverso il palato traslucido orale. Fluido non deve essere visto uscire attraverso la bocca. Se è così, ri-orientare la pipetta. </li><li> Prelevare il liquido di campionamento dalla cavità nasale nella pipetta e rimuovere la pipetta dalla meato o della trachea. </li></ol></li><li> Trasferire asetticamente campione mezzi appropriati o il contenitore per il test. </li></ol> 8. Rappresentante risultati <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig1.jpg" alt="Figura 1" /> Figura 1. Addominale e gli organi toracici nel topo. Questi organi sono in genere visibili quando un animale è prima apertura (nessuno degli organi sono stati spostati per esporre anche altri organi presenti nella cavità addominale). A) timo, b) il cuore, c), polmoni, d), diaframma, e), del fegato , f), intestino tenue, g) cieco, h), della vescica urinaria. <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig2.jpg" alt="Figura 2" /> Figura 2. Addominale e gli organi retroperitoneali nel topo. Se l&#39;intestino e il fegato sono sollevato e spostato (o rimossa), questi organi can essere visto. a), fegato (per riferimento), b) intestino (per riferimento), c), dello stomaco, d), della milza, e) i reni, f), del colon discendente, g) dell&#39;utero. <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig3.jpg" alt="Figura 3" /> Figura 3. Organi riproduttivi maschili. Questi possono essere più grandi in grandi, i maschi sessualmente maturi. A), vescicole seminali e delle ghiandole coagulazione, b) testicolo (spinto nella cavità addominale dallo scroto attraverso gli anelli inguinali, che restano aperti in topi e ratti), c), della vescica urinaria, d) le ghiandole prepuziale, e) epididimo. <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig4.jpg" alt="Figura 4" /> Figura 4. Organi riproduttivi femminili. A) non-utero gravido (topi e ratti hanno un utero bicorne), b) ovaio, sepolto in un cuscinetto di grasso ovarico, c), della vescica urinaria, d), le ghiandole del clitoride (analoghe alle ghiandole maschili prepuziale) .

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	<li>AVMA. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> AVMA Guidelines on Euthanasia. , (2007).</li><li>Feldman, D. B., Seely, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Necropsy Guide: Rodents and the rabbit. , (1988).</li><li>King, J. M., Dodd, D. C., Roth, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Necropsy Book. , (2006).</li><li>Kittel, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revised+guides+for+organ+sampling+and+trimming+in+rats+and+mice--Part+2.+A+joint+publication+of+the+RITA+and+NACAD+groups.">Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--Part 2. A joint publication of the RITA and NACAD groups.</a> Exp Toxicol Pathol. 55, 413-431 (2004).</li><li>Komarek, V., Fox, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+1.">Chapter 1.</a> The Mouse in Biomedical Research. , 1-22 (2007).</li><li>Morawietz, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revised+guides+for+organ+sampling+and+trimming+in+rats+and+mice--Part+3.+A+joint+publication+of+the+RITA+and+NACAD+groups.">Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--Part 3. A joint publication of the RITA and NACAD groups.</a> Exp Toxicol Pathol. 55, 433-449 (2004).</li><li>Popesko, P., Raijtov&#225;, V., Hor&#225;k, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Colour Atlas of Anatomy of Small Laboratory Animals. 2, 91-106 (2002).</li><li>Ruehl-Fehlert, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revised+guides+for+organ+sampling+and+trimming+in+rats+and+mice--part+1.">Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--part 1.</a> Exp Toxicol Pathol. 55, 91-106 (2003).</li></ol>

Gli autori sono tutti i dipendenti del laboratorio di Charles River roditore diagnostica di laboratorio, dove si offrono questi servizi sul mercato.

La raccolta dei dati al termine di uno studio può prescrivere una visita post-mortem degli animali. Descrivono bene ciò che si vede e ricorda di esaminare tutti i tessuti. Queste procedure sono progettati principalmente per ottimizzare l&#39;autopsia e la raccolta dei campioni di sorveglianza delle malattie infettive, ma la maggior parte sono facilmente adattabili alle indagini focalizzate di incidenti sospetto di malattia o epidemie, in cui forse solo un sottoinsieme della procedura possa essere impiegato. Molte dell...

<table border="1"><tbody><tr><th> Reagente nome </th><th> Azienda </th><th> Numero di catalogo </th><th> Commenti </th></tr><tr><td> Tagliere </td><td> Thermo Electron Corp Cat # 36114 </td><td> Cat # 36114 </td><td></td></tr><tr><td> Forbicine </td><td> Roboz </td><td> RS-5910, G204 </td><td> Lame 23mm, 3,5 &quot;di lunghezza, dritto </td></tr><tr><td> Forbici di media </td><td> Roboz </td><td> RS-6808, G207 </td><td> 5 &quot; </td></tr><tr><td> Forbici di grandi dimensioni </td><td> Roboz </td><td> RS-6826, G65 &quot; </td><td> 6.25 &quot; </td></tr><tr><td> Pinza-curvo </td><td> Roboz </td><td> RS-8254 (M1/21004) </td><td> 4,5 &quot;, seghettata, leggera curva </td></tr><tr><td> Pinza-Microdissecting </td><td> Roboz </td><td> RS-5238 </td><td> Hudson-(EWALD) </td></tr><tr><td> Pinza-tessuto Pinze </td><td> Roboz </td><td> RS - 8160 </td><td> Rat dente </td></tr><tr><td> Fiamma sterilizzatore </td><td> Oxford da laboratorio Prodotti </td><td> Bacti-Cinerator # 5889-001007 </td><td></td></tr><tr><td> Bisturi </td><td> Diagnosi cancro, Inc. </td><td> Bisturi dito # 60, Cat # FS0060 </td><td></td></tr><tr><td> Pipette </td><td> VWR </td><td> Pasteur Pipettare 5 3 / 4 &quot;, Cat # 14672-400 </td><td></td></tr><tr><td> Sacchetti di autoclave </td><td> Manufacturing Company corretta </td><td> Sterilizzatore Paper Bag Pouches Cat # 021.002 (3.100.923) E09110 </td><td> Per pipette Pasteur </td></tr><tr><td> Pipetta a bulbo </td><td> VWR </td><td> Cat # 56310-240 </td><td></td></tr><tr><td> Eppendorf tubi </td><td> Sarstedt </td><td> 2 ml microtubo SafeSeal, Rif. # 72,695 </td><td></td></tr><tr><td> Eppendorf tubi </td><td> Argos </td><td> Microtubo Cat 5mL # T20765-C </td><td></td></tr><tr><td> Siringa </td><td> BD (Beckton Dickenson) </td><td> 1ml-309602 3 ml-300910-309603 5 ml 10 ml Cat # 309604 Cat 20 mL # 309661 </td><td></td></tr><tr><td> Aghi </td><td> BD </td><td> 26G 18G-309625-305195 </td><td></td></tr><tr><td> Formalina tamponata neutra </td><td> VWR </td><td> 20L NBF 10%, Cat # 16004-128 </td><td></td></tr><tr><td> Salino </td><td> ThermoScientific </td><td> Buffered Saline Banca del sangue, Cat # 23-309-178 </td><td></td></tr><tr><td> Trypticase soia brodo </td><td> Becton Dickinson </td><td> TSB: disidratati, Cat # 211825 </td><td></td></tr><tr><td> Tampone fosfato salino </td><td> Sigma Aldrich </td><td> HA tampone, Cat # P3813-10PAK </td><td></td></tr><tr><td> Tazze di formalina </td><td> VWR </td><td> 4 once Cat # 36318-852 36318-860 Cat # 8 once 16 once Cat # 36318-858 </td><td></td></tr><tr><td> Grandi tazze di formalina </td><td> Oakridge Prodotti </td><td> 32 once Cat # container 0432-1100 </td><td></td></tr><tr><td> Extra tazza grande formalina </td><td> VWR </td><td> HDPE contenitore multiuso 160 once Cat # 89038-282 </td><td></td></tr><tr><td> Materiale di sutura </td><td> Henry Schein </td><td> Sutura di seta intrecciata chirurgica, Rif. # 100-5000, M766750 </td><td> Per l&#39;inflazione del mouse polmone </td></tr><tr><td> Spago </td><td> Staples </td><td> Cat # QUA-46173 </td><td> Per l&#39;inflazione ratto del polmone </td></tr></tbody></table>

diagnostic necropsy and selected tissue and sample collection in rats and mice

Ci sono diversi tipi di campioni che possono essere raccolte da un animale eutanasia al fine di diagnosticare o scoprire agenti infettivi in ​​una colonia di animali. Corretta riscossione di tessuti per l&#39;ulteriore elaborazione istologica possono influenzare la qualità dei risultati dei test. Questo articolo descrive il comportamento di un esame di base lorda compresa l&#39;identificazione di cuore, fegato, polmoni, reni e milza, e come raccogliere questi organi. Inoltre quattro dei più difficili del tessuto / campione tecniche di raccolta sono dimostrati. La raccolta e la perfusione polmonare può essere particolarmente impegnativo come il tessuto ha bisogno di essere correttamente gonfiato con un fissatore in modo che all&#39;interno del tessuto per fissare adeguatamente e per consentire approfondita valutazione istologica. Questo articolo illustra passo dopo passo la tecnica per rimuovere il polmone e gonfiare con fissativo al fine di ottenere una fissazione ottimale del tessuto entro 24 ore. Raccolta cervello può essere allo stesso modo impegnativo come il tessuto è morbido e facilmente danneggiabili. Questo articolo illustra passo dopo passo la tecnica per esporre e rimuovere il cervello dal cranio, con minimo danno al tessuto. Il linfonodo mesenterico è un tipo di campione buona in cui per rilevare molti agenti infettivi comuni come virus enterici persistono più a lungo nel linfonodo di quanto non siano nelle feci. Questo articolo illustra la procedura passo-passo per l&#39;individuazione e la rimozione asetticamente il nodo mesenterica linfa. Infine, l&#39;identificazione degli agenti infettivi delle vie respiratorie può essere effettuata da coltura batterica o test PCR di nasale e / o bronchiali dei fluidi aspirati prese a necroscopia. Questa procedura descrive raccogliere ed elaborare i campioni respiratori aspirare per la coltura batterica e test PCR.

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Diagnostic Necropsy and Selected Tissue and Sample Collection in Rats and Mice

In questo articolo vengono descritte le procedure per lo svolgimento di un esame di base post-mortem di un topo o ratto, e la raccolta di organi di base, così come altri tipi di campioni difficili da per la valutazione istologica, microbiologici e PCR.

Necroscopia diagnostica e selezionati Collezione di tessuti e campioni di ratti e topi

There are multiple sample types that may be collected from a euthanized animal in order to help diagnose or discover infectious agents in an animal ...

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Biology

75.1K Views.  Charles River. In questo articolo vengono descritte le procedure per lo svolgimento di un esame di base post-mortem di un topo o ratto, e la raccolta di organi di base, così come altri tipi di campioni difficili da per la valutazione istologica, microbiologici e PCR.

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Diagnosis of Ecto- and Endoparasites in Laboratory Rats and Mice

Internal and external parasites remain a significant concern in laboratory rodent facilities, and many research facilities harbor some parasitized animals. Before embarking on an examination of animals for parasites, two things should be considered. One: what use will be made of the information collected, and two: which test is the most appropriate. Knowing that animals are parasitized may be something that the facility accepts, but there is often a need to treat animals and then to determine the efficacy of treatment. Parasites may be detected in animals through various techniques, including samples taken from live or euthanized animals. Historically, the tests with the greatest diagnostic sensitivity required euthanasia of the animal, although PCR has allowed high-sensitivity testing for several types of parasite. This article demonstrates procedures for the detection of endo- and ectoparasites in mice and rats. The same procedures are applicable to other rodents, although the species of parasites found will differ.

This article describes various procedures for screening rats and mice to detect endo- or ectoparasitism. Several diagnostic assays will be demonstrated, both those suitable for use on live animals and those used after euthanasia of the animal. Photographs to aid in identification of rat and mouse parasites will be included.

La diagnosi di Ecto-e endoparassiti in ratti e topi di laboratorio

Internal and external parasites remain a significant concern in laboratory rodent facilities, and many research facilities harbor some parasitized ...

Ricerca

Immunologia e infezioni

Mouse Adipose Tissue Collection and Processing for RNA Analysis

Compared to other tissues, white adipose tissue has a considerably less RNA and protein content for downstream applications such as real-time PCR and Western Blot, since it mostly contains lipids. RNA isolation from adipose tissue samples is also challenging as extra steps are required to avoid these lipids. Here, we present a procedure to collect three anatomically different white adipose tissues from mice, to process these samples and perform RNA isolation. We further describe the synthesis of cDNA and gene expression experiments using real-time PCR. The hereby described protocol allows the reduction of contamination from the animal's hair and blood on fat pads as well as cross-contamination between different fat pads during tissue collection. It has also been optimized to ensure adequate quantity and quality of the RNA extracted. This protocol can be widely applied to any mouse model where adipose tissue samples are required for routine experiments such as real-time PCR but is not intended for isolation from primary adipocytes cell culture.

The purpose of this paper is to present a step-by-step procedure to collect different white adipose tissues from mice, process the fat samples and extract RNA.

Accumulazione del tessuto adiposo del mouse ed elaborazione per l'analisi del RNA

Compared to other tissues, white adipose tissue has a considerably less RNA and protein content for downstream applications such as real-time PCR and ...

Biochimica

Immunohistochemical Analysis in the Rat Central Nervous System and Peripheral Lymph Node Tissue Sections

Immunohistochemistry (IHC) provides highly specific, reliable and attractive protein visualization. Correct performance and interpretation of an IHC-based multicolor labeling is challenging, especially when utilized for assessing interrelations between target proteins in the tissue with a high fat content such as the central nervous system (CNS).
Our protocol represents a refinement of the standard immunolabeling technique particularly adjusted for detection of both structural and soluble proteins in the rat CNS and peripheral lymph nodes (LN) affected by neuroinflammation. Nonetheless, with or without further modifications, our protocol could likely be used for detection of other related protein targets, even in other organs and species than here presented.

We here present an optimized, detailed protocol for double immunostaining in formalin-fixed, paraffin-embedded rat central nervous system (CNS) and peripheral lymph node (LN) tissue sections.

Analisi immunoistochimica nel Sistema Nervoso Centrale e Periferico Rat linfa nodo del tessuto Sezioni

Immunohistochemistry (IHC) provides highly specific, reliable and attractive protein visualization. Correct performance and interpretation of an IHC-based ...

Neuroscienze

Metabolomic Analysis of Rat Brain by High Resolution Nuclear Magnetic Resonance Spectroscopy of Tissue Extracts

Studies of gene expression on the RNA and protein levels have long been used to explore biological processes underlying disease. More recently, genomics and proteomics have been complemented by comprehensive quantitative analysis of the metabolite pool present in biological systems. This strategy, termed metabolomics, strives to provide a global characterization of the small-molecule complement involved in metabolism. While the genome and the proteome define the tasks cells can perform, the metabolome is part of the actual phenotype. Among the methods currently used in metabolomics, spectroscopic techniques are of special interest because they allow one to simultaneously analyze a large number of metabolites without prior selection for specific biochemical pathways, thus enabling a broad unbiased approach. Here, an optimized experimental protocol for metabolomic analysis by high-resolution NMR spectroscopy is presented, which is the method of choice for efficient quantification of tissue metabolites. Important strengths of this method are (i) the use of crude extracts, without the need to purify the sample and/or separate metabolites; (ii) the intrinsically quantitative nature of NMR, permitting quantitation of all metabolites represented by an NMR spectrum with one reference compound only; and (iii) the nondestructive nature of NMR enabling repeated use of the same sample for multiple measurements. The dynamic range of metabolite concentrations that can be covered is considerable due to the linear response of NMR signals, although metabolites occurring at extremely low concentrations may be difficult to detect. For the least abundant compounds, the highly sensitive mass spectrometry method may be advantageous although this technique requires more intricate sample preparation and quantification procedures than NMR spectroscopy. We present here an NMR protocol adjusted to rat brain analysis; however, the same protocol can be applied to other tissues with minor modifications.

The neurochemistry of mammalian brain is changed in many neurological and systemic diseases. Characteristic profiles of cerebral metabolites can be efficiently obtained based on crude extracts of brain tissue. To this end, high-resolution NMR spectroscopy is employed, enabling detailed quantitative analysis of metabolite concentrations (metabolomics).

Analisi Metabolomica di cervello di ratto da Alta Risoluzione Spettroscopia di Risonanza Magnetica Nucleare di estratti di tessuto

Studies of gene expression on the RNA and protein levels have long been used to explore biological processes underlying disease. More recently, genomics ...

Using Fluorescence Activated Cell Sorting to Examine Cell-Type-Specific Gene Expression in Rat Brain Tissue

The brain is comprised of four primary cell types including neurons, astrocytes, microglia and oligodendrocytes. Though they are not the most abundant cell type in the brain, neurons are the most widely studied of these cell types given their direct role in impacting behaviors. Other cell types in the brain also impact neuronal function and behavior via the signaling molecules they produce. Neuroscientists must understand the interactions between the cell types in the brain to better understand how these interactions impact neural function and disease. To date, the most common method of analyzing protein or gene expression utilizes the homogenization of whole tissue samples, usually with blood, and without regard for cell type. This approach is an informative approach for examining general changes in gene or protein expression that may influence neural function and behavior; however, this method of analysis does not lend itself to a greater understanding of cell-type-specific gene expression and the effect of cell-to-cell communication on neural function. Analysis of behavioral epigenetics has been an area of growing focus which examines how modifications of the deoxyribonucleic acid (DNA) structure impact long-term gene expression and behavior; however, this information may only be relevant if analyzed in a cell-type-specific manner given the differential lineage and thus epigenetic markers that may be present on certain genes of individual neural cell types. The Fluorescence Activated Cell Sorting (FACS) technique described below provides a simple and effective way to isolate individual neural cells for the subsequent analysis of gene expression, protein expression, or epigenetic modifications of DNA. This technique can also be modified to isolate more specific neural cell types in the brain for subsequent cell-type-specific analysis.

The goal of this protocol is to use the fluorescence activated cell sorting (FACS) technique to sort specific types of neural cells for subsequent analysis of cell-type-specific gene expression, epigenetic markers, and or protein expression.

Usando fluorescenza cellulare attivo Ordinamento per esaminare Cell-Type-specifica espressione genica nel cervello di ratto tessuto

The brain is comprised of four primary cell types including neurons, astrocytes, microglia and oligodendrocytes. Though they are not the most abundant ...

Rabies Necropsy Techniques in Large and Small Animals

The New York State Department of Health (NYSDOH) Rabies Laboratory receives between 6,000 to 9,000 specimens annually and performs rabies testing for the entire state, with the exception of New York City. The Rabies laboratory necropsies a variety of animals ranging in size from bats to bovids. Most of these specimens are animals exhibiting neurological signs, however, less than 10% actually test positive for rabies; implying trauma, lesions or other infectious agents as the cause of these symptoms. Due to the risk of aerosolizing undiagnosed infectious agents, the Rabies Laboratory does not use power tools or saws. Three necropsy techniques will be presented for animals whose skulls are impenetrable with scissors. The laboratory has implemented these techniques to decrease potential exposure to infectious agents, eliminate unnecessary manipulation of the specimen and reduce processing time. The advantages of a preferred technique opposed to another is subject to the trained individual processing the specimen.

The goal of this protocol is to demonstrate safe necropsy techniques in small and large animals to obtain satisfactory tissue samples for rabies testing.

Tecniche di necropsia della rabbia negli animali grandi e piccoli

The New York State Department of Health (NYSDOH) Rabies Laboratory receives between 6,000 to 9,000 specimens annually and performs rabies testing for the ...

<meta charset="utf8"></head><body>Nefrectomia standardizzata 5/6 nei ratti per insufficienza renale e malperfusione

5/6 Nephrectomy Using Sharp Bipolectomy Via Midline Laparotomy in Rats

Chronic kidney disease (CKD) affects over 10% of the global population, amounting to more than 800 million individuals worldwide. The advances in the treatment of CKD have had a significant impact on patient outcomes. While in the past, CKD was often considered a death sentence, with many patients succumbing to the complications of end-stage renal disease, it is now increasingly being managed as a chronic condition with the availability of dialysis and kidney transplantation, as well as new pharmaceutical developments such as SGLT2 inhibitors or nonsteroidal mineralocorticoid receptor antagonists. 
Yet, there continues to be a growing demand for further exploration into the pathophysiological processes and potential therapeutic interventions. Reliable biological models play a crucial role in facilitating this research. Given the multifaceted nature of renal disease, which encompasses not only cell biology but also vascular microanatomy and endocrine signaling, an appropriate model must possess a level of biological complexity that only an animal model can offer, rendering rodents an obvious choice.
This manuscript, therefore, provides an intricate, systematic protocol for surgically reducing renal parenchyma through midline laparotomy and combined total and partial nephrectomy in rats for survival as well as non-survival applications. It emphasizes the critical role of precise surgical techniques in ensuring consistent and reliable outcomes. Prime examples of potential applications for this model include biomolecular and pharmaceutical studies as well as the development of innovative intraoperative imaging modalities, such as hyperspectral imaging, to objectively visualize and differentiate renal malperfusion.

<meta charset="utf8"></head><body>Nefrectomia 5/6 con bipolectomia acuta tramite laparotomia della linea mediana nei ratti

This manuscript introduces a standardized protocol for a 5/6 nephrectomy by sharp bipolectomy via midline laparotomy in a rat model, aiming to induce a state of renal insufficiency via renal parenchyma reduction with a great degree of methodical precision and low risk of technical error.

Nefrectomia 5/6 con bipolectomia acuta tramite laparotomia della linea mediana nei ratti

Chronic kidney disease (CKD) affects over 10% of the global population, amounting to more than 800 million individuals worldwide. The advances in the ...

Medicina

Diagnostic Necropsy and Tissue Harvest

Source: Kay Stewart, RVT, RLATG, CMAR; Valerie A. Schroeder, RVT, RLATG. University of Notre Dame, IN
Many animal experiments rely on final data collection time points that are gathered from the harvesting and testing of organs and tissues. The use of appropriate methods for the collection of organs and tissues can impact the quality of the samples and the analysis of the data that is gleaned for the testing of the tissues. The method of euthanasia of the animal can also impact the quality of the samples. This manuscript will outline proper necropsy techniques for rats.

Necroscopia diagnostica e selezionati Collezione di tessuti e campioni di ratti e topi

Riepilogo

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Capitoli in questo video

La diagnosi di Ecto-e endoparassiti in ratti e topi di laboratorio

Accumulazione del tessuto adiposo del mouse ed elaborazione per l'analisi del RNA

Analisi immunoistochimica nel Sistema Nervoso Centrale e Periferico Rat linfa nodo del tessuto Sezioni

Analisi Metabolomica di cervello di ratto da Alta Risoluzione Spettroscopia di Risonanza Magnetica Nucleare di estratti di tessuto

Usando fluorescenza cellulare attivo Ordinamento per esaminare Cell-Type-specifica espressione genica nel cervello di ratto tessuto

Tecniche di necropsia della rabbia negli animali grandi e piccoli

Nefrectomia 5/6 con bipolectomia acuta tramite laparotomia della linea mediana nei ratti

Nefrectomia 5/6 con bipolectomia acuta tramite laparotomia della linea mediana nei ratti

Nefrectomia 5/6 con bipolectomia acuta tramite laparotomia della linea mediana nei ratti

Necroscopia diagnostica e prelievo di tessuti