1. Endoparassiti esame (Tabella 1) 1. Nastro di prova perianale (vedi anche sezione 5, queste sono di solito eseguite nello stesso momento) <ol><li> Rimuovere una lunghezza di chiaro, non satinato, nastro adesivo da un distributore. Nastro deve essere sufficientemente lungo da gestire da un lato senza toccare al centro (circa 5 cm). Può essere più facile fare a meno di diverse lunghezze in una sola volta, allegando a bordo di una superficie di lavoro pulita e utilizzando, se necessario. </li><li> Sollevare un topo dalla gabbia e posto sul coperchio della gabbia, tenendolo per la coda. Eseguire questa azione in una cappa a flusso laminare o armadio biosicurezza se lo stato di salute dell&#39;animale lo richiede. </li><li> Trattenere il mouse per la coda, alzando zampe posteriori dalla gabbia. Afferrare l&#39;estremità del nastro tra pollice e indice, quindi applicare al centro del nastro con decisione per perineo del mouse, tra cui la zona perianale parecchie volte. Capelli devono essere visto per essere aderente al nastro per il saggio da considerare di successo. </li><li> Posto sul retro del mouse nella gabbia. </li><li> Mettere una goccia di olio minerale su un vetrino di vetro etichettati pulita, applicare il nastro alla diapositiva, poi un&#39;altra goccia di olio minerale. Coprire con un coperchio in vetro antiscivolo. </li><li> Leggi il vetrino da microscopio utilizzando gli obiettivi 10x e 40x su un microscopio ottico. Il test del nastro perianale è meglio a rilevare le uova Syphacia, anche se le uova di parassiti altre volte sono trovati. </li></ol> 2. Flottazione fecale <ol><li> Assemblare soluzione di galleggiamento, a fondo piatto flaconcino (fiala pillola o dispositivo di galleggiamento fecale come Ovatector), Petri, vetrino, vetrino da microscopio, e applicatore / penne mescolando. Soluzione di galleggiamento, come Fecasol, dovrebbe avere un peso specifico di 1,20-1,30 e può essere fatta da vari sali di sodio, zucchero, solfato di zinco, o acquistati sul mercato. (Tabella 2) </li><li> Raccogliere 2-5 pellet fecali dalla gabbia o fresco di animale (s) nella camera di galleggiamento. Se le feci sono molto secche, sia a causa dell&#39;età o di una specie producono la materia fecale, inumidendo le feci con 500 ml di soluzione salina allo 0.9% può essere utile. </li><li> Posizionare il flaconcino nella capsula di Petri per proteggere la superficie di lavoro da troppo pieno di feci sciolto. Aggiungere un piccolo volume di media galleggiamento e purè e mescolare accuratamente. Nessun grossi pezzi di materiale deve rimanere. Continuare ad aggiungere medio di galleggiamento fino a quando si forma un menisco sopra il bordo del flaconcino. </li><li> Mettere il vetrino sul menisco e incubare a temperatura ambiente per 15 minuti. Uova di parassiti e alcuni oocisti protozoo salirà verso l&#39;alto e aderire al vetrino. </li><li> Dopo l&#39;incubazione, ascensore e invertire la polizza di copertura. Posizionare il vetrino su un vetrino da microscopio. </li><li> Esaminare il vetrino con gli obiettivi 10x e 40x al microscopio ottico. </li><li> Anche se a bassa tecnologia e facile da eseguire, in generale, questa tecnica non è raccomandato per topi o ratti. Come regola generale, è più adatta per gli animali che producono un volume maggiore di feci. </li></ol> 3. Concentrazione fecale e centrifugazione <ol><li> Assemblare soluzione di galleggiamento, provetta, vetrino, vetrino da microscopio, e applicatore / penne agitazione e tappi tubo. Soluzione di galleggiamento deve avere un peso specifico di 1,18-1,30 e può essere fatta da vari sali di sodio, zucchero, solfato di zinco, o acquistati sul mercato. (Tabella 2) </li><li> Raccogliere 2-10 pellet fecali dalla gabbia o fresco di animale (s) in un tubo di raccolta. Se le feci sono molto secche, sia a causa dell&#39;età o di una specie producono la materia fecale, inumidendo le feci con 500 ml di soluzione fisiologica 0,9% o con la soluzione di galleggiamento in uso può essere utile. </li><li> Mescolare campione in una soluzione di galleggiamento appropriato all&#39;interno di una provetta di vetro. Agitazione meccanica con un vortex possono essere utilizzati per miscelare campioni. Se un vortex è usato, salvapercussori deve essere collocato sulla cima del tubo per evitare la fuoriuscita e la contaminazione incrociata. Di routine, i campioni sono preparati in 1,18 solfato di zinco specifica gravità, tuttavia altre soluzioni possono essere utilizzati in aggiunta (in un tubo di preparazione separato) o in sostituzione. </li><li> Aggiungere la soluzione aggiuntiva di galleggiamento ad ogni provetta per formare un menisco lievemente positivo su ciascun tubo. Applicare una copertura in plastica antiscivolo per ogni tubo, e assicurarsi che il contatto pieno con labbro tubo è realizzato. Collocare il flessibile (s) nella centrifuga. </li><li> Centrifugare a circa 616-760 RCF per 10 minuti. Se scivola copertura vengono persi o rotti durante il processo di centrifugazione, una scivolata nuova copertina può essere collocato sul tubo campione e il tubo può essere delicatamente punta in modo che il menisco tocca il nuovo slittamento di copertura. Nessun centrifugazione supplementare è necessario. </li><li> Togliere il coperchio scivolare dalla provetta e posto su un etichetta, vetrino pulito microscopio. Se le soluzioni più centrifugazione sono stati utilizzati per valutare un campione fecale, due copri possono essere collocati sullo stesso vetrino. </li><li> Macchia la diapositiva con lo iodio. Questo consente per l&#39;eAsier identificazione delle cisti. </li><li> Esaminare il vetrino con gli obiettivi 10x e 40x su un microscopio ottico. </li></ol> 4. Esame diretto degli intestini per elminti e protozoi <ol><li> Posizionare il mouse eutanasia o carcassa di ratto in decubito dorsale su una tavola di dissezione pulito o superficie di lavoro simile. </li><li> Utilizzando pinze, sollevare la parete addominale presso l&#39;area genitale. Utilizzando le forbici, con attenzione incidere la parete addominale ventrale dalla zona genitale alla base della gabbia toracica rimuovendo entrambe pelle e il muscolo ed esponendo l&#39;intestino. Rimuovere l&#39;intestino, con inizio alle duodeno (il segmento di inizio intestino all&#39;uscita dello stomaco) e continuando il colon discendente (il segmento dell&#39;intestino che termina l&#39;ano e di solito contiene feci formate). </li><li> Intestini posto in un piatto da 100 ml di Petri. Raccogliere una porzione di intestino cieco e del duodeno dall&#39;animale eutanasia e posto su una tavola di dissezione. Incise ogni segmento intestinale longitudinalmente per esporre la mucosa. </li><li> Utilizzando le forbici, tagliare l&#39;intestino rimanente in piccole sezioni. Aggiungere abbastanza acqua di rubinetto per il piatto di immergere il tessuto appena raccolti. </li><li> Incubare la miscela campione a 35-40 ° C in un forno a laboratorio o incubatore per un minimo di 10 minuti. Questo libererà ed esporre elminti luminale. Mentre il campione è in incubazione, effettuare le seguenti operazioni. </li><li> Inserire due gocce di soluzione salina 0,9% fianco a fianco su una singola diapositiva etichettati, per consentire la preparazione dei campioni da due segmenti intestinali (duodeno e cieco). </li><li> Calore sterilizzare e raffreddare un ansa o equivalente. </li><li> Raschiare la mucosa del duodeno e posizionare la raschiatura sul lato sinistro della diapositiva (lato più vicino al bordo smerigliato). </li><li> Raschiare la mucosa del cieco e posizionare la raschiatura dal sul lato destro della diapositiva. </li><li> Inizio la raschiatura con un vetrino coprioggetti. Esaminare scorrere preparati con l&#39;obiettivo 40x con un microscopio a contrasto di fase); ingrandimento aumentare, se necessario per l&#39;identificazione. Se i parassiti vengono rilevati, identificare basata sulla morfologia. </li><li> I contenuti piatto sarà pronto per l&#39;esame di questo punto. Esaminare il contenuto piatto sotto un microscopio da dissezione. Utilizzare una sonda o un bastone applicatore se necessario per spostare il contenuto all&#39;interno del piatto per completare un esame approfondito. Se ossiuri sono presenti appariranno come piccoli, bianchi, capelli come vermi. Se tenie sono presenti, appariranno come segmentato, vermi piatti (più grande della filiforme ossiuri). </li><li> Se elminti sono accertata o sospetta, raccogliere il campione con una piccola coppia di pinze. </li><li> Montare il campione su un etichetta, pulito vetrino in una goccia di olio di paraffina o minerali e mettere un vetrino sulla parte superiore del campione. Esaminare il vetrino con gli obiettivi 10x e 40x su un microscopio ottico. </li></ol> 2. Ectoparassita esame (Tabella 3) 5. Fur cogliere esame per gli ectoparassiti (prova del nastro) <ol><li> Rimuovere una lunghezza di chiaro, non satinato, nastro adesivo da un distributore. Nastro deve essere sufficientemente lungo da gestire da un lato senza toccare al centro (circa 5 cm). Può essere più facile fare a meno di diverse lunghezze in una sola volta, allegando a bordo di una superficie di lavoro pulita e utilizzando, se necessario. </li><li> Sollevare un topo o ratto dalla sua gabbia e posto sul coperchio della gabbia, tenendolo per la coda. Eseguire questa azione in una cappa a flusso laminare o armadio biosicurezza se lo stato di salute dell&#39;animale lo richiede. </li><li> Trattenere il mouse o ratto. Afferrare la pelliccia con hemostats e delicatamente strappare pelo dalla zona scapolare del mouse, ventrale, regione cervicale, zona ascellare, zona inguinale, dorsale e groppa. Posizionare il pelo sul nastro. Capelli devono essere visto per essere aderente al nastro per il saggio da considerare di successo. Posizionare il mouse o indietro topo in gabbia. </li><li> Mettere una goccia di olio minerale su un vetrino etichettato bicchiere pulito, applicare il nastro, poi un&#39;altra goccia di olio minerale. Coprire con un coperchio in vetro antiscivolo. </li><li> Leggi il vetrino da microscopio utilizzando gli obiettivi 10x e 40x al microscopio ottico. </li><li> Questo esame è meglio per la rilevazione di pelliccia, quali acari Radfordia, Myobia e Myocoptes. </li></ol> 6. Raschiare la pelle <ol><li> Montare i seguenti materiali: animale da testare, olio minerale, vetrino da microscopio, vetrino, bisturi e forbici. Se questo test deve essere eseguito su animali vivi, devono essere anestetizzati prima di iniziare. </li><li> Campione del dorso vicino alla base della coda e della regione temporale della testa. In alternativa, lesioni cutanee e / o di altri siti possono essere raschiato. </li><li> Profondamente raschiare la pelle con il bisturi in direzione opposta alla crescita dei peli, di erodere l&#39;epidermide. Taglio del pelo prima di raschiare può migliorare la sensibilità di screening, riducendo l&#39;ostruzione visiva (eccesso di peli), suldiapositive. </li><li> Mettere una goccia di olio sul vetrino. Applicare il campione al calo del petrolio pulendo la lama (con esempio allegato) sulla superficie del vetrino. Aggiungere olio supplementare alla diapositiva, se necessario, e top con una copertura antiscivolo. </li><li> Leggi il vetrino da microscopio utilizzando gli obiettivi 10x e 40x al microscopio ottico. </li><li> Il raschiare la pelle viene generalmente usato per rilevare Demodex (dermatofiti e funghi). </li></ol> 7. Esame diretto del pelage <ol><li> Posizionare il mouse eutanasia o ratto sul palcoscenico di un microscopio da dissezione. </li><li> Esaminare i peli della pelliccia di circa 10 volte utilizzando un bastoncino applicatore o uno strumento analogo a parte i capelli ed osservare la base del fusto del capello. </li><li> Esaminare il cranio, tra gli occhi e padiglioni auricolari, tra i padiglioni auricolari, tra le scapole, sotto la mandibola e le zone inguinale e ascellare. In alternativa, l&#39;intera carcassa può essere esaminata. </li><li> Raccogliere qualsiasi ectoparassiti o materiali sospetti visto con una piccola coppia di pinze. Ectoparassiti può spesso apparire come forfora o un accumulo di cera gialla alla base del fusto del capello o direttamente sulla pelle. </li><li> Montare il campione su un vetrino pulito in una goccia di olio di paraffina o minerali e mettere un vetrino sulla parte superiore del campione. Esaminare il vetrino con gli obiettivi 10x e 40x al microscopio ottico. </li></ol> 3. Rappresentante dei risultati: Vedere i file allegati identificare i parassiti seguente: (Nota: queste procedure rilevare eventuali uova, elminti, cisti o presenti nelle feci o sulla pelle e pelliccia, ma solamente alcune di queste sono elencati di seguito) Endoparassiti: <table border="0"><tbody><tr><td> Syphacia Muris (uovo, vite senza fine) </td><td> Chilomastix bettencourti </td></tr><tr><td> Syphacia obvelata (uovo, vite senza fine) </td><td> Hexamastix Muris </td></tr><tr><td> Aspiculuris tetraptera (uovo, vite senza fine) </td><td> Retortamonas sp. </td></tr><tr><td> Rodentolepis nana (uovo, vite senza fine) </td><td> Giardia spp. </td></tr><tr><td> Tritrichomonas Muris </td><td> Spironucleus Muris </td></tr><tr><td> Entamoeba Muris </td><td></td></tr></tbody></table> Ectoparassiti: <table border="0"><tbody><tr><td> Myocoptes musculinis </td><td> Radfordia affinis </td></tr><tr><td> Myocoptes musculinis </td><td> Radforida ensifera </td></tr><tr><td> Myobia musculi </td><td></td></tr></tbody></table><table border="1"><tbody><tr><td>&nbsp;</td><td> Nastro di prova </td><td> Flottazione fecale </td><td> FCC </td><td> Esame diretto 1 </td><td> PCR </td></tr><tr><td> Protozoi </td><td> - </td><td> + </td><td> + + </td><td> + + + </td><td> + + + / NA 2 </td></tr><tr><td> Metazoi </td><td></td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Ossiuri </td><td> + / - 3 </td><td> + / - 4 </td><td> + 4 </td><td> + + + </td><td> + + + </td></tr><tr><td> Tenia 5 </td><td> - </td><td> + </td><td> + + </td><td> + + + </td><td> NA </td></tr><tr><td> Ascaridi altri 5 </td><td> - </td><td> + </td><td> + + + </td><td> + + + </td><td> NA </td></tr></tbody></table> 1. Questo metodo richiede l&#39;eutanasia dell&#39;animale. 2. Non ci sono i metodi di rilevamento PCR attualmente disponibili per ogni protozoo. 3. Questo metodo è più appropriato per rilevare Syphacia spp. 4. Questo metodo sarà più probabile per rilevare Aspiculuris, e meno probabilità di rilevare Syphacia. 5. Tenie e ascaridi diversi da ossiuri sono molto rare nei topi di laboratorio moderno e ratti. Tabella 1. Classe di endoparassiti e metodo di rilevazione adeguati. Alcuni metodi richiedono l&#39;eutanasia dell&#39;animale. NA indica metodo non è attualmente disponibile per questi parassiti + indica idoneità del metodo di rilevazione del parassita in questione, e -. Indica che il metodo non è consigliabile per questo parassita. <table border="1"><tbody><tr><td> Soluzione </td><td> Peso specifico </td><td> Ingredienti per 1 litro di H 2 O </td></tr><tr><td> Cloruro di sodio </td><td> 1,20 </td><td> 311 g di cloruro di sodio </td></tr><tr><td> Nitrato di sodio </td><td> 1,20 </td><td> 338 g di nitrato di sodio </td></tr><tr><td> Nitrato di sodio </td><td> 1,30 </td><td> 616 g di nitrato di sodio </td></tr><tr><td> Zucchero </td><td> 1,20 </td><td> 1170 g saccarosio 1 </td></tr><tr><td> Di zucchero Sheather </td><td> 1,27-1,30 </td><td> 1563 g di saccarosio 1 </td></tr><tr><td> Solfato di zinco </td><td> 1,18 </td><td> 493 g di zinco solfato </td></tr></tbody></table> 1. Queste soluzioni richiedono refrigerazione o l&#39;aggiunta di 9 ml di fenolo come conservante. Tabella 2. Soluzioni di flottazione fecale (da Smith et al.) <table border="1"><tbody><tr><td></td><td> Fur cogliere (prova del nastro) </td><td> Raschiare la pelle 1 </td><td> Esame diretto 1 </td><td> PCR </td></tr><tr><td> Pidocchi </td><td> - </td><td> - </td><td> + + </td><td> NA </td></tr><tr><td> Acari </td><td> + </td><td> + </td><td> + + + </td><td> + + + / NA 3 </td></tr><tr><td> Pulci 4 </td><td> - </td><td> - </td><td> + </td><td> NA </td></tr><tr><td> Zecche 4 </td><td> - </td><td> - </td><td> + + </td><td> NA </td></tr></tbody></table> 1. Questo metodo richiede l&#39;anestesia se deve essere eseguito su un animale vivo. 2. Questo metodo richiede l&#39;eutanasia dell&#39;animale. 3. Non ci sono i metodi di rilevamento PCR attualmente disponibili per ogni specie di acaro. 4. Pulci e zecche sono estremamente rare in strutture moderne animali da laboratorio. Tabella 3. Classe di ectoparassita e metodo di rilevazione adeguati. Alcuni metodi richiedono l&#39;eutanasia degli animali, e altri metodi richiedono l&#39;anestesia per eseguire in animali vivi. NA indica metodo non è attualmente disponibile per questi parassiti. NA indica metodo non è attualmente disponibile per questi parassiti + indica idoneità del metodo di rilevazione del parassita in questione, e -. Indica che il metodo non è consigliabile per questo parassita.

<ol>
	<li>Baker, D. G., Fox, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+23.">Chapter 23.</a> The Mouse in Biomedical Research: Diseases. Diseases Vol. 2, (2007).</li><li>Baker, D. G., Baker, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+11.">Chapter 11.</a> Flynn's Parasites of Laboratory Animals. , 303-398 (2007).</li><li>Owen, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Parasites of Laboratory Animals. 12, (1992).</li><li>Pritchett, K. R., Fox, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+22.">Chapter 22.</a> The Mouse in Biomedical Research: Diseases. Diseases Vol. 2, (2007).</li><li>Smith, P. H., Wiles, S. E., Malone, J. B., Monahan, C. M., Baker, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+1.">Chapter 1.</a> Flynn's Parasites of Laboratory Animals. , 1-13 (2007).</li><li>Wasson, K., Fox, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+21.">Chapter 21.</a> The Mouse in Biomedical Research: Diseases. Vol. 2, 517-550 (2007).</li></ol>

Gli autori sono tutti i dipendenti del Charles River, un fornitore di test diagnostici e reagenti, comprese le prove di cui sopra.

Quando si lavora in un laboratorio, la sicurezza deve sempre essere una preoccupazione. Ricordatevi di indossare dispositivi di protezione quando si lavora con gli animali e per ripulire la vostra postazione di lavoro con il disinfettante prima e dopo. Questi metodi sono progettati principalmente per trovare tutti i parassiti dei roditori da laboratorio nei luoghi esaminati, cioè, in grado di rilevare esotici o parassiti estremamente rari e le più comuni ossiuri ed acari pelliccia. Anche se sono applicabili anche ad altre specie, roditori selvatici possono avere parassiti aggiuntivi in ​​luoghi come il fegato, sottocute e cervello, non valutati con i metodi di cui sopra.

<table border="1"><tbody><tr><td> Reagente nome </td><td> Azienda </td><td> Numero di catalogo </td><td> Commenti </td></tr><tr><td> Tagliere </td><td> Thermo Electron Corp </td><td> Cat # 36114 </td><td></td></tr><tr><td> Forbicine </td><td> Roboz </td><td> RS-5910, G204 </td><td> Lame 23mm, 3,5 &quot;di lunghezza, dritto </td></tr><tr><td> Forbici di media </td><td> Roboz </td><td> RS-6808, G207 </td><td> 5 &quot; </td></tr><tr><td> Pinza-curvo </td><td> Roboz </td><td> RS-8254 (M1/21004) </td><td> 4,5 &quot;, seghettata, leggera curva </td></tr><tr><td> Pinza-Microdissecting </td><td> Roboz </td><td> RS-5238 </td><td> Hudson-(EWALD) </td></tr><tr><td> Pinza-tessuto Pinze </td><td> Roboz </td><td> RS-8160 </td><td> Rat dente </td></tr><tr><td> Metallo sonda </td><td> VWR </td><td> Cat # 25778-000 </td><td></td></tr><tr><td> Hemostats </td><td> Vantaggio </td><td> V97-48 </td><td></td></tr><tr><td> Applicatore bastoni </td><td> Puritano </td><td> Applicatori 6in, Ref # 807 </td><td></td></tr><tr><td> Microscopio da dissezione </td><td> Olimpo </td><td> SZ51, Schott, ACE1 </td><td></td></tr><tr><td> Scatola di Petri </td><td> VWR </td><td> 100mm, Cat # 3401PDNL </td><td></td></tr><tr><td> Coprioggetto </td><td> VWR </td><td> Micro vetro di copertura, Cat # 48366-067 </td><td></td></tr><tr><td> Diapositive </td><td> VWR </td><td> VistaVision microscopio diapositive Cat # 16004-368 </td><td></td></tr><tr><td> Inoculando ciclo </td><td> VWR </td><td> Cat # 50815-040 </td><td></td></tr><tr><td> Microscopio ottico </td><td> Olimpo </td><td> Modello # BX41TF </td><td></td></tr><tr><td> Laboratorio forno </td><td> Quincy Lab Inc. </td><td> Modello 10 Laboratorio Forno </td><td></td></tr><tr><td> Centrifuga </td><td> Beckman Coulter </td><td> Allegra X-12R </td><td></td></tr><tr><td> Vortex </td><td> VWR </td><td> Mini-vortex </td><td></td></tr><tr><td> Provetta </td><td> Kimble-Chase </td><td> 15 ml di tubo di centrifuga monouso, Cat # 73790-15 </td><td></td></tr><tr><td> Coprioggetto </td><td> VWR </td><td> Plastica microscopio copri-oggetto, 22mm, Cat # 48376-049 </td><td></td></tr><tr><td> Cappucci bianchi </td><td> VWR </td><td> Cat # 60869-089 </td><td></td></tr><tr><td> Iodio </td><td> Rowley biochimici istituto </td><td> Cat # SO-364 </td><td></td></tr><tr><td> Solfato di zinco </td><td> Sigma Aldrich </td><td> Cat # 1000917519, Z4750-500G </td><td></td></tr><tr><td> Saccarosio </td><td> Mallinckrodt chimici </td><td> Cat # 8360-06 </td><td></td></tr><tr><td> Fenolo </td><td> EMD </td><td> Cat # PX0510-1 </td><td></td></tr><tr><td> Cellophane nastro </td><td> Staples </td><td> Nastro invisibile, Cat. # 504712 </td><td></td></tr><tr><td> Olio minerale </td><td> Mallickrodt </td><td> Cat # 6358 </td><td></td></tr></tbody></table>

diagnosis of ecto- and endoparasites in laboratory rats and mice

Parassiti interni ed esterni rimangono una preoccupazione significativa in strutture roditori di laboratorio, e strutture di ricerca molti porto alcuni animali parassitati. Prima di iniziare l&#39;esame degli animali per i parassiti, due cose dovrebbe essere considerato. Uno: quale uso verrà fatto delle informazioni raccolte, e due: che prova è la più appropriata. Sapendo che gli animali sono parassitati può essere qualcosa che la struttura accetta, ma vi è spesso una necessità di trattare gli animali e poi per determinare l&#39;efficacia del trattamento. I parassiti possono essere rilevati negli animali attraverso varie tecniche, tra cui campioni prelevati da animali vivi o di eutanasia. Storicamente, i test con la massima sensibilità diagnostica necessaria l&#39;eutanasia degli animali, anche se la PCR ha permesso ad alta sensibilità di prova per diversi tipi di parassiti. Questo articolo illustra le procedure per la rilevazione di endo-e ectoparassiti nei topi e ratti. Le stesse procedure si applicano a altri roditori, anche se le specie di parassiti trovati sarà diverso.

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Diagnosis of Ecto- and Endoparasites in Laboratory Rats and Mice

Questo articolo descrive le diverse procedure di screening per i ratti e topi per rilevare endo o ectoparassiti. Diversi test diagnostici sarà dimostrato, sia quelli adatti per l&#39;uso su animali vivi e di quelli utilizzati dopo l&#39;eutanasia dell&#39;animale. Fotografie per facilitare l&#39;identificazione dei parassiti ratto e nel topo saranno inclusi.

La diagnosi di Ecto-e endoparassiti in ratti e topi di laboratorio

Internal and external parasites remain a significant concern in laboratory rodent facilities, and many research facilities harbor some parasitized ...

diagnosis-of-ecto-and-endoparasites-in-laboratory-rats-and-mice

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

41.0K Views.  Charles River. Questo articolo descrive le diverse procedure di screening per i ratti e topi per rilevare endo o ectoparassiti. Diversi test diagnostici sarà dimostrato, sia quelli adatti per l'uso su animali vivi e di quelli utilizzati dopo l'eutanasia dell'animale. Fotografie per facilitare l'identificazione dei parassiti ratto e nel topo saranno inclusi.

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Orthotopic Hind-Limb Transplantation in Rats

Composite tissue allotransplantation (CTA) now represents a valid therapeutic option after the loss of a hand, forearm or digits and has become a novel therapeutic entity in reconstructive surgery. However, long term high-dose multi-drug immunosuppressive therapy is required to ensure graft survival, bearing the risk of serious side effects which halters broader application. Further progression in this field may depend on better understanding of basic immunology and ischemia reperfusion injury in composite tissue grafts.
To date, orthotopic hind limb transplantation in rats has been the preferred rodent model for reconstructive transplantation (RT), however, it is an extremely demanding procedure that requires extraordinary microsurgical skills for reattachment of vasculature, bones, muscles and nerves.
We have introduced the vascular cuff anastomosis technique to this model, providing a rapid and reliable approach to rat hind limb transplantation. This technique simplifies and shortens the surgical procedure and enables surgeons with basic microsurgical experience to successfully perform the operation with high survival and low complication rates. The technique seems to be well suited for immunological as well as ischemia reperfusion injury (IRI) studies.

Here we describe the orthotopic rat hind-limb transplantation procedure, which seems to be the gold standard in vivo model for composite tissue allotransplantation research.

Ortotopico Hind-Limb trapianto in topi

Composite tissue allotransplantation (CTA) now represents a valid therapeutic option after the loss of a hand, forearm or digits and has become a novel ...

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Immunologia e infezioni

Genotypic Inference of HIV-1 Tropism Using Population-based Sequencing of V3

Background: Prior to receiving a drug from CCR5-antagonist class in HIV therapy, a patient must undergo an HIV tropism test to confirm that his or her viral population uses the CCR5 coreceptor for cellular entry, and not an alternative coreceptor. One approach to tropism testing is to examine the sequence of the V3 region of the HIV envelope, which interacts with the coreceptor.
Methods: Viral RNA is extracted from blood plasma. The V3 region is amplified in triplicate with nested reverse transcriptase-PCR. The amplifications are then sequenced and analyzed using the software, RE_Call. Sequences are then submitted to a bioinformatic algorithm such as geno2pheno to infer viral tropism from the V3 region. Sequences are inferred to be non-R5 if their geno2pheno false positive rate falls below 5.75%. If any one of the three sequences from a sample is inferred to be non-R5, the patient is unlikely to respond to a CCR5-antagonist.

HIV tropism can be inferred from the V3 region of the viral envelope. V3 is PCR amplified in triplicate using nested RT-PCR, sequenced, and interpreted using bioinformatic software. Samples with with 1 or more sequence(s) with low g2P scores are classified as non-R5 virus.

Inferenza genotipica del virus HIV-1 Tropismo utilizzo basati sulla popolazione sequenziamento del V3

Background: Prior to receiving a drug from CCR5-antagonist class in HIV therapy, a patient must undergo an HIV tropism test to confirm that his or her ...

Basophil Activation Test for Investigation of IgE-Mediated Mechanisms in Drug Hypersensitivity

Hypersensitivity reactions against non-steroidal anti-inflammatory drugs (NSAIDs) like propyphenazone (PP) and diclofenac (DF) can manifest as Type I-like allergic reactions 1. In clinical practice, diagnosis of drug hypersensitivity is mainly performed by patient history, as skin testing is not reliable and oral provocation testing bears life-threatening risks for the patient 2. Hence, evidence for an underlying IgE-mediated pathomechanism is hard to obtain. 
Here, we present an in vitro method based on the use of human basophils derived from drug-hypersensitive patients that mimics the allergic effector reaction in vivo. As basophils of drug-allergic patients carry IgE molecules specific for the culprit drug, they become activated upon IgE receptor crosslinking and release allergic effector molecules. The activation of basophils can be monitored by the determination of the upregulation of CD63 surface expression using flow cytometry 3. 
In the case of low molecular weight drugs, conjugates are designed to enable IgE receptor crosslinking on basophils. As depicted in Figure 1, two representatives of NSAIDs, PP and DF, are covalently bound to human serum albumin (HSA) via a carboxyl group reacting with the primary amino group of lysine residues. DF carries an intrinsic carboxyl group and, thus, can be used directly 4, whereas a carboxyl group-containing derivative of PP had to be organochemically synthesized prior to the study 1.
The coupling degree of the low molecular weight compounds on the protein carrier molecule and their spatial distribution is important to guarantee crosslinking of two IgE receptor molecules. The here described protocol applies high performance-size exclusion chromatography (HPSEC) equipped with a sequential refractive index (RI) and ultra violet (UV) detection system for determination of the coupling degree.
As the described methodology may be applied for other drugs, the basophil activation test (BAT) bears the potential to be used for the determination of IgE-mediated mechanisms in drug hypersensitivity. Here, we determine PP hypersensitivity as IgE-mediated and DF hypersensitivity as non-IgE-mediated by BAT.

Basophil activation test is a potent tool for the detection of IgE-dependent allergies in vitro. Here, an optimized protocol for basophil activation test is used to investigate drug hypersensitivity. A method for the efficient production of covalent drug-protein conjugates and their physicochemical characterization is described.

L&#39;attivazione dei basofili di prova per le Indagini di IgE-mediata Meccanismi di ipersensibilità a farmaci

Hypersensitivity reactions against non-steroidal anti-inflammatory drugs (NSAIDs) like propyphenazone (PP) and diclofenac (DF) can manifest as Type I-like ...

Imaging Mycobacterium tuberculosis in Mice with Reporter Enzyme Fluorescence

Reporter enzyme fluorescence (REF) utilizes substrates that are specific for enzymes present in target organisms of interest for imaging or detection by fluorescence or bioluminescence. We utilize BlaC, an enzyme expressed constitutively by all M. tuberculosis strains. REF allows rapid quantification of bacteria in lungs of infected mice. The same group of mice can be imaged at many time points, greatly reducing costs, enumerating bacteria more quickly, allowing novel observations in host-pathogen interactions, and increasing statistical power, since more animals per group are readily maintained. REF is extremely sensitive due to the catalytic nature of the BlaC enzymatic reporter and specific due to the custom flourescence resonance energy transfer (FRET) or fluorogenic substrates used. REF does not require recombinant strains, ensuring normal host-pathogen interactions. We describe the imaging of M. tuberculosis infection using a FRET substrate with maximal emission at 800 nm. The wavelength of the substrate allows sensitive deep tissue imaging in mammals. We will outline aerosol infection of mice with M. tuberculosis, anesthesia of mice, administration of the REF substrate, and optical imaging. This method has been successfully applied to evaluating host-pathogen interactions and efficacy of antibiotics targeting M. tuberculosis.

Imaging Mycobacterium tuberculosis in Mice with Reporter Enzyme Fluorescence

We describe the optical imaging of mice infected with Mycobacterium tuberculosis (M. tuberculosis) using reporter enzyme fluorescence (REF). This protocol facilitates the sensitive and specific detection of M. tuberculosis in pre-clinical animal models for pathogenesis, therapeutics and vaccine research.

Tubercolosi del micobatterio in topi con fluorescenza enzima Reporter di imaging

Reporter enzyme fluorescence (REF) utilizes substrates that are specific for enzymes present in target organisms of interest for imaging or detection by ...

Evaluation of Zika Virus-specific T-cell Responses in Immunoprivileged Organs of Infected Ifnar1-/- Mice

The Zika virus (ZIKV) can induce inflammation in immunoprivileged organs (e.g., the brain and testis), leading to the Guillain-Barr&#233; syndrome and damaging the testes. During an infection with the ZIKV, immune cells have been shown to infiltrate into the tissues. However, the cellular mechanisms that define the protection and/or immunopathogenesis of these immune cells during a ZIKV infection are still largely unknown. Herein, we describe methods to evaluate the virus-specific T-cell functionality in these immunoprivileged organs of ZIKV-infected mice. These methods include a) a ZIKV infection and vaccine inoculation in Ifnar1-/- mice; b) histopathology, immunofluorescence, and immunohistochemistry assays to detect the virus infection and inflammation in the brain, testes, and spleen; c) the preparation of a tetramer of ZIKV-derived T-cell epitopes; d) the detection of ZIKV-specific T cells in the monocytes isolated from the brain, testes, and spleen. Using these approaches, it is possible to detect the antigen-specific T cells that have infiltrated into the immunoprivileged organs and to evaluate the functions of these T cells during the infection: potential immune protection via virus clearance and/or immunopathogenesis to exacerbate the inflammation. These findings may also help to clarify the contribution of T cells induced by the immunization against ZIKV.

Evaluation of Zika Virus-specific T-cell Responses in Immunoprivileged Organs of Infected Ifnar1-/- Mice

A protocol to evaluate antigen-specific T-cell responses in the immunoprivileged organs of the Ifnar1-/- murine model for the Zika virus (ZIKV) infection is described. This method is pivotal for investigating the cellular mechanisms of the protection and immunopathogenesis of ZIKV vaccines and is also valuable for their efficacy evaluation.

Valutazione delle risposte a cellula T Zika Virus-specifici in organi di nuova di Ifnar1 infetti- / - Mice

The Zika virus (ZIKV) can induce inflammation in immunoprivileged organs (e.g., the brain and testis), leading to the Guillain-Barr&#233; syndrome and ...

Lung microRNA Profiling Across the Estrous Cycle in Ozone-exposed Mice

MicroRNA (miRNA) profiling has become of interest to researchers working in various research areas of biology and medicine. Current studies show a promising future of using miRNAs in the diagnosis and care of lung diseases. Here, we define a protocol for miRNA profiling to measure the relative abundance of a group of miRNAs predicted to regulate inflammatory genes in the lung tissue from of an ozone-induced airway inflammation mouse model. Because it has been shown that circulating sex hormone levels can affect the regulation of lung innate immunity in females, the purpose of this method is to describe an inflammatory miRNA profiling protocol in female mice, taking into consideration the estrous cycle stage of each animal at the time of ozone exposure. We also address applicable bioinformatics approaches to miRNA discovery and target identification methods using limma, an R/Bioconductor software, and functional analysis software to understand the biological context and pathways associated with differential miRNA expression.

Here we describe a method to assess lung expression of miRNAs that are predicted to regulate inflammatory genes using mice exposed to ozone or filtered air at different stages of the estrous cycle.

Polmone microRNA Profiling attraverso il ciclo estrale in topi esposti a ozono

MicroRNA (miRNA) profiling has become of interest to researchers working in various research areas of biology and medicine. Current studies show a ...

Adoptive Immunotherapy of iNKT Cells in Glucose-6-Phosphate Isomerase (G6PI)-Induced RA Mice

Rheumatoid arthritis (RA) is a complex chronic inflammatory autoimmune disease. The pathogenesis of the disease is related to invariant natural killer T (iNKT) cells. Patients with active RA present fewer iNKT cells, defective cell function, and excessive polarization of Th1. In this study, an RA animal model was established using a mixture of hGPI325-339 and hGPI469-483 peptides. The iNKT cells were obtained by in vivo induction and in vitro purification, followed by infusion into RA mice for adoptive immunotherapy. The in vivo imaging system (IVIS) tracking revealed that iNKT cells were mainly distributed in the spleen and liver. On day 12 after cell therapy, the disease progression slowed down significantly, the clinical symptoms were alleviated, the abundance of iNKT cells in the thymus increased, the proportion of iNKT1 in the thymus decreased, and the levels of TNF-&#945;, IFN-&#947;, and IL-6 in the serum decreased. Adoptive immunotherapy of iNKT cells restored the balance of immune cells and corrected the excessive inflammation of the body.

Adoptive Immunotherapy of iNKT Cells in Glucose-6-Phosphate Isomerase G6PI-Induced RA Mice

This protocol uses G6PI mixed peptides to construct rheumatoid arthritis models that are closer to that of human rheumatoid arthritis in CD4+ T cells and cytokines. High purity invariant natural killer T cells (mainly iNKT2) with specific phenotypes and functions were obtained by in vivo induction and in vitro purification for adoptive immunotherapy.

Immunoterapia adottiva delle cellule iNKT in isomerasi indotta da glucosio (G6PI)

Rheumatoid arthritis (RA) is a complex chronic inflammatory autoimmune disease. The pathogenesis of the disease is related to invariant natural killer T ...

Evaluation of T Follicular Helper Cells and Germinal Center Response During Influenza A Virus Infection in Mice

T Follicular Helper (Tfh) cells are an independent CD4+&#160;T cell subset specialized in providing help for germinal center (GC) development and generation of high-affinity antibodies. In influenza virus infection, robust Tfh and GC B cell responses are induced to facilitate effective virus eradication, which confers a qualified mouse model for Tfh-associated study. In this paper, we described protocols in detection of basic Tfh-associated immune response during influenza virus infection in mice. These protocols include: intranasal inoculation of influenza virus; flow cytometry staining and analysis of polyclonal and antigen-specific Tfh cells, GC B cells and plasma cells; immunofluorescence detection of GCs; enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA) of influenza virus-specific antibody in serum. These assays basically quantify the differentiation and function of Tfh cells in influenza virus infection, thus providing help for studies in elucidating differentiation mechanism and manipulation strategy.

This paper describes protocols of evaluating Tfh and GC B response in mouse model of influenza virus infection.

Valutazione delle cellule di aiuto follicolare T e della risposta del centro germinale durante l'infezione da virus influenzale A nei topi

T Follicular Helper (Tfh) cells are an independent CD4+&#160;T cell subset specialized in providing help for germinal center (GC) development and ...

Conjunctival Commensal Isolation and Identification in Mice

The ocular surface was once considered immune privileged and abiotic, but recently it appears that there is a small, but persistent commensal presence. Identification and monitoring of bacterial species at the ocular mucosa have been challenging due to their low abundance and limited availability of appropriate methodology for commensal growth and identification. There are two standard approaches: culture based or DNA sequencing methods. The first method is problematic due to the limited recoverable bacteria and the second approach identifies both live and dead bacteria leading to an aberrant representation of the ocular space. We developed a robust and sensitive method for bacterial isolation by building upon standard microbiological culturing techniques. This is a swab-based technique, utilizing an &#8220;in-lab&#8221; made thin swab that targets the lower conjunctiva, followed by an amplification step for aerobic and facultative anaerobic genera. This protocol has allowed us to isolate and identify conjunctival species such as Corynebacterium spp., Coagulase Negative Staphylococcus spp., Streptococcus spp., etc. The approach is suitable to define commensal diversity in mice under different disease conditions.

Presented here is a protocol for the isolation and amplification of aerobic and facultative anaerobic mouse conjunctival commensal bacteria using a unique eye swab and culture-based enrichment step with subsequent identification by microbiological based methods and MALDI-TOF mass spectrometry.

Isolamento e identificazione congiuntivale dei commensali nei topi

The ocular surface was once considered immune privileged and abiotic, but recently it appears that there is a small, but persistent commensal presence. ...

Recurrent Escherichia coli Urinary Tract Infection Triggered by Gardnerella vaginalis Bladder Exposure in Mice

Recurrent urinary tract infections (rUTI) caused by uropathogenic Escherichia coli (UPEC) are common and costly. Previous articles describing models of UTI in male and female mice have illustrated the procedures for bacterial inoculation and enumeration in urine and tissues. During an initial bladder infection in C57BL/6 mice, UPEC establish latent reservoirs inside bladder epithelial cells that persist following clearance of UPEC bacteriuria. This model builds on these studies to examine rUTI caused by the emergence of UPEC from within latent bladder reservoirs. The urogenital bacterium Gardnerella vaginalis is used as the trigger of rUTI in this model because it is frequently present in the urogenital tracts of women, especially in the context of vaginal dysbiosis that has been associated with UTI. In addition, a method for in situ bladder fixation followed by scanning electron microscopy (SEM) analysis of bladder tissue is also described, with potential application to other studies involving the bladder.

Recurrent Escherichia coli Urinary Tract Infection Triggered by Gardnerella vaginalis Bladder Exposure in Mice

A mouse model of uropathogenic E. coli (UPEC) transurethral inoculation to establish latent intracellular bladder reservoirs and subsequent bladder exposure to G. vaginalis to induce recurrent UPEC UTI is demonstrated. Also demonstrated are the enumeration of bacteria, urine cytology, and in situ bladder fixation and processing for scanning electron microscopy.

Infezione ricorrente del tratto urinario da Escherichia coli innescata dall'esposizione alla vescica di Gardnerella vaginalis nei topi

Recurrent urinary tract infections (rUTI) caused by uropathogenic Escherichia coli (UPEC) are common and costly. Previous articles describing models of ...