Gli autori desiderano ringraziare il Dr. Andrew King, PhD e Katrina re per il contributo delle illustrazioni. NIH sovvenzione: R00HL087927.

1. Prima di partire Procedura chirurgica Nota: Prima di iniziare qualsiasi sperimentazione animale assicurarsi di avere ottenuto le autorizzazioni del caso, tramite il vostro istituto / organizzazione. Come per tutte le operazioni chirurgiche la sopravvivenza, assicurarsi che l&#39;intervento chirurgico viene eseguito in condizioni di sterilità e la antidolorifici e antibiotici appropriati necessari vengono utilizzati per un esito positivo. <ol><li> Prima di iniziare la procedura di cateterismo valutare i cateteri da lavaggio con soluzione salina sterile per assicurarsi che siano brevetto. </li><li> Anestetizzare il topo. </li><li> Preparare il topo per la procedura chirurgica. <ol class="lalpha"><li> Accorciare il pelo dalle regioni chirurgici, che comprendono la parte posteriore del collo (tra le scapole) e la regione interna delle gambe. </li><li> Utilizzando Betadine e una macchia etanolo al 70% rispettivamente, macchia le regioni rasata chirurgico a partire dal centro verso l&#39;esterno e facendo una scansione circolare. Ripeterequesto 3 volte per ogni regione, terminando con una pulizia finale con etanolo al 70%. </li><li> Posizionare l&#39;animale su una superficie e telini sterili luogo sterile su aree chirurgiche. (L&#39;utilizzo di Press-n-Seal è un drappeggio ideale chirurgica che consente al ricercatore di monitorare l&#39;animale durante tutta la procedura.) </li></ol></li><li> Garantire tutti gli strumenti chirurgici per la procedura chirurgica sono stati sterilizzati. </li></ol> 2. Preparazione delle aree chirurgiche per il posizionamento del catetere <ol><li> Con il topo che prona (sulla pancia), fanno circa un pollice e mezzo (12 mm) incisione orizzontale sulla parte posteriore del collo a livello delle scapole con le forbici o un bisturi, poi smussato dissezionare un sottocutaneo &quot;tasca&quot; in la parte posteriore delle dimensioni di un quarto. Questo verrà utilizzato come area di inserire una piccola quantità di tubi che compensare la crescita degli animali e / o movimento, cioè in modo che il catetere non viene tirato su, e quindi rimosso dal arteria è stato postod pollici (In alternativa questa fase può essere eseguita immediatamente prima tunnel del catetere.) </li><li> Posizionare il topo sul dorso (posizione supina) e fare un&#39;incisione nella zona inguinale [circa ½ pollice (12 mm) incisione lungo l&#39;angolo naturale della gamba posteriore. </li><li> Blunt sezionare per separare il tessuto connettivo (Figura 1) (può usare forbici a punta smussata, hemostats, bastoncini di cotone, ecc) (in genere tenendo le forbici a punta e / o tamponi di cotone con un angolo di 45 gradi questo garantisce la localizzazione più facile della regione di interesse) fino a quando l&#39;arteria femorale e la vena sono esposti. <ol class="lalpha"><li> La vena è rosso di colore scuro e l&#39;arteria è più chiara e più luminosa la vena. Il nervo che corre lungo l&#39;arteria è biancastra di tono. </li></ol></li><li> Blunt sezionare nella regione gamba per fare una piccola regione aperta sotto la pelle (Pocket IE, circa le dimensioni di un quarto) lungo la parte interna della gamba per il posizionamento di una piccola sezione del catheter (di nuovo per tener conto del movimento degli animali e la crescita dell&#39;animale se posizionamento cronica). </li><li> Posizionare il divaricatori nella zona incisione in modo che si può pienamente vista l&#39;arteria e vena. </li><li> Utilizzando punta fine pinze separare delicatamente il nervo (colore biancastro) che è lungo l&#39;arteria femorale di distanza dalla arteria e vena. (Figura 2) Fare attenzione a non tagliare o danneggiare il nervo. </li><li> Separare l&#39;arteria e la vena come una singola unità, cercando di esporre un sezione di lunghezza circa ¼ di pollice (5-7 mm) di arteria / vena. </li><li> Ripetere il processo di separazione della vena dall&#39;arteria. Mantenete il vostro strumenti chirurgici (pinze punta cioè bene) perpendicolare ai vasi e separare i vasi in parallelo. Questo aiuta a evitare strappi, pizzicore o danneggiare i vasi. Inserendo il forcipe punta fine delicatamente tra l&#39;arteria e la vena da sotto e lentamente aprendo la pinza e ripetere questo, si lentamente separare le navi. Nota: se si fa strappare o osservare alcunesanguinamento utilizzare un tampone sterile di cotone e / o 2 x 2 garze e pressione posto sulla zona fino a quando l&#39;emorragia si è fermata, quindi continuare con l&#39;intervento chirurgico. </li></ol> 3. Tunneling il catetere <ol><li> Soluzione salina sterile imbevuta posto 2 x 2 garza sopra l&#39;incisione e trasformare l&#39;animale al suo stomaco. </li><li> Posizionare il Rochester Pean pinze (pinze lungo rettilineo) nella incisione sul retro che è stato fatto in precedenza e guida il forcipe per via sottocutanea lungo la schiena al livello dei fianchi [garantire le punte delle hemostats sono rivolta verso l&#39;alto, non (verso la colonna vertebrale ) per evitare lesioni al midollo spinale]. Approssimativamente alla regione dell&#39;anca hemostat girare la punta verso l&#39;incisione che è stato fatto nella regione delle gambe e spingere la punta del hemostats fuori l&#39;incisione gamba preparato. </li><li> Afferrare con delicatezza la fine dei cateteri (non la fine che verrà inserito in arteria / vena) con la pinza e tirare delicatamente il catetere attraverso la cavità che è stato fattoe, infine, fuori l&#39;incisione del collo. </li><li> Posizionare la punta smussata appropriata siringa riempita con 20 U / ml Eparina / salino alla fine del rispettivo cateteri e riempire i cateteri (assicurarsi che non vi siano bolle d&#39;aria) con il eparinizzata / salina. Ancora una volta controllare che i cateteri sono brevetti e nessun danno è giunta alla cateteri. Lasciare le siringhe attaccate alla fine delle linee catetere per garantire che non l&#39;aria è in grado di entrare in linee catetere e ruotare il topo sul dorso, ancora una volta. </li></ol> 4. Inserimento del catetere nella vena femorale e delle arterie (Figura 3) <ol><li> Posizionare un pezzo piegato di 4,0 sterili seta / filo sotto la vena femorale e poi tagliare la seta alla fine piegato. Ci saranno ora due pezzi di seta sotto la vena. Oppure, in alternativa, posto 2 pezzi di 4,0 seta sotto la vena singolarmente. </li><li> Separare la seta che vi posto sotto la vena, un pezzo verso la gamba (distale) e l&#39;altro verso il corpo. Tcioè una legatura allentata sul lato più vicino al corpo, quindi utilizzando hemostats piccolo, afferrare e tirare la seta ha insegnato, ma non stringere il nodo. Tirare l&#39;altro pezzo di seta, per quanto possibile verso la gamba (distale) e legare questo in un nodo triplo, afferrare la seta con hemostats piccole e tirare insegnato. Questo metodo permetterà la vena di riempirsi di sangue, rendendo più semplice per rendere il l&#39;incisione che è richiesta per l&#39;inserimento del catetere (punto 4). </li><li> Luogo 1-2 gocce di lidocaina sulla vena. </li><li> Utilizzando il micro-dissezione forbici Vanna, fare una piccola incisione nella vena circa ¼ attraverso e con un angolo di 45 gradi. </li><li> Luogo punta fine pinze (45 pinze) nella incisione e l&#39;utilizzo di un altro paio di pinze, fare avanzare il catetere nella vena. Aprire delicatamente il forcipe che vengono inseriti nella vena, in modo da permettere al ricercatore di inserire delicatamente il catetere venoso sotto la pinza e nella vena. </li><li> Quando il catetere è completamente inserito (approx. 6-7 cm) (quando si effettua il catetere è un marchio posto sul catetere per aiutare il chirurgo a identificare quando il catetere è completamente inserito) (questo pone il catetere venoso nella vena cava addominale), stringere la legatura anteriore intorno alla vena e catetere, un nodo triplo (in modo che non si occlude la vena). Utilizzare la sutura di seta vicino alla gamba (legatura posteriore) per fissare di nuovo il catetere (nodo tripla) e assicurare il posizionamento. Lentamente tira indietro la siringa fino a quando c&#39;è un po &#39;di sangue visibile nel catetere, che aiuta a garantire che i nodi di sutura non siano troppo strette e che il catetere è funzionale. Dopo il controllo, spingere il pistone fino a quando il sangue non è più visibile nel catetere. Nota: è possibile inserire 2 cateteri nella vena femorale, se necessario. </li><li> Ripetere i passaggi 9-13 per posizionare un catetere dell&#39;arteria femorale con le seguenti eccezioni: <ol class="lalpha"><li> Cravatta di seta più vicino alla gamba (posteriore) con un nodo triplo e tirare taught prima di legare la legatura allentata vicino al corpo (anteriore) prima di effettuare l&#39;incisione per il posizionamento del catetere. Questo permetterà l&#39;arteria di riempirsi di sangue rendendo più facile da tagliare. Garantire la sutura prossimale viene tirato insegnato ad occludere l&#39;arteria prima del taglio l&#39;arteria. Ciò eviterà la perdita di sangue quando il taglio è fatto. </li><li> Inserire il catetere arterioso di circa 5 cm dal arteria femorale (questo pone il catetere in aorta addominale). </li><li> Il fissaggio del catetere con la sutura, assicurarsi che la sutura non è troppo stretto e occlusione del catetere. </li></ol></li></ol> 5. Chirurgico Wrap-up <ol><li> Fai un centesimo al quarto ciclo di dimensioni di cateteri e posto sulla parte interna della gamba (il ciclo dovrebbe andare bene nella zona che è stato smussato sezionato in precedenza). Dopo aver posizionato due cateteri, li sicuro con 1-2 punti su 5,0 sutura chirurgica nello strato muscolare. </li><li> Chiudere l&#39;incisione con 4.0 Ethilon con i continui sutures. </li><li> Girare il ratto sulla sua pancia e fare un altro ciclo nella cateteri circa le dimensioni di un quarto e mettere in tasca sezionato nella parte posteriore. Chiudere l&#39;incisione con la sutura. </li><li> Utilizzando una goccia di vetbond, fissare il catetere nella schiena. </li><li> Bloccare il cateteri vicino l&#39;incisione posteriore con hemostats imbottito e rimuovere le siringhe dalle estremità. </li><li> Montare il topo con una pastoia di tipo giacca, il cappello cateteri (per mantenere il blocco eparina), e rimuovere il hemostats imbottita. </li></ol> - Per il mantenimento a lungo termine sostituzione del catetere soluzione fisiologica con 20 U / ml di eparina / salina. 6. Manutenzione di catetere (guanti sterili devono essere indossati durante la procedura) <ol><li> Bloccare il catetere con una pinza imbottiti. </li><li> Togliere il tappo del catetere. </li><li> Inserire una siringa con soluzione di punta smussata agganciare il catetere. </li><li> Sbloccare le pinze. </li><li> Riempire il catetere con la soluzione di bloccaggio (volume è pre-deterioramentormined, in genere 0,3 ml). </li><li> Bloccare il catetere mentre lavaggio per evitare il riflusso di sangue nella punta del catetere e togliere la siringa. </li><li> Sostituire il tappo del catetere. </li><li> Sbloccare la pinza e spingere delicatamente la spina in un po &#39;per garantire che non è sangue nella punta del catetere. </li></ol> 7. Sangue di campionamento (guanti sterili devono essere indossati durante la procedura) Bloccare il catetere con una pinza imbottiti. <ol><li> Togliere il tappo del catetere. </li><li> Estrarre lentamente la soluzione di blocco usando una siringa con punta smussata e scartare. </li><li> Attaccare siringa di campionamento al catetere e ritirare lentamente il campione. </li><li> Bloccare il catetere con una pinza imbottito e posto una siringa con soluzione di agganciare il catetere e ri-riempire il catetere con la soluzione di bloccaggio. </li><li> Bloccare il catetere, mentre ri-riempire il catetere con la soluzione. </li><li> Re-inserire la spina del catetere. </li><li> Rimuovere la pinza imbottito e spingere delicatamente t<html> si collega un po &#39;più. </li></ol> 8. Infusione di droga <ol><li> Bloccare il catetere con una pinza imbottiti. </li><li> Togliere il tappo del catetere. </li><li> Estrarre lentamente la soluzione di blocco usando una siringa con punta smussata e scartare. </li><li> Attaccare siringa riempita di droga al catetere e infondere la sostanza in animali. <ul><li> si può usare un rubinetto a 3 vie e un intermedio se iniezioni multiple sono necessari, richiedendo così l&#39;infusione di liquidi in meno l&#39;animale. </li><li> si può anche allegare una costante pompa a siringa per infusione con un filtro sterile per infusioni continue. </li></ul></li><li> Fascetta con una pinza imbottito e posto una siringa con soluzione di agganciare il catetere e ri-riempire il catetere con la soluzione di bloccaggio. </li><li> Bloccare il catetere, mentre ri-riempire il catetere con la soluzione. </li><li> Re-inserire la spina del catetere. </li><li> Rimuovere la pinza imbottito e spingere delicatamente la spina in un po &#39;più. </li></ol>e &quot;&gt; 9. pressione arteriosa e frequenza di campionamento Cuore <ol><li> Bloccare il catetere arterioso imbottito con una pinza e togliere il tappo del catetere. </li><li> Fissare la linea arteriosa al trasduttore di pressione. </li><li> Seguire le istruzioni del produttore per l&#39;utilizzo del software per la raccolta della pressione sanguigna. </li><li> Al termine del periodo di monitoraggio della pressione arteriosa, utilizzando pinze imbottito bloccare il catetere e staccare dal trasduttore. </li><li> Lavare il catetere con la soluzione di blocco e sostituire il tappo del catetere come descritto sopra. </li></ol> 10. Rappresentante Risultati Un rappresentante di misurare la pressione arteriosa è stata presa da un animale cosciente muoversi liberamente ed è presentato in figura 4. Fenilefrina (3 ug / kg, iv), un alfa 1 agonista del recettore adrenergico, è stato somministrato nella linea vena femorale per aumentare la pressione sanguigna, e contemporaneamente la misurazione della pressione arteriosa dalla linea arteriosa femorale. Fentolamina (4 mg / kg, iv),uno non selettivi alfa-adrenergici antagonista, è stato poi somministrato per abbassare la pressione sanguigna. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/3496/3496fig1.jpg" /> Figura 1. Blunt dissezione dei tessuti. Con il topo sulla schiena, avrete fatto circa un pollice e mezzo (12 mm), incisione su l&#39;angolo della gamba posteriori e utilizzando forbici o hemostats si smussato sezionare il tessuto connettivo per esporre l&#39;arteria e la vena femorale. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/3496/3496fig2.jpg" /> Figura 2. Separazione di arteria femorale e la vena da tessuto connettivo. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/3496/3496fig3.jpg" /> Figura 3. Posizionamento del catetere. Vanna utilizzando micro-dissezione forbici posto una piccola incisione di circa ¼ della strada attraverso l&#39;imbarcazione ad una angolo di 45 gradi (sopra) e posto a punta fine pinze in °e incisione e l&#39;utilizzo di un altro paio di pinze alimentare il catetere nel vaso (al centro). Infine, al termine del posizionamento del catetere sutura del catetere al posto (in basso). <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/3496/3496fig4.jpg" /> Figura 4. Rappresentante misurare la pressione prelevato da un animale cosciente liberamente in movimento.

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Cateterismo arterioso e venoso sono stati storicamente utilizzati per entrambi acuta e cronica monitorare la pressione sanguigna, i campioni di sangue e fornire le sostanze presenti nel modello sperimentale animale di ratto 1-4. Uno dei principali vantaggi di queste strumentazioni chirurgiche è che permette di procedure di monitoraggio, tra cui, il campionamento somministrazione del farmaco nel sangue, e di monitoraggio della pressione sanguigna, da condurre con disturbi minimi e / o stress per l&#39;animale 1. Numerosi ricercatori hanno scritto i protocolli e le metodologie specifiche sono da cui il loro laboratorio esegue la procedura chirurgica 5-8. Il video e le illustrazioni di dimostrare quello che il nostro laboratorio ha scoperto di avere successo per quanto riguarda la femorale arterioso e la procedura di cateterismo venoso. I ratti sono comunemente utilizzati in laboratorio per una moltitudine di studi scientifici a causa delle loro piccole dimensioni e praticità nella gestione. Sono molti i luoghi in cui una malattia cronicacatetere può essere inserito all&#39;interno di un animale, tra cui la vena giugulare, l&#39;aorta addominale, arteria carotide e dell&#39;arteria femorale, per citarne alcuni. La posizione ratto femorale per risultati cateterizzazione cronica in aumento della durata della pervietà del catetere ed era il più veloce recupero di pre-chirurgica peso dell&#39;animale rispetto ad altri luoghi catetere 9. Numerosi ricercatori hanno usato cateteri per prelievo di sangue acuta e cronica 1-5,11-13. In molti studi sangue più attira sono tenuti di un animale e cannulazione esterno / cateterizzazione è una metodologia che è vantaggioso per la sua natura non traumatica, inoltre può essere fatto mentre l&#39;animale è cosciente, quindi non è limitata dagli effetti di anestetici e anche l&#39;animale può essere liberamente muoversi 1,10. Il miglior metodo per ottenere campioni di sangue e di misurare gli ormoni dello stress nei roditori è stata a lungo dibattuta 6,13. Per quanto riguarda farmacocinetiche Studies, cateterismo dell&#39;animale ricerca permette il prelievo di sangue ripetute con moderazione minima quando si utilizza un sistema cronicamente catetere impiantato. Inoltre, alcuni studi hanno dimostrato ridotto le concentrazioni basali di adrenalina, noradrenalina e dopamina nel plasma dei ratti muoversi liberamente (catetere giugulare) rispetto agli animali che sono stati trattati (30 secondi) e o trattenuto (5 minuti) 14. Un ulteriore metodo con il quale discernere un aumento dello stress è quello di misurare i livelli plasmatici di corticosterone. In precedenza è stato suggerito che anche dopo tre o quattro giorni di tempi di recupero chirurgico che i livelli plasmatici di corticosterone sono state elevate nel ratto cronica cannulata 15. Tuttavia, i recenti miglioramenti nella metodologia hanno stabilito che non ci sono differenze nei livelli plasmatici basali di corticosterone nei ratti vena giugulare cannulata rispetto ai ratti uncannulated 16. Inoltre, la metodologia per l&#39;analisi HPLC corticosterone ha anche rivelato che corticosteruno livelli sono elevati da stress moderazione, tuttavia, stabile dopo cateterizzazione giugulare 16. L&#39;uso addizionale della cateterizzazione cronica è la misurazione della pressione arteriosa e la frequenza cardiaca nei roditori. Ci sono diverse metodologie che vengono utilizzate per misurare la pressione arteriosa e frequenza cardiaca nel ratto, tra cui i non-invasiva metodologie bracciale coda, le procedure radiotelemetry e diretto cateteri. Ogni metodo ha i suoi vantaggi e svantaggi, che sono descritte in dettaglio in altre pubblicazioni. Insito pieno di liquido cateteri possono essere impiantati nelle arterie più all&#39;interno del ratto. L&#39;arteria femorale non è che una delle arterie che possono essere utilizzati per questa misura. Per la pressione del sangue / misure di frequenza cardiaca, l&#39;estremità distale del catetere è collegato ad un trasduttore di pressione calibrata. Il catetere può essere ospitato in una primavera di protezione che è collegato ad un girevole per consentire la libera circolazione degli animali, o collegato ad un pulsante personalizzate e sicureautomaticamente impiantato per l&#39;animale. Cateteri permanenti hanno il vantaggio di ridurre a lungo termine dello stress sull&#39;animale 17,18. Inoltre i materiali sono economici, la calibrazione è facile per misure di pressione e continue misure a lungo termine possono essere ottenuti in condizioni di stress relativamente basso per diverse settimane 19. Saremmo negligenti se non ricordare che ci sono svantaggi a questa tecnica, tra cui, è una tecnica chirurgica invasiva, la manutenzione del catetere è necessario per mantenere la pervietà, danni alle arterie a causa l&#39;impianto del catetere e la potenziale di infezione per citarne alcuni. Per le misure cronica delle registrazioni della pressione sanguigna diretta da cronicamente impiantati cateteri arteriosi sono tecnicamente più impegnativo, ma sono più precisi e può essere fatta in continuo senza disturbare l&#39;animale. Coda-bracciale misure sono meno accurati, ma non richiedono l&#39;intervento chirurgico e può anche essere ripetutaed. Coda-bracciale metodologie richiedono manipolazione, nonché riscaldamento dell&#39;animale per dilatare i vasi coda per facilitare l&#39;individuazione del polso 20. Manipolazione e lo stress possono influenzare calore aggiunto misurazioni della pressione del sangue, non fornendo misure veramente accurata. Inoltre, la mancata diretta coda-bracciale metodo non permette un facile campionamento simultaneo di sangue o somministrazione del farmaco. Un ulteriore metodo con cui misura diretta può essere ottenuto sia utilizzando una metodologia telemetrica. Telemetria permette registrazioni di alta qualità della pressione arteriosa (e altre misure) ininterrottamente per lunghi periodi di tempo in consapevole animali liberi di muoversi senza restrizioni o anestetici 18. Tuttavia, i dispositivi di telemetria, mentre l&#39;ideale sono molto costosi. Rispetto al telemetria, i benefici cateterizzazione sono: diminuzione &quot;setup&quot; e costi operativi, la capacità di amministrare facilmente droga e facilmente prendere campioni di sangue in consapevole animali liberi di muoversi. L&#39;amministratoioni di farmaci e sostanze, e campioni di sangue per ottenere dall&#39;animale ricerca può essere fatta mentre minimamente disturbare l&#39;animale, riducendo al minimo lo stress per l&#39;animale e consentendo una misura più accurata.

<html><table border="1"><tbody><tr><td> Nome </td><td> Tipo </td><td> Azienda </td><td> Numero di catalogo </td></tr><tr><td> Catetere arterioso </td><td> Di consumo </td><td> SAI infusione </td><td> RFA-01 </td></tr><tr><td> Catetere venoso </td><td> Di consumo </td><td> Commodities Scientific, Inc. </td><td> BB518-20 &amp; BB31785-V / 2 </td></tr><tr><td> 27g 1 / 2 &quot;Needle Blunt </td><td> Attrezzatura </td><td> Erogazione integrata Solutions, Inc. </td><td> 9991113 </td></tr><tr><td> 23g 1 / 2 &quot;Needle Blunt </td><td> Attrezzatura </td><td> Erogazione integrata Solutions, Inc. </td><td> 9991109 </td></tr><tr><td> <a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/research/product/PL3508/" target="_blank">PowerLab/8SP</a> </td><td> Attrezzatura </td><td> <a href="http://www.adinstruments.com/" target="_blank">ADInstruments</a> </td><td>w.adinstruments.com/products/hardware/research/product/PL3508 &quot;target =&quot; / _blank &quot;&gt; ML765 </td></tr><tr><td> <a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/research/product/FE224/" target="_blank">Quad Ponte</a> </td><td> Attrezzatura </td><td> <a href="http://www.adinstruments.com/" target="_blank">ADInstruments</a> </td><td> <a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/research/product/FE224/" target="_blank">ML118</a> </td></tr><tr><td> <a href="http://www.adinstruments.com/products/software/research/LabChart-Software/" target="_blank">LabChart 7,2</a> </td><td> Software </td><td> <a href="http://www.adinstruments.com/" target="_blank">ADInstruments</a> </td><td></td></tr><tr><td> <a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/research/product/MLT844/" target="_blank">Trasduttore BP con rubinetto e cavo</a> </td><td> Attrezzatura </td><td> <a href="http://www.adinstruments.com/" target="_blank">ADInstruments</a></td><td> <a href="http://www.adinstruments.com/products/hardware/research/product/MLT844/" target="_blank">MLT844</a> </td></tr><tr><td> Canale girevole singolo </td><td> Attrezzatura </td><td> Instech </td><td> 375/22PS </td></tr><tr><td> Singolo asse-Counter Balance pivotante </td><td> Attrezzatura </td><td> Instech </td><td> CM375BP </td></tr><tr><td> Covance infusione Harness </td><td> Attrezzatura </td><td> Instech </td><td> CIH105 </td></tr><tr><td> Tabella Unità di Anestesia Top isoflurano </td><td> Attrezzatura </td><td> Protech International, Inc. </td><td> 61020 </td></tr><tr><td> Roditore Anestesia Maschera </td><td> Attrezzatura </td><td> Protech International, Inc. </td><td> RAM-02 </td></tr><tr><td> Roditore induzione Camera </td><td> Attrezzatura </td><td> Protech International, Inc. </td><td> RIC-01 </td></tr><tr><td> Anestesia Canister Filtro Gas </td><td> Attrezzatura </td><td> Protech internazionaleal, Inc. </td><td> 80120 </td></tr><tr><td> Tavolo cappa a flusso laminare </td><td> Attrezzatura </td><td> Sentry Air Systems, Inc. </td><td> SS-200-WSL </td></tr><tr><td> Oster Golden A5 </td><td> Attrezzatura </td><td> Oster Prodotti professionali </td><td> 78005-140 </td></tr><tr><td> Illuminazione a fibre ottiche con guida a doppio collo di cigno </td><td> Attrezzatura </td><td> LW Scientific, Inc. </td><td> ILL-1502-DGG1 </td></tr><tr><td> DeltaPhase Pad isotermica </td><td> Attrezzatura </td><td> Braintree Scientific </td><td> 39DP </td></tr><tr><td> Punte di cotone </td><td> Di consumo </td><td> Solone Manufacturing Company </td><td> 36200 </td></tr><tr><td> Garza Spugne 2 &quot;x2&quot; </td><td> Di consumo </td><td> Kendall rezza </td><td> 2146 </td></tr><tr><td> 5-0 Nylon Sutura </td><td> Di consumo </td><td> Ethicon </td><td> 661G </td></tr><tr><td> Seta sutura 4-0 </td><td> Di consumo </td><td> DekNATEL </td><td> 8-S, 136075-0208 </td></tr><tr><td> Tessuto adesivo </td><td> Di consumo </td><td> 3M </td><td> 1469SB </td></tr><tr><td> Splinter &amp; Fissazione Pinze </td><td> Attrezzatura </td><td> George Tiemann &amp; Company </td><td> 160-55 </td></tr><tr><td> Studente tessuto Pinza </td><td> Attrezzatura </td><td> Belle Scienza Strumenti, Inc. </td><td> 91121-12 </td></tr><tr><td> Micro Pinza / Bracken Pinze </td><td> Attrezzatura </td><td> George Tiemann &amp; Company </td><td> 10-1942 </td></tr><tr><td> Extra Pinza Graefe Belle </td><td> Attrezzatura </td><td> Belle Scienza Strumenti, Inc. </td><td> 11152-10 </td></tr><tr><td> Olsen-Hegar Porta aghi </td><td> Attrezzatura </td><td> Belle Scienza Strumenti, Inc. </td><td> 12002-12 </td></tr><tr><td> Studente Halsted-Mosquito emostatica </td><td> Attrezzatura </td><td> Belle Scienza Strumenti, Inc. </td><td> 91308-12 </td></tr><tr><td> Rochester Pean Forzap </td><td> Attrezzatura </td><td> Biomedical Research Instruments, Inc. </td><td> 31-1640 </td></tr><tr><td> Forbici chirurgiche studente </td><td> Attrezzatura </td><td> Belle Scienza Strumenti, Inc. </td><td> 91402-12 </td></tr><tr><td> Dumont Pinza </td><td> Attrezzatura </td><td> Belle Scienza Strumenti, Inc. </td><td> 11251-35 </td></tr><tr><td> Micro Forbici dissezione </td><td> Attrezzatura </td><td> George Tiemann &amp; Company </td><td> 160-210 </td></tr><tr><td> Strabismo Forbici </td><td> Attrezzatura </td><td> Belle Scienza Strumenti, Inc. </td><td> 14075-11 </td></tr><tr><td> Hartman emostatica </td><td> Attrezzatura </td><td> Belle Scienza Strumenti, Inc. </td><td> 13003-10 </td></tr><tr><td> Tessuto Forbici </td><td> Attrezzatura </td><td> George Tiemann &amp; Company </td><td> 160-150 </td></tr><tr><td> Retractor </td><td> Attrezzatura </td><td> Custom Made </td><td></td></tr></tbody></table>

femoral arterial and venous catheterization for blood sampling, drug administration and conscious blood pressure and heart rate measurements

In molteplici campi di studio, l&#39;accesso al sistema circolatorio in studi di laboratorio è necessario. Studi farmacologici nei ratti utilizzando cateteri impiantati cronicamente consentire un ricercatore di amministrare in modo efficace e umanamente sostanze, eseguire il prelievo di sangue ripetute e consapevole aiuta a misurazioni dirette della pressione arteriosa e frequenza cardiaca. Una volta che il catetere viene impiantato lungo periodo di campionamento è possibile. La vita e la pervietà del catetere dipende da molteplici fattori tra cui la soluzione di blocco utilizzato, il regime di lavaggio e materiale del catetere. Questo video dimostra la metodologia di arteria femorale e cateterismo venoso del ratto. Inoltre il video sarà dimostrare l&#39;uso della venoso femorale e cateteri arteriosi per il prelievo di sangue, somministrazione di farmaci e l&#39;uso del catetere arterioso nel prendere le misurazioni della pressione arteriosa e la frequenza cardiaca in un consapevole ratto liberamente in movimento. Un cordino e imbracatura collegata ad un sistema girevole permette all&#39;animale di essere houtilizzati e sono campioni prelevati dal ricercatore con il minimo disturbo per l&#39;animale. Per mantenere la pervietà del catetere, attenta manutenzione quotidiana del catetere è necessario utilizzare una soluzione di blocco (100 U / ml soluzione salina eparinata), macchina-terra smussato aghi di siringa punta e l&#39;uso di filtri siringa per minimizzare la contaminazione potenziale. Con attenzione tecniche asettiche chirurgiche, materiali catetere corretta ed attenta tecniche di manutenzione del catetere, è possibile sostenere cateteri brevetti e animali in buona salute per lunghi periodi di tempo (alcune settimane).

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Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements

Cateterismo cronico dei vasi sanguigni nel ratto è spesso necessaria per la somministrazione di sostanze, ottenere campione di sangue per un periodo di tempo o per le misure dirette consapevole della pressione arteriosa. Cateterismo arterioso femorale di ratto e le corrispondenti misure della pressione arteriosa nell&#39;animale cosciente sarà dimostrato.

Femorale cateterismo arterioso e venoso per il campionamento del sangue, Drug Administration e pressione sanguigna consapevole e misure di frequenza cardiaca

In multiple fields of study, access to the circulatory system in laboratory studies is necessary. Pharmacological studies in rats using chronically ...

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123.9K Views.  Michigan State University. Cateterismo cronico dei vasi sanguigni nel ratto è spesso necessaria per la somministrazione di sostanze, ottenere campione di sangue per un periodo di tempo o per le misure dirette consapevole della pressione arteriosa. Cateterismo arterioso femorale di ratto e le corrispondenti misure della pressione arteriosa nell'animale cosciente sarà dimostrato.

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Catheterization of the Carotid Artery and Jugular Vein to Perform Hemodynamic Measures, Infusions and Blood Sampling in a Conscious Rat Model

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. Intra-tracheal inoculation of a known amount of bacteria has been successfully used to reproduce the pathogenesis of pneumonia which then develops into sepsis. Monitoring hemodynamic parameters and providing standard clinical treatment including infusion of antibiotics, fluids and drugs to maintain blood pressure is critical to simulate routine supportive care in this model but to do so requires both arterial and venous vascular access. The video details the surgical technique for implanting carotid artery and common jugular vein catheters in an anesthetized rat. Following a 72 hr recovery period, the animals will be re-anesthetized and connected to a tether and swivel setup attached to the rodent housing which connects the implanted catheters to the hemodynamic monitoring system. This setup allows free movement of the rat during the study while continuously monitoring pressures, infusing fluids and drugs (antibiotics, vasopressors) and performing blood sampling.

Vascular accesses to measure hemodynamics, provide fluids and perform blood sampling are important to any small animal model study. We present a technique for implanting catheters into the carotid artery and the common jugular vein in an anesthetized rat for connecting to a system to perform monitoring, infusions and sampling.

Cateterismo dell&#39;arteria carotide e giugulare Vena di eseguire misure emodinamiche, Infusi e campionamento del sangue in un modello di ratto cosciente

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. ...

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Quantification of the Immunosuppressant Tacrolimus on Dried Blood Spots Using LC-MS/MS

The calcineurin inhibitor tacrolimus is the cornerstone of most immunosuppressive treatment protocols after solid organ transplantation in the United States. Tacrolimus is a narrow therapeutic index drug and as such requires therapeutic drug monitoring and dose adjustment based on its whole blood trough concentrations. To facilitate home therapeutic drug and adherence monitoring, the collection of dried blood spots is an attractive concept. After a finger stick, the patient collects a blood drop on filter paper at home. After the blood is dried, it is mailed to the analytical laboratory where tacrolimus is quantified using high-performance liquid chromatography-tandem mass spectrometry (HPLC-MS/MS) in combination with a simple manual protein precipitation step and online column extraction.
For tacrolimus analysis, a 6-mm disc is punched from the saturated center of the blood spot. The blood spot is homogenized using a bullet blender and then proteins are precipitated with methanol/0.2 M ZnSO4 containing the internal standard D2,13C-tacrolimus. After vortexing and centrifugation, 100 &#181;l of supernatant is injected into an online extraction column and washed with 5 ml/min of 0.1 formic acid/acetonitrile (7:3, v:v) for 1 min. Hereafter, the switching valve is activated and the analytes are back-flushed onto the analytical column (and separated using a 0.1% formic acid/acetonitrile gradient). Tacrolimus is quantified in the positive multi reaction mode (MRM) using a tandem mass spectrometer.
The assay is linear from 1 to 50 ng/ml. Inter-assay variability (3.6%-6.1%) and accuracy (91.7%-101.6%) as assessed over 20 days meet acceptance criteria. Average extraction recovery is 95.5%. There are no relevant carry-over, matrix interferences and matrix effects. Tacrolimus is stable in dried blood spots at RT and at +4 &#176;C for 1 week. Extracted samples in the autosampler are stable at +4 &#176;C for at least 72 hr.

Here we describe a high-performance liquid chromatography-tandem mass spectrometry (HPLC-MS/MS) assay to quantify the immunosuppressant tacrolimus in dried blood spots using a simple manual protein precipitation step and online column extraction.

Quantificazione del immunosoppressore Tacrolimus su macchie di sangue secco Uso LC-MS / MS

The calcineurin inhibitor tacrolimus is the cornerstone of most immunosuppressive treatment protocols after solid organ transplantation in the United ...

Apical Resection Mouse Model to Study Early Mammalian Heart Regeneration

Cardiovascular disease plagues the whole world due to intensive lifestyle changes. Heart regeneration holds great promise for repairing and restoring cardiomyocytes lost due to injury and disease. In contrast to the robust cardiac regeneration of certain lower vertebrates, adult mammalian hearts typically show minimal capacity for heart regeneration and repair. However, recent studies have sparked considerable scientific interest with the finding that, between postnatal day 1 to 7 (P1 to P7), the neonatal mouse heart retains significant regenerative potential after apical resection (i.e., surgical amputation and exposure of left ventricular apex). One major controversy over this finding might be due to the diverse surgery-related procedures used in efforts to replicate or expand upon this important finding. These instructions dynamically present the materials and methodology for apical resection in a mouse model. The salient steps of this rodent survival surgery involve hypothermia anesthesia, thoracotomy, surgical amputation of heart ventricular apex, and suture and recovery of mice. The approach described could expand the application of the apical resection mouse model for cardiovascular research.

A step-by-step video protocol of apical resection is demonstrated in this study. Apical resection is a recently highlighted surgical approach in mammalian heart regeneration research. This study may promote the application of apical resection as a standard methodology in research into the mechanism underlying heart regeneration.

Modello apicale resezione mouse per primo studio Mammalian rigenerazione cardiaca

Cardiovascular disease plagues the whole world due to intensive lifestyle changes. Heart regeneration holds great promise for repairing and restoring ...

Novel Approach for Simultaneous Recording of Renal Sympathetic Nerve Activity and Blood Pressure with Intravenous Infusion in Conscious, Unrestrained Mice.

Renal sympathetic nerves contribute significantly to both physiological and pathophysiological phenomena. Evaluating renal sympathetic nerve activity (RSNA) is of great interest in many areas of research such as chronic kidney disease, hypertension, heart failure, diabetes and obesity. Unequivocal assessment of the role of the sympathetic nervous system is thus imperative for proper interpretation of experimental results and understanding of disease processes. RSNA has been traditionally measured in anesthetized rodents, including mice. However, mice usually exhibit very low systemic blood pressure and hemodynamic instability for several hours during anesthesia and surgery. Meaningful interpretation of RSNA is confounded by this non-physiological state, given the intimate relationship between sympathetic nervous tone and cardiovascular status. To address this limitation of traditional approaches, we developed a new method for measuring RSNA in conscious, freely-moving mice. Mice were chronically instrumented with radio-telemeters for continuous monitoring of blood pressure as well as a jugular venous infusion catheter and custom-designed bipolar electrode for direct recording of RSNA. Following a 48-72 hour recovery period, survival rate was 100% and all mice behaved normally. At this time-point, RSNA was successfully recorded in 80% of mice, with viable signals acquired up to 4 and 5 days post-surgery in 70% and 50% of mice, respectively. Physiological blood pressures were recorded in all mice (116&plusmn;2 mmHg; n=10). Recorded RSNA increased with eating and grooming, as well-established in the literature. Furthermore, RSNA was validated by ganglionic blockade and modulation of blood pressure with pharmacological agents. Herein, an effective and manageable method for clear recording of RSNA in conscious, freely-moving mice is described.

Anesthetized mice exhibit non-physiological systemic blood pressure, which precludes meaningful assessment of autonomic tone given the intimate relationship between blood pressure and the autonomic nervous system. Thus, a novel method to simultaneously record renal sympathetic nerve activity and blood pressure with intravenous infusion in conscious mice is outlined.

Nuovo approccio per la registrazione simultanea di attività simpatica renale del nervo e pressione del sangue con l'infusione endovenosa in consapevole, topi sfrenati.

Renal sympathetic nerves contribute significantly to both physiological and pathophysiological phenomena. Evaluating renal sympathetic nerve activity ...

Shunt Surgery, Right Heart Catheterization, and Vascular Morphometry in a Rat Model for Flow-induced Pulmonary Arterial Hypertension

In this protocol, PAH is induced by combining a 60 mg/kg monocrotalin (MCT) injection with increased pulmonary blood flow through an aorto-caval shunt (MCT+Flow). The shunt is created by inserting an 18-G needle from the abdominal aorta into the adjacent caval vein. Increased pulmonary flow has been demonstrated as an essential trigger for a severe form of PAH with distinct phases of disease progression, characterized by early medial hypertrophy followed by neointimal lesions and the progressive occlusion of the small pulmonary vessels. To measure the right heart and pulmonary hemodynamics in this model, right heart catheterization is performed by inserting a rigid cannula containing a flexible ball-tip catheter via the right jugular vein into the right ventricle. The catheter is then advanced into the main and the more distal pulmonary arteries. The histopathology of the pulmonary vasculature is assessed qualitatively, by scoring the pre- and intra-acinar vessels on the degree of muscularization and the presence of a neointima, and quantitatively, by measuring the wall thickness, the wall-lumen ratios, and the occlusion score.

This protocol describes a surgical procedure to create a model for flow-induced pulmonary arterial hypertension (PAH) in rats and the procedures to analyze the principle hemodynamic and histological end-points in this model.

Chirurgia Shunt, Destra cuore cateterizzazione, e Vascolare Morfometria in un modello di ratto per Flow-indotta ipertensione arteriosa polmonare

In this protocol, PAH is induced by combining a 60 mg/kg monocrotalin (MCT) injection with increased pulmonary blood flow through an aorto-caval shunt ...

A Chronic Cardiac Ischemia Model in Swine Using an Ameroid Constrictor

Cardiovascular disease remains the number one cause of mortality in the United States. There are numerous approaches to treating these diseases, but regardless of the approach, an in vivo model is needed to test each treatment. The pig is one of the most used large animal models for cardiovascular disease. Its heart is very similar in anatomy and function to that of a human. The ameroid placement technique creates an ischemic area of the heart, which has many useful applications in studying myocardial infarction. This model has been used for surgical research, pharmaceutical studies, imaging techniques, and cell therapies.
There are several ways of inducing an ischemic area in the heart. Each has its advantages and disadvantages, but the placement of an ameroid constrictor remains the most widely used technique. The main advantages to using the ameroid are its prevalence in existing research, its availability in various sizes to accommodate the anatomy and size of the vessel to be constricted, the surgery is a relatively simple procedure, and the post-operative monitoring is minimal, since there are no external devices to maintain. This paper provides a detailed overview of the proper technique for the placement of the ameroid constrictor.

The purpose of this protocol is to demonstrate the placement of a delayed constricting device (an ameroid constrictor) around a coronary artery in a swine model. This device creates an ischemic area of the heart that is useful for studying new diagnostic imaging techniques and new methods of treatment.

Un modello di Ischemia cardiaca cronica nei suini utilizzando un Constrictor Ameroid

Cardiovascular disease remains the number one cause of mortality in the United States. There are numerous approaches to treating these diseases, but ...

Routine Screening Method for Microparticles in Platelet Transfusions

Platelet inventory management based on screening microparticle content in platelet concentrates is a new quality improvement initiative for hospital blood banks. Cells fragment off microparticles (MP) when they are stressed. Blood and blood components may contain cellular fragments from a variety of cells, most notably from activated platelets. When performing their roles as innate immune cells and major players in coagulation and hemostasis, platelets change shape and generate microparticles. With dynamic light scattering (DLS)-based microparticle detection, it is possible to differentiate activated (high microparticle) from non-activated (low microparticle) platelets in transfusions, and optimize the use of this scarce blood product. Previous research suggests that providing non-activated platelets for prophylactic use in hematology-oncology patients could reduce their risk of becoming refractory and improve patient care. The goal of this screening method is to routinely differentiate activated from non-activated platelets. The method described here outlines the steps to be performed for routine platelet inventory management in a hospital blood bank: obtaining a sample from a platelet transfusion, loading the sample into the capillary for DLS measurement, performing the DLS test to identify microparticles, and using the reported microparticle content to identify activated platelets.

Platelet inventory management based on screening microparticle content in platelet concentrates is a new quality improvement initiative in hospital blood banks. The goal is to differentiate activated from non-activated platelets to optimize the use of platelets. Providing non-activated platelets to hematology-oncology patients might reduce their high risk to become refractory.

Routine di metodo di Screening per microparticelle in trasfusioni della piastrina

Platelet inventory management based on screening microparticle content in platelet concentrates is a new quality improvement initiative for hospital blood ...

Absorbent Microbiopsy Sampling and RNA Extraction for Minimally Invasive, Simultaneous Blood and Skin Analysis

Conventional skin biopsy limits the clinical research that involves cosmetically sensitive areas or pediatric applications due to its invasiveness. Here, we describe the protocol for using&#160;an absorbent microneedle-based device, absorbent microbiopsy, for minimally invasive sampling of skin and blood mixture. Our goal is to help facilitate rapid progress in clinical research, the establishment of biomarkers for skin disease and reducing the risk for clinical research participants. In contrast to conventional skin biopsy techniques, the absorbent microbiopsy can be performed within seconds and does not require intensive training due to its simple design. In this report, we describe the use of absorbent microbiopsy, including loading and application, on a&#160;volunteer. Then, we show how to isolate RNA from the absorbed sample. Finally, we demonstrate the use of quantitative reverse transcription PCR (RT-qPCR) to quantify mRNA expression levels of both blood (CD3E and CD19) and skin (KRT14 and TYR). The methods that we describe utilize off the shelf kits and reagents. This protocol offers a minimally invasive approach for simultaneous sampling of skin and blood within the same absorbent microbiopsy matrix. We have found human ethics committees, clinicians and volunteers to be supportive of this approach to dermatological research.

In this article, we demonstrate how the absorbent microbiopsy technique is performed and how the sample can be used for RNA extraction for simple and simultaneous sampling of skin and blood in a minimally invasive manner.

Microbiopsy assorbente campionamento ed estrazione di RNA per sangue mininvasivo, simultaneo e analisi della pelle

Conventional skin biopsy limits the clinical research that involves cosmetically sensitive areas or pediatric applications due to its invasiveness. Here, ...

Simultaneous Electrocardiography Recording and Invasive Blood Pressure Measurement in Rats

For studies related to cardiovascular physiology or pathophysiology, blood pressure (BP) and electrocardiography are basic observational parameters. Research focusing on cardiovascular disease models, potential cardiovascular therapeutic targets or pharmaceutical agents requires assessment of systemic arterial pressure and heart rhythm changes. In situations where radio telemetry systems are not available or affordable, the technique of femoral artery cannulation is an alternative way to obtain intra-arterial pressure waveform recordings and systemic BP measurements. This technique is economical and can be performed with standard equipment in animal facilities. However, invasive arterial pressure recording requires cannulation of small arteries, which can be a challenging surgical skill. Here, we present step-by-step protocols for femoral artery cannulation procedures. Key procedures include the calibration of the data acquisition system, tissue dissection and femoral artery cannulation, and setup of the arterial cannulation system for pressure recording. Surface electrocardiography recording procedures are also included. We also present examples of BP recordings from normotensive and hypertensive rats. This protocol allows reliable direct recordings of systemic BP with simultaneous electrocardiography.

Here, we describe a setup for simultaneous recording of electrocardiography and intra-arterial blood pressure (BP) in experimental rats, which can be done with standard equipment in animal facilities and can be applied to physiological or pharmacological studies to investigate pathogenic or therapeutic mechanisms in cardiovascular medicine.

Elettrocardiografia simultanea registrazione e invasiva sangue pressione misura in ratti

For studies related to cardiovascular physiology or pathophysiology, blood pressure (BP) and electrocardiography are basic observational parameters. ...

A Rabbit Venous Interposition Model Mimicking Revascularization Surgery using Vein Grafts to Assess Intimal Hyperplasia under Arterial Blood Pressure

Although vein grafts have been commonly used as autologous grafts in revascularization surgeries for ischemic diseases, the long-term patency remains poor because of the acceleration of intimal hyperplasia due to the exposure to arterial blood pressure. The present protocol is designed for the establishment of experimental venous intimal hyperplasia by interposing rabbit jugular veins to the ipsilateral carotid arteries. The protocol does not require surgical procedures deep in the body trunk and the extent of the incision is limited, which is less invasive for the animals, allowing long-term observation after implantation. This simple procedure enables researchers to investigate strategies to attenuate the progression of intimal hyperplasia of the implanted vein grafts. Using this protocol, we reported the effects transduction of microRNA-145 (miR-145), which is known to control the phenotype of vascular smooth muscle cells (VSMCs) from the proliferative to the contractile state, into harvested vein grafts. We confirmed the attenuation of intimal hyperplasia of vein grafts by transducing miR-145 before implantation surgery through the phenotype change of the VSMCs. Here we report a less invasive experimental platform to investigate the strategies that can be used to attenuate intimal hyperplasia of vein grafts in revascularization surgeries.

The present protocol aims to experimentally create venous intimal hyperplasia by subjecting veins to arterial blood pressure for developing strategies to attenuate venous intimal hyperplasia following revascularization surgery using vein grafts.

Un modello di interposizione venosa di coniglio che imita la chirurgia di rivascolarizzazione usando grafts di venina per valutare l'iperplasia intima sotto la pressione sanguigna arteriosa

Although vein grafts have been commonly used as autologous grafts in revascularization surgeries for ischemic diseases, the long-term patency remains poor ...