Intramural NIH program supported the development of this model. Publication support was provided by Harvard Apparatus Inc. and ADInstruments Inc. The work by the authors was done as part of US government&#8211;funded research; however, the opinions expressed are not necessarily those of the National Institutes of Health.

Le procedure descritte qui di seguito sono state eseguite nell&#39;ambito di un protocollo approvato dalla cura degli animali e uso Comitato del Centro Clinico presso il National Institutes of Health. 1. Preparazione per la chirurgia <ol><li> Gas sterilizzare cateteri e strumenti. </li></ol> 2. Preparare i cateteri <ol><li> Lavare i cateteri con glicerolo eparina (250 UI di eparina / 1 ml glicerolo) per garantire la pervietà ed evitare perdite. Inserire estremità del catetere con un tappo metallico (20 ga 15 mm) per mantenere glicerolo eparinizzata. </li></ol> 3. Preparare asettico Workstation <ol><li> Utilizzare 70% di alcol per spruzzare i vassoi workstation e strumenti. Utilizzare un telino sterile per coprire la tabella e strumenti vassoi operativi e strumenti posto sul vassoio. </li></ol> 4. Preparare Rats per Chirurgia <ol><li> Luogo rat singolarmente in una camera di Lucite e esporre a un anestetico; isoflurano (3-5%) mixcato con l&#39;ossigeno fino incosciente. Rimuovere topo dalla camera e radere la pelliccia da anteriore e posteriore zone del collo. Applicare il lubrificante pomata per gli occhi. </li></ol> 5. Catetere impianto <ol><li> Posizionare rat anestetizzati (confermato da un pizzico tep) su un tavolo operatorio riscaldato in posizione ventrale; mettere il naso nel cono naso per mantenere l&#39;anestesia con respirazione spontanea (isoflurane; 3,5%). Pulire delicatamente l&#39;area chirurgica 3 volte alternando l&#39;uso di Betadine e il 70% di alcol. Fare un 0,5 centimetri incisione cutanea mediana tra le scapole con una forbice chirurgica. </li><li> Riposizionare ratto in posizione dorsale; frenare dolcemente le gambe ad ogni lato del tavolo con elastici; mantenere l&#39;anestesia. Mettere due laminati sterile 4x4 garza sotto collo per estendersi troppo poco per una migliore esposizione. Fare un 2 centimetri ventrale incisione cutanea cervicale destra della linea mediana del collo, a livello della clavicola con un bisturi. </li></ol> 6. DirittoVena giugulare Catheterization <ol><li> Utilizzando un emostatico, bruscamente sezionare la vena giugulare destra, separare salivari e tessuti linfatici visualizzare e isolare una sezione di 5 mm dal vaso. Utilizzando sutura di seta 4-0, posizionare una cravatta sciolto su entrambe le estremità cranici e caudale della nave per massimizzare l&#39;esposizione della nave. Utilizzando un micro forbice praticare un&#39;incisione chirurgica abbastanza grande per passare il catetere, in linea con il vaso tra le due legature e legare la legatura cranica intorno al vaso. </li><li> Inserire il catetere venoso nel vaso verso il cuore con l&#39;assistenza del micro hook dissezione e pinze e far avanzare il catetere fino a quando tutti segmento PU 3F è nel recipiente. Utilizzare i legature alle estremità craniali e caudali per fissare il catetere alla nave. </li></ol> 7. Sinistra carotide Catheterization <ol><li> Utilizzando un emostatico, senza mezzi termini sezionare il muscolo omoioideo longitudinalmente per esporre la carotide sinistra e isolate una sezione 5 mm di nave. Assicurarsi che il nervo vago (di colore bianco) è completamente separato dal arteria. Fare attenzione a non distruggere o rompere il nervo. </li><li> Utilizzando sutura di seta 4-0, posizionare una cravatta allentata all&#39;estremità caudale della nave, legare l&#39;estremità craniale del vaso e posizionare un morsetto bulldog caudalmente sopra la sutura per arrestare il flusso di sangue dopo l&#39;incisione. Utilizzando un micro forbice chirurgica, fare una incisione, abbastanza grande per passare il catetere, in linea con il vaso tra le due legature. Inserire il catetere arterioso verso il cuore, con l&#39;assistenza del micro gancio dissezione e pinze. </li><li> Utilizzare un supporto dell&#39;ago liscia senza serratura per tenere la parte del catetere all&#39;interno del vaso stretto prima di rimuovere il morsetto bulldog. Avanzare il catetere con un paio di pinze mentre allentando supporto dell&#39;ago lentamente finché l&#39;intero segmento PU 2F del catetere è nel recipiente. Legare la legatura caudale sciolto circa il catetere e nave per garantire, ma non così tight da occludere, il catetere. </li></ol> 8. Usando un Hemostat dritto, Tunnel di 5 cm Tubo indietro sottocutanea dietro l&#39;orecchio e attraverso l&#39;incisione tra la scapola. Esteriorizzare i cateteri attraverso il tubo e rimuovere il tubo. 9. Chiudere la ventrale incisione con tre in acciaio inox clip ferita, e la dorsale incisione con 4-0 seta suture per fissare i cateteri esteriorizza in Place. Monitor 10. post-chirurgica e cura <ol><li> Dopo cateterizzazione, interrompere l&#39;anestesia e recuperare il ratto in decubito laterale in una gabbia con biancheria cellulosa. Osservare i topi a intervalli di 2 hr per almeno 4 ore o fino a che non mostra segni di dolore e poi una volta al giorno. Dare Ketoprofene [5 mg / kg, iniezione sottocutanea (SQ)] postare immediatamente procedure e ogni 12 ore se il ratto mostra segni di dolore o disagio. Nella nostra esperienza, non ratti hanno richiesto analgesia supplementare per il dolore dopo la initial iniezione. Caratteristiche osservate che suscitare considerazione per ulteriori dosi di analgesia includono, ma non limitato a; postura anomala; aumento / diminuzione della frequenza respiratoria, unthrifty / ungroomed, infezione / infiammazione del sito di incisione, secrezione oculare, piloerezione (&quot;haircoat spillo&quot;), riduzione di attività in risposta a stimoli acustici o tattili. NOTA: Ratti recuperati per 72 ore che guadagna&gt; 10 g di peso pre-cateterizzazione saranno arruolati nello studio. </li></ol> 11. Collegamento di Emodinamica Sistema <ol><li> Dopo il recupero, l&#39;iscrizione ratti sani (aumento di peso&gt; 10g) nello studio. Mettere ratti in camera di Lucite e anestetizzare come descritto in precedenza. </li><li> Mettere telino sterile sul tavolo operatorio con hemostat sterili, micro pinze, 1 ml siringhe con ago smussato allegati. NOTA: Le punte della pinza emostatica devono essere ricoperti di gomma per evitare danni al catetere. Mettere topo anestetizzato su un chirurgicatavolo in posizione e luogo ventrale naso nel cono di mantenere l&#39;anestesia (3-5%) con respirazione spontanea. </li><li> Morsetto arteriosa e cateteri venosi con un paio di gomma ricoperto hemostats appena sotto spinotti in metallo. Utilizzare un paio di pinze per rimuovere il perno metallico all&#39;estremità del catetere e collegare una siringa da 1 ml riempito con eparina salina con un ago smussato allegata. A sua volta, rimuovere i hemostats e prelevare 0,1 ml per garantire i cateteri sono brevetti. </li><li> Re-morsetto cateteri, rimuovere l&#39;ago e collegare tale scopo ad un catetere più (pre-lavata con soluzione salina eparina) che è collegato ad una girevole e legato sulla cima della gabbia scatola di scarpe. Collegare questi cateteri ai trasduttori per l&#39;acquisizione dei dati e la registrazione, il campionamento, o infusione. NOTA: Tutti i cateteri sono protette con condotti di primavera arrotolati abbastanza a lungo per consentire la completa gamma di un animale di movimento nella loro gabbia. </li><li> Dopo il collegamento del catetere, terminare l&#39;anestesia erecuperare gli animali nella posizione sternale in una gabbia con biancheria cellulosa. Per mantenere la pervietà del catetere arterioso, lavare manualmente le linee con 0,05 ml di soluzione salina eparina (50 UI / ml) ogni 1 ora per 24 ore che coincidono con le valutazioni periodiche degli animali. </li></ol> 12. Prelievo di sangue, monitoraggio della pressione and Drug Administration <ol><li> Attaccare siringa vuota a rubinetto collegato ad arteriosa catetere e prelevare 0,6 ml a filo linea. Attaccare la siringa campione, prendere campioni, e restituire il 0,6 ml flush linea seguita da 0,7 ml eparinizzato soluzione fisiologica. </li><li> Utilizzare i dati hardware e software di acquisizione per misurare e registrare MAP e la frequenza cardiaca di continuo. </li><li> Collegare il sistema di consegna della droga automatizzato (ADDS) al catetere venoso. NOTA: aggiunge regola la velocità di vasopressore infusione (alto, basso, o 0 dose) sulla base del MAP rilevata a pressioni mantenuti entro il normale range fisiologico. </li></ol>

<ol>
	<li>Buckingham, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Indwelling+catheters+for+direct+recording+of+arterial+blood+pressure+and+intravenous+injection+of+drugs+in+the+conscious+rat.">Indwelling catheters for direct recording of arterial blood pressure and intravenous injection of drugs in the conscious rat.</a> J Pharm. Pharmacol. 28 (5), 459-461 (1976).</li><li>Buckle, J. W., Nathaniels, P. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Proceedings:+A+dual+catheter+system+for+the+simultaneous+infusion+and+sampling+of+the+vascular+system+of+the+unrestrained+rat.">Proceedings: A dual catheter system for the simultaneous infusion and sampling of the vascular system of the unrestrained rat.</a> J. Physiol. 242 (2), 55P-56P (1974).</li><li>Solomon, S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effective+dosing+of+lipid+A+analogue+E5564+in+rats+depends+on+the+timing+of+treatment+and+the+route+of+Escherichia+coli+infection.">Effective dosing of lipid A analogue E5564 in rats depends on the timing of treatment and the route of Escherichia coli infection.</a> J. Infect. Dis. 193 (5), 634-644 (2006).</li><li>Cui, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bacillus+anthracis+cell+wall+produces+injurious+inflammation+but+paradoxically+decreases+the+lethality+of+anthrax+lethal+toxin+in+a+rat+model.">Bacillus anthracis cell wall produces injurious inflammation but paradoxically decreases the lethality of anthrax lethal toxin in a rat model.</a> Intensive Care Med. 36 (1), 148-156 (2010).</li><li>Quezado, Z. M., Natanson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systemic+hemodynamic+abnormalities+and+vasopressor+therapy+in+sepsis+and+septic+shock.">Systemic hemodynamic abnormalities and vasopressor therapy in sepsis and septic shock.</a> Am. J. Kidney Dis. 20 (3), 214-222 (1992).</li><li>Perdue, P. W., Kazarian, K. K., Nevola, J., Law, W. R., Williams, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+local+and+systemic+antibiotics+in+rat+fecal+peritonitis.">The use of local and systemic antibiotics in rat fecal peritonitis.</a> J. Surg. Res. 57 (3), 360-365 (1994).</li><li>Qiu, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+individual+survival+benefits+of+tumor+necrosis+factor+soluble+receptor+and+fluid+administration+are+not+additive+in+a+rat+sepsis+model.">The individual survival benefits of tumor necrosis factor soluble receptor and fluid administration are not additive in a rat sepsis model.</a> Intensive Care Med. 37 (10), 1688-1695 (2011).</li><li>Cui, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Severity+of+sepsis+alters+the+effects+of+superoxide+anion+inhibition+in+a+rat+sepsis+model.">Severity of sepsis alters the effects of superoxide anion inhibition in a rat sepsis model.</a> J. Appl. Physiol. 97 (4), 1349-1357 (2004).</li><li>Karzai, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protection+with+antibody+to+tumor+necrosis+factor+differs+with+similarly+lethal+Escherichia+coli+versus+Staphylococcus+aureus+pneumonia+in+rats.">Protection with antibody to tumor necrosis factor differs with similarly lethal Escherichia coli versus Staphylococcus aureus pneumonia in rats.</a> Anesthesiology. 99 (1), 81-89 (2003).</li><li>Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Femoral+Arterial+and+Venous+Catheterization+for+Blood+Sampling,+Drug+Administration+and+Conscious+Blood+Pressure+and+Heart+Rate+Measurements.">Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements.</a> J. Vis. Exp. (59), e3496 (2012).</li></ol>

The authors have no potential conflicts of interest.

<html> Indagare approcci terapeutici ad un modello clinico di malattia renda necessaria la capacità di eseguire con precisione il monitoraggio emodinamico, richiedendo così l&#39;accesso vascolare. Nel nostro modello di sepsi, cateterizzazione arteriosa fornisce monitoraggio della pressione sistemica e cateterizzazione venosa consente l&#39;applicazione della terapia clinica standard. La terapia standard per sepsi comprende l&#39;infusione di antibiotici per trattare l&#39;infezione batterica e l&#39;infusione di fluidi e vasopressori per mantenere la pressione arteriosa nell&#39;intervallo desiderato. Entrambi i cateteri sono utilizzati per il prelievo di sangue. In questo disegno, l&#39;applicazione di infusione programmabile pompe con attivazione automatica della velocità di infusione vasopressore basato su tempo reale significare pressioni arteriose è un progresso rispetto ambito clinico che richiede titolazione manuale dal personale medico e in ambito preclinico rende utilizzare di questa modalità possibile per studiare gran numero di animali trattamento. . e_content &quot;&gt; Alcune complicazioni sono stati vissuti all&#39;inizio dello sviluppo del modello di queste includeva occlusione parziale sia arteriose e cateteri venosi da oltre serraggio, cravatte su componenti PU2 e PU3, (1-2%); smarrimento del catetere venoso giugulare in un piccolo ramo, (&lt;1%), la morte improvvisa inspiegabile dopo il recupero (nessun trombo polmonare o altri danni d&#39;organo evidenti), (1-2%) ha deliberato, mantenendo concentrazione isoflurano 2-3,5% con O tasso 2 flusso di 2 L / min . Altre complicazioni chirurgiche comuni di emorragia, infezione locale e danno auto-inflitto, non sono state osservate. Una volta che la competenza chirurgica è raggiunto, ogni procedura dovrebbe essere in grado di essere completato in non più di 15 minuti. Il tasso di successo misurato come un sano recupero e cateteri di brevetto, possono essere tenuti a superare il 90%, una volta completamente addestrato. Un animale supplementare è incluso in ogni studio per minimizzare la perdita di dati e il numero totale di animali necessari e rappresentano un catetere che può essere omesso &quot;insolo fusion &quot;o la mortalità a causa di complicazioni. La fase più critica in questa procedura è la progettazione e il posizionamento dei cateteri. I materiali devono essere morbido alla punta per non perforare la parete del vaso senza aggraffatura troppo facilmente. Il corpo del catetere deve essere rigida (di punta) per essere in grado di avanzare nel recipiente sufficientemente ed essere fissata in posizione. La Figura 1 mostra i 3 diametri di tubi che sono collegati per il catetere arterioso e 2 tubi diverso diametro collegato per i cateteri venosi. Questi componenti sono fatti scorrere dentro l&#39;altro di ridurre il diametro del catetere a punta e sono incollati con ancoraggi aggiunti per assicurare il posizionamento del catetere nel vaso o cuore è mantenuta. Una volta recuperato e collegato al giunto rotante e fermo, il MAP e CVP forme d&#39;onda dovrebbe essere simile ai dati rappresentati in figura 2. Per mantenere arteriosa catetere patency durante il monitoraggio, un filo eparina salina oraria (0,05 ml) deve essere eseguita. Infusione continua mantiene la pervietà del catetere venoso. Durante il collegamento di linea e di colore, particolare attenzione deve essere pagato per garantire l&#39;assenza di bolle d&#39;aria nella linea. Una bolla d&#39;aria di ≥0.1ml può causare un&#39;embolia nel polmone, cervello o altri organi. Forme d&#39;onda emodinamici vengono registrati e analizzati nel corso dello studio. Quando la compressione tempo sull&#39;asse x, la figura 3 mostra l&#39;andamento del MAP e CVP nel corso di 1 ora e le variazioni di frequenza e l&#39;effetto di vasopressori infusione. La procedura ha diversi limiti potenziali. Nei nostri studi, i cateteri rimangono brevetto per un massimo di 11 giorni. Non si sa per quanto tempo i cateteri rimarrebbero brevetto di là di questo periodo. Per adattare i cateteri come descritto, vi è una dimensione minima vascolare, che correla approssimativamente con peso roditore, richiedendo animali arruolati nello studio sia maggiore200 g. L&#39;uso di un diametro più piccolo catetere comporterebbe aumentando resistenze al flusso riducendo pervietà. Raggiungere misure centrali della pressione venosa necessita preciso posizionamento del catetere nell&#39;atrio sufficiente considerazione per le dimensioni e la crescita durante il periodo di studio, e può essere una sfida. Una volta masterizzato, il cateterismo vascolare arteriosa e in grado di fornire la base per una vasta gamma di modelli di roditori che richiedono monitoraggio emodinamico, prelievo di sangue, e l&#39;infusione di liquidi o terapie, riducendo al minimo dolore e il disagio durante la strumentazione o la manipolazione una volta recuperati. Infatti, in combinazione con una precedente pubblicazione JOVE 10 descrive cateterizzazione della vena femorale, abbiamo eseguito con successo questo modello con 3 cateteri impiantati.

Cateterismo arterioso e venoso di ratti è stato a lungo utilizzato nella ricerca di laboratorio. 1, 2 cateterizzazione può essere utilizzato per il monitoraggio dei parametri emodinamici tra cui sistolica, diastolica e pressione arteriosa media (MAP), la frequenza cardiaca (HR) e la pressione venosa centrale (CVP) . 3,4 Inoltre, questi cateteri consentono l&#39;infusione di trattamenti standard o potenziali terapie e prelievo di sangue per analizzare ulteriormente il meccanismo sottostante di una malattia o di trattamento. Pertanto, avendo accesso vascolare in un piccolo modello animale è un fattore critico per lo studio misure di performance cliniche e gli effetti del trattamento. Per studiare le cause alla base di malattie gravi, è importante sviluppare il primo di un modello per simulare la condizione umana. Intra-tracheale inoculazione di una quantità nota di batteri è stata utilizzata con successo per riprodurre la patogenesi della polmonite, una grave infezione polmonare che poi si sviluppa in sepsi.3, 5 Monitoraggio misure emodinamiche e fornire un trattamento clinica standard è fondamentale per simulare terapia di supporto di routine. Trattamento clinico di serie comprende l&#39;infusione di antibiotici che aiuta a chiarire l&#39;infezione sottostante e la somministrazione di fluidi e di vasopressori, due terapie impiegate in pazienti settici per mantenere la pressione sanguigna. 5-7 accesso vascolare, in particolare l&#39;impianto di cateteri di brevetto è particolarmente importante quando si studia terapie sperimentali per la sepsi. Per molti anni, la capacità di gestire trattamento clinico standard per roditori è stata limitata dalla disponibilità dei materiali con le proprietà richieste per la costruzione di cateteri impiantabili e la capacità della tecnologia di infusione per trasportare piccoli volumi precisione nel tempo. Inoltre, la capacità di attivare un infuso in risposta al monitoraggio continuo di una misura specifica emodinamico consente un supporto costante e riproducibileModello ard trattamento quando utilizza campione più ampio di dimensioni tipiche di studi su roditori. 8, 9 Queste limitazioni tecnologiche in materiali e hardware di precisione sono stati superati, ma di fornire contemporaneamente terapie di routine durante il monitoraggio dei parametri emodinamici, sia arterioso e accesso vascolare venoso devono essere disponibili. Dettagli Il video la tecnica chirurgica per l&#39;impianto carotide e cateteri comuni vena giugulare in un topo anestetizzato. A seguito di un periodo di recupero 72 ore, gli animali saranno nuovamente anestetizzati e collegati ad un setup cavezza e girevole attaccato all&#39;alloggiamento roditore utilizzato per collegare i cateteri impiantati al sistema di monitoraggio emodinamico. Durante lo studio, il sistema consente una infusione di fluido basata o fornire un dato volume ad una certa velocità di infusione o un sistema automatizzato che fornisce una velocità di infusione a seconda della pressione arteriosa media rilevata per mantenere un determinato campo di pressione. Il sistema di infusione di fluidoutilizza pompe siringa programmabili che si interfacciano con uscite digitali del sistema di acquisizione dati e sono controllati dal monitoraggio della MAP software. La configurazione tether e girevole permette la libera circolazione del ratto durante lo studio durante il monitoraggio pressioni, infondere fluidi e vasopressori, ed eseguendo prelievi di sangue senza dover manipolare gli animali. Monitoraggio simultaneo di fino a 12 animali strumentati con 2 cateteri ciascuno (nel nostro setup) con l&#39;hardware espandibile per il monitoraggio 24 animali strumentati consente una grande flessibilità per studiare più gruppi stratificati in ogni esperimento. Questa procedura cateterizzazione può essere utile per le strutture di ricerca che utilizzano modelli di roditori simili che richiedono un accesso vascolare per il monitoraggio, il campionamento e il trattamento per un massimo di 11 giorni. Se la struttura di ricerca considerando questa procedura ha esperienza con i roditori e una struttura di supporto adeguato per il mantenimento di questi animali, allora developing queste competenze possono fornire un risparmio significativo, riducendo il costo totale per ratto cateterizzato da più di $ 180 a meno di 50 dollari (compreso il ratto ingenuo, componenti catetere e costi tecnici) e aumentando la flessibilità di programmazione (ratti naive sono prontamente disponibili vs. calendario di consegna dell&#39;azienda di impiantato ratti). Il successo di questa procedura dipende dalle capacità del singolo di eseguire le catheterizations. Gli animali di formazione necessari per diventare esperti in questo procedimento ha spaziato da 20 a 40 ratti con un tasso di pervietà del catetere risultante del&gt; 90%.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="715">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:299px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:131px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">straight micro dissecting forceps</td>
			<td>Roboz</td>
			<td style="width:119px;">RS-8102</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">delicate straight hemostatic forceps</td>
			<td>Roboz</td>
			<td style="width:119px;">RS-7114</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">delicate curved hemostatic forceps</td>
			<td>Miltex</td>
			<td style="width:119px;">&#160;7-4</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">serrefine curved, very delicate micro clamp</td>
			<td>Roboz</td>
			<td style="width:119px;">RS-5471</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">micro dissecting hook</td>
			<td>Miltex</td>
			<td style="width:119px;">19-220</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">angled on edge micro dissecting spring scissor</td>
			<td>Roboz</td>
			<td style="width:119px;">RS-5618</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">light operating scissor</td>
			<td>Roboz</td>
			<td style="width:119px;">RS-6750</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">scalpel handle and blade (#10)</td>
			<td>Cincinnati Surgical</td>
			<td style="width:119px;">RS-9843</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">pack of 4-0 silk suture with curved needle</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td style="width:119px;">FS-2</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">straight micro suturing needle holder</td>
			<td>Roboz</td>
			<td style="width:119px;">RS-6410</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">wound clip</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td style="width:119px;">59027</td>
			<td>surgical instrument</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">sterile gauze 2&#34;x2&#34;&#160;</td>
			<td>Dynarex</td>
			<td style="width:119px;">3362</td>
			<td>consumable</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">gauze 4&#34;x4&#34;&#160;</td>
			<td>Covidien</td>
			<td style="width:119px;">2556</td>
			<td>consumable</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Anesthesia vaporizer</td>
			<td>Surgivet</td>
			<td style="width:119px;">V703001</td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">lucite box</td>
			<td>Custom</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">isoflurane</td>
			<td>Baxter</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">downdraft Table</td>
			<td>Airscience</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">table top surgical platform</td>
			<td>Custom</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">arterial Catheter</td>
			<td>Custom</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>consumable</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">venous Catheter</td>
			<td>Custom</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>consumable</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Data Acquisition System</td>
			<td style="width:131px;">ADInstruments</td>
			<td style="width:119px;">Powerlab 16/30</td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:299px;">Data Analysis software</td>
			<td style="width:131px;">ADInstruments</td>
			<td style="width:119px;">LabChart v7.3</td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:299px;">Programmable infusion pumps</td>
			<td style="width:131px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:119px;">PHD Ultra</td>
			<td>equipment</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

catheterization of the carotid artery and jugular vein to perform hemodynamic measures, infusions and blood sampling in a conscious rat model

Il successo di un piccolo modello animale per studiare malattia critica è, in parte, a seconda della capacità del modello per simulare la condizione umana. Intra-tracheale inoculazione di una quantità nota di batteri è stata utilizzata con successo per riprodurre la patogenesi della polmonite che poi si sviluppa in sepsi. Monitoraggio dei parametri emodinamici e fornendo trattamento clinico standard con infusione di antibiotici, liquidi e farmaci per mantenere la pressione del sangue è fondamentale per simulare terapia di supporto di routine in questo modello, ma per farlo è necessario sia arterioso e accesso vascolare venoso. Dettagli Il video la tecnica chirurgica per l&#39;impianto carotide e cateteri comuni vena giugulare in un topo anestetizzato. A seguito di un periodo di recupero 72 ore, gli animali saranno nuovamente anestetizzati e collegati ad un setup cavezza e girevole attaccato all&#39;alloggiamento roditore che collega i cateteri impiantati al sistema di monitoraggio emodinamico. Questa configurazione consente la libera circolazione delratto durante lo studio, mentre continua il monitoraggio delle pressioni, infondendo fluidi e farmaci (antibiotici, vasopressori) e l&#39;esecuzione di prelievi di sangue.

Le variazioni della pressione vascolare vengono trasmessi attraverso il liquido riempito cateteri (Figura 1) e convertiti in segnali elettrici rappresentati dalle forme d&#39;onda emodinamici (figure 2, 3). Senza accesso vascolare, non potrebbe essere fatto di tali misure. Streaming in tempo reale delle forme d&#39;onda permette per il rilevamento e l&#39;analisi dei cambiamenti in un battito per battere base (Figura 2). Compressione la scala temporale delle forme d&#39;onda permette di quantificare i cambiamenti che si verificano nel corso di un periodo più lungo (minuti o giorni) (Figura 3, superiori 4 forme d&#39;onda), che può essere correlato con le variazioni dei tassi vasopressore infusione (Figura 3, inferiori 4 forme d&#39;onda). <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/51881/51881fig1.jpg" /> Figura 1. Catetere Design: I dettagli dei componenti dei arterioso e venoso cateteri PU, poliuretano;. PE, polietilene (lunghezza del segmento) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51881/51881fig1highres.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/51881/51881fig2.jpg" /> Figura 2. mappa in tempo reale le forme d&#39;onda di 4 roditori tipici 7 giorni successivi alla cateterizzazione oltre 7 secondi. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51881/51881fig2highres.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/51881/51881fig3.jpg" /> Figura 3.-Time compressa MAP forme d&#39;onda di 4 roditori tipici (superiori 4 forme d&#39;onda) 7 giorni dopo la cateterizzazione oltre 1 ora. Quando la mappa è una media (inferiore 4 forme d&#39;onda), tale valore viene utilizzato per attivare AGGIUNGE elevato (&lt;90 mmHg) , basso (&lt;100 mmHg) o interrompere (&gt; 110) Risposta flusso dalla pompa di infusione. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51881/51881fig3highres.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a>

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Catheterization of the Carotid Artery and Jugular Vein to Perform Hemodynamic Measures, Infusions and Blood Sampling in a Conscious Rat Model

Vascular accesses to measure hemodynamics, provide fluids and perform blood sampling are important to any small animal model study. We present a technique for implanting catheters into the carotid artery and the common jugular vein in an anesthetized rat for connecting to a system to perform monitoring, infusions and sampling.

Cateterismo dell&#39;arteria carotide e giugulare Vena di eseguire misure emodinamiche, Infusi e campionamento del sangue in un modello di ratto cosciente

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

71.0K Views.  National Institutes of Health. Vascular accesses to measure hemodynamics, provide fluids and perform blood sampling are important to any small animal model study. We present a technique for implanting catheters into the carotid artery and the common jugular vein in an anesthetized rat for connecting to a system to perform monitoring, infusions and sampling.

Video: Catheterization of the Carotid Artery and Jugular Vein to Perform Hemodynamic Measures, Infusions and Blood Sampling in a Conscious Rat Model

Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements

In multiple fields of study, access to the circulatory system in laboratory studies is necessary. Pharmacological studies in rats using chronically implanted catheters permit a researcher to effectively and humanely administer substances, perform repeated blood sampling and assists in conscious direct measurements of blood pressure and heart rate. Once the catheter is implanted long-term sampling is possible. Patency and catheter life depends on multiple factors including the lock solution used, flushing regimen and catheter material. This video will demonstrate the methodology of femoral artery and venous catheterization of the rat. In addition the video will demonstrate the use of the femoral venous and arterial catheters for blood sampling, drug administration and use of the arterial catheter in taking measurements of blood pressure and heart rate in a conscious freely-moving rat. A tether and harness attached to a swivel system will allow the animal to be housed and have samples taken by the researcher with minimal disruption to the animal. To maintain patency of the catheter, careful daily maintenance of the catheter is required using lock solution (100 U/ml heparinized saline), machine-ground blunt tip syringe needles and the use of syringe filters to minimize potential contamination. With careful aseptic surgical techniques, proper catheter materials and careful catheter maintenance techniques, it is possible to sustain patent catheters and healthy animals for long periods of time (several weeks).

Chronic catheterization of blood vessels in the rat is often required for administration of substances, obtain blood sample over a period of time or for direct conscious blood pressure measurements. Femoral arterial catheterization of the rat and corresponding measurements of blood pressure in the conscious animal will be demonstrated.

Femorale cateterismo arterioso e venoso per il campionamento del sangue, Drug Administration e pressione sanguigna consapevole e misure di frequenza cardiaca

In multiple fields of study, access to the circulatory system in laboratory studies is necessary. Pharmacological studies in rats using chronically ...

Ricerca

Medicina

Training a Sophisticated Microsurgical Technique: Interposition of External Jugular Vein Graft in the Common Carotid Artery in Rats

Neointimal hyperplasia is one the primary causes of stenosis in arterialized veins that are of great importance in arterial coronary bypass surgery, in peripheral arterial bypass surgery as well as in arteriovenous fistulas.1-5 The experimental procedure of vein graft interposition in the common carotid artery by using the cuff-technique has been applied in several research projects to examine the aetiology of neointimal hyperplasia and therapeutic options to address it. 6-8 The cuff prevents vessel anastomotic remodeling and induces turbulence within the graft and thereby the development of neointimal hyperplasia.
Using the superior caval vein graft is an established small-animal model for venous arterialization experiment.9-11 This current protocol refers to an established jugular vein graft interposition technique first described by Zou et al., 9 as well as others.12-14 Nevertheless, these cited small animal protocols are complicated.
To simplify the procedure and to minimize the number of experimental animals needed, a detailed operation protocol by video training is presented. This video should help the novice surgeon to learn both the cuff-technique and the vein graft interposition. Hereby, the right external jugular vein was grafted in cuff-technique in the common carotid artery of 21 female Sprague Dawley rats categorized in three equal groups that were sacrificed on day 21, 42 and 84, respectively. Notably, no donor animals were needed, because auto-transplantations were performed. The survival rate was 100 % at the time point of sacrifice. In addition, the graft patency rate was 60 % for the first 10 operated animals and 82 % for the remaining 11 animals. The blood flow at the time of sacrifice was 8&plusmn;3 ml/min. In conclusion, this surgical protocol considerably simplifies, optimizes and standardizes this complicated procedure. It gives novice surgeons easy, step-by-step instruction, explaining possible pitfalls, thereby helping them to gain expertise fast and avoid useless sacrifice of experimental animals.

Neointimal hyperplasia is the primary cause of stenosis in arterialized veins. We propose a new protocol whereby the right external jugular vein is grafted using the cuff technique in the common carotid artery of Sprague Dawley rats. The survival rate was 100 % at the time point of sacrifice.

La formazione di una sofisticata tecnica microchirurgica: Interposizione della vena giugulare esterna innesto nella carotide comune in Rats

Neointimal hyperplasia is one the primary causes of stenosis in arterialized veins that are of great importance in arterial coronary bypass surgery, in ...

A Murine Model of Stent Implantation in the Carotid Artery for the Study of Restenosis

Despite the considerable progress made in the stent development in the last decades, cardiovascular diseases remain the main cause of death in western countries. Beside the benefits offered by the development of different drug-eluting stents, the coronary revascularization bears also the life-threatening risks of in-stent thrombosis and restenosis. Research on new therapeutic strategies is impaired by the lack of appropriate methods to study stent implantation and restenosis processes. Here, we describe a rapid and accessible procedure of stent implantation in mouse carotid artery, which offers the possibility to study in a convenient way the molecular mechanisms of vessel remodeling and the effects of different drug coatings.

A model of stent implantation in mouse carotid artery is described. Compared to other similar methods, this procedure is very rapid, simple and accessible, offering the possibility to study in a convenient way the vascular wall reaction to different drug-eluting stents and the molecular mechanisms of restenosis.

Un modello murino di impianto di stent a livello dell&#39;arteria carotidea per lo Studio della restenosi

Despite  the considerable progress made in the stent development in the last decades,  cardiovascular diseases remain the main cause of death in western ...

Adult Mouse Venous Hypertension Model: Common Carotid Artery to External Jugular Vein Anastomosis.

The understanding of the pathophysiology of brain arteriovenous malformations and arteriovenous fistulas has improved thanks to animal models. A rat model creating an artificial fistula between the common carotid artery (CCA) and the external jugular vein (EJV) has been widely described and proved technically feasible. This construct provokes a consistent cerebral venous hypertension (CVH), and therefore has helped studying the contribution of venous hypertension to formation, clinical symptoms, and prognosis of brain AVMs and dural AVFs. Equivalent mice models have been only scarcely described and have shown trouble with stenosis of the fistula. An established murine model would allow the study of not only pathophysiology but also potential genetic therapies for these cerebrovascular diseases.
We present a model of arteriovenous fistula that produces a durable intracranial venous hypertension in the mouse. Microsurgical anastomosis of the murine CCA and EJV can be difficult due to diminutive anatomy and frequently result in a non-patent fistula. In this step-by-step protocol we address all the important challenges encountered during this procedure. Avoiding excessive retraction of the vein during the exposure, using 11-0 sutures instead of 10-0, and making a carefully planned end-to-side anastomosis are some of the critical steps. Although this method requires advanced microsurgical skills and a longer learning curve that the equivalent in the rat, it can be consistently developed.
This novel model has been designed to integrate transgenic mouse techniques with a previously well-established experimental system that has proved useful to study brain AVMs and dural AVFs. By opening the possibility of using transgenic mice, a broader spectrum of valid models can be achieved and genetic treatments can also be tested. The experimental construct could also be further adapted to the study of other cerebrovascular diseases related with venous hypertension such as migraine, transient global amnesia, transient monocular blindness, etc.

We describe a method for creating a reliable model of cerebral venous hypertension in the adult mouse. This model has been widely described and tested in the rat. This new counterpart in the mice opens the possibility of using genetic modified animals and thereby broadens the applications of the model.

Topo adulto venosa Ipertensione Modello: carotide comune di External Vena giugulare anastomosi.

The understanding of the pathophysiology of brain arteriovenous malformations and arteriovenous fistulas has improved thanks to animal models. A rat model ...

Carotid Artery Infusions for Pharmacokinetic and Pharmacodynamic Analysis of Taxanes in Mice

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study model. As the use of mouse models are often a vital step in preclinical drug discovery and drug development1-8, it is necessary to design a system to introduce drugs into mice in a uniform, reproducible manner. Ideally, the system should permit the collection of blood samples at regular intervals over a set time course. The ability to measure drug concentrations by mass-spectrometry, has allowed investigators to follow the changes in plasma drug levels over time in individual mice1, 9, 10. In this study, paclitaxel was introduced into transgenic mice as a continuous arterial infusion over three hours, while blood samples were simultaneously taken by retro-orbital bleeds at set time points. Carotid artery infusions are a potential alternative to jugular vein infusions, when factors such as mammary tumors or other obstructions make jugular infusions impractical. Using this technique, paclitaxel concentrations in plasma and tissue achieved similar levels as compared to jugular infusion. In this tutorial, we will demonstrate how to successfully catheterize the carotid artery by preparing an optimized catheter for the individual mouse model, then show how to insert and secure the catheter into the mouse carotid artery, thread the end of the catheter out through the back of the mouse&#8217;s neck, and hook the mouse to a pump to deliver a controlled rate of drug influx. Multiple low volume retro-orbital bleeds allow for analysis of plasma drug concentrations over time.

This method was developed with the goal of delivering a steady drug solution via the carotid artery, to assess the pharmacokinetics of novel drugs in mouse models.

Infusi carotide di farmacocinetica e di farmacodinamica Analisi dei taxani nei topi

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study ...

Vascular Balloon Injury and Intraluminal Administration in Rat Carotid Artery

The carotid artery balloon injury model in rats has been well established for over two decades. It remains an important method to study the molecular and cellular mechanisms involved in vascular smooth muscle dedifferentiation, neointima formation and vascular remodeling. Male Sprague-Dawley rats are the most frequently employed animals for this model. Female rats are not preferred as female hormones are protective against vascular diseases and thus introduce a variation into this procedure. The left carotid is typically injured with the right carotid serving as a negative control. Left carotid injury is caused by the inflated balloon that denudes the endothelium and distends the vessel wall. Following injury, potential therapeutic strategies such as the use of pharmacological compounds and either gene or shRNA transfer can be evaluated. Typically for gene or shRNA transfer, the injured section of the vessel lumen is locally transduced for 30 min with viral particles encoding either a protein or shRNA for delivery and expression in the injured vessel wall. Neointimal thickening representing proliferative vascular smooth muscle cells usually peaks at 2 weeks after injury. Vessels are mostly harvested at this time point for cellular and molecular analysis of cell signaling pathways as well as gene and protein expression. Vessels can also be harvested at earlier time points to determine the onset of expression and/or activation of a specific protein or pathway, depending on the experimental aims intended. Vessels can be characterized and evaluated using histological staining, immunohistochemistry, protein/mRNA assays, and activity assays. The intact right carotid artery from the same animal is an ideal internal control. Injury-induced changes in molecular and cellular parameters can be evaluated by comparing the injured artery to the internal right control artery. Likewise, therapeutic modalities can be evaluated by comparing the injured and treated artery to the control injured only artery.

This protocol uses a balloon catheter to cause an intraluminal injury on the rat carotid artery and henceforth elicit neointimal hyperplasia. This is a well-established model for studying the mechanisms of vascular remodeling in response to injury. It is also widely used to determine the validity of potential therapeutic approaches.

Vascolare Balloon Lesioni e intraluminale Amministrazione in Rat carotide

The carotid artery balloon injury model in rats has been well established for over two decades. It remains an important method to study the molecular and ...

A Rabbit Model of Durable Transgene Expression in Jugular Vein to Common Carotid Artery Interposition Grafts

Vein graft bypass surgery is a common treatment for occlusive arterial disease; however, long-term success is limited by graft failure due to thrombosis, intimal hyperplasia, and atherosclerosis. The goal of this article is to demonstrate a method for placing bilateral venous interposition grafts in a rabbit, then transducing the grafts with a gene transfer vector that achieves durable transgene expression. The method allows the investigation of the biological roles of genes and their protein products in normal vein graft homeostasis. It also allows the testing of transgenes for the activities that could prevent vein graft failure, e.g., whether the expression of a transgene prevents the neointimal growth, reduces the vascular inflammation, or reduces atherosclerosis in rabbits fed with a high-fat diet. During an initial survival surgery, the segments of right and left external jugular vein are excised and placed bilaterally as reversed end-to-side common carotid artery interposition grafts. During a second survival surgery, performed 28 days later, each of the grafts is isolated from the circulation with vascular clips and the lumens are filled (via an arteriotomy) with a solution containing a helper-dependent adenoviral (HDAd) vector. After a 20-min incubation, the vector solution is aspirated, the arteriotomy is repaired, and flow is restored. The veins are harvested at time points dictated by individual experimental protocols. The 28-day delay between the graft placement and the transduction is necessary to ensure the adaptation of the vein graft to the arterial circulation. This adaptation avoids rapid loss of transgene expression that occurs in vein grafts transduced before or immediately after grafting. The method is unique in its ability to achieve durable, stable transgene expression in grafted veins. Compared to other large animal vein graft models, rabbits have advantages of low cost and easy handling. Compared to rodent vein graft models, rabbits have larger and easier-to-manipulate blood vessels that provide abundant tissue for analysis.

This method describes the placement of interposition vein grafts in rabbits, the transduction of the grafts, and the achievement of durable transgene expression. This allows the investigation of physiological and pathological roles of transgenes and their protein products in grafted veins, and testing of gene therapies for vein graft disease.

Un modello del coniglio di espressione del Transgene durevole nella vena giugulare di innesti di interposizione dell'arteria carotica comune

Vein graft bypass surgery is a common treatment for occlusive arterial disease; however, long-term success is limited by graft failure due to thrombosis, ...

Phase Contrast Magnetic Resonance Imaging in the Rat Common Carotid Artery

Phase contrast magnetic resonance imaging (PC-MRI) is a noninvasive approach that can quantify flow-related parameters such as blood flow. Previous studies have shown that abnormal blood flow may be associated with systemic vascular risk. Thus, PC-MRI can facilitate the translation of data obtained from animal models of cardiovascular diseases to pertinent clinical investigations. In this report, we describe the procedure for measuring blood flow in the common carotid artery (CCA) of rats using cine-gated PC-MRI and discuss relevant analysis methods. This procedure can be performed in a live, anesthetized animal and does not require euthanasia after the procedure. The proposed scanning parameters yield repeatable measurements for blood flow, indicating excellent reproducibility of the results. The PC-MRI procedure described in this article can be used for pharmacological testing, pathophysiological assessment, and cerebral hemodynamics evaluation.

The overall goal of this procedure is to measure the blood flow in the rat common carotid artery by using noninvasive phase contrast magnetic resonance imaging.

Fase di contrasto risonanza magnetica nell'arteria carotica comune ratto

Phase contrast magnetic resonance imaging (PC-MRI) is a noninvasive approach that can quantify flow-related parameters such as blood flow. Previous ...

Microsurgical Skills of Establishing Permanent Jugular Vein Cannulation in Rats for Serial Blood Sampling of Orally Administered Drug

Blood sampling in small laboratory animals is necessary for pharmaceutical lead optimization but can cause great harm and stress to experimental animals, which could potentially affect results. The jugular vein cannulation (JVC) in rats is a widely used model for repeated blood collection but requires adequate training of surgery skills and animal care. This article details the microsurgical procedures for establishing and maintaining a permanent JVC rat model with specific focus on the placement and sealing of the jugular cannula. The importance of monitoring physiological (e.g., body weight, food, and water intake) and hematological parameters, was highlighted with results presented for 6 days post-surgery during the rat&#39;s recovery. The drug-plasma concentration-time profile of orally administered natural phenol ellagic acid was determined in the JVC rat model.

Detailed microsurgical techniques are demonstrated to establish a longer-term jugular vein cannulation rat model for sequential blood collection in the same animal. Physiological and hematological parameters have been monitored during the rat's recovery phase. This model has been applied to study pharmacokinetics of orally administered polyphenol without inducing animal stress.

Abilità microchirurgiche di stabilire la cannulazione permanente della vena giugulare nei ratti per il campionamento seriale del sangue del farmaco somministrato per via orale

Blood sampling in small laboratory animals is necessary for pharmaceutical lead optimization but can cause great harm and stress to experimental animals, ...

Repetitive Blood Sampling from the Subclavian Vein of Conscious Rat

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to detect drug exposure. The rat blood sampling method determines the quality of the plasma and further affects the precision of the test results. The subclavian vein blood collection method described in this protocol collects blood samples repeatedly in the conscious state of animals to meet the needs of PK and TK tests. The skills of restraint handling and appropriate procedure of needle incision ensure the success rate of blood collection. It is easy to operate while ensuring the quality of plasma and at the same time catering to animal welfare. However, this method requires skilled operation, and an improper one may cause animal weakness, pain, lameness, and even mortality. The current method has been used in the testing facility for a 4-week oral toxicity study in Sprague Dawley (SD) rats with TK. The maximum amount of blood collected within 24 h did not exceed 20% of the animal's total blood. The animals' body weight was more than 200 g for males and females. The data showed that the animals' bodyweight increased steadily every week, and the clinical observation was normal after repetitive sample collection.

The present protocol describes a simple and efficient method for collecting blood from the subclavian vein in rats. It enables rapid, timely, and easily identifiable sampling without anesthesia and obtains high-quality blood through repetitive sample collection.

Campionamento ripetitivo di sangue dalla vena succlavia del ratto cosciente

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to ...