Gli autori ringraziano il Prof. Andrea Armani presso la University of Southern California per il supporto durante il periodo è stato sviluppato questo protocollo. I finanziamenti per lo sviluppo iniziale di questo lavoro è stato fornito dal National Science Foundation [085281 e 1028440] e il National Institute of Health tramite il programma New Innovator Award direttore del NIH [1DP2OD007391-01]. Ulteriori informazioni sono disponibili presso <a href="http://web.missouri.edu/~hunthk/" target="_blank">http://web.missouri.edu/ hunthk ~ /</a> .

1. Fondo La biotina è attaccata alla superficie di questi dispositivi tramite un semplice processo in tre fasi (Figura 1). Per prima cosa, pulire la superficie e popolarlo con gruppi ossidrilici esponendo i dispositivi a uno plasma di ossigeno o di una soluzione piranha. In secondo luogo, usiamo deposizione di vapore per collegare l&#39;agente di accoppiamento di silano terminati con un&#39;ammina primaria ai gruppi ossidrilici mediante idrolisi e reazione di condensazione. In terzo luogo, ci attacchiamo biotina in superficie attraverso N-idrossisuccinimide (NHS) chimica estere. Noi indirizzare il lettore interessato al nostro lavoro precedente per ulteriori informazioni sullo sviluppo di queste tecniche, così come una spiegazione della nostra motivazione per la scelta di queste tecniche. 8 Il successo di queste reazioni può essere valutata mediante microscopia ottica e fluorescenza dopo l&#39;aggiunta di ammina primaria, così come dopo l&#39;aggiunta della biotina. Mentre m otticaicroscopy può essere utilizzato per determinare se i protocolli superficie funzionalizzazione provoca un danno alla superficie microsfere, o contaminazione, la microscopia a fluorescenza viene utilizzato per verificare la qualità ed uniformità di copertura della superficie della molecola biotina, come pure la capacità della biotina sulla la superficie di legarsi con (strept) avidina. Per valutare la copertura di ammine sulla superficie, abbiamo usato isotiocianato di fluoresceina (FITC) colorante fluorescente, che reagisce con ammine primarie per formare stabile, legame covalente tiourea al microsfere. Texas Red colorante fluorescente che è stato coniugato ad avidina viene utilizzato per etichettare i gruppi biotina sulla superficie attraverso l&#39;interazione biotina-avidina. In entrambi i casi, sono stati scelti coloranti che possono interagire (attraverso sia recettore-ligando interazioni o legame covalente) con i gruppi funzionali sulla superficie. Qui, l&#39;agente di accoppiamento silanico, che ha tre gruppi uscenti e un gruppo funzionale, fornisce la scommessa ponteWeen la superficie inorganica e sonda molecola organica. La funzionalità ammina primaria reagisce quantitativamente con gli esteri NHS di formare legami ammidici stabili. In questo caso, si utilizza una molecola sonda biotina cui catena laterale valerico è stato modificato con un gruppo estere NHS. Realisticamente, qualsiasi molecola sonda alla quale un gruppo estere NHS può essere aggiunto alla superficie mediante i seguenti protocolli. Inoltre, questi protocolli sono generale, e può essere utilizzato per funzionalizzare qualsiasi superficie periferica silice con biotina. Il problema principale con questi protocolli non è effettivamente nella stessa chimica, ma piuttosto nella gestione di microsfere di silice. Si prega di notare che, nel corso dei protocolli, le microsfere devono essere gestiti da grapsing loro steli leggermente con acuminati pinzette. Ciò mantiene le pinzette ben lontano dagli stessi microsfere, e consente un facile trasporto tra i passaggi. Molti passi nel protocollo di seguito sono specificamente progettate per affrontare questo fattoo. 2. Microsfera Fabrication <ol><li> Costruire l&#39;alloggiamento di archiviazione per le microsfere. <ol><li> Utilizzando un coltello exacto, tagliare un ¼ in grosso pezzo di cartone in un 1 in x 1 in piazza, su un nastro di questo di dimensioni regolari vetrino, e allegare un 1 nella sezione di nastro adesivo, con le sue estremità incontrano per formare un rotolo , al cartone. </li><li> Questo crea una piattaforma su cui il microsfere può essere elevata e isolato dall&#39;ambiente circostante, e previene i danni alla loro superficie. </li></ol></li><li> Utilizzando forbici, tagliare una sezione 3 pollici di fibra ottica da una bobina di fibra ottica. </li><li> Utilizzo di un n-Nik fibra-stripper, spelare il rivestimento protettivo polimerico dagli ultimi 0,5 pollici dalla fine del pezzo tagliato di fibra, lasciando solo il nucleo di silice. Pulire la superficie di un polimero rimanente con un Kimwipe inumidito con metanolo strofinando delicatamente la fibra con il Kimwipe. </li><li> Utilizzando una fibra nuda mannaia, tagliare l&#39;estremità in modo spogliato °a solo circa 1 millimetro di fibra spogliato rimane sulla estremità della fibra. </li><li> Posizionare l&#39;estremità scoperta della fibra ottica nel percorso di un laser CO 2, avendo cura di allineare verticalmente la fibra in modo tale che la sua fine così estratto è rivolto verso il basso. </li><li> Accendere il laser CO 2, e indirizzarla verso la superficie della estremità scoperta della fibra ottica. Il laser si scioglierà alla fine spogliato della fibra in una sfera con circa il 3,5% di potenza in 2 secondi. </li><li> Con una pinzetta, accuratamente afferrare lo stelo (non-spoglia porzione della fibra ottica) della microsfera. Fissare lo stelo al rotolo di nastro sul corpo microsfere. Il vetrino può essere essa stessa immagazzinata in una capsula di Petri. Questo permette di memorizzare sicurezza della microsfera. </li></ol> 3. Popolare la superficie con gruppi idrossilici <ol><li> Con la soluzione di piranha: <ol><li> In un flacone in polipropilene da 60 ml con tappo a cerniera, preparare una soluzione piranha (70:30 in volume fumante H <sub&gt; 2 SO 4: H 2 O 2 (30% in peso)) aggiungendo 5 ml di perossido di idrogeno al flacone, seguiti da 11,6 mL di acido solforico fumante. ATTENZIONE: indossare guanti resistenti agli acidi. </li><li> Trasferire il vetrino, tenendo almeno 1 microsfere, nella fiala. La microsfera deve essere in contatto con il liquido, ma il liquido non deve toccare il cartone. Regolare il volume della soluzione, se necessario. </li><li> Rimuovere delicatamente il vetrino dalla fiala, e inserirlo in un altro flacone di plastica contenente DDI H 2 O. Sia i campioni siedono nella soluzione per 5 minuti. </li><li> Rimuovere delicatamente il vetrino dalla fiala, e posizionarlo un forno a 80 ° C per 10 minuti per asciugare la superficie. </li></ol></li><li> Utilizzando il trattamento di plasma di ossigeno: <ol><li> Trasferire il vetrino contenente almeno un microsfere alla camera di plasma di ossigeno. </li><li> Impostare la pressione di ossigeno di 200 mTorr, e la potenza di 120 W. esporre il campione al plasma di ossigeno per 2 minuti. </li><li> Rimuovere il vetrino dalla camera di plasma. </li></ol></li></ol> 4. Collegamento agenti di accoppiamento di silano alla superficie <ol><li> Posizionare il vetrino, contenente almeno un microsfere, in un essiccatore a vuoto in una cappa aspirante. </li><li> Anche nella cappa, aprire il flacone agente di accoppiamento silano (in questo caso, amminopropiltrimetossisilano (APTMS) è stato utilizzato), e posizionare la bottiglia aperta in un essiccatore. </li><li> Sostituire il coperchio sulla essiccatore a vuoto, e collegare la porta di uscita ad un aspiratore o sottovuoto linea di casa. </li><li> Accendere il vuoto casa o la linea di galleggiamento, e evacuare la essiccatore sotto vuoto. Una volta che una tenuta a vuoto è formata tra il coperchio e la base, la reazione inizia temporizzazione. Ciò depositare l&#39;agente di accoppiamento di silano sulla superficie come una pellicola sottile. </li><li> Dopo 15 minuti, spegnere il vuoto, e lentamente aprire la porta per far entrare aria in un essiccatore. Per questo agente di accoppiamento, 15 minuti è sufficiente per formare una uniform monostrato sulla superficie. Per gli altri agenti di accoppiamento, il tempo può essere necessario regolare. </li></ol> 5. Collegamento Biotin alla superficie <ol><li> Circa un&#39;ora prima di attaccare la biotina, preparare una soluzione 10 mM di N-hydroxylsuccinimide biotina (NHS-biotina) in dimetilsolfossido anidro (DMSO) in una fiala polipropilene 60 mL con un coperchio incernierato. <ol><li> Se l&#39;NHS-biotina è stato memorizzato bassa temperatura, lasciarla a temperatura ambiente prima di volumetrie fuori. </li><li> Sonicare la soluzione per 1 ora per dissolvere completamente il NHS-biotina polvere con il solvente. </li></ol></li><li> Trasferire il vetrino contenente microsfere in un&#39;altra fiala di plastica, con le microsfere in basso, e deriva in parte superiore del flacone. </li><li> Trasferimento, usando una pipetta di plastica, un volume appropriato di NHS-biotina soluzione lungo il lato del flacone, dietro il vetrino (quindi la soluzione non tocchi la microsfera mentre viene aggiunto alla fiala). Add soluzione sufficiente a coprire la superficie delle microsfere. </li><li> Posizionare le fiale contenenti ora le microsfere e NHS-biotina in soluzione di DMSO in un incubatore a dondolo (vassoio oscillante) per 30 minuti a temperatura ambiente, con la velocità e l&#39;angolo di inclinazione a 5 rpm e 5 gradi, rispettivamente. </li><li> Rimuovere delicatamente il vetrino dalla fiala, e dolcemente scivolare in un altro flacone pieno di DDI H 2 O. Posizionare il flaconcino sul vassoio oscillante per altri 10 minuti alla stessa velocità e angolo di inclinazione come prima. Ripetere questa operazione due volte con acqua fresca ogni volta. Questo aiuta a rimuovere il DMSO in eccesso dalla superficie, e rimuove qualsiasi fisicamente adsorbito biotina che non ha in realtà innesto alla superficie. </li><li> Rimuovere il vetrino dalla fiala, e posizionarlo in un forno a 80 ° C per 10 minuti, o fino a quando tutte le goccioline d&#39;acqua vengono rimosse dalla superficie. </li></ol> 6. Marcatura fluorescente di ammino-terminato silice <ol><li> Per etichettare i gruppi amminici presenti dopo il trattament con APTMS, preparare la soluzione FITC in una stanza buia, sciogliendo FITC 1 mg in 1 ml di DMSO anidro. </li><li> Diluire la soluzione in 6,1 aggiungendo 50 pl della soluzione FITC ad 1 ml di tampone bicarbonato di sodio 0,1 M. </li><li> Posizionare la soluzione in un flacone polipropilene 60 mL con un tappo incernierato, e far scorrere il ammino-terminato microsfere, alloggiato nuovamente sul vetrino, nel flacone. </li><li> Porre la fiala in un bagno di ghiaccio, e lasciare che il campione di reagire con la soluzione di FITC per un minimo di 4 ore al buio. </li><li> Rimuovere fluoroforo eccesso attraverso due risciacqui, 10 minuti di microsfere in tampone carbonato di sodio. Come prima, una cuvetta 60 mL di polipropilene con un tappo incernierato con il tampone, e far scorrere il vetrino nella soluzione, avendo cura che la soluzione copre solo il microsfere, e non l&#39;alloggiamento cartone. Coprire la fiala con un foglio di alluminio, e posizionare il flaconcino su un vassoio tilt fissato a 5 gradi e 5 giri, come prima. </li><li> Rimuovere delicatamente il vetrino dalla fiala, e dolcemente scivolare in un altro flacone pieno di DDI H 2 O e coperto con un foglio di alluminio. Posizionare il flaconcino sul vassoio oscillante per altri 10 minuti alla stessa velocità e angolo di inclinazione come prima. Ripetere questa operazione due volte con acqua fresca ogni volta. Questo aiuta a rimuovere il colorante in eccesso dalla superficie. </li><li> Rimuovere delicatamente il vetrino dalla fiala, e secco in un forno a 80 ° C per 10 minuti prima di imaging. </li></ol> 7. Marcatura fluorescente di biotina-terminato silice <ol><li> Preparare un 10 pg / mL di soluzione Texas Red-avidina in salina tamponata con fosfato. </li><li> Aggiungere la soluzione ad una fiala di polipropilene da 60 ml con un tappo incernierato, e far scorrere il vetrino contenente un biotina terminazione microsfere nella soluzione, in modo che la microsfera è appena coperto dalla soluzione. </li><li> Reagire per 30 minuti a temperatura ambiente al buio. </li><li> Rimuovere fluoroforo in eccesso attraverso due, 10 minuti risciacquares delle microsfere in tampone PBS. <ol><li> Come prima, una cuvetta 60 mL di polipropilene con un tappo incernierato con il tampone, e far scorrere il vetrino nella soluzione, avendo cura che la soluzione copre solo il microsfere, e non l&#39;alloggiamento cartone. </li><li> Coprire la fiala con un foglio di alluminio, e posizionare il flaconcino su un vassoio tilt fissato a 5 gradi e 5 giri, come prima. </li></ol></li><li> Rimuovere delicatamente il vetrino dalla fiala, e dolcemente scivolare in un altro flacone pieno di DDI H 2 O e coperto con un foglio di alluminio. Posizionare il flaconcino sul vassoio oscillante per altri 10 minuti alla stessa velocità e angolo di inclinazione come prima. Ripetere questa operazione due volte con acqua fresca ogni volta. Questo aiuta a rimuovere il colorante in eccesso dalla superficie. </li><li> Rimuovere delicatamente il vetrino dalla fiala, e secco in forno a 80 ° C per 10 minuti prima di imaging. </li></ol> 8. Risultati rappresentativi Microsfere correttamente funzionalizzatis possono essere identificati mediante microscopia ottica ea fluorescenza. Se la superficie funzionalizzazione viene eseguita correttamente, dovrebbe risultare in una copertura uniforme densa di molecole di biotina sulla superficie, e la superficie deve rimanere difetto-e-contaminante libero dopo funzionalizzazione al fine di mantenere la loro sensibilità elevata durante gli esperimenti di rilevamento. Microscopia ottica può essere usato per sondare quest&#39;ultimo, mentre microscopia fluorescente può sondare la qualità e l&#39;uniformità di superficie della copertura. Nella figura 2, mostriamo alcuni esempi di corretta funzionalizzata microsfere. Queste immagini dimostrano che non vi è alcun danno superficiale o contaminazione dovuta alla funzionalizzazione (Fig. 2a), e che le microsfere mostrano una uniforme, copertura coerente delle gruppi amminici (Fig. 2b) o gruppi biotina (Fig. 2c) sulla superficie . Se le microsfere non sono stati funzionalizzati correttamente, il microsfere ottico immagini will presentano contaminazione superficiale, la copertura aggregazione o non uniforme, e difetti evidenti nella superficie, come crepe superficiali (Figura 3). Qui vediamo un esempio tipico di contaminazione superficiale, derivante da aggregazione dei reagenti sulla superficie. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/3866/3866fig1.jpg" /> Figura 1. 3-step schema di reazione per attaccare molecole sonda sulla superficie di microsfere di silice. <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/3866/3866fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per ingrandire la figura</a> . <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/3866/3866fig2.jpg" /> Figura 2. Microsfere di silice. a) micrografia ottica di microsfere di silice popolato con gruppi idrossilici attraverso l&#39;esposizione al plasma di ossigeno; b) Micrografia fluorescente di microsfere di silice popolato con ammine primarie e marcato con FITC colorante; c) Micrografia fluorescente di silice microsphere popolato con biotina ed etichettate con Texas Red-avidina coniugato. Ristampato con il permesso Soteropulos, CE, Hunt, HK &amp; Armani, AM Determinazione della cinetica di legame con sussurrano microcavità modalità galleria. Appl. Phys. Lett. 99., 103.703-103.703 (2011). Copyright 2011, American Institute of Physics 17. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/3866/3866fig3.jpg" /> Figura 3. Micrografia ottica della sfera impropriamente funzionalizzata. Qui, potete vedere la polvere sulla superficie in alto a destra, così come la contaminazione si estende dalla superficie. Inoltre, il lato destro della microsfera ottico mostra una zolla piccolo sulla superficie.

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J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultra-high-Q+toroid+microcavity+on+a+chip.">Ultra-high-Q toroid microcavity on a chip.</a> Nature. 421, 925-928 (2003).</li><li>Vollmer, F., Arnold, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whispering-gallery-mode+biosensing:+label-free+detection+down+to+single+molecules.">Whispering-gallery-mode biosensing: label-free detection down to single molecules.</a> Nat. Methods. 5, 591-596 (2008).</li><li>Vollmer, F., Arnold, S., Keng, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+virus+detection+from+the+reactive+shift+of+a+whispering+gallery+mode.">Single virus detection from the reactive shift of a whispering gallery mode.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105, 20701-20704 (2008).</li><li>Hunt, H. K., Armani, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recycling+microcavity+optical+biosensors.">Recycling microcavity optical biosensors.</a> Opt. Lett. 36, 1092-1094 (2011).</li><li>Soteropulos, C. E., Hunt, H. K., Armani, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Determination+of+binding+kinetics+using+whispering+gallery+mode+microcavities.">Determination of binding kinetics using whispering gallery mode microcavities.</a> Appl. Phys. Lett. 99, 103703-103703 (2011).</li></ol>

Non ci sono conflitti di interesse dichiarati.

Come descritto nei protocolli, abbiamo creato una piattaforma alloggiamento per cui il trasporto di silice microsfere dai gambi durante il processo di funzionalizzazione. Questa piattaforma alloggiamento è stato creato come una soluzione per la contaminazione superficiale e danni che il risultato della microsfera venire in contatto con le pareti dei vari contenitori utilizzati durante il processo di funzionalizzazione. Ci siamo resi conto della difficoltà principale nasce dalla sempre attaccare e staccare i singoli mi...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome del reattivo </td><td> Azienda </td><td> Numero di catalogo </td><td> Comments </td></tr><tr><td> Metanolo </td><td> Pescatore </td><td> 67-56-1 </td><td> ACS grade </td></tr><tr><td> Acido solforico </td><td> Pescatore </td><td> 8014-95-7 </td><td> Fumante </td></tr><tr><td> Perossido di idrogeno </td><td> Pescatore </td><td> 7722-84-1 </td><td> 30 wt% </td></tr><tr><td> Aminopropyltrimethoxysilane </td><td> Pescatore </td><td> 13822-56-5 </td><td></td></tr><tr><td> NHS-biotina EZ linker </td><td> Perforare </td><td> 20217 </td><td></td></tr><tr><td> Dimetilsulfossido </td><td> Pescatore </td><td> 67-68-5 </td><td> Anidro </td></tr><tr><td> Fluoresceina isotiocianato </td><td> Perforare </td><td> 46425 </td><td></td></tr><tr><td> Soluzione tampone fosfato </td><td> Pescatore </td><td> 7647-14-5 </td><td> Polvere concentrato </td></tr><tr><td> Bicarbonato di Sodio Buffer </td><td> Pescatore </td><td> NC0099321 </td><td></td></tr><tr><td> Texas Red - Avidin coniugato </td><td> Perforare </td><td> A820 </td><td></td></tr><tr><td> Fibra Ottica </td><td> Newport </td><td> F-SC </td><td></td></tr><tr><td> Fiber Stripper </td><td> Fibra strumento di vendita </td><td> NN-175 </td><td> No-Nik 175 um stripper </td></tr><tr><td> Kimwipes </td><td> Pescatore </td><td> 06666A </td><td></td></tr><tr><td> Bare Fiber Cleaver </td><td> Ilsintech </td><td> Cl-03A </td><td></td></tr><tr><td> Vetro vetrini </td><td> Pescatore </td><td> 12-550B </td><td></td></tr><tr><td> Vials in polipropilene </td><td> Pescatore </td><td> 03-341-75A </td><td> 60 ml, tappo a cerniera </td></tr><tr><td> Incubazione Rocker </td><td&gt; VWR </td><td> 12620-910 </td><td></td></tr><tr><td> Vacuum Essiccatore </td><td> Pescatore </td><td> 08-594-15B </td><td></td></tr></tbody></table>

attaching biological probes to silica optical biosensors using silane coupling agents

Al fine di interfacciarsi con ambienti biologici, piattaforme biosensore, come il sistema popolare Biacore (basata sulla superficie Plasmon Resonance (SPR) tecnica), utilizzare varie tecniche modificazione superficiale, che possono, per esempio, impediscono incrostazione superficie, sintonizzare l&#39; idrofobicità / idrofilicità della superficie, adattarsi ad una varietà di ambienti elettronici, e più frequentemente, inducono specificità verso un obiettivo di interesse. 1-5 Queste tecniche estendere la funzionalità dei biosensori altrimenti altamente sensibili per applicazioni reali in ambienti complessi, tale come il sangue, urine, e l&#39;analisi delle acque reflue. 2,6-7 Mentre biosensori piattaforme commerciali, come Biacore, hanno ben capito, le tecniche standard per l&#39;esecuzione di tali modifiche superficiali, queste tecniche non sono stati tradotti in modo standardizzato per altre etichette libere piattaforme di biosensori, come Whispering Galleria modalità (WGM) risonatori ottici. 8-9 &lt;<html> / P&gt; Risonatori WGM ottiche rappresentano una tecnologia promettente per l&#39;esecuzione di label-free rilevamento di una grande varietà di specie a ultra-basse concentrazioni 6,10-12 L&#39;elevata sensibilità di queste piattaforme è il risultato delle loro ottiche geometriche uniche:. Ottica risonatori WGM confine circolazione . luce a specifici, frequenze di risonanza integrali 13 Come il piattaforme SPR, il campo ottico non è completamente chiuso al dispositivo sensore, ma evanesces, questa &quot;coda evanescente&quot; può quindi interagire con specie nell&#39;ambiente circostante. Questa interazione provoca l&#39;indice di rifrazione efficace del campo ottico di cambiare, causando un leggero, ma rilevabile, spostare la frequenza di risonanza del dispositivo. Poiché il campo ottico circola, può interagire più volte con l&#39;ambiente, con conseguente amplificazione intrinseca del segnale, e altissima sensibilità alle minime variazioni nell&#39;ambiente. 2,14-15 tenda &quot;&gt; Per eseguire il rilevamento mirato in ambienti complessi, queste piattaforme deve essere abbinata a una molecola sonda (di solito una metà di una coppia di legame, ad esempio gli anticorpi / antigeni) attraverso la modifica della superficie. 2 Sebbene risonatori WGM ottici possono essere fabbricate in geometrie diverse da una varietà di sistemi materiali, la microsfere di silice è la più comune. Queste microsfere sono generalmente fabbricati sull&#39;estremità di una fibra ottica, che fornisce un &quot;gambo&quot; con cui le microsfere possono essere movimentato durante gli esperimenti di funzionalizzazione e di rilevamento. chimiche superficiali silice può essere applicato per attaccare molecole sonda alle loro superfici, tuttavia, le tecniche tradizionali generati per substrati planari spesso non sono sufficienti per queste strutture tridimensionali, eventuali modifiche alla superficie delle microsfere (polvere, contaminazione, difetti superficiali, e rivestimenti irregolari) possono avere gravi, conseguenze negative sulla loro capacità di rilevazione. Qui, dimostriamo un approccio facileper la funzionalizzazione superficiale di microsfere di silice WGM risonatori ottici che utilizzano agenti di accoppiamento silanici per colmare il superficie inorganica e l&#39;ambiente biologico, collegando biotina alla superficie della silice. 8,16 Sebbene usiamo silice risonatori WGM microsfere come il sistema sensore in questa relazione, i protocolli sono generale e può essere utilizzato per funzionalizzare la superficie di qualsiasi dispositivo di silice con biotina.

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Attaching Biological Probes to Silica Optical Biosensors Using Silane Coupling Agents

Biosensori interfacciarsi con ambienti complessi e biologici ed eseguire il rilevamento mirato alla combinazione di sensori altamente sensibili con sonde altamente specifici collegati al sensore tramite modifica della superficie. Qui, dimostriamo il funzionalizzazione superficiale di silice sensori ottici con biotina mediante agenti di accoppiamento silanici per colmare il sensore e l&#39;ambiente biologico.

Collegamento sonde biologiche ai biosensori ottici che utilizza silice agenti di accoppiamento silanici

In order to interface with biological environments, biosensor platforms, such as the popular Biacore system (based on the Surface Plasmon Resonance (SPR) ...

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Research

JoVE Journal

Bioengineering

12.9K Views.  University of Missouri. Biosensori interfacciarsi con ambienti complessi e biologici ed eseguire il rilevamento mirato alla combinazione di sensori altamente sensibili con sonde altamente specifici collegati al sensore tramite modifica della superficie. Qui, dimostriamo il funzionalizzazione superficiale di silice sensori ottici con biotina mediante agenti di accoppiamento silanici per colmare il sensore e l'ambiente biologico.

Video: Attaching Biological Probes to Silica Optical Biosensors Using Silane Coupling Agents

Investigating Single Molecule Adhesion by Atomic Force Spectroscopy

Atomic force spectroscopy is an ideal tool to study molecules at surfaces and interfaces. An experimental protocol to couple a large variety of single molecules covalently onto an AFM tip is presented. At the same time the AFM tip is passivated to prevent unspecific interactions between the tip and the substrate, which is a prerequisite to study single molecules attached to the AFM tip. Analyses to determine the adhesion force, the adhesion length, and the free energy of these molecules on solid surfaces and bio-interfaces are shortly presented and external references for further reading are provided. Example molecules are the poly(amino acid) polytyrosine, the graft polymer PI-g-PS and the phospholipid POPE (1-palmitoyl-2-oleoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine). These molecules are desorbed from different surfaces like CH3-SAMs, hydrogen terminated diamond and supported lipid bilayers under various solvent conditions. Finally, the advantages of force spectroscopic single molecule experiments are discussed including means to decide if truly a single molecule has been studied in the experiment.

A protocol to couple a large variety of single molecules covalently onto an AFM tip is presented. Procedures and examples to determine the adhesion force and free energy of these molecules on solid supports and bio-interfaces are provided.

Indagare singola molecola di adesione da Atomic Spectroscopy Forza

Atomic force spectroscopy is an ideal tool to study molecules at surfaces and interfaces. An experimental protocol to couple a large variety of single ...

Ricerca

Ingegneria

Covalent Immobilization of Proteins for the Single Molecule Force Spectroscopy

In recent years, atomic force microscopy (AFM) based single molecule force spectroscopy (SMFS) extended our understanding of molecular properties and functions. It gave us the opportunity to explore a multiplicity of biophysical mechanisms, e.g., how bacterial adhesins bind to host surface receptors in more detail. Among other factors, the success of SMFS experiments depends on the functional and native immobilization of the biomolecules of interest on solid surfaces and AFM tips. Here, we describe a straightforward protocol for the covalent coupling of proteins to silicon surfaces using silane-PEG-carboxyls and the well-established N-hydroxysuccinimid/1-ethyl-3-(3-dimethyl-aminopropyl)carbodiimid (EDC/NHS) chemistry in order to explore the interaction of pilus-1 adhesin RrgA from the Gram-positive bacterium Streptococcus pneumoniae (S. pneumoniae) with the extracellular matrix protein fibronectin (Fn). Our results show that the surface functionalization leads to a homogenous distribution of Fn on the glass surface and to an appropriate concentration of RrgA on the AFM cantilever tip, apparent by the target value of up to 20% of interaction events during SMFS measurements and revealed that RrgA binds to Fn with a mean force of 52 pN. The protocol can be adjusted to couple via site specific free thiol groups. This results in a predefined protein or molecule orientation and is suitable for other biophysical applications besides the SMFS.

This protocol describes the covalent immobilization of proteins with a heterobifunctional silane coupling agent to silicon-oxide surfaces designed for the atomic force microscopy based single molecule force spectroscopy which is exemplified by the interaction of RrgA (pilus-1 tip adhesin of S. pneumoniae) with fibronectin.

Immobilizzazione covalente di proteine per la spettroscopia di forza di singola molecola

In recent years, atomic force microscopy (AFM) based single molecule force spectroscopy (SMFS) extended our understanding of molecular properties and ...

Biochimica

Insights into the Interactions of Amino Acids and Peptides with Inorganic Materials Using Single-Molecule Force Spectroscopy

The interactions between proteins or peptides and inorganic materials lead to several interesting processes. For example, combining proteins with minerals leads to the formation of composite materials with unique properties. In addition, the undesirable process of biofouling is initiated by the adsorption of biomolecules, mainly proteins, on surfaces. This organic layer is an adhesion layer for bacteria and allows them to interact with the surface. Understanding the fundamental forces that govern the interactions at the organic-inorganic interface is therefore important for many areas of research and could lead to the design of new materials for optical, mechanical and biomedical applications. This paper demonstrates a single-molecule force spectroscopy technique that utilizes an AFM to measure the adhesion force between either peptides or amino acids and well-defined inorganic surfaces. This technique involves a protocol for attaching the biomolecule to the AFM tip through a covalent flexible linker and single-molecule force spectroscopy measurements by atomic force microscope. In addition, an analysis of these measurements is included.

Here we present a protocol to measure the force of interactions between a well-defined inorganic surface and either peptides or amino acids by single-molecule force spectroscopy measurements using an atomic force microscope (AFM). The information obtained from the measurement is important to better understand the peptide-inorganic material interphase.

Intuizioni le interazioni di aminoacidi e peptidi con materiali inorganici Uso singola molecola Forza Spettroscopia

The interactions between proteins or peptides and inorganic materials lead to several interesting processes. For example, combining proteins with minerals ...

Chimica

Optical Detection of E. coli Bacteria by Mesoporous Silicon Biosensors

A label-free optical biosensor based on a nanostructured porous Si is designed for rapid capture and detection of Escherichia coli K12 bacteria, as a model microorganism. The biosensor relies on direct binding of the target bacteria cells onto its surface, while no pretreatment (e.g.&#160;by cell lysis) of the studied sample is required. A mesoporous Si thin film is used as the optical transducer element of the biosensor. Under white light illumination, the porous layer displays well-resolved Fabry-P&#233;rot fringe patterns in its reflectivity spectrum. Applying a fast Fourier transform (FFT) to reflectivity data results in a single peak. Changes in the intensity of the FFT peak are monitored. Thus, target bacteria capture onto the biosensor surface, through antibody-antigen interactions, induces measurable changes in the intensity of the FFT peaks, allowing for a &#39;real time&#39; observation of bacteria attachment.
The mesoporous Si film, fabricated by an electrochemical anodization process, is conjugated with monoclonal antibodies, specific to the target bacteria. The immobilization, immunoactivity and specificity of the antibodies are confirmed by fluorescent labeling experiments. Once the biosensor is exposed to the target bacteria, the cells are directly captured onto the antibody-modified porous Si surface. These specific capturing events result in intensity changes in the thin-film optical interference spectrum of the biosensor. We demonstrate that these biosensors can detect relatively low bacteria concentrations (detection limit of 104 cells/ml) in less than an hour.

Optical Detection of E. coli Bacteria by Mesoporous Silicon Biosensors

A label-free optical biosensor for rapid bacteria detection is introduced. The biosensor is based on a nanostructured porous Si, which is designed to directly capture the target bacteria cells onto its surface. We use monoclonal antibodies, immobilized onto the porous transducer, as the capture probes. Our studies demonstrate the applicability of these biosensors for the detection of low bacterial concentrations within minutes with no prior sample processing (such as cell lysis).

Rilevamento ottico di<em&gt; E. coli</em&gt; Batteri di mesoporosi Silicon Biosensors

A label-free optical biosensor based on a nanostructured porous Si is designed for rapid capture and detection of Escherichia coli K12 bacteria, as a ...

Bioingegneria

Single-Molecule F&ouml;rster Resonance Energy Transfer Methods for Real-Time Investigation of the Holliday Junction Resolution by GEN1

Bulk methods measure the ensemble behavior of molecules, in which individual reaction rates of the underlying steps are averaged throughout the population. Single-molecule F&#246;rster resonance energy transfer (smFRET) provides a recording of the conformational changes taking place by individual molecules in real-time. Therefore, smFRET is powerful in measuring structural changes in the enzyme or substrate during binding and catalysis. This work presents a protocol for single-molecule imaging of the interaction of a four-way Holliday junction (HJ) and gap endonuclease I (GEN1), a cytosolic homologous recombination enzyme. Also presented are single-color and two-color alternating excitation (ALEX) smFRET experimental protocols to follow the resolution of the HJ by GEN1 in real-time. The kinetics of GEN1 dimerization are determined at the HJ, which has been suggested to play a key role in the resolution of the HJ and has remained elusive until now. The techniques described here can be widely applied to obtain valuable mechanistic insights of many enzyme-DNA systems.

Single-Molecule F&#246;rster Resonance Energy Transfer Methods for Real-Time Investigation of the Holliday Junction Resolution by GEN1

Presented here is a protocol for performing single-molecule F&#246;rster resonance energy transfer to study HJ resolution. Two-color alternating excitation is used for determining the dissociation constants. Single-color time lapse smFRET is then applied in real-time cleavage assays to obtain the dwell time distribution prior to HJ resolution.

Metodi di trasferimento di energia di risonanza a singola molecola per l'analisi in tempo reale della risoluzione dello svincolo di Holliday da gen1

Bulk methods measure the ensemble behavior of molecules, in which individual reaction rates of the underlying steps are averaged throughout the ...

Genetica

Preparation of Functional Silica Using a Bioinspired Method

The goal of the protocols described herein is to synthesize bioinspired silica materials, perform enzyme encapsulation therein, and partially or totally purify the same by acid elution. By combining sodium silicate with a polyfunctional bioinspired additive, silica is rapidly formed at ambient conditions upon neutralization. 
The effect of neutralization rate and biomolecule addition point on silica yield are investigated, and biomolecule immobilization efficiency is reported for varying addition point. In contrast to other porous silica synthesis methods, it is shown that the mild conditions required for bioinspired silica synthesis are fully compatible with the encapsulation of delicate biomolecules. Additionally, mild conditions are used across all synthesis and modification steps, making bioinspired silica a promising target for the scale-up and commercialization as both a bare material and active support medium.
The synthesis is shown to be highly sensitive to conditions, i.e., the neutralization rate and final synthesis pH, however tight control over these parameters is demonstrated through the use of auto titration methods, leading to high reproducibility in reaction progression pathway and yield. 
Therefore, bioinspired silica is an excellent active material support choice, showing versatility towards many current applications, not limited to those demonstrated here, and potency in future applications.

Here, we present a protocol to synthesize bioinspired silica materials and immobilize enzymes therein. Silica is synthesized by combining sodium silicate and an amine &#39;additive&#39;, which neutralize at a controlled rate. Material properties and function can be altered either by in situ enzyme immobilization or post-synthetic acid elution of encapsulated additives.

Preparazione di silice funzionale utilizzando un metodo bioinalati

The goal of the protocols described herein is to synthesize bioinspired silica materials, perform enzyme encapsulation therein, and partially or totally ...

Automated System for Single Molecule Fluorescence Measurements of Surface-immobilized Biomolecules

Fluorescence Resonance Energy Transfer (FRET) microscopy has been widely used to study the structure and dynamics of molecules of biological interest, such as nucleic acids and proteins. Single molecule FRET (sm-FRET) measurements on immobilized molecules permit long observations of the system -effectively until both dyes photobleach- resulting in time-traces that report on biomolecular dynamics with a broad range of timescales from milliseconds to minutes. To facilitate the acquisition of large number of traces for statistical analyses, the process must be automated and the sample environment should be tightly controlled over the entire measurement time (~12 hours). This is accomplished using an automated scanning confocal microscope that allows the interrogation of thousands of single molecules overnight, and a microfluidic cell that permits the controlled exchange of buffer, with restricted oxygen content and maintains a constant temperature throughout the entire measuring period. Here we show how to assemble the microfluidic device and how to activate its surface for DNA immobilization. Then we explain how to prepare a buffer to maximize the photostability and lifetime of the fluorophores. Finally, we show the steps involved in preparing the setup for the automated acquisition of time-resolved single molecule FRET traces of DNA molecules.

In this article we describe how we obtain FRET traces from individual DNA molecules immobilized to a surface using an automated scanning confocal microscope.

Sistema automatico per le misure di fluorescenza singola molecola di superficie, immobilizzato Biomolecole

Fluorescence Resonance Energy Transfer (FRET) microscopy has been widely used to study the structure and dynamics of molecules of biological interest, ...

Biologia

Preparation of Silicon Nanowire Field-effect Transistor for Chemical and Biosensing Applications

Surveillance using biomarkers is critical for the early detection, rapid intervention, and reduction in the incidence of diseases. In this study, we describe the preparation of polycrystalline silicon nanowire field-effect transistors (pSNWFETs) that serve as biosensing devices for biomarker detection. A protocol for chemical and biomolecular sensing by using pSNWFETs is presented. The pSNWFET device was demonstrated to be a promising transducer for real-time, label-free, and ultra-high-sensitivity biosensing applications. The source/drain channel conductivity of a pSNWFET is sensitive to changes in the environment around its silicon nanowire (SNW) surface. Thus, by immobilizing probes on the SNW surface, the pSNWFET can be used to detect various biotargets ranging from small molecules (dopamine) to macromolecules (DNA and proteins). Immobilizing a bioprobe on the SNW surface, which is a multistep procedure, is vital for determining the specificity of the biosensor. It is essential that every step of the immobilization procedure is correctly performed. We verified surface modifications by directly observing the shift in the electric properties of the pSNWFET following each modification step. Additionally, X-ray photoelectron spectroscopy was used to examine the surface composition following each modification. Finally, we demonstrated DNA sensing on the pSNWFET. This protocol provides step-by-step procedures for verifying bioprobe immobilization and subsequent DNA biosensing application.

We describe key steps for biosensing by using polysilicon nanowire field-effect transistors, including the preparation of the device and the immobilization and confirmation of a DNA molecular probe on the nanowire surface, as well as conditions for DNA sensing.

Preparazione della Silicon Nanowire effetto di campo transistor per l&#39;industria chimica e biosensing Applicazioni

Surveillance using biomarkers is critical for the early detection, rapid intervention, and reduction in the incidence of diseases. In this study, we ...

Direct Observation of Enzymes Replicating DNA Using a Single-molecule DNA Stretching Assay

We describe a method for observing real time replication of individual DNA molecules mediated by proteins of the bacteriophage replication system. Linearized &lambda; DNA is modified to have a biotin on the end of one strand, and a digoxigenin moiety on the other end of the same strand. The biotinylated end is attached to a functionalized glass coverslip and the digoxigeninated end to a small bead. The assembly of these DNA-bead tethers on the surface of a flow cell allows a laminar flow to be applied to exert a drag force on the bead. As a result, the DNA is stretched close to and parallel to the surface of the coverslip at a force that is determined by the flow rate (Figure 1). The length of the DNA is measured by monitoring the position of the bead. Length differences between single- and double-stranded DNA are utilized to obtain real-time information on the activity of the replication proteins at the fork. Measuring the position of the bead allows precise determination of the rates and processivities of DNA unwinding and polymerization (Figure 2).

We describe a method for observing real time replication of individual DNA molecules mediated by proteins of the bacteriophage replication system.

Osservazione diretta del DNA Enzimi Replica utilizzando un singolo-molecola di DNA Stretching Assay

We describe a method for observing real time replication of individual DNA molecules mediated by proteins of the bacteriophage replication system. ...

Covalent Attachment of Single Molecules for AFM-based Force Spectroscopy

Atomic force microscopy (AFM)-based single molecule force spectroscopy is an ideal tool for investigating the interactions between a single polymer and surfaces. For a true single molecule experiment, covalent attachment of the probe molecule is essential because only then can hundreds of force-extension traces with one and the same single molecule be obtained. Many traces are in turn necessary to prove that a single molecule alone is probed. Additionally, passivation is crucial for preventing unwanted interactions between the single probe molecule and the AFM cantilever tip as well as between the AFM cantilever tip and the underlying surface. The functionalization protocol presented here is reliable and can easily be applied to a variety of polymers. Characteristic single molecule events (i.e., stretches and plateaus) are detected in the force-extension traces. From these events, physical parameters such as stretching force, desorption force and desorption length can be obtained. This is particularly important for the precise investigation of stimuli-responsive systems at the single molecule level. As exemplary systems poly(ethylene glycol) (PEG), poly(N-isopropylacrylamide) (PNiPAM) and polystyrene (PS) are stretched and desorbed from SiOx (for PEG and PNiPAM) and from hydrophobic self-assembled monolayer surfaces (for PS) in aqueous environment.

Covalent attachment of probe molecules to atomic force microscopy (AFM) cantilever tips is an essential technique for the investigation of their physical properties. This allows us to determine the stretching force, desorption force and length of polymers via AFM-based single molecule force spectroscopy with high reproducibility.

Attacco covalente di singole molecole per la spettroscopia della forza basata su AFM

Atomic force microscopy (AFM)-based single molecule force spectroscopy is an ideal tool for investigating the interactions between a single polymer and ...

Collegamento sonde biologiche ai biosensori ottici che utilizza silice agenti di accoppiamento silanici

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