Questo lavoro è stato sostenuto dal Ester e Giuseppe Klingenstein Fondo, il Fondo di dotazione McKnight, e NINDS 1R01NS066408-01A1.

1. Panoramica dei componenti <ol><li> Un microdrive completo consiste di diversi componenti principali (Figura 1): un telaio che funge da struttura di sostegno per l&#39;azionamento, un motore con albero di uscita filettato finemente, una navetta filettato che porta gli elettrodi e fornisce un punto di connessione elettrica, e un Omnetics (o equivalente) connettore. </li><li> Il telaio, navetta elettrodo, e tubi navetta elettrodi sono componenti personalizzati che sono stati progettati con il software CAD 3D (SolidWorks) e sono stati lavorati da un macchinista di precisione locale. Tutti gli altri componenti sono disponibili in commercio. </li><li> Telaio e navetta sono lavorati da leggero polieterimmide (PEI), mentre i tubi elettrodi navetta sono tagliati a misura con un tornio da tubi in acciaio inox ipodermico (0,0293 &quot;OD x 0,00975&quot; ID). Se questi componenti possono essere tagliati da altri materiali, abbiamo trovato che PEI e acciaio inossidabile hanno il giusto equilibrio di lavorabilità, resistenza, e wotto per la nostra applicazione. </li><li> Per assemblare l&#39;unità, un controller motore, capace di filatura della bassa tensione DC-motore passo-passo, è richiesto. Impieghiamo una soluzione personalizzata basata su un trifase driver IC motore (Faulhaber BLD05002 disponibile dal produttore) in combinazione con un timer IC che fornisce l&#39;timestep-input. Una varietà di off-the-shelf soluzioni sono disponibili (ad esempio Faulhaber MCBL05002 o Sutter Instruments MP-285). </li></ol> 2. Unità di preparazione del telaio e assemblaggio <ol><li> Con belle tronchesine, tagliare i perni di contatto sul fondo dei Omnetics (o equivalente) Connettore - 1,5 mm per la fila posteriore, 1 mm per la prima fila (Figura 2A). Per migliorare la resistenza del legame tra la resina epossidica chassis e il connettore, utilizzare un bisturi per irruvidire le superfici posteriori di entrambi i componenti. </li><li> Usando un bisturi, tagliare quattro 15 sezioni mm di lunghezza di poliimmide tubo (0,0113 &quot;ID x 0,0133&quot; OD) per l&#39;uso come filo guidi. Attentamente fissare il telaio in una morsa con la piccola cavità aperta verso il basso (Figura 2B). Utilizzare colla cianoacrilato per collegare i tubi poliimmide al telaio. Essi dovrebbero fissare a filo con la superficie del telaio posteriore ed essere orientate parallelamente tra loro come mostrato in figura 2B. </li><li> Una volta asciutto, tagliare il poliimmide tubi di circa 6 mm di lunghezza e rimuovere le sezioni di scarto. I tubi rimanenti devono essere circa 3 mm dal bordo inferiore del telaio. </li><li> Per garantire adeguato spazio libero per l&#39;accoppiamento con la headstage o cavo, il connettore deve essere montato alcuni millimetri sopra la poliimmide tubi ed essere parallelo alla superficie del telaio (Figura 2B). Usa epossidica (Torr Seal) per la costruzione di un piccolo piedistallo per il connettore, posto in cima alla fila inferiore di pin più in alto, e aggiungere più epossidica attorno al connettore. Non procedere fino a quando la colla è completamente guarito. </li><li> Rimuovere il telaio dalla morsa, trasferimento auna maschera che consente la connessione al controller motore (cioè, nel nostro caso, questa maschera è semplicemente un&#39;asta rigida con le Omnetics Accoppiatori apposto un&#39;estremità) e orientare con la superficie anteriore del disco rivolta verso l&#39;alto. Guidare i fili del motore attraverso il foro nel telaio e far scorrere il motore nella scanalatura nella base. Il motore e albero motore deve essere parallelo al telaio e montare snuggly contro il fondo e laterali. </li><li> Epoxy il motore al telaio, facendo attenzione a non ostruire né l&#39;albero motore o lo spazio in cui gli elettrodi verrà installato (vedi Torr posizionamento Seal in Figura 4). Lasciare che la resina epossidica per la cura. </li><li> Ruotare il telaio, in modo che il connettore è accessibile. Per supportare i cavi del motore e prevenire rotture accidentali, aggiungere una piccola goccia di fast-set di resina epossidica per i fili in cui fuoriescono dal telaio. Trim, striscia, e saldare i fili ai contatti appropriati sul connettore (Figura 2A). Verificare il motoregarantire la libera rotazione dell&#39;albero in entrambe le direzioni. </li></ol> 3. Elettrodo Shuttle Assemblea <ol><li> Per minimizzare la possibilità di movimento indotti artefatti nelle registrazioni, è essenziale che la navetta elettrodo bene snuggly nel telaio. Verificare l&#39;adattamento della navetta da infilandolo sull&#39;albero motore e funzionante su e giù per tutta la lunghezza dell&#39;albero a bassa velocità. Fare attenzione a non incastrare la navetta nel lettore e quindi sovra-serraggio del motore è molto facile danneggiare in modo permanente il riduttore di plastica in questa fase. Se un albero motore precedentemente filatura cessa di svolta, il riduttore può essere danneggiato. </li><li> Se la navetta non funziona correttamente verso il basso l&#39;albero, ispezionare le superfici del telaio e la vite di azionamento per i detriti. Rimuovere con una pinza sottile o ad aria compressa, rivestire la filettatura in olio minerale leggero e ricontrollare la misura navetta. </li><li> Se la navetta è troppo stretto, utilizzare pinze e una pietra a grana fine per rimuovere il materiale ostacolare from lato della navetta. Fare attenzione a rimuovere il materiale in modo uniforme. </li><li> Se la navetta è troppo lento in modo tale che si inclina e chiacchiera durante il viaggio, colla un piccolo frammento di pellicola trasparente per la navetta per colmare il divario tra esso e la superficie del telaio. </li><li> Una volta che il servizio navetta è stato correttamente montare, rimuovere la navetta da l&#39;albero e premere uno dei tubi in acciaio inossidabile navetta in ciascuno dei quattro fori grandi della navetta. Ciascuno deve essere centrato sulla navetta con le estremità di tutti i quattro tubi di scarico (figura 3). Fissarle con una goccia di colla cianoacrilato applicato alla base del tubo. State molto attenti a non permettere alla colla di ottenere sui bordi della navetta o nei tubi. </li><li> Infilare la navetta elettrodo completata indietro all&#39;albero motore e portare fino in fondo alla base della filettatura. </li></ol> 4. Guida tubi e installazione elettrodi <ol><li> Tagliate quattro 25 sezioni mm di lunghezza di poliimmide Tubing (0,0045 &quot;ID x 0,006&quot; OD) per uso come guide elettrodi. Inoltre, tagliate quattro elettrodi a 40 mm per le sezioni uso come elettrodi fittizi che detengono i tubi di guida in posizione durante il montaggio. (Si noti che questi elettrodi dummy sono solo per il montaggio e non saranno utilizzati per la registrazione, così si può riutilizzare gli stessi per ogni gruppo.) Inserire ogni sezione del tubo sulla su un elettrodo fittizio tale che l&#39;elettrodo si estende ~ 10 mm oltre l&#39;estremità del tubo. </li><li> Disporre ogni della poliimmide tubi nel telaio come mostrato in Figura 4A. Ciò comporterà le estremità delle guide elettrodo, a filo tra loro e allineati alla base dell&#39;albero motore, divaricazione verso il shuttle elettrodo e l&#39;opposta estremità convergenti nella parte inferiore dell&#39;unità. Mescolare una piccola quantità di Kwik-Cast e applicare circa 2 mm sotto l&#39;estremità superiore delle guide elettrodi. Lasciare asciugare. </li><li> Rimuovere elettrodi manichino e riposizionare le estremità libere dell&#39;elettrodo tali guideche formano un fascio stretto sul fondo dell&#39;unità. Può essere utile utilizzare un filo sottile per tenere al loro posto temporaneamente (Figura 4B). Fissare la nuova posizione con più Kwik-Cast. Lasciare asciugare. </li><li> Con un bisturi affilato, tagliare i tubi guida elettrodi dove si estendono oltre il fondo del microdrive. Quando impiantato, questi tubi guideranno gli elettrodi dal fondo del convertitore (appoggiata al cranio) alla superficie del cervello. Così, la lunghezza in cui i tubi devono essere tagliate dipende l&#39;anatomia del sito di impianto (Figura 5). Per uccelli canori, si tratta di circa 1,5 mm. </li><li> Per collegare un elettrodo al connettore, tagliare una sezione lunga 30 mm di filo di platino isolato (&quot;dia 0,003.) E nastro 1 mm di isolamento da una estremità. Saldare ad uno dei piedini di segnale sul connettore. Piegare il filo sotto il connettore e spingerlo attraverso uno dei tubi di guida dei fili. Tirare il taunt filo e avvolgerlo intorno fessura di guida in tegli superiore del telaio. </li><li> Con le forbici o tronchesi sottili, tagliare un elettrodo a ~ 25 mm di lunghezza. Aver cura di fare questo senza piegare l&#39;elettrodo o danneggiare la punta; se uno si verificano, l&#39;elettrodo non può essere utilizzato. Con la navetta elettrodo ora in cima dell&#39;albero, inserire l&#39;elettrodo in un tubo di poliimmide e tirarlo attraverso il tubo di acciaio inossidabile nella navetta. Posizionarlo in modo tale che la punta dell&#39;elettrodo è a filo con l&#39;estremità inferiore del tubo di poliimmide. Tagliare di 1 mm elettrodo sopra il tubo navetta. </li><li> Con una raffinata serie di pinze, Spelare gli ultimi 2 mm dell&#39;elettrodo e gli ultimi 2 mm del filo di platino. Riposizionare l&#39;elettrodo nel tubo shuttle, inserire il filo di platino nel tubo, e il pin i due insieme facendo scorrere una breve sezione di 1 mm di filo di tungsteno (0,008 &quot;dia) nel tubo. Questo dovrebbe essere un adattamento stretto grado di fornire sia un collegamento meccanico ed elettrico tra un elettrodo e il filo (Figura3). </li><li> Eseguire la navetta su e giù per la lunghezza dell&#39;albero motore per assicurare un movimento continuo. </li><li> Ripetere fino a quando tutti gli elettrodi 4,5-4,8 sono stati installati. </li><li> Tagliare una sezione lunga 30 mm di filo d&#39;argento (0.005 &quot;DIA) per l&#39;uso come un filo di terra. Strip 1 mm di isolamento una delle estremità e saldare al perno di terra. </li></ol> 5. Assemblaggio finale e pre-impianto di preparazione <ol><li> Per ridurre l&#39;attrito degli elettrodi contro i tubi di guida, riempire i tubi di guida con olio minerale leggero. Azione capillare è sufficiente a riempire i tubi da una goccia di olio posto ad una estremità. </li><li> Per creare una copertura di protezione per il motore ed elettrodi, tagliato a 12 mm x 25 mm rettangolo di trasparenza e piegarla in un ampio U. Utilizzare cianoacrilato per incollare la copertura alle superfici esterne del telaio (Figura 6). Tagliare a 15 mm x 6 mm rettangolo di trasparenza e utilizzare cianoacrilato colla attorno al connettore. Per evitare interferenzeza con il connettore, il lato lungo della trasparenza dovrebbe essere a filo con il bordo superiore del connettore. </li><li> Prima dell&#39;impianto, sterilizzare gli elettrodi e tubi guida abbassando gli elettrodi estesi in un DI 10:01 acqua candeggina soluzione per 10 min. Poi, lavare abbondantemente con acqua sterile. </li><li> Una maschera simile a quella utilizzata nel passaggio 2.5 può essere utilizzato per contenere il microdrive in un manipolatore stereotassico durante l&#39;impianto. </li></ol> 6. Risultati rappresentativi Questo protocollo richiede circa 5 ore di hands-on tempo di assemblaggio con un ulteriore 6-8 ore intervallati per la resina epossidica e la colla si asciughi. Tuttavia, una volta che il microdrive è stato assemblato la prima volta, possono essere preparati per il riutilizzo (cioè, gli elettrodi, tubi guida elettrodi, e cavi dell&#39;elettrodo possono essere sostituiti) in meno di 2 ore. La qualità e il carattere delle registrazioni ottenuti seguendo questo protocollo, naturalmente, essere in parte dipendente dalregistrazione target, la scelta di elettrodi, e qualsiasi trattamento eseguito al headstage o più a monte del microdrive. A parte questo, è possibile ottenere registrazioni stabili da un animale comportarsi in un arco di tempo di più di dieci settimane. Esempi di unità singole registrazioni dal nucleo solido della archistriatum (RA) in un comportamento songbird è mostrato in figura 7A; multi-unità di attività dalla stessa regione è mostrato in Figura 7B. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/4314/4314fig1.jpg" /> Figura 1. Modello 3D del motore assemblato microdrive. Il microdrive è costituito da diversi componenti principali: (i) il telaio, (ii), motore con albero di uscita filettato, (iii) navetta elettrodo, (iv) i tubi navetta, (v) elettrodi, (vi) tubi di guida elettrodi, e (vii ) connettore. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/4314/4314fig2.jpg" /> Figura 2. A)Modello e schema di collegamento per il connettore. Cavi del motore: b, i, l. Fili elettrodi: c, d, e, f. Cavo di massa: k. Tutti gli altri pin disponibili per la strumentazione ausiliaria. B) Foto del connettore fissato al telaio con Torr Seal epossidica. Notare la posizione del connettore e le sottostanti tubi guida filo. La colla cianoacrilato tiene i tubi guida asciuga in posizione chiara e, pertanto, non è visibile nell&#39;immagine. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/4314/4314fig3.jpg" /> Figura 3. Navetta montaggio elettrodi. <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/4314/4314fig4.jpg" /> Figura 4. A) I tubi di guida elettrodi posizionati nello chassis prima di applicare Kwik-Cast. B) Al fine di garantire che gli elettrodi uscire dalla parte inferiore dell&#39;unità in parallelo, portare l&#39;estremità inferiore dei tubi di guida in un fascio stretto prima di aggiungere l&#39;ultima goccia del Kwik-Cast. Figura 5. L&#39;importo che i tubi di elettrodi guida fuoriescano dal fondo del convertitore è specificato dal anatomia del sito di impianto. Il diagramma illustra le dimensioni che sono rilevanti per la determinazione della lunghezza dei tubi di guida. Per impiantare nella uccello canoro, 1,5 mm è sufficiente. <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/4314/4314fig6.jpg" /> Figura 6. L&#39;microdrive finito motorizzato con coperchi di protezione inserito. <img alt="Figura 7" src="/files/ftp_upload/4314/4314fig7.jpg" /> Figura 7. Registrazioni rappresentativi del nucleo forte del archistriatum (RA) nel comportarsi diamante mandarino. A) singola unità di attività registrato con 10M di platino-iridio elettrodi. Top: registrazione esempio in una settimana dopo l&#39;impianto. In basso: Esempio di registrazione da lo stesso elettrodocome sopra, nove settimane dopo. B) Multi-unità di attività registrato con elettrodi in platino 1M. <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/4314/4314fig7large.jpg" target="_blank">Clicca qui per ingrandire la figura</a> . File aggiuntivi: Il telaio, navetta, e tubi di elettrodi sono stati progettati con il software CAD SolidWorks 2010. Questi file di ricambio sono riportati sia nella proprietà (*. Sldprt) e vendor-neutral (*. IGES) formati e disegni quotati di produzione sono forniti in formato PDF.

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Nessun conflitto di interessi dichiarati.

Il protocollo qui presentato si tradurrà in un dispositivo in grado di registrazioni di alta qualità con minimi artefatti di movimento solo se si prenda cura con la costruzione. L&#39;adattamento della navetta nel telaio se di importanza critica: troppo stretto e il rischio di sovraccarico del motore è alto, troppo lento e il rischio di artefatti da movimento significativo è alta. Una misura ideale permetterà la navetta di viaggiare tutta la lunghezza dell&#39;albero filettato senza ribaltamento fuori della posizio...

<table border="1"&gt;<tbody&gt;<tr&gt;<td<strong&gt; Nome della voce</strong</td&gt;<td<strong&gt; Azienda</strong</td&gt;<td<strong&gt; Numero di catalogo</strong</td&gt;<td<strong&gt; Commenti</strong</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Telaio</td&gt;<td&gt; Personalizzato</td&gt;<td</td&gt;<td&gt; Taglia dal PEI</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Elettrodo Shuttle</td&gt;<td&gt; Personalizzato</td&gt;<td</td&gt;<td&gt; Taglia dal PEI</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Shuttle Tubi</td&gt;<td&gt; Personalizzato</td&gt;<td</td&gt;<td&gt; Taglio di acciaio inox</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Connettore</td&gt;<td&gt; Omnetics</td&gt;<td&gt; A7886-001</td&gt;<td&gt; Mates per A7877-001</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Motore w / riduttore</td&gt;<td&gt; Faulhaber</td&gt;<td&gt; 0206-A-001-B-021-47: 1</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Filo guida</td&gt;<td&gt; Parti piccole, Inc</td&gt;<td&gt; SWPT-0113-12</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Elettrodo Guida</td&gt;<td&gt; Parti piccole, Inc</td&gt;<td&gt; SWPT-0045-12</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; 10M Pt-Ir elettrodi</td&gt;<td&gt; Micropali, Inc</td&gt;<td&gt; PI2PT310.0H3</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Platinum Wire</td&gt;<td&gt; Sistemi AM</td&gt;<td&gt; 772000</td&gt;<td&gt; Per fili elettrodi</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Silver Wire</td&gt;<td&gt; Sistemi AM</td&gt;<td&gt; 786000</td&gt;<td&gt; Per filo di terra</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Filo di tungsteno</td&gt;<td&gt; Sistemi AM</td&gt;<td&gt; 797000</td&gt;<td&gt; Per gli elettrodi</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Trasparenza</td&gt;<td&gt; 3M</td&gt;<td&gt; AF4300</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Torr Seal</td&gt;<td&gt; Varian</td&gt;<td&gt; 9530001</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Kwik-Cast</td&gt;<td&gt; WPI</td&gt;<td&gt; KWIK-CAST</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Cianoacrilato</td&gt;<td&gt; Krazy Glue</td&gt;<td&gt; KG517</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Fast-Set epossidica</td&gt;<td&gt; Hardman</td&gt;<td&gt; 04001</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Olio minerale leggero</td&gt;<td&gt; Sigma</td&gt;<td&gt; M5310</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Candeggina</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Frese diagonali</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Bisturi lama</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Pinze</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Drive jig</td&gt;<td&gt; Personalizzato</td&gt;<td</td&gt;<td&gt; Epoxy il connettore ad una siringa o bastone</td&gt;</tr&gt;<tr&gt;<td&gt; Vice Piccolo</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;<td</td&gt;</tr&gt;</tbody&gt;</table

design and assembly of an ultra-light motorized microdrive for chronic neural recordings in small animals

La possibilità di registrare cronicamente da popolazioni di neuroni negli animali che si comportano liberamente si è rivelato uno strumento prezioso per dissezionare la funzione dei circuiti neurali alla base di una serie di comportamenti naturali, tra cui navigazione 1, decisionali 2,3, e la generazione di sequenze motorie complesse 4 , 5,6. Progressi nella lavorazione di precisione ha permesso la realizzazione di leggeri dispositivi adatti per registrazioni croniche nei piccoli animali, come topi e canori. La possibilità di regolare la posizione degli elettrodi con piccoli motori controllati a distanza è ulteriormente aumentato il rendimento di registrazione in vari contesti comportamentali riducendo trattamento degli animali. 6,7 Qui si descrive un protocollo per costruire un ultraleggero microdrive motorizzato per le registrazioni croniche di lunga durata nei piccoli animali. Il nostro progetto si è evoluto da una precedente pubblicazione versione 7, ed è stato adattato per la facilità d&#39;uso e costo-efficaVeness di essere più pratico e accessibile a una vasta gamma di ricercatori. Questo progetto provato 8,9,10,11 consente multa, posizionamento remoto di elettrodi in un range di ~ 5 mm e un peso inferiore a 750 mg una volta completamente assemblato. Vi presentiamo il protocollo completo per come costruire e montare queste unità, tra cui disegni CAD 3D per tutti i componenti personalizzati microdrive.

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Design and Assembly of an Ultra-light Motorized Microdrive for Chronic Neural Recordings in Small Animals

L&#39;, fabbricazione progettazione e montaggio di un ultraleggero motorizzato microdrive è descritto. Il dispositivo offre una soluzione economica e facile da usare per le registrazioni croniche di singole unità in piccoli animali che si comportano.

Progettazione e assemblaggio di un ultraleggero motorizzato per Microdrive croniche Recordings neurali in animali di piccola taglia

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of ...

design-assembly-an-ultra-light-motorized-microdrive-for-chronic

Research

JoVE Journal

Neuroscience

12.0K Views.  Harvard University. L', fabbricazione progettazione e montaggio di un ultraleggero motorizzato microdrive è descritto. Il dispositivo offre una soluzione economica e facile da usare per le registrazioni croniche di singole unità in piccoli animali che si comportano.

Video: Design and Assembly of an Ultra-light Motorized Microdrive for Chronic Neural Recordings in Small Animals

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal. Simultaneously recording from multiple nerves and muscles gives us precise information about the timing of neural activity. Previous recording methods have worked for two electrodes, but the study of additional nerves or muscles required combining and averaging the recordings of multiple animals, which made it difficult to determine fine details of timing and phasing, because of variability from response to response, and from animal to animal. Implanting four individual electrodes has a very low success rate due to the formation of adhesions that prevent animals from performing normal feeding movements. We developed a new method of electrode fabrication that reduces the bulk of the electrodes inside the animal allowing for normal feeding movements. Using a combination of glues to attach the electrodes results in a more reliable insulation of the electrode which lasts longer, making it possible to record for periods as long as a week. The fabrication technique that we describe could be extended to incorporate several additional electrodes, and would be applicable to vertebrate animals.

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

A technique is described for implanting four in vivo electrodes to monitor the neuromuscular control of feeding behavior in Aplysia californica.

Fabbricazione e impianto di elettrodi nel Aplysia californica Per registrazioni multi-canale neurale e muscolare in intatto, Animali liberamente Comportarsi

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal.  ...

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Neuroscienze

A Thin-skull Window Technique for Chronic Two-photon In vivo Imaging of Murine Microglia in Models of Neuroinflammation

Traditionally in neuroscience, in vivo two photon imaging of the murine central nervous system has either involved the use of open-skull1,2 or thinned-skull 3 preparations. While the open-skull technique is very versatile, it is not optimal for studying microglia because it is invasive and can cause microglial activation. Even though the thinned-skull approach is minimally invasive, the repeated re-thinning of skull required for chronic imaging increases the risks of tissue injury and microglial activation and allows for a limited number of imaging sessions. Here we present a chronic thin-skull window method for monitoring murine microglia in vivo over an extended period of time using two-photon microscopy. We demonstrate how to prepare a stable, accessible, thinned-skull cortical window (TSCW) with an apposed glass coverslip that remains translucent over the course of three weeks of intermittent observation. This TSCW preparation is far more immunologically inert with respect to microglial activation than open craniotomy or repeated skull thinning and allows an arbitrary number of imaging sessions during a time period of weeks. We prepare TSCW in CX3CR1 GFP/+ mice 4 to visualize microglia with enhanced green fluorescent protein to &le;150 &mu;m beneath the pial surface. We also show that this preparation can be used in conjunction with stereotactic brain injections of the HIV-1 neurotoxic protein Tat, adjacent to the TSCW, which is capable of inducing durable microgliosis. Therefore, this method is extremely useful for examining changes in microglial morphology and motility over time in the living brain in models of HIV Associated Neurocognitive Disorder (HAND) and other neurodegenerative diseases with a neuroinflammatory component.

A Thin-skull Window Technique for Chronic Two-photon In vivo Imaging of Murine Microglia in Models of Neuroinflammation

We describe a method for repeatedly visualizing murine microglia and circulating monocytes in vivo over hours, days or weeks using transcranial two-photon microscopy. We demonstrate how to prepare a thinned-skull window that allows intermittent observation of quiescent microglia that can be activated by adjacent stereotactic injection of the HIV-1 regulatory protein Tat.

Un sottile cranio Tecnica Finestra per cronica a due fotoni In vivo</emImaging> della microglia nei modelli murini di neuroinfiammazione

Traditionally in neuroscience, in vivo two photon imaging of the murine central nervous system has either involved the use of open-skull1,2 or ...

Combining Behavioral Endocrinology and Experimental Economics: Testosterone and Social Decision Making

Behavioral endocrinological research in humans as well as in animals suggests that testosterone plays a key role in social interactions. Studies in rodents have shown a direct link between testosterone and aggressive behavior1 and folk wisdom adapts these findings to humans, suggesting that testosterone induces antisocial, egoistic or even aggressive behavior2. However, many researchers doubt a direct testosterone-aggression link in humans, arguing instead that testosterone is primarily involved in status-related behavior3,4. As a high status can also be achieved by aggressive and antisocial means it can be difficult to distinguish between anti-social and status seeking behavior.
We therefore set up an experimental environment, in which status can only be achieved by prosocial means. In a double-blind and placebo-controlled experiment, we administered a single sublingual dose of 0.5 mg of testosterone (with a hydroxypropyl-&beta;-cyclodextrin carrier) to 121 women and investigated their social interaction behavior in an economic bargaining paradigm. Real monetary incentives are at stake in this paradigm; every player A receives a certain amount of money and has to make an offer to another player B on how to share the money. If B accepts, she gets what was offered and player A keeps the rest. If B refuses the offer, nobody gets anything. A status seeking player A is expected to avoid being rejected by behaving in a prosocial way, i.e. by making higher offers.
The results show that if expectations about the hormone are controlled for, testosterone administration leads to a significant increase in fair bargaining offers compared to placebo. The role of expectations is reflected in the fact that subjects who report that they believe to have received testosterone make lower offers than those who say they believe that they were treated with a placebo. These findings suggest that the experimental economics approach is sensitive for detecting neurobiological effects as subtle as those achieved by administration of hormones. Moreover, the findings point towards the importance of both psychosocial as well as neuroendocrine factors in determining the influence of testosterone on human social behavior.

The procedure described in this protocol shows that testosterone administration and folk beliefs about testosterone may be associated with directly opposed social behaviors.

Combinando comportamentali Endocrinologia ed Economia Sperimentale: Decisione testosterone e sociale Fare

Behavioral endocrinological research in humans as well as in animals suggests that testosterone plays a key role in social interactions. Studies in ...

High-density EEG Recordings of the Freely Moving Mice using Polyimide-based Microelectrode

Electroencephalogram (EEG) indicates the averaged electrical activity of the neuronal populations on a large-scale level. It is widely utilized as a noninvasive brain monitoring tool in cognitive neuroscience as well as a diagnostic tool for epilepsy and sleep disorders in neurology. However, the underlying mechanism of EEG rhythm generation is still under the veil. Recently introduced polyimide-based microelectrode (PBM-array) for high resolution mouse EEG1 is one of the trials to answer the neurophysiological questions on EEG signals based on a rich genetic resource that the mouse model contains for the analysis of complex EEG generation process. This application of nanofabricated PBM-array to mouse skull is an efficient tool for collecting large-scale brain activity of transgenic mice and accommodates to identify the neural correlates to certain EEG rhythms in conjunction with behavior. However its ultra-thin thickness and bifurcated structure cause a trouble in handling and implantation of PBM-array. In the presented video, the preparation and surgery steps for the implantation of PBM-array on a mouse skull are described step by step. Handling and surgery tips to help researchers succeed in implantation are also provided.

In this article, we described the surgery procedure and handling tips for implantation of ultra-thin polyimide-based microelectrode array (PBM-array) on the mouse skull for acquisition of high-density encephalography (EEG) in a mouse model.

Le registrazioni EEG ad alta densità dei Topi muoversi liberamente utilizzando Polyimide a base di microelettrodi

Electroencephalogram (EEG) indicates the averaged electrical activity of the neuronal populations on a large-scale level. It is widely utilized as a ...

A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell level. The technique allows experimenters to examine temporally and regionally specific firing patterns in order to correlate recorded action potentials with ongoing behavior. Moreover, single-unit recordings can be combined with a plethora of other techniques in order to produce comprehensive explanations of neural function. In this article, we describe the anesthesia and preparation for microwire implantation. Subsequently, we enumerate the necessary equipment and surgical steps to accurately insert a microwire array into a target structure. Lastly, we briefly describe the equipment used to record from each individual electrode in the array. The fixed microwire arrays described are well-suited for chronic implantation and allow for longitudinal recordings of neural data in almost any behavioral preparation. We discuss tracing electrode tracks to triangulate microwire positions as well as ways to combine microwire implantation with immunohistochemical techniques in order to increase the anatomical specificity of recorded results.

Implanting organized arrays of microwires for use in single-unit electrophysiological recordings presents a number of technical challenges.&#160;Methods for performing this technique and the equipment necessary are described.&#160;Also, the beneficial use of organized microwire arrays to record from distinct neural subregions with high spatial selectivity is discussed.

Una procedura per l&#39;impianto Array organizzata di microfili per Recordings singola unità di Awake, Comportarsi Animali

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

Design and Fabrication of Ultralight Weight, Adjustable Multi-electrode Probes for Electrophysiological Recordings in Mice

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic targeting for microcircuit dissection and disease modeling. The introduction of optogenetics, for example, has allowed for bidirectional manipulation of genetically-identified neurons, at an unprecedented temporal resolution. To capitalize on these tools and gain insight into dynamic interactions among brain microcircuits, it is essential that one has the ability to record from ensembles of neurons deep within the brain of this small rodent, in both head-fixed and freely behaving preparations. To record from deep structures and distinct cell layers requires a preparation that allows precise advancement of electrodes towards desired brain regions. To record neural ensembles, it is necessary that each electrode be independently movable, allowing the experimenter to resolve individual cells while leaving neighboring electrodes undisturbed. To do both in a freely behaving mouse requires an electrode drive that is lightweight, resilient, and highly customizable for targeting specific brain structures.
A technique for designing and fabricating miniature, ultralight weight, microdrive electrode arrays that are individually customizable and easily assembled from commercially available parts is presented. These devices are easily scalable and can be customized to the structure being targeted; it has been used successfully to record from thalamic and cortical regions in a freely behaving animal during natural behavior.

Understanding the neural substrates of behavior requires brain circuit ensemble recording. Because of its genetic tractability, the mouse offers a model for circuit dissection and disease mimicry. Here, a method of designing and fabricating miniaturized probes is described that is suitable for targeting deep brain structure in the mouse.

Progettazione e fabbricazione di Ultralight Peso, regolabili sonde multi-elettrodo per elettrofisiologiche Registrazioni nei topi

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic ...

Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls body functions and internal organ rhythms when animals are exposed to emotional challenges and changes in their living environments. In general experiments, signals from different organs, such as the brain and the heart, are recorded by independent recording systems that require multiple recording devices and different procedures for processing the data files. This study describes a new method that can simultaneously monitor electrical biosignals, including tens of local field potentials in multiple brain regions, electrocardiograms that represent the cardiac rhythm, electromyograms that represent awake/sleep-related muscle contraction, and breathing signals, in a freely moving rat. The recording configuration of this method is based on a conventional micro-drive array for cortical local field potential recordings in which tens of electrodes are accommodated, and the signals obtained from these electrodes are integrated into a single electrical board mounted on the animal's head. Here, this recording system was improved so that signals from the peripheral organs are also transferred to an electrical interface board. In a single surgery, electrodes are first separately implanted into the appropriate body parts and the target brain areas. The open ends of all of these electrodes are then soldered to individual channels of the electrical board above the animal's head so that all of the signals can be integrated into the single electrical board. Connecting this board to a recording device allows for the collection of all of the signals into a single device, which reduces experimental costs and simplifies data processing, because all data can be handled in the same data file. This technique will aid the understanding of the neurophysiological correlates of the associations between central and peripheral organs.

This study introduces a method for the simultaneous recording of local field potentials in the brain, electrocardiograms, electromyograms, and breathing signals of a freely moving rat. This technique, which reduces experimental costs and simplifies data analysis, will contribute to the understanding of the interactions between the brain and peripheral organs.

Registrazioni simultanee di potenziali di campo locale corticale, elettrocardiogramma, elettromiogramma e respirazione ritmo da un ratto liberamente commovente

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls ...

Chronic Implantation of Whole-cortical Electrocorticographic Array in the Common Marmoset

Electrocorticography (ECoG) allows the monitoring of electrical field potentials from the cerebral cortex with high spatiotemporal resolution. Recent development of thin, flexible ECoG electrodes has enabled conduction of stable recordings of large-scale cortical activity. We have developed a whole-cortical ECoG array for the common marmoset. The array continuously covers almost the entire lateral surface of cortical hemisphere, from the occipital pole to the temporal and frontal poles, and it captures whole-cortical neural activity in one shot. This protocol describes a chronic implantation procedure of the array in the epidural space of the marmoset brain. Marmosets have two advantages regarding ECoG recordings, one being the homologous organization of anatomical structures in humans and macaques, including frontal, parietal, and temporal complexes. The other advantage is that the marmoset brain is lissencephalic and contains a large number of complexes, which are more difficult to access in macaques with ECoG, that are exposed to the brain surface.These features allow direct access to most cortical areas beneath the surface of the brain. This system provides an opportunity to investigate global cortical information processing with high resolutions at a sub-millisecond order in time and millimeter order in space.

We have developed a whole-cortical electrocorticographic array for the common marmoset that continuously covers almost the entire lateral surface of cortex, from the occipital pole to the temporal and frontal poles. This protocol describes a chronic implantation procedure of the array in the epidural space of the marmoset brain.

Impianto cronico di tutto-corticale Electrocorticographic Array nel Marmoset comune

Electrocorticography (ECoG) allows the monitoring of electrical field potentials from the cerebral cortex with high spatiotemporal resolution. Recent ...

Rabies Necropsy Techniques in Large and Small Animals

The New York State Department of Health (NYSDOH) Rabies Laboratory receives between 6,000 to 9,000 specimens annually and performs rabies testing for the entire state, with the exception of New York City. The Rabies laboratory necropsies a variety of animals ranging in size from bats to bovids. Most of these specimens are animals exhibiting neurological signs, however, less than 10% actually test positive for rabies; implying trauma, lesions or other infectious agents as the cause of these symptoms. Due to the risk of aerosolizing undiagnosed infectious agents, the Rabies Laboratory does not use power tools or saws. Three necropsy techniques will be presented for animals whose skulls are impenetrable with scissors. The laboratory has implemented these techniques to decrease potential exposure to infectious agents, eliminate unnecessary manipulation of the specimen and reduce processing time. The advantages of a preferred technique opposed to another is subject to the trained individual processing the specimen.

The goal of this protocol is to demonstrate safe necropsy techniques in small and large animals to obtain satisfactory tissue samples for rabies testing.

Tecniche di necropsia della rabbia negli animali grandi e piccoli

The New York State Department of Health (NYSDOH) Rabies Laboratory receives between 6,000 to 9,000 specimens annually and performs rabies testing for the ...

Multi-Fiber Photometry to Record Neural Activity in Freely-Moving Animals

Recording the activity of a group of neurons in a freely-moving animal is a challenging undertaking. Moreover, as the brain is dissected into smaller and smaller functional subgroups, it becomes paramount to record from projections and/or genetically-defined subpopulations of neurons. Fiber photometry is an accessible and powerful approach that can overcome these challenges. By combining optical and genetic methodologies, neural activity can be measured in deep brain structures by expressing genetically-encoded calcium indicators, which translate neural activity into an optical signal that can be easily measured. The current protocol details the components of a multi-fiber photometry system, how to access deep brain structures to deliver and collect light, a method to account for motion artifacts, and how to process and analyze fluorescent signals. The protocol details experimental considerations when performing single and dual color imaging, from either single or multiple implanted optic fibers.

This protocol details how to implement and perform multi-fiber photometry recordings, how to correct for calcium-independent artifacts, and important considerations for dual-color photometry imaging.

Fotometria multifibra per registrare l'attività neurale in animali liberamente

Recording the activity of a group of neurons in a freely-moving animal is a challenging undertaking. Moreover, as the brain is dissected into smaller and ...