Noi riconosciamo con gratitudine il sostegno del NIH (NS047073 a HJC). Anche noi siamo grati a Caterina Kehl per lei i primi esperimenti con Kwik-Sil, che ci ha incoraggiato ad usarlo per la nostra applicazione.

1. Elettrodo Fabrication <ol><li> Per creare l&#39;elettrodo, usare le forbici per tagliare un pezzo di smalto rivestite 0.001 pollici filo di acciaio inox del diametro di circa 2 metri di lunghezza. Allegare una pallina di gomma pane a ciascuna estremità del filo, piegare il filo a metà, e far girare le estremità per creare un doppino, chiamato elettrodo differenziale. </li><li> Nastro entrambe le estremità del filo per evitare svelare. Fare quattro elettrodi differenziale, utilizzando un nastro di colore diverso per ogni elettrodo differenziale a scopo di identificazione (Figura 1A). </li><li> Twist due elettrodi differenziale insieme, lasciando due centimetri non torti da una parte e 1 pollice su l&#39;altra estremità. Ripetere con la coppia di elettrodi rimanenti differenziale (Figura 1B). </li><li> Twist entrambe le serie di due elettrodi differenziale insieme, facendo in modo che le estremità rimangono torti. Tenere il gruppo elettrodi in silicone e applicare la colla casa all&#39;incrocio dei quattro elettrodi differenziale, lasciando l&#39;estremità libere. Hang e consentire la colla per asciugare per almeno 4 ore (Figura 1C). </li><li> Per isolare i rami, giaceva il gruppo elettrodi su un piatto, mobile, tale superficie un pezzo di legno. Si aprono a ventaglio le estremità e fissarli con nastro adesivo. Utilizzare un piccolo pezzo di plastica per elevare il gruppo elettrodi appena prima che i rami, e sicuro che con il nastro. </li><li> In un microscopio da dissezione, utilizzare pinze per rivestire i rami con la colla al silicone. Le estremità lunga da 1 pollice sarà dentro l&#39;animale, per cui dovrebbero avere uno strato molto sottile di colla. Lasciare asciugare la colla per almeno 3 ore. </li><li> Accorciare la 1-pollice lungo termine di un elettrodo differenziale a due centimetri. Su ogni filo, togliere 1 cm di silicone e smalto. Curl un filo nudo in un gancio per la registrazione. Piegare l&#39;altro filo in alto e lontano dal gancio, questo servirà come il filo di terra. Ripetere l&#39;operazione per i rimanenti tre elettrodi. </li><li> Selezionare uno dei quattro elettrodi sul fine da 2 pollici. Usare pinze per raschiare silicone e smalto fuori, esponendo 1 cm di nudo filo di acciaio inossidabile su ciascuno dei 2 fili. Saldare un connettore d&#39;oro a ciascuno dei due fili. Usare un pezzo di nastro di laboratorio per assicurare la fine e di mantenere una separazione tra il suolo ed i perni di registrazione. Ripetere l&#39;operazione per i rimanenti tre elettrodi. </li><li> Collegare un 1-2cm sfera della colla di silicone al cavo, a circa 1,5 cm dalla fine gancio per fissare gli elettrodi dentro l&#39;animale. Lasciare asciugare per almeno un&#39;ora (Figura 1D). <img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig1.jpg" alt="Figura 1" /> Figura 1. Dell&#39;Assemblea Fabrication elettrodi. (A) elettrodo differenziale singola costituita da un filo piegato e intrecciato con la sua estremità fissato con nastro adesivo. (B) Due elettrodi differenziale intrecciati insieme, lasciando spazio torti alle estremità. Diverse nastro colorato o un altro contrassegno deve essere utilizzato per identificare le estremità. (C) Tutti gli elettrodi differenziale quattro combinati in un singolo gruppo elettrodi formando un unico cavo, con sedi distaccate degli elettrodi individuali su ciascuna estremità, indicati con colori diversi di nastro. (D) forma finale del gruppo elettrodi. Sulla sinistra, ci sono arricciate ganci per le registrazioni e fili di terra per ogni elettrodo differenziale. Sulla destra, pin del connettore d&#39;oro sono stati saldati i fili per la connessione all&#39;amplificatore. Una palla di ancoraggio del silicone colla è stato anche collocato verso il lato sinistro del gruppo. </li></ol> 2. Preparazione di animali per l&#39;impianto <ol><li> Selezionare un animale sano che pesa circa 350-450g. In risposta a piccoli pezzi di alghe, l&#39;animale deve generare morsi ad intervalli da 3 a 5 secondi. L&#39;intervento completo di impianto di elettrodi dovrebbe durare circa un&#39;ora. </li><li> Per anestetizzare l&#39;animale, si iniettano con il 30% w / v isotonica MgCl 2. Per evitare la perdita di emolinfa e MgCl 2, il sito di iniezione possono essere rivestiti in supercolla prima di rimuovere l&#39;ago. <img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig2.jpg" alt="Figura 2" /> Figura 2. Schema che mostra come l&#39;animale è appuntata per l&#39;impianto di elettrodi, e la posizione della ferita (indicato da una barra). </li><li> Lay anestetizzato l&#39;animale in un vassoio dissezione con il suo piede. Di fronte alla testa di animale in poi, spostare l&#39;area di branchie alla vostra sinistra tale che l&#39;animale è parzialmente su un fianco, appoggiato distanza. Definire con precisione i tentacoli anteriori (Figura 2). </li><li> Collocare il vassoio sul palco di un microscopio da dissezione. Sostenere il vassoio in un angolo di circa 20 gradi di elevare la testa e raccogliere il emolinfa nella coda, lontano dalla incisione. </li><li> Dissezione con forbici, avviare una incisione leggermente a destra del eyespot ed estenderlo da 1 a 1,5 centimetri anteriormente. Usa divaricatori attaccato ai bordi del vassoio per tenere aperta l&#39;incisione (Figura 2; bar vicino nota incisione eyespot indicazione). </li><li> Per esporre la massa buccale, utilizzare pinze per sollevare la membrana trasparente sottola pelle e usare le forbici per tagliare un&#39;apertura corrispondente l&#39;incisione principale. Rimboccare i bordi della membrana in divaricatori. </li></ol> 3. L&#39;impianto di elettrodi <ol><li> Posizionare il gruppo elettrodi su un micromanipolatore e spostarlo sopra incisione dell&#39;animale. </li><li> Il nervo radular è più difficile da accedere, e dovrebbe essere affrontata prima. Ci sono due opzioni per l&#39;accesso al nervo radular. </li><li> La prima opzione, che è preferibile, è di guardare sotto il ganglio buccale tra BN1 e BN2. Se un ramo del nervo radular è visibile, utilizzare punta fine pinze piegato in un gancio per sollevare il ramo (Figura 3, ciclo di RN sotto ganglio etichettati 1). </li><li> Se un ramo del nervo radular non è accessibile al di sopra del muscolo, una seconda opzione è quella di accedervi tramite una piccola incisione in I2 accanto al tessuto connettivo alla base del ganglio vestibolare (Figura 3, RN sotto muscolare etichettati 2). L&#39;incisione in I2 deve passare attraverso due strati del muscolo I2. Tenere su il bordo del muscolo incisione con una pinza dritta e usare il forcipe agganciato per tirare fuori un ramoscello di RN. </li><li> Tenendo premuto il nervo con le pinze agganciato, utilizzare un diverso set di pinze per manipolare il gancio elettrodo sul nervo. </li><li> Utilizzare il micromanipolatore per sollevare il gancio in modo che il nervo viene innalzato dalla massa buccale chiara e precisa dei nervi o altri tessuti. Non estendere il nervo. </li><li> Asciugare l&#39;elettrodo con un Kim-Wipe o aspirazione fuori il liquido in eccesso con una siringa. Tensione dell&#39;acqua può causare il coraggio di crollare su se stesso, o un sigillo d&#39;acqua per formare sotto il nervo. In entrambi i casi, l&#39;area deve essere completamente asciutta prima di colla è applicata. </li><li> Applicare una goccia di colla dove la base del gancio è in contatto con la parte inferiore del nervo. Applicare una goccia di soluzione fisiologica o Aplysia emolinfa per impostare la supercolla. Quando la colla è niente di bagnato dovrebbe essere spostato come ottenere collante tra il filo ed il nervo avrebbe bloccato il collegamento elettrico. </li><li> Secco il gancio di nuovo. Mix Kwik-Sil colla su un impacco di ghiaccio. </li><li> Usare la punta di uno spillo di applicare una piccola quantità di Kwik-Sil colla, ricoprendo completamente qualsiasi filo esposto del gancio, ma non il filo di terra. </li><li> Lasciare che la colla da impostare per circa 5 minuti, riaggiustare la colla se si tira fuori dalle sezioni del gancio. La colla è impostato quando si attacca più al tatto con il perno (Figura 4 mostra la configurazione finale). </li><li> Una volta che l&#39;elettrodo nervo radular è impostato, il muscolo I2 è possibile accedere. Nella zona tra BN1 e BN2, usare il forcipe agganciati al gancio e per separare due fasce del muscolo I2 dal resto del muscolo tirando delicatamente le bande verso l&#39;alto. Collegare l&#39;elettrodo con la stessa procedura. </li><li> Nervi buccale 2 e 3 sono facilmente accessibili e gli elettrodi sono collegati con la stessa procedura. </li><li> Una volta che tutti gli elettrodi sono collegati, far scorrere il gruppo elettrodi in l&#39;animale fino alla ancoraggio silicone. </li><li> Sutura l&#39;incisione chiuso intorno al cavo elettrodo sporgente, mantenendo l&#39;ancora dentro l&#39;animale. Supercolla i punti per garantire una buona tenuta. </li><li> Inserire le punte d&#39;oro connettore all&#39;altra estremità dell&#39;elettrodo in un piccolo blocco di polistirolo. Rispedire l&#39;animale verso il serbatoio principale in un contenitore aerato isolamento per il pernottamento di recupero. </li></ol><img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig3.jpg" alt="Figura 3" /> Figura 3. Uno schema dell&#39;apparato di alimentazione Aplysia conosciuta come la massa buccale. Vengono mostrati i nervi buccale (BN1, BN2, BN3), il nervo radular (RN) che esce dal fondo del ganglio buccale, poi si tuffa sotto il muscolo, e la posizione sul muscolo I2 cui è collegato l&#39;elettrodo. <img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig4.jpg" alt="Figura 4" /> Figura 4. Schema di singolo elettrodo collegato ad un nervo (o muscolare) e incollate in posizione. Si noti che il de-isolata regione del gancio arricciata è in contatto diretto con il nervo (o muscolare), ancorata in posizione con colla, e isolati elettricamente dal mezzo liquido con Kwik-Sil. Si noti inoltre che la punta deinsulated dell&#39;elettrodo di massa è esposto al mezzo fluido. 4. Registrazione <ol><li> Acclimatare l&#39;animale in un contenitore aerato, mentre collegato l&#39;apparecchio di controllo per almeno 1,5 ore. Monitorare il segnale, mentre l&#39;animale è acclimatando per verificare che tutti gli elettrodi sono di lavoro e che i livelli di rumore sono bassi. </li><li> Utilizzare una videocamera per registrare il comportamento alimentare durante l&#39;uso del computer per registrare i segnali dagli elettrodi neurali e muscolari. Sincronizzare i video e le registrazioni degli elettrodi utilizzando un segnale onda quadra che controlla un contatore digitale in vista della telecamera mentre si è contemporaneamente registrato come un canale aggiuntivo sul computer in Axoscope. </li><li> Alimentazione comportamenti sono suscitato dalle tecniche dedescritto nel Morton e Chiel 1993. </li></ol> Anche se gli animali invertebrati non richiedono l&#39;approvazione formale da parte di un uso animale e del comitato istituzionale di cura, ci siamo assicurati che tutti i trattamenti di Aplysia minimizzare i danni e sofferenze agli animali, e che tutte le tecniche chirurgiche sono fatto mentre l&#39;animale è completamente anestetizzato. Rappresentante Risultati <img src="/files/ftp_upload/1791/1791fig5.jpg" alt="Figura 5" /> Figura 5. (A) le registrazioni simultanee a quattro canali da un muscolo (il muscolo goniometro I2), e da tre nervi buccale (il nervo radular, RN, nervo buccale 2, BN2, e del nervo vestibolare 3, BN3) durante una risposta deglutizione. (B) Un fermo immagine dal video registrazione simultanea degli animali liberamente comportarsi come ingoia una striscia di alga pretagliate (0,5 cm di larghezza), che è stato segnato a intervalli di 0,5 cm con fasce bianche in modo che i suoi movimenti possono essere facilmente visualizzati come Si nutre.

<ol>
	<li>Lu, H., Chestek, C. A., Shaw, K. M., Chiel, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selective+extracellular+stimulation+of+individual+neurons+in+ganglia.">Selective extracellular stimulation of individual neurons in ganglia.</a> J. Neural Eng. 5, 287-309 (2008).</li><li>Morton, D. W., Chiel, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+buccal+nerve+activity+that+distinguishes+ingestion+from+rejection+can+be+used+to+predict+behavioral+transitions+in+Aplysia.">In vivo buccal nerve activity that distinguishes ingestion from rejection can be used to predict behavioral transitions in Aplysia.</a> J Comp. Physiol. A. 172, 17-32 (1993).</li><li>Warman, E. N., Chiel, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+technique+for+chronic+single+extracellular+recording+in+freely+behaving+animals+using+pipette+electrodes.">A new technique for chronic single extracellular recording in freely behaving animals using pipette electrodes.</a> J. Neurosci. Methods. 57, 161-169 (1995).</li><li>Ye, H., Morton, D. W., Chiel, H. J., J, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=nbsp;Neuromechanics+of+multifunctionality+during+rejection+in+Aplysia+californica.">nbsp;Neuromechanics of multifunctionality during rejection in Aplysia californica.</a> J. Neurosci. 26, 10743-10755 (2006).</li></ol>

Una innovazione fondamentale che ha fatto queste registrazioni di successo sta combinando gli elettrodi in un unico cavo. Due registrazioni elettrodi sono stati usati in precedenza, ma l&#39;espansione a quattro elettrodi individuali ha portato alla formazione di aderenze chirurgiche che spesso impedito all&#39;animale di fare movimenti di alimentazione normale. Combinando gli elettrodi in un cavo di ridurre la maggior parte degli elettrodi dentro l&#39;animale, che a sua volta riduce la risposta immunitaria e permette ...

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		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Enamel coated stainless steel wire</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>California Fine Wire</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>0.001D, coating h</td>
</tr>
<tr>
<td>Household Silicone II Glue</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>GE</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Kwik-Sil Adhesive</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>WPI</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Duro Qwik-Gel superglue</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Henkel corp.</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>A-M Systems model 1700 amplifier</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>A-M Systems</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Filter settings:100-1000Hz nerves,10-1000Hz I2 muscle</td>
</tr>
<tr>
<td>Axoscope 10.1</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Molecular Devices</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Gold Connector Pins</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Bulgin</td>
<td>SA3148/1</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Gold Connector Sockets</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Bulgin</td>
<td>SA3149/1</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

electrode fabrication and implantation in aplysia californica for multi-channel neural and muscular recordings in intact, freely behaving animals

Registrazione da nervi e muscoli chiave di<em&gt; Aplysia</em&gt; Durante comportamento alimentare ci permette di studiare i modelli di controllo neurale in un animale intatto. Contemporaneamente la registrazione da nervi e muscoli più ci dà informazioni precise sui tempi di attività neurale. Metodi di registrazione precedente hanno lavorato per due elettrodi, ma lo studio dei nervi o dei muscoli necessari ulteriori combinando e la media delle registrazioni degli animali multiple, che ha reso difficile determinare dettagli di tempi e graduale, a causa della variabilità di risposta alla risposta, e da animale ad animale. L&#39;impianto di quattro elettrodi individuo ha un tasso di successo molto bassa a causa della formazione di aderenze che impediscono di compiere movimenti animali normale alimentazione. Abbiamo sviluppato un nuovo metodo di fabbricazione di elettrodi che riduce la maggior parte degli elettrodi all&#39;interno dei movimenti degli animali, affinché per l&#39;alimentazione normale. Utilizzando una combinazione di colle per attaccare i risultati elettrodi in un isolamento più affidabile dell&#39;elettrodo che dura più a lungo, rendendo possibile la registrazione per periodi fino a una settimana. La tecnica di fabbricazione che descriviamo potrebbe essere esteso per incorporare diversi elettrodi supplementari e sarebbero applicabili agli animali vertebrati.

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Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

Una tecnica è descritta per impiantare quattro<em&gt; In vivo</em&gt; Elettrodi per monitorare il controllo neuromuscolare del comportamento alimentare in<em&gt; Aplysia californica</em&gt;.

Fabbricazione e impianto di elettrodi nel Aplysia californica Per registrazioni multi-canale neurale e muscolare in intatto, Animali liberamente Comportarsi

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal.  ...

electrode-fabrication-implantation-aplysia-californica-for-multi

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

13.0K Views.  Case Western Reserve University. Una tecnica è descritta per impiantare quattro In vivo Elettrodi per monitorare il controllo neuromuscolare del comportamento alimentare in Aplysia californica.

Video: Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

High-density EEG Recordings of the Freely Moving Mice using Polyimide-based Microelectrode

Electroencephalogram (EEG) indicates the averaged electrical activity of the neuronal populations on a large-scale level. It is widely utilized as a noninvasive brain monitoring tool in cognitive neuroscience as well as a diagnostic tool for epilepsy and sleep disorders in neurology. However, the underlying mechanism of EEG rhythm generation is still under the veil. Recently introduced polyimide-based microelectrode (PBM-array) for high resolution mouse EEG1 is one of the trials to answer the neurophysiological questions on EEG signals based on a rich genetic resource that the mouse model contains for the analysis of complex EEG generation process. This application of nanofabricated PBM-array to mouse skull is an efficient tool for collecting large-scale brain activity of transgenic mice and accommodates to identify the neural correlates to certain EEG rhythms in conjunction with behavior. However its ultra-thin thickness and bifurcated structure cause a trouble in handling and implantation of PBM-array. In the presented video, the preparation and surgery steps for the implantation of PBM-array on a mouse skull are described step by step. Handling and surgery tips to help researchers succeed in implantation are also provided.

In this article, we described the surgery procedure and handling tips for implantation of ultra-thin polyimide-based microelectrode array (PBM-array) on the mouse skull for acquisition of high-density encephalography (EEG) in a mouse model.

Le registrazioni EEG ad alta densità dei Topi muoversi liberamente utilizzando Polyimide a base di microelettrodi

Electroencephalogram (EEG) indicates the averaged electrical activity of the neuronal populations on a large-scale level. It is widely utilized as a ...

Ricerca

Neuroscienze

Design and Assembly of an Ultra-light Motorized Microdrive for Chronic Neural Recordings in Small Animals

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of neural circuits underlying a variety of natural behaviors, including navigation1 , decision making 2,3, and the generation of complex motor sequences4,5,6. Advances in precision machining has allowed for the fabrication of light-weight devices suitable for chronic recordings in small animals, such as mice and songbirds. The ability to adjust the electrode position with small remotely controlled motors has further increased the recording yield in various behavioral contexts by reducing animal handling.6,7
 Here we describe a protocol to build an ultra-light motorized microdrive for long-term chronic recordings in small animals. Our design evolved from an earlier published version7, and has been adapted for ease-of use and cost-effectiveness to be more practical and accessible to a wide array of researchers. This proven design 8,9,10,11 allows for fine, remote positioning of electrodes over a range of ~ 5 mm and weighs less than 750 mg when fully assembled. We present the complete protocol for how to build and assemble these drives, including 3D CAD drawings for all custom microdrive components.

The design, fabrication and assembly of an ultra-light motorized microdrive is described. The device provides a cost-effective and easy-to-use solution for chronic recordings of single units in small behaving animals.

Progettazione e assemblaggio di un ultraleggero motorizzato per Microdrive croniche Recordings neurali in animali di piccola taglia

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of ...

An In Vitro Preparation for Eliciting and Recording Feeding Motor Programs with Physiological Movements in Aplysia californica

Multifunctionality, the ability of one peripheral structure to generate multiple, distinct behaviors1, allows animals to rapidly adapt their behaviors to changing environments. The marine mollusk Aplysia californica provides a tractable system for the study of multifunctionality. During feeding, Aplysia generates several distinct types of behaviors using the same feeding apparatus, the buccal mass. The ganglia that control these behaviors contain a number of large, identified neurons that are accessible to electrophysiological study. The activity of these neurons has been described in motor programs that can be divided into two types, ingestive and egestive programs, based on the timing of neural activity that closes the food grasper relative to the neural activity that protracts or retracts the grasper2. However, in isolated ganglia, the muscle movements that would produce these behaviors are absent, making it harder to be certain whether the motor programs observed are correlates of real behaviors. In vivo, nerve and muscle recordings have been obtained corresponding to feeding programs2,3,4, but it is very difficult to directly record from individual neurons5. Additionally, in vivo, ingestive programs can be further divided into bites and swallows1,2, a distinction that is difficult to make in most previously described in vitro preparations.
The suspended buccal mass preparation (Figure 1) bridges the gap between isolated ganglia and intact animals. In this preparation, ingestive behaviors - including both biting and swallowing - and egestive behaviors (rejection) can be elicited, at the same time as individual neurons can be recorded from and stimulated using extracellular electrodes6. The feeding movements associated with these different behaviors can be recorded, quantified, and related directly to the motor programs. The motor programs in the suspended buccal mass preparation appear to be more similar to those observed in vivo than are motor programs elicited in isolated ganglia. Thus, the motor programs in this preparation can be more directly related to in vivo behavior; at the same time, individual neurons are more accessible to recording and stimulation than in intact animals. Additionally, as an intermediate step between isolated ganglia and intact animals, findings from the suspended buccal mass can aid in interpretation of data obtained in both more reduced and more intact settings. The suspended buccal mass preparation is a useful tool for characterizing the neural control of multifunctionality in Aplysia.

An In Vitro Preparation for Eliciting and Recording Feeding Motor Programs with Physiological Movements in Aplysia californica

We describe a technique to extracellularly record and stimulate from nerves, muscles, and individual identified neurons in vitro while eliciting and observing different types of feeding behaviors in the feeding apparatus of Aplysia.

Un<em&gt; In Vitro</emPreparazione&gt; per stimolare e registrare i programmi motori Nutrire con i movimenti fisiologici in<em&gt; Aplysia californica</em

Multifunctionality, the ability of one peripheral  structure to generate multiple, distinct behaviors1, allows animals  to rapidly adapt their behaviors ...

Extracellularly Identifying Motor Neurons for a Muscle Motor Pool in Aplysia californica

In animals with large identified neurons (e.g. mollusks), analysis of motor pools is done using intracellular techniques1,2,3,4. Recently, we developed a technique to extracellularly stimulate and record individual neurons in Aplysia californica5. We now describe a protocol for using this technique to uniquely identify and characterize motor neurons within a motor pool.
This extracellular technique has advantages. First, extracellular electrodes can stimulate and record neurons through the sheath5, so it does not need to be removed. Thus, neurons will be healthier in extracellular experiments than in intracellular ones. Second, if ganglia are rotated by appropriate pinning of the sheath, extracellular electrodes can access neurons on both sides of the ganglion, which makes it easier and more efficient to identify multiple neurons in the same preparation. Third, extracellular electrodes do not need to penetrate cells, and thus can be easily moved back and forth among neurons, causing less damage to them. This is especially useful when one tries to record multiple neurons during repeating motor patterns that may only persist for minutes. Fourth, extracellular electrodes are more flexible than intracellular ones during muscle movements. Intracellular electrodes may pull out and damage neurons during muscle contractions. In contrast, since extracellular electrodes are gently pressed onto the sheath above neurons, they usually stay above the same neuron during muscle contractions, and thus can be used in more intact preparations.
To uniquely identify motor neurons for a motor pool (in particular, the I1/I3 muscle in Aplysia) using extracellular electrodes, one can use features that do not require intracellular measurements as criteria: soma size and location, axonal projection, and muscle innervation4,6,7. For the particular motor pool used to illustrate the technique, we recorded from buccal nerves 2 and 3 to measure axonal projections, and measured the contraction forces of the I1/I3 muscle to determine the pattern of muscle innervation for the individual motor neurons.
We demonstrate the complete process of first identifying motor neurons using muscle innervation, then characterizing their timing during motor patterns, creating a simplified diagnostic method for rapid identification. The simplified and more rapid diagnostic method is superior for more intact preparations, e.g. in the suspended buccal mass preparation8 or in vivo9. This process can also be applied in other motor pools10,11,12 in Aplysia or in other animal systems2,3,13,14.

Extracellularly Identifying Motor Neurons for a Muscle Motor Pool in Aplysia californica

In animals with large identified neurons (e.g. mollusks), analysis of motor pools is done using intracellular techniques1,2,3,4. Recently, we developed a technique to extracellularly stimulate and record individual neurons in Aplysia californica5. We now describe a protocol for using this technique to uniquely identify and characterize motor neurons within a motor pool.

Extracellulare Identificazione neuroni motori per un pool di motore muscolare in<em&gt; Aplysia californica</em

In animals with large  identified neurons (e.g. mollusks), analysis of motor pools is done using  intracellular techniques1,2,3,4. Recently,  we developed ...

Isolation of Sensory Neurons of Aplysia californica for Patch Clamp Recordings of Glutamatergic Currents

The marine gastropod mollusk Aplysia californica has a venerable history as a model of nervous system function, with particular significance in studies of learning and memory. The typical preparations for such studies are ones in which the sensory and motoneurons are left intact in a minimally dissected animal, or a technically elaborate neuronal co-culture of individual sensory and motoneurons. Less common is the isolated neuronal preparation in which small clusters of nominally homogeneous neurons are dissociated into single cells in short term culture. Such isolated cells are useful for the biophysical characterization of ion currents using patch clamp techniques, and targeted modulation of these conductances. A protocol for preparing such cultures is described. The protocol takes advantage of the easily identifiable glutamatergic sensory neurons of the pleural and buccal ganglia, and describes their dissociation and minimal maintenance in culture for several days without serum.

Isolation of Sensory Neurons of Aplysia californica for Patch Clamp Recordings of Glutamatergic Currents

We describe the dissection of the nervous system of the marine sea hare Aplysia after anesthesia, the isolation of neurons for short term-tissue culture, and recordings of single cell ion currents via the patch clamp technique.

Isolamento dei neuroni sensoriali<em&gt; Aplysia californica</em&gt; Per Bloccare Registrazioni patch di correnti glutamatergico

The marine gastropod mollusk Aplysia californica has a venerable  history as a model of nervous system function, with particular significance in  studies ...

A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell level. The technique allows experimenters to examine temporally and regionally specific firing patterns in order to correlate recorded action potentials with ongoing behavior. Moreover, single-unit recordings can be combined with a plethora of other techniques in order to produce comprehensive explanations of neural function. In this article, we describe the anesthesia and preparation for microwire implantation. Subsequently, we enumerate the necessary equipment and surgical steps to accurately insert a microwire array into a target structure. Lastly, we briefly describe the equipment used to record from each individual electrode in the array. The fixed microwire arrays described are well-suited for chronic implantation and allow for longitudinal recordings of neural data in almost any behavioral preparation. We discuss tracing electrode tracks to triangulate microwire positions as well as ways to combine microwire implantation with immunohistochemical techniques in order to increase the anatomical specificity of recorded results.

Implanting organized arrays of microwires for use in single-unit electrophysiological recordings presents a number of technical challenges.&#160;Methods for performing this technique and the equipment necessary are described.&#160;Also, the beneficial use of organized microwire arrays to record from distinct neural subregions with high spatial selectivity is discussed.

Una procedura per l&#39;impianto Array organizzata di microfili per Recordings singola unità di Awake, Comportarsi Animali

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

Design and Fabrication of Ultralight Weight, Adjustable Multi-electrode Probes for Electrophysiological Recordings in Mice

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic targeting for microcircuit dissection and disease modeling. The introduction of optogenetics, for example, has allowed for bidirectional manipulation of genetically-identified neurons, at an unprecedented temporal resolution. To capitalize on these tools and gain insight into dynamic interactions among brain microcircuits, it is essential that one has the ability to record from ensembles of neurons deep within the brain of this small rodent, in both head-fixed and freely behaving preparations. To record from deep structures and distinct cell layers requires a preparation that allows precise advancement of electrodes towards desired brain regions. To record neural ensembles, it is necessary that each electrode be independently movable, allowing the experimenter to resolve individual cells while leaving neighboring electrodes undisturbed. To do both in a freely behaving mouse requires an electrode drive that is lightweight, resilient, and highly customizable for targeting specific brain structures.
A technique for designing and fabricating miniature, ultralight weight, microdrive electrode arrays that are individually customizable and easily assembled from commercially available parts is presented. These devices are easily scalable and can be customized to the structure being targeted; it has been used successfully to record from thalamic and cortical regions in a freely behaving animal during natural behavior.

Understanding the neural substrates of behavior requires brain circuit ensemble recording. Because of its genetic tractability, the mouse offers a model for circuit dissection and disease mimicry. Here, a method of designing and fabricating miniaturized probes is described that is suitable for targeting deep brain structure in the mouse.

Progettazione e fabbricazione di Ultralight Peso, regolabili sonde multi-elettrodo per elettrofisiologiche Registrazioni nei topi

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic ...

Visual Evoked Potential Recordings in Mice Using a Dry Non-invasive Multi-channel Scalp EEG Sensor

For scalp EEG research environments with laboratory mice, we designed a dry-type 16 channel EEG sensor which is non-invasive, deformable, and re-usable because of the plunger-spring-barrel structural facet and mechanical strengths resulting from metal materials. The whole process for acquiring the VEP responses in vivo from a mouse consists of four steps: (1) sensor assembly, (2) animal preparation, (3) VEP measurement, and (4) signal processing. This paper presents representative measurements of VEP responses from multiple mice with a submicro-voltage signal resolution and sub-hundred millisecond temporal resolution. Although the proposed method is safer and more convenient compared to other previously reported animal EEG acquiring methods, there are remaining issues including how to enhance the signal-to-noise ratio and how to apply this technique with freely moving animals. The proposed method utilizes easily available resources and shows a repetitive VEP response with a satisfactory signal quality. Therefore, this method could be utilized for longitudinal experimental studies and reliable translational research exploiting non-invasive paradigms.

We designed a dry-type 16 channel EEG sensor which is non-invasive, deformable, and re-usable. This paper describes the whole process from manufacturing the proposed EEG electrode to signal processing of visual evoked potential (VEP) signals measured on a mouse scalp using a dry non-invasive multi-channel EEG sensor.

Registrazioni di potenziali evocate visive nei topi utilizzando un multicanale Non invasiva a secco del cuoio capelluto EEG sensore

For scalp EEG research environments with laboratory mice, we designed a dry-type 16 channel EEG sensor which is non-invasive, deformable, and re-usable ...

Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials, Electrocardiogram, Electromyogram, and Breathing Rhythm from a Freely Moving Rat

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls body functions and internal organ rhythms when animals are exposed to emotional challenges and changes in their living environments. In general experiments, signals from different organs, such as the brain and the heart, are recorded by independent recording systems that require multiple recording devices and different procedures for processing the data files. This study describes a new method that can simultaneously monitor electrical biosignals, including tens of local field potentials in multiple brain regions, electrocardiograms that represent the cardiac rhythm, electromyograms that represent awake/sleep-related muscle contraction, and breathing signals, in a freely moving rat. The recording configuration of this method is based on a conventional micro-drive array for cortical local field potential recordings in which tens of electrodes are accommodated, and the signals obtained from these electrodes are integrated into a single electrical board mounted on the animal's head. Here, this recording system was improved so that signals from the peripheral organs are also transferred to an electrical interface board. In a single surgery, electrodes are first separately implanted into the appropriate body parts and the target brain areas. The open ends of all of these electrodes are then soldered to individual channels of the electrical board above the animal's head so that all of the signals can be integrated into the single electrical board. Connecting this board to a recording device allows for the collection of all of the signals into a single device, which reduces experimental costs and simplifies data processing, because all data can be handled in the same data file. This technique will aid the understanding of the neurophysiological correlates of the associations between central and peripheral organs.

This study introduces a method for the simultaneous recording of local field potentials in the brain, electrocardiograms, electromyograms, and breathing signals of a freely moving rat. This technique, which reduces experimental costs and simplifies data analysis, will contribute to the understanding of the interactions between the brain and peripheral organs.

Registrazioni simultanee di potenziali di campo locale corticale, elettrocardiogramma, elettromiogramma e respirazione ritmo da un ratto liberamente commovente

Monitoring the physiological dynamics of the brain and peripheral tissues is necessary for addressing a number of questions about how the brain controls ...

Long-term Sensory Conflict in Freely Behaving Mice

Long-term sensory conflict protocols are a valuable means of studying motor learning. The presented protocol produces a persistent sensory conflict for experiments aimed at studying long-term learning in mice. By permanently wearing a device fixed on their heads, mice are continuously exposed to a sensory mismatch between visual and vestibular inputs while freely moving in home cages. Therefore, this protocol readily enables the study of the visual system and multisensory interactions over an extended timeframe that would not be accessible otherwise. In addition to lowering the experimental costs of long-term sensory learning in naturally behaving mice, this approach accommodates the combination of in vivo and in vitro experiments. In the reported example, video-oculography is performed to quantify the vestibulo-ocular reflex (VOR) and optokinetic reflex (OKR) before and after learning. Mice exposed to this long-term sensory conflict between visual and vestibular inputs presented a strong VOR gain decrease but exhibited few OKR changes. Detailed steps of device assembly, animal care, and reflex measurements are hereby reported.

The presented protocol produces a persistent sensory conflict for experiments aimed at studying long-term learning. By permanently wearing a fixed device on their heads, mice are continuously exposed to a sensory mismatch between visual and vestibular inputs while freely moving in home cages.

A lungo termine conflitto sensoriale a comportarsi liberamente topi

Long-term sensory conflict protocols are a valuable means of studying motor learning. The presented protocol produces a persistent sensory conflict for ...