Gli autori desiderano ringraziare il Dr. Candace Hsieh per suggerimenti e assistenza con le tecniche di imaging e Dr. Doris Wu consultare esperti di anatomia dell&#39;orecchio interno pulcino durante l&#39;embriogenesi precoce. Questo lavoro è stato sostenuto da NSF IOS-0642346, NIH-DC010775 T32, T32-NIH GM008620, NIH R01-DC010796, e il DOE GAANN P200A120165.

1. Preparare i seguenti strumenti di dissezione e reagenti <ul><li> Fluido cerebrospinale artificiale (aCSF, 130 mM NaCl, 3 mM KCl, 1,2 mM KH 2 PO 4, 20 mM NaHCO 3, 3 mM di HEPES, 10 mM di glucosio, 2 mM CaCl 2, 1,3 mM MgSO 4) continuo infuso con 95% O 2/5% di CO 2 a temperatura ambiente. Per l&#39;infusione, riempire per 2/3 da 500 ml a bocca larga vaso Nalgene con un foro nel coperchio. Serbatoio sarà collegato mediante la tubazione di un calice gorgogliatore, che penetra la aCSF attraverso il foro nel coperchio vaso. Regolare la pressione per ottenere un flusso costante di bolle che raggiungono circa 1/3 del liquido, ma non sono abbastanza forte da causare spruzzi sul bordo. Submerge 5 ml fiale di vetro (fino a 6) nel vaso Nalgene per separare campioni singoli da loro e dalla turbolenza del flusso di gas. ACSF dovrebbe essere ossigenato per almeno 20 minuti prima di qualsiasi incubazione tessuto. </li><li> Piccolo dissezione piatto in silicone (35 mm x 10mm rivestito Petri utilizzando Sylgard elastomero Kit) con due perni dissezione inseriti in piccolo polistirolo esagonale inferiore (47 mm) peso barca. </li><li> Due fine-tip pinza, una curva punta pinze, da 50 becher ml, e un contenitore per i rifiuti del tessuto. </li><li> Tirato micropipetta di vetro (1,2 OD / 0,9 ID) spezzato a circa 20-50 micron apertura in punta e riempito con rodamina destrano ammina (RDA, MW = 3000, Invitrogen) in una soluzione di 6,25% con 0,4% Triton X-100 in PBS . Collegare con un tubo in bene per picospritzer e stabilizzare a micromanipolatore. </li></ul> 2. Micro-dissezione per svelare Papilla basilare a E8 4,5 <ol><li> Con pinze curve, tagliare E8 embrione appena sotto il tronco cerebrale, mettendo la testa direttamente sulla siliconata piatto dissezione all&#39;interno pesare barca. </li><li> Con perni dissezione, posizionare la testa con una vista ventrale così l&#39;orecchio sul lato di interesse è leggermente visibile, la testa leggermente inclinata dorsalmente e puntando 10-30 gradi di distanza dal center (Figura 2A). Immediatamente fissare la testa con perni. Se bilaterale analisi è desiderato, il centro della testa a 0 gradi, o una visione completa ventrale in modo da entrambi i lati è possibile accedere. Analogamente, per un lato sinistro iniezione, bloccare la testa a -10 a -30 gradi dal centro in modo che il lato sinistro è accessibile. </li><li> Con i 50 becher ml, trasferire 30 ml di aCSF ossigenata nel piatto, sommergendo completamente il tessuto. </li><li> Afferrare con delicatezza e la buccia verso il basso la mascella inferiore con punta fine pinze, quindi rimuovere la palpebra inferiore sul lato di interesse. </li><li> Rimuovere il tessuto vascolare sovrastante, compresa qualsiasi palato rimanente e gola. Questi tessuti molli dovrebbero staccarsi rivelando la superficie liscia di sviluppare chondrocranium con le arterie vertebrali distintivi sulla sua superficie. Da questo punto, la caratteristica massa bianca otoconial dovrebbe essere visibile. </li><li> Sezionare con cura la pelle intorno al meato esterno, cartilagine della mandibola e l&#39;orecchio medio, lasciando il diNER orecchio intatto. Utilizzare le pinze per tagliare delicatamente via queste strutture cartilaginee. </li><li> Rimuovere le arterie vertebrali e una pozza di sangue con un movimento gentile con le punte sottili pinze. Il sangue può oscurare vista e la coagulazione può collegare l&#39;apertura pipetta di iniezione. </li><li> Il condotto cocleare con adiacente epitelio sensoriale (basilare papilla) e ganglio acustico si trova direttamente sotto la chondrocranium 6 e può essere visualizzato come una forma allungata oa forma di dita proiezione si estende dall&#39;orecchio interno ventralmente, con la punta più distale (apice) in prossimità del anteriore linea mediana 5. Ci può essere un raggruppamento di sangue (rosso) dalla dissezione e / o calcificazioni otolitici (bianco) all&#39;apice del condotto cocleare (Figura 2B) che possono aiutare nella visualizzazione. Al vertice è la macula lagenar, una patch sensoriale pensato per essere della funzione vestibolare 7,8. </li></ol> 3. Etichettatura selettiva di CN VIII Fibre uditiva <ol><li&gt; Posizionare la pipetta di iniezione vicino alla superficie dell&#39;embrione nella regione cocleare papilla condotto e basilare. </li><li> Abbassare lentamente la micropipetta per forare prima il cranio. Questa regione cranica è più sottile di aree circostanti e richiede meno forza per penetrare. La micropipetta dovrebbe essere all&#39;interno del canale cocleare. Opzionale: una piccola iniezione di tracciabilità colorante può essere fatto qui per aiutare a visualizzare la papilla basilare. </li><li> Senza il riposizionamento della micropipetta, continuare ad abbassare fino a quando incomincia viola il confine profondo del condotto cocleare (Figura 1). Effettuare un&#39;iniezione qui e ripetere in più regioni lungo la lunghezza della papilla basilare (figure 2C, 2D), escludendo la punta più prossimale in cui si trova il lagena vestibolare. Con il picospritzer impostata tra 10-30 psi, diverse iniezioni sono fatte. Il volume del fluido iniettato colorante varia e dipende dal grado desiderato di etichettatura. Ogni iniezione dovrebbe portare a un colorante fluorescente-laposto Beled di circa 200-400 micron di diametro (Figura 2D). </li><li> Una volta che l&#39;iniezione è terminata, usare il forcipe per transetto il campione al di sopra del tronco cerebrale e utilizzare una pipetta di trasferimento per posizionare la porzione caudale in un piccolo vaso all&#39;interno del contenitore di aCSF continuamente perfuso con il 95% O 2/5% di CO 2. </li><li> Per ciascun embrione, 20-30 min per consentire il trasferimento di colore, a seconda della distanza del centro di traccia desiderata. </li><li> Rimuovere il tessuto e prepararsi per il sezionamento istologico. Nell&#39;esempio qui illustrato, il tessuto viene immerso in paraformaldeide al 4% (in 1X PBS) overnight, saccarosio 30% (in 1X PBS) per una notte. </li></ol> 4. Di contrasto e analisi <ol><li> Di contrasto è utile per contribuire a orientare l&#39;osservatore a localizzazione anatomica, nonché identificare le regioni di particolare interesse. Un contrasto efficace in questa preparazione è immunomarcatura neurofilamenti (figure 1, 3B, 3E), cui L fortementeAbels assoni e permette di demarcazione di tratti assonali nel SNC. </li><li> Analisi deve essere eseguita in tutta la regione etichettata, come le sporgenze possono estendere diverse centinaia di micron o più lungo l&#39;asse rostrocaudale. Alcuni esempi di analisi di base sono: tassi di errore di targeting, i tempi e / o modifiche divergenza di modelli di proiezione. Assoni RDA-etichettati sono visualizzati nel sistema nervoso centrale e periferico ad alta risoluzione (figure 3A, 3D). </li></ol>

<ol>
	<li>Groves, A. K., Fekete, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Shaping+sound+in+space:+the+regulation+of+inner+ear+patterning.">Shaping sound in space: the regulation of inner ear patterning.</a> Development. 139, 245-257 (2012).</li><li>Pflieger, J. F., Cabana, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+vestibular+primary+afferents+and+the+vestibulospinal+projections+in+the+developing+and+adult+opossum,+Monodelphis+domestica.">The vestibular primary afferents and the vestibulospinal projections in the developing and adult opossum, Monodelphis domestica.</a> Anatomy and Embryology. 194, 75-88 (1996).</li><li>Molea, D., Rubel, E. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Timing+and+topography+of+nucleus+magnocellularis+innervation+by+the+cochlear+ganglion.">Timing and topography of nucleus magnocellularis innervation by the cochlear ganglion.</a> The Journal of Comparative Neurology. 466, 577-591 (2003).</li><li>Bissonnette, J. P., Fekete, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Standard+atlas+of+the+gross+anatomy+of+the+developing+inner+ear+of+the+chicken.">Standard atlas of the gross anatomy of the developing inner ear of the chicken.</a> The Journal of Comparative Neurology. 368, 620-630 (1996).</li><li>Brigande, J. V., Kiernan, A. E., Gao, X., Iten, L. E., Fekete, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+genetics+of+pattern+formation+in+the+inner+ear:+do+compartment+boundaries+play+a+role.">Molecular genetics of pattern formation in the inner ear: do compartment boundaries play a role.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 97, 11700-11706 (1073).</li><li>Bellairs, R., Osmond, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The atlas of chick development. , (2005).</li><li>Manley, G. A., Haeseler, C., Brix, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Innervation+patterns+and+spontaneous+activity+of+afferent+fibres+to+the+lagenar+macula+and+apical+basilar+papilla+of+the+chick's+cochlea.">Innervation patterns and spontaneous activity of afferent fibres to the lagenar macula and apical basilar papilla of the chick's cochlea.</a> Hearing Research. 56, 211-226 (1991).</li><li>Code, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efferent+neurons+to+the+macular+lagena+in+the+embryonic+chick.">Efferent neurons to the macular lagena in the embryonic chick.</a> Hearing Research. 82, 26-30 (1995).</li><li>Maklad, A., Fritzsch, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+vestibular+afferent+projections+into+the+hindbrain+and+their+central+targets.">Development of vestibular afferent projections into the hindbrain and their central targets.</a> Brain Research Bulletin. 60, 497-510 (2003).</li><li>Rubel, E. W., Fritzsch, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Auditory+system+development:+primary+auditory+neurons+and+their+targets.">Auditory system development: primary auditory neurons and their targets.</a> Annual Review of Neuroscience. 25, 51-101 (2002).</li><li>Satoh, T., Fekete, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lineage+analysis+of+inner+ear+cells+using+genomic+tags+for+clonal+identification.">Lineage analysis of inner ear cells using genomic tags for clonal identification.</a> Methods Mol. Biol. 493, 47-63 (2009).</li><li>Bok, J., Chang, W., Wu, D. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Patterning+and+morphogenesis+of+the+vertebrate+inner+ear.">Patterning and morphogenesis of the vertebrate inner ear.</a> The International Journal of Developmental Biology. 51, 521-533 (2007).</li><li>Appler, J. M., Goodrich, L. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Connecting+the+ear+to+the+brain:+Molecular+mechanisms+of+auditory+circuit+assembly.">Connecting the ear to the brain: Molecular mechanisms of auditory circuit assembly.</a> Progress in Neurobiology. 93, 488-508 (2011).</li><li>Bulankina, A. V., Moser, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+circuit+development+in+the+mammalian+cochlea.">Neural circuit development in the mammalian cochlea.</a> Physiology (Bethesda). 27, 100-112 (2012).</li><li>Fekete, D. M., Campero, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Axon+guidance+in+the+inner+ear.">Axon guidance in the inner ear.</a> The International Journal of Developmental Biology. 51, 549-556 (2007).</li><li>Momose-Sato, Y., Glover, J. C., Sato, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+functional+synaptic+connections+in+the+auditory+system+visualized+with+optical+recording:+afferent-evoked+activity+is+present+from+early+stages.">Development of functional synaptic connections in the auditory system visualized with optical recording: afferent-evoked activity is present from early stages.</a> Journal of Neurophysiology. 96, 1949-1962 (2006).</li><li>Marrs, G. S., Spirou, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Embryonic+assembly+of+auditory+circuits:+spiral+ganglion+and+brainstem.">Embryonic assembly of auditory circuits: spiral ganglion and brainstem.</a> The Journal of Physiology. 590, 2391-2408 (2012).</li><li>Milo, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genomic+analysis+of+the+function+of+the+transcription+factor+gata3+during+development+of+the+mammalian+inner+ear.">Genomic analysis of the function of the transcription factor gata3 during development of the mammalian inner ear.</a> PloS One. 4, e7144 (2009).</li><li>Fritzsch, B., Eberl, D. F., Beisel, K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+bHLH+genes+in+ear+development+and+evolution:+revisiting+a+10-year-old+hypothesis.">The role of bHLH genes in ear development and evolution: revisiting a 10-year-old hypothesis.</a> Cellular and Molecular Life Sciences : CMLS. 67, 3089-3099 (2010).</li><li>Jahan, I., Kersigo, J., Pan, N., Fritzsch, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurod1+regulates+survival+and+formation+of+connections+in+mouse+ear+and+brain.">Neurod1 regulates survival and formation of connections in mouse ear and brain.</a> Cell and Tissue Research. 341, 95-110 (2010).</li><li>Huang, E. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Brn3a+is+a+transcriptional+regulator+of+soma+size,+target+field+innervation+and+axon+pathfinding+of+inner+ear+sensory+neurons.">Brn3a is a transcriptional regulator of soma size, target field innervation and axon pathfinding of inner ear sensory neurons.</a> Development. 128, 2421-2432 (2001).</li><li>Jones, J. M., Warchol, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+of+the+Gata3+transcription+factor+in+the+acoustic+ganglion+of+the+developing+avian+inner+ear.">Expression of the Gata3 transcription factor in the acoustic ganglion of the developing avian inner ear.</a> The Journal of Comparative Neurology. 516, 507-518 (2009).</li><li>Lu, C. C., Appler, J. M., Houseman, E. A., Goodrich, L. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Developmental+profiling+of+spiral+ganglion+neurons+reveals+insights+into+auditory+circuit+assembly.">Developmental profiling of spiral ganglion neurons reveals insights into auditory circuit assembly.</a> The Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society for Neuroscience. 31, 10903-10918 (2011).</li></ol>

Nessun conflitto di interesse sono dichiarati.

Studi di sviluppo precoce del nervo VIII sono stati limitati, in parte a causa della difficoltà di identificare assoni embrionali derivanti da più gangli distinti. Diversi studi hanno esplorato i segnali molecolari che guidano uditivo e vestibolare delle cellule sensoriali e destini delle cellule ganglionari durante lo sviluppo iniziale, 5,11,12 ma i processi che regolano innervazione centrale devono ancora essere determinati. Rapporti di proiezioni acustiche cellule gangliari di solito descrivere i process...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nome del reagente / materiale </td><td> Azienda </td><td> Numero di catalogo </td><td> Commenti </td></tr><tr><td> Polistirene Pesare </td><td> Fisher Scientific </td><td> 02-202-101 </td><td></td></tr><tr><td> Petri Dish, 35 X 10 mm </td><td> Fisher Scientific </td><td> 50820644 </td><td> Utilizzare per eseguire la dissezione piatto in silicone </td></tr><tr><td> Sylgard silicone elastomero Kit </td><td> Mondo Strumenti di precisione </td><td> SYLG184 </td><td> Cappotto Petri di fare piatto dissezione </td></tr><tr><td> Dissezione Pins </td><td> Vario </td><td></td><td> Tiene embrione in atto durante la dissezione </td></tr><tr><td> NaCl </td><td> Vario </td><td></td><td> parte della ricetta aCSF </td></tr><tr><td> KCl </td><td> Vario </td><td></td><td> parte della ricetta aCSF </td&gt; </tr><tr><td> KH 2 PO 4 </td><td> Vario </td><td></td><td> parte della ricetta aCSF </td></tr><tr><td> NaHCO 3 </td><td> Vario </td><td></td><td> parte della ricetta aCSF </td></tr><tr><td> Glucosio </td><td> Vario </td><td></td><td> parte della ricetta aCSF </td></tr><tr><td> CaCl 2 </td><td> Vario </td><td></td><td> parte della ricetta aCSF </td></tr><tr><td> MgSO4 </td><td> Vario </td><td></td><td> parte della ricetta aCSF </td></tr><tr><td> Contenitore per aCSF. Suggerisci traslucido bocca larga Nalgene vaso, 500 ml (16 oz) con coperchio. </td><td> CPLabSafety </td><td> QP-PLC-03717 </td><td> Drill foro di apertura nella parte superiore del coperchio per stelo in vetro bubling liquido di penetrare </td></tr><tr><td> Vuoto flaconcino da 5 ml di vetro o comparabili flacone trasparente </td><td> American Pharmaceutical Partners, Inc </td><td> 6332300105 </td><td&gt; Uso durante l&#39;incubazione aCSF mantenere i campioni separati l&#39;uno dall&#39;altro e dal ruscello </td></tr><tr><td> Serbatoio di CarboGen (95% O 2/5% di CO 2) connesso con un tubo di gorgogliatore </td><td> Vario </td><td></td><td> Collegare con un tubo di vetro gorgogliatore staminali per infusione in aCSF </td></tr><tr><td> Calice gorgogliatore </td><td> Vario </td><td></td><td> Per infondere CarboGen in aCSF </td></tr><tr><td> Curvo-punta pinza </td><td> Mondo Strumenti di precisione </td><td> 501008 </td><td> Per rimuovere la testa dell&#39;embrione da uova </td></tr><tr><td> Due fine-tip pinza </td><td> Mondo Strumenti di precisione </td><td> 501985 </td><td> Per micro-dissezione </td></tr><tr><td> 50 ml Beaker </td><td> vario </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Rodamina destrano Amine (RDA) </td><td> Invitrogen </td><td> vario </td><td> Tracciante fluorescente assone </td></tr><tr><td> Triton X-100 </td><td> ICN Biomedicals </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Soluzione tampone fosfato, (1X PBS) </td><td> Vario </td><td></td><td> Lab reagente standard </td></tr><tr><td> Sottile parete di vetro capillari, 1.2 OD, ID 0,9 4 &quot;(100 mm) Lunghezza </td><td> Mondo Strumenti di precisione </td><td> TW120F-4 </td><td> Caricare con RDA. Ogni capillare fa due micropipette di vetro </td></tr><tr><td> Ago / Pipettare estrattore </td><td> David Kopf Instruments </td><td> Modello 720 </td><td> Impostazioni usate: Calore 16.4, solenoide 2,2 </td></tr><tr><td> Picospritzer </td><td> Parker Instrumentation </td><td> vario </td><td> Collegare con un tubo sottile al vetro micropipetta </td></tr><tr><td> Micromanipolatore </td><td> Narishige </td><td> vario </td><td></td></tr><tr><td> Microscopio a dissezione con fluorescenza </td><td> Vario </td><td></td><td></td&gt; </tr><tr><td> Paraformaldeide al 4% </td><td> Vario </td><td></td><td> Lab reagente standard </td></tr><tr><td> anticorpo anti-Neurofilament, opzionale </td><td> Millipore </td><td> AB1991 </td><td> Seguire il protocollo istologico raccomandato dal produttore </td></tr><tr><td> Criostato e materiali associati per sezionamento </td><td> Leica </td><td> vario </td><td></td></tr><tr><td> Microscopio epifluorescente per l&#39;imaging </td><td> Zeiss, varie </td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

selective tracing of auditory fibers in the avian embryonic vestibulocochlear nerve

Il pulcino embrionale è un modello ampiamente utilizzato per lo studio delle proiezioni gangliari periferiche e centrali cellulari. Nel sistema uditivo, etichettatura selettiva degli assoni uditivi all&#39;interno del nervo cranico VIII aumenterebbe lo studio dello sviluppo del circuito uditivo centrale. Questo approccio è impegnativo, perché di vari organi sensoriali dell&#39;orecchio interno contribuiscono al nervo VIII 1. Inoltre, marcatori che distinguono affidabile uditivo rispetto vestibolari gruppi di assoni all&#39;interno del nervo VIII aviaria devono ancora essere identificati. Vie uditive e vestibolari non si distinguono funzionalmente in embrioni precoci, come-sensoriali evocate risposte non sono presenti prima che i circuiti sono formati. Centrale sporgenti assoni dei nervi dell&#39;VIII sono stati rintracciati in alcuni studi, ma uditivo etichettatura assone è stata accompagnata da etichettare dagli altri componenti del nervo dell&#39;VIII 2,3. Qui, descriviamo un metodo per l&#39;analisi anterograda dal ganglio acustico in modo selettivo labeassoni uditive l all&#39;interno del nervo VIII in via di sviluppo. In primo luogo, dopo la dissezione parziale della regione anteriore cefalica di un 8 giorni di embrione di pollo immerso nel liquido cerebrospinale artificiale ossigenato, il condotto cocleare è identificato da punti di repere anatomici. Successivamente, una micropipetta di vetro sottile tirato è posizionata per iniettare una piccola quantità di rodamina destrano ammina nella regione di canale e adiacente profonda in cui si trovano le cellule gangliari acustici. Entro trenta minuti dopo l&#39;iniezione, assoni uditive sono tracciate a livello centrale nel cervello posteriore e possono poi essere visualizzati a seguito della preparazione istologica. Questo metodo fornisce un utile strumento per gli studi di sviluppo della periferica alla formazione circuito centrale uditivo.

I componenti del nervo VIII e l&#39;anatomia del nervo stesso sono complessi e contorti (figure 1, 3). Selettivamente rintracciamento fibre derivanti da cellule gangliari acustici, segmenti del nervo VIII nonché uditive afferenti primari all&#39;interno del tronco può essere pulito tracciata e distinti dalle loro controparti vestibolari (figure 2, 3). Analogamente, questa tecnica può essere usata per studiare sporgenze periferiche delle cellule gangliari acustiche (figura 3G)...

Watch this Scientific Journal Video about Selective Tracing of Auditory Fibers in the Avian Embryonic Vestibulocochlear Nerve at JoVE.com

Selective Tracing of Auditory Fibers in the Avian Embryonic Vestibulocochlear Nerve

Qui si descrive una tecnica di microdissezione seguito da iniezione di colorante fluorescente nel ganglio acustico di embrioni di pollo primi selettiva per rintracciare uditive fibre assoni nel nervo e rombencefalo.

L&#39;analisi selettiva delle fibre uditive nel aviaria Nerve Embryonic vestibolococleare

The embryonic chick is a widely used model for the study of peripheral and central ganglion cell projections. In the auditory system, selective labeling ...

selective-tracing-auditory-fibers-avian-embryonic-vestibulocochlear

Research

JoVE Journal

Neuroscience

9.1K Views.  University of California, Irvine. Qui si descrive una tecnica di microdissezione seguito da iniezione di colorante fluorescente nel ganglio acustico di embrioni di pollo primi selettiva per rintracciare uditive fibre assoni nel nervo e rombencefalo.