Questo lavoro è stato sostenuto dal Consiglio di Ricerca Australiano sotto Linkage Progetto concessione LP120100264.

1. Cultura di spirale neuroni dei gangli <ol><li> Sterilizzare piccolo rotondo (ad esempio diametro 10 mm) vetrini e pinze curve in autoclave. Trasferire i coprioggetti sterilizzati in singoli pozzetti di una 4-ring 35 millimetri capsula di Petri sterile o piastra 4-bene, usando le pinze sterilizzate. Applicare 150 ml di poli-L-ornitina (500 mcg / ml) e mouse laminina (0,01 mg / ml) alla superficie superiore del coprioggetto e posto in un incubatore (37 ° C) fino a 48 ore. Assicurarsi che i vetrini non galleggiano lontano dal fondo del pozzo. </li><li> Preparare 50 ml supporti Neurobasal sterili (NBM) per ogni cultura neurale: 47.5 ml Neurobasal A, 0,5 ml di N 2 supplemento, 1 ml Integratore B27, 0,5 ml di L-glutammina, e 0,5 ml di penicillina-streptomicina. Nota: Gli integratori possono essere congelati, conservati a -20 ° C e aggiunto ai media il giorno richiesto. </li><li> Dissociare i neuroni gangliari a spirale dal post-natale giorno 4-7 cuccioli di ratto, come descritto in precedenza 20,21, cizione sia enzimatica (0,025% tripsina e 0,001% DNasi I) e tecniche meccaniche. Consultare Whitlon et al. 22 e Vieira et al. 23 per le procedure dettagliate di ganglio spirale cultura neurone, o Parker et al. 24 per una dimostrazione di isolamento modiolus. </li><li> Aspirare qualsiasi soluzione poly-L-ornithine/laminin restante dalle coprioggetto e lavare brevemente con NBM. </li><li> Aggiungere 150-200 ml di dissociato ganglio spirale sospensione neurone i coprioggetti e posto in un incubatore (37 ° C, 10% di CO 2). Nota: fino a 20 vetrini possono essere preparati da una cucciolata media di 8 cuccioli di ratto. </li><li> Quattro ore dopo neuroni placcatura, aspirare la soluzione per rimuovere i detriti cellulari e sostituirlo con 150-200 ml riscaldata NBM fresca. Nota: i media possono richiedere rifornimento giornaliero per evitare la disidratazione. </li><li> Coprioggetto tornare alla incubatore fino al momento di registrazioni elettrofisiologiche. Nota: spirale dissociatoculture dei neuroni gangliari possono essere utilizzati per esperimenti di elettrofisiologia quattro ore dopo la dissociazione e per un massimo di due giorni successivi. Tempo in vitro deve essere preso in considerazione durante l&#39;analisi dei risultati. Rifornire NBM ogni 24-48. </li></ol> 2. Preparazione per la pinza registrazioni patch <ol><li> Preparare le soluzioni di <ol><li> Intracellulare (micropipetta) soluzione: 115 mm K-gluconato, 7 mM KCl, 10 mM HEPES, 0.05 mM EGTA, 2 mM Na 2 ATP, 2 mM MgATP, 0.5 mM Na 2 GTP (regolare a pH 7,3 con KOH, regolare a 295 mosmol / kg con saccarosio). Filtrare la soluzione attraverso un filtro sterile (0,2 micron) e dividere in 200 microlitri aliquote essere conservati a -20 ° C fino al giorno della registrazione. </li><li> Extracellulare (vasca) Soluzione: 137 mM NaCl, 5 mM KCl, 2 mM CaCl 2, 1 mM MgCl2, 10 mM HEPES, 10 mM glucosio (regolare a pH 7,4 con NaOH, regolare a 300-310 mOsmol / kg con saccarosio) . Questa soluzione viene effettuato il giorno di registrazione. </li></ol></li><li> Preparare la registrazione micropipette con una resistenza di 2-6 MW. Noi usiamo un laser CO 2 estrattore (P-2000; Sutter Instruments) e vetro borosilicato (diametro esterno 1,0 millimetri, 0,58 millimetri di diametro interno, 75 mm di lunghezza). </li><li> Preparare il laser. Questo protocollo è destinato all&#39;uso con un laser accoppiato in fibra, come la 1.870 nm Nerve infrarossi stimolatore da OptoTech P / L. La fibra ottica utilizzata per la consegna della luce nei nostri esperimenti è un 200/220 micron core / cladding diametro di fibra di silice con una apertura numerica di 0.22 e di connettori FC-PC ad entrambe le estremità (AFW Technologies MM1-FC2-200/220-5-C -0.22). I cavi di connessione sono stati tagliati a metà per produrre due trecce di fibre (cioè con connettori a un&#39;estremità e spaccati all&#39;altra). Gli effetti di diametro del nucleo della fibra e apertura numerica sul indotte laser variazioni di temperatura sono stati discussi in dettaglio da Thompson et al. 25 <ol><li> Fendere la punta della fibra consegna luce utilizzando tecniche standarde garantire che la punta risulta è di alta qualità mediante osservazione al microscopio ottico (cioè la punta dovrebbe essere perpendicolare all&#39;asse della fibra e apparire piatta su controllo visivo). Collegare la fibra di consegna luce all&#39;uscita accoppiato in fibra del laser stimolazione mediante un appropriato tramite connettore (ad es Thorlabs ADAFC2). </li><li> Misurare la potenza del laser di uscita dalla punta spaccati della fibra di fornitura luce utilizzando uno strumento adeguato (ad es FieldMate Coerente con LM-3 testa del rivelatore). Si raccomanda di controllare la potenza del laser ogni volta che la fibra di consegna luce viene scissa o un aggiustamento significativo è fatto per il laser (ad esempio, trasporto da un laboratorio ad un altro). </li><li> Inserto in fibra di consegna luce in una morsa di fibra o un dispositivo equivalente e apporre il mandrino al micropositioner appropriata. È importante essere in grado di determinare con precisione l&#39;angolo θ che la fibra ottica rende con il coprioggetto. Questo angle può essere misurata prendendo una fotografia della disposizione sperimentale e utilizzando un software di elaborazione di immagini (ad es ImageJ) per ottenere l&#39;angolo. L&#39;angolo θ (o intervallo di possibili angoli) è vincolato principalmente da limitazioni spaziali del dispositivo sperimentale - in particolare il microscopio. Tipici valori di θ nei nostri esperimenti (basato su un microscopio in posizione verticale) sono circa 36 °, tuttavia l&#39;angolo ottimale può variare in modo significativo per configurazioni alternative (ad esempio quelli che utilizzano un microscopio invertito). </li><li> Effettuare le connessioni tra il laser e il sistema di acquisizione di patch clamp dati (ad es Digidata 1440A, Molecular Devices) come mostrato in Figura 2. L&#39;uscita digitale dal sistema di acquisizione dati del patch clamp deve essere collegato al laser tramite un generatore di funzione esterna, rendendo possibile specificare parametri dell&#39;impulso laser indipendente dal sistema di acquisizione dati. Alternativamente questa uscita può essere collegata direttamente alil driver laser (richiedendo la lunghezza degli impulsi e frequenza di ripetizione da impostare dal software di acquisizione dati). In entrambi i casi, il segnale utilizzato per attivare il laser deve essere collegato ad un ingresso posteriore del sistema di acquisizione dati per garantire che il calendario e lunghezza degli impulsi laser possono essere registrati in concomitanza con il segnale elettrofisiologico. </li></ol></li></ol> 3. Pinza registrazioni patch per la Sorveglianza dei INS <ol><li> Riempire il contenitore appropriato del sistema di perfusione con soluzione extracellulare e regolare la portata di fornire perfusione del bagno a una velocità di 1-2 ml / min. Usiamo un sistema per gravità (bottiglia aspiratore, valvola a manicotto e tubo PE) con un riscaldatore in linea per consentire un rapido riscaldamento della soluzione, ed una pompa peristaltica per rimuovere soluzione esausta mediante aspirazione. </li><li> Posizionare un vetrino con cellule in coltura nella camera di registrazione (bagno) di un microscopio in posizione verticale. Utilizzando un obiettivo di acqua-immersion alto ingrandimento (e. G. 40X) e contrasto di fase (ad esempio il contrasto di interferenza differenziale o gradiente di contrasto Dodt), individuare visivamente le spirali neuroni gangliari all&#39;interno della cultura. Un tipico neurone ganglio spirale è di fase luminosa, rotonda e circa 15 micron di diametro, con un nucleo di primo piano, come mostrato in Figura 1a. </li><li> Una volta che un neurone è stato localizzato, passare ad un ingrandimento obiettivo inferiore (ad esempio 10 volte) e individuare il neurone bersaglio all&#39;interno del campo visivo. </li><li> Spostare la luce in fibra ottica consegna in posizione utilizzando la procedura seguente (o equivalente): <ol><li> Utilizzare il micropositioner per spostare la fibra di uscita finché la punta è vicino al neurone bersaglio in entrambi i piani orizzontale e verticale. La posizione verticale della punta della fibra può essere verificata spostando l&#39;obiettivo su e giù (scansione del fuoco). </li><li> Tornare all&#39;obiettivo alto ingrandimento e posizionare la punta della fibra ottica nella posizione prevista, viciegli neurone (vedi Figura 2 riquadro). Quando si regola la posizione verticale della fibra, è importante che il bordo inferiore della fibra è appoggiato sul (cioè semplicemente toccando) coprioggetti, per minimizzare l&#39;incertezza nella posizione della fibra. Allineamento ottimale nel piano orizzontale dipende dall&#39;angolo θ che rende la fibra con il coprioggetto e il raggio r della fibra. Per posizionare la fibra in modo che il centro del neurone bersaglio giace lungo l&#39;asse della fibra, la distanza orizzontale tra il bordo superiore della fibra e la cellula bersaglio dovrebbe essere Δ target = r (cosec θ - 2 sin θ), dove i valori negativi indicano che le sovrasta in fibra ottica della cella. Nel posizionamento della fibra, una distanza di bersaglio Δ tra il bordo superiore della fibra e il centro del neurone può essere raggiunto approssimativamente mediante ispezione visiva. Tuttavia bersaglio Δ è progettato perservire come una guida di riferimento soltanto. Posizionamento della fibra tale che la distanza effettiva Δ tra il bordo superiore della fibra e il centro del neurone differisce notevolmente tra Δ bersaglio (come in Figura 1) può fornire indicazioni in effetto sia spostamento radiale (cioè dal centro del beam) e spostamento assiale (ossia lungo l&#39;asse della fibra) del fascio rispetto al neurone bersaglio. Ad esempio, impostando Δ ≈ 0 ci si aspetterebbe per aumentare la temperatura locale in prossimità della cellula - ossia quanto il profilo del fascio di fibre multimodali tipici è ben approssimata da una distribuzione cappello superiore 26, la diminuzione dell&#39;energia assorbita localmente (temperatura) causa di spostamento dal centro del fascio è minimo rispetto a l&#39;aumento di energia assorbita dal muoversi faccia di estremità della fibra più vicino alla cella. Mentre si dovrebbe aver cura di posizionare la fibra più accurata e ripetibile come Possible utilizzando segnali visivi, misurazione precisa della posizione di fibra rispetto al target neurone (per esempio Δ) è di maggiore importanza rispetto posizionandolo ad una prefissata distanza. Δ può essere determinato (con una incertezza massimo stimato di ± 3 micron) mediante analisi di immagine come descritto al punto 3.8.2 del protocollo. In alcuni esperimenti 5,8, fonti di luce bianca sono state accoppiate attraverso la fibra al fine di indirizzare la cella desiderata. Questo approccio è risultato inefficace nel setup microscopio verticale, come l&#39;intensità della luce diffusa dalla regione bersaglio era relativamente bassa, questi angoli poco profondi (θ). </li><li> Una volta che la fibra è in posizione, spostarlo da una quantità nota di consentire il posizionamento diretto della micropipetta. La fibra può essere riportato nella posizione originale quando una registrazione neurale è raggiunto. </li></ol></li><li> Riempire la micropipetta con soluzione intracellulare e montare saldamente in posizione sulla testatage dell&#39;amplificatore (ad esempio Multiclamp 700B, Molecular Devices). Utilizzando tubi attaccato al lato del supporto microelettrodo, applicare una piccola quantità di pressione positiva per evitare l&#39;ostruzione della micropipetta. </li><li> Utilizzando un micromanipolatore, spostare la micropipetta in posizione appena sopra il neurone bersaglio. </li><li> Protocollo per le registrazioni integrali delle cellule: <ol><li> Applicare a 10 msec, 10 mV impulso a onda quadra (ad esempio prova di tenuta) in modalità voltage-clamp dell&#39;amplificatore e regolare il potenziale micropipetta (pipetta compensato) del segnale di riferimento a 0 nA. La prova di tenuta deve essere usato per determinare se la resistenza del microelettrodo è all&#39;interno dell&#39;intervallo desiderato (ad esempio 2-6 MW). </li><li> Se il controllo della resistenza, utilizzare la regolazione fine del micromanipolatore per posizionare delicatamente la micropipetta sulla superficie del neurone bersaglio. Quando la micropipetta è in contatto con il neurone, la resistenza aumenta (da ~ 0,5 a 1 MW). Imediatamente seguito dell&#39;aumento di resistenza, rimuovere la pressione del fluido positiva e applicare una piccola pressione negativa. Una volta che la resistenza ha superato 10-20 MW, fissare il potenziale di membrana ad un livello di tenuta (ad esempio intorno a -60 mV). </li><li> La resistenza dell&#39;elettrodo dovrebbe continuare ad aumentare fino a superare 1 GΩ, a significare che una tenuta efficace (denominato &#39;gigaseal&#39;) è formato tra la membrana cellulare e micropipetta. A questo punto, rimuovere tutta la pressione del fluido dalla micropipetta. </li><li> Una volta che il gigaseal è stato formato, utilizzare brevi impulsi di corrente (25 a 100 msec; +1 V) o brevi impulsi di pressione di fluido negativa alla rottura della membrana cellulare e conseguire configurazione whole cell. </li><li> Registrare la capacità di membrana, resistenza serie e la resistenza di ingresso come determinato dalla curva esponenziale montato alla corrente durante l&#39;impulso di prova di tenuta. Ridurre al minimo i transitori di capacità regolando i controlli CpFast e CpSlow l&#39;amplificatore, quindi switch l&#39;amplificatore in modalità cella insieme, e compensare la capacità e la resistenza fino a una corrente piatta è osservato durante la prova di tenuta. Applicare compensazione resistenza serie (~ 70% di correzione; 70% la previsione), regolando i controlli capacità e della resistenza per mantenere una prova di risposta guarnizione piatta. </li><li> Passare alla modalità corrente-clamp in dell&#39;amplificatore. Prendere atto del potenziale di membrana a riposo (in assenza di iniezione di corrente). Impostare una corrente di mantenimento per stabilizzare il potenziale di membrana al livello desiderato (ad esempio -60 mV). Neutralizzare la capacità pipetta e regolare il bilanciamento ponte per bilanciare la caduta di tensione. </li><li> Controllare le proprietà di cottura del neurone stimolando con corrente depolarizzante (10-200 pA a 10 pA passi; 300 msec di durata). </li></ol></li><li><ol><li> Spostare la parte posteriore in fibra ottica in posizione vicino al neurone. Mediante software di imaging accoppiato ad una camera CCD, catturare immagini della posizione della fibra rispetto alla neuro bersaglion, concentrandosi sul piano del neurone inizialmente, e poi sul bordo superiore della fibra ottica (vedi Figura 1). </li><li> Per successiva analisi delle immagini risultanti (ad esempio figure 1b e 1c) è possibile determinare con esattezza Δ (la posizione del bordo superiore della relativa fibra ottica al centro del neurone bersaglio). Una volta Δ è noto, parametri quali la distanza dalla faccia di estremità della fibra al neurone bersaglio (lungo l&#39;asse della fibra) z e lo spostamento radiale del neurone dal centro del raggio r δ possono essere calcolate utilizzando semplici relazioni trigonometriche: z = r sin 2θ + Δ cos θ δ r = ((r cos 2θ - Δ sin θ) 2 + dy 2) 1/2, dove dy è la distanza tra l&#39;asse della fibra e il centro del neurone come visto da sopra (ad esempio see Figure 1). L&#39;analisi deve tener conto delle variazioni di posizione da cellula a cellula, come la conoscenza accurata di questi parametri di posizione può essere richiesto di risolvere eventuali differenze tra i processi di stimolazione 25. </li></ol></li></ol> 4. Esperimenti INS <ol><li> Durante la registrazione di dati elettrofisiologici in entrambi morsetto corrente o configurazioni clamp di tensione, eseguire la stimolazione laser presso i parametri desiderati (ad esempio potenza, lunghezza dell&#39;impulso, frequenza di ripetizione, ecc.) Con la nostra laser, la potenza ottica è controllato tramite un ingresso diretto al driver laser ed è specificato manualmente prima di ogni registrazione. Lunghezza di impulso e la frequenza di ripetizione può essere controllato sia da un generatore di segnale o il software di acquisizione dati (come descritto nella fase 2.3.4). Assicurarsi che i dati vengono registrati sia dal canale di patch clamp e il canale di trigger laser. </li></ol> Impulsi laser con lunghezze che vannoda circa 500 msec a 15 msec e di energie di ~ 0,25-5 mJ per impulso tipicamente produrre risposte elettriche misurabili. Impostare la frequenza di ripetizione degli impulsi laser a 1 Hz o meno può essere utile per esperimenti iniziali, poiché sarà minimizzare gli effetti di questo parametro. Risultati tipici mostrano la variazione del segnale registrato sono presentati nella seguente sezione.

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Opt. 18, 035004-0310 (2013).</li><li>Yao, J., Liu, B. Y., Qin, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+temperature+jump+by+infrared+diode+laser+irradiation+for+patch-clamp+studies.">Rapid temperature jump by infrared diode laser irradiation for patch-clamp studies.</a> Biophysical Journal. 96, 3611-3619 (2009).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Utilizzando i protocolli descritti in questo documento è possibile estrarre e cultura spirale neuroni gangliari e di indagare laser evocata attività elettrica eseguendo interi esperimenti di patch clamp cellulari. Quando utilizzato in vitro, la tecnica patch clamp fornisce un livello di controllo sui parametri sperimentali che non è realizzabile in vivo. Parametri di stimolazione laser come lunghezza d&#39;onda, di impulsi di energia, lunghezza di impulso, forma d&#39;impulso, e sequenze di ripetizi...

I campi della neurofisiologia e della bionica medica si basano molto sulle tecniche che consentono la stimolazione controllabile di risposte elettriche nei tessuti nervosi. Mentre la stimolazione elettrica rimane il gold standard nella eccitazione neurale, soffre di una serie di inconvenienti, quali la presenza di artefatti di stimolazione quando si registra risposte neurali, e una mancanza di stimolazione specificità dovuta alla diffusione di corrente nel tessuto circostante 1. Gli ultimi due decenni hanno visto lo sviluppo di tecniche di stimolazione otticamente mediate 2. Molte di queste tecniche richiede modificazione del tessuto bersaglio, tramite l&#39;aggiunta di una particolare molecola (molecole es gabbia) 3 o qualche forma di manipolazione genetica (es. optogenetics) 4, nessuno dei quali è facilmente applicabile al di fuori di un ambiente di ricerca. Di particolare interesse è dunque stimolazione neurale infrarossi (INS), whereby tessuto neurale è eccitato dalla luce laser infrarossa pulsata. INS ha il potenziale per superare molte delle carenze della stimolazione elettrica, consentendo altamente specifico, senza contatto stimolazione del tessuto neurale 2. Tuttavia, mentre INS è stata dimostrata con successo in una varietà di impostazioni in vivo, il meccanismo preciso di eccitazione rimane incerta. Alcune pubblicazioni recenti hanno dimostrato progressi verso scoprire il meccanismo che sta dietro INS 5-7. Rapido riscaldamento dovuto all&#39;assorbimento della luce laser da acqua sembra giocare un ruolo chiave. Tuttavia, al di là di questo un consenso deve ancora essere raggiunto. Shapiro et al. 7 propongono un meccanismo molto generale che riscaldamento rapido provoca una perturbazione nella distribuzione di particelle cariche adiacenti alla membrana cellulare, portando ad una variazione della capacità della membrana cellulare e conseguente depolarizzazione. Inoltre, Albert et al. 5 affermare che Laser riscaldamento indotto attiva una specifica classe di temperatura canali ionici sensibili (recettore vanilloide potenziale transiente canali), permettendo agli ioni di passare attraverso la membrana cellulare. In questa fase non è chiaro come questi meccanismi combinano, o anche se vi sono ulteriori fattori che sono ancora da identificare. Anche se un piccolo numero di pubblicazioni (riferimenti 5,7-9) hanno indagato INS in vitro, la stragrande maggioranza dei lavori pubblicati in questo campo è stata effettuata in vivo (ad es riferimenti 1,6,10-18). Stimolazione infrarossi dei neuroni uditivi è stata una zona di particolare interesse, a causa delle potenziali applicazioni in impianti cocleari 10,14-18. Mentre esperimenti in vivo sono importanti per verificare l&#39;efficacia della tecnica in varie impostazioni, l&#39;aumento del livello di controllo offerta da studi in vitro dovrebbe portare ad una comprensione più dettagliata del meccanismosmo responsabile INS. Questo rapporto descrive la preparazione di colture di neuroni del ganglio spirale per le indagini di patch clamp, in quanto questi possono essere utilizzati per studiare i meccanismi fondamentali, mentre anche il collegamento per la grande quantità di dati esistenti dal sistema uditivo. La tecnica patch clamp è un eccellente strumento per ricerche di fenomeni elettrofisiologici, fornendo un mezzo di registrazione dell&#39;attività elettrica in cellule singole e studiando il contributo delle singole correnti sottostanti 19. Quando questa tecnica viene applicata a una stalla in preparazione in vitro di neuroni primari come coltura spirale neuroni gangliari, che offre l&#39;opportunità di studiare in modo approfondito i meccanismi con cui l&#39;attività neurale è controllato e manipolato. I protocolli specificati in questo lavoro metodi di contorno per investigare l&#39;effetto della stimolazione laser sulle proprietà elettriche dei neuroni del ganglio spirale attraverso Patch Clampregistrazioni. L&#39;approccio è basato su un laser accoppiato in fibra piuttosto che un laser a spazio libero, consentendo un funzionamento più sicuro e più facile e più ripetibile allineamento senza la necessità di modificare la configurazione microscopio standard. Sulla base di questi protocolli, dovrebbe essere possibile effettuare una vasta gamma di esperimenti per determinare con maggiore precisione il meccanismo o meccanismi dietro INS.

<table><tbody><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;Cell culture materials and equipment&lt;/strong&gt; </td></tr><tr><td>Glass coverslips</td><td>Lomb Scientific</td><td>CSC 10 1 GP</td><td></td></tr><tr><td>4-ring cell culture dish </td><td>VWR International</td><td>82050-542</td><td></td></tr><tr><td>Poly-L-ornithine solution</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P4957</td><td></td></tr><tr><td>Laminin</td><td>Invitrogen</td><td>23017-015</td><td></td></tr><tr><td>Curved forceps</td><td>WPI</td><td>14101</td><td>Dumont #5 tweezers (45&amp;deg; angle tip)</td></tr><tr><td>CO&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; Incubator</td><td>ThermoScientific</td><td>Heracell 150i</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;Table 1. Cell culture materials and equipment.&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;Neurobasal media&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Neurobasal A</td><td>Gibco</td><td>10888-022</td><td></td></tr><tr><td>N-2 supplement</td><td>Invitrogen</td><td>17502-048</td><td></td></tr><tr><td>B27 serum-free supplement</td><td>Invitrogen</td><td>17504-044</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin-Streptomycin</td><td>Invitrogen</td><td>15140-148</td><td></td></tr><tr><td>L-Glutamine</td><td>Invitrogen</td><td>25030-149</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Intracellular solution&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Potassium chloride</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P4504</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H4034</td><td></td></tr><tr><td>Potassium D-gluconate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G4500</td><td></td></tr><tr><td>EGTA</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E3889</td><td></td></tr><tr><td>Na&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;ATP</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A2383</td><td></td></tr><tr><td>MgATP</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A9187</td><td></td></tr><tr><td>NaGTP</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G8877</td><td></td></tr><tr><td>Potassium hydroxide</td><td>LabServ</td><td>BSPPL738.500</td><td></td></tr><tr><td>Sucrose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S8501</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;Extracellular solution&lt;/strong&gt; </td></tr><tr><td>Sodium chloride</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>310166</td><td></td></tr><tr><td>Potassium chloride</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P4504</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H4034</td><td></td></tr><tr><td>Calcium chloride</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>383147</td><td></td></tr><tr><td>Magnesium chloride</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M8266</td><td></td></tr><tr><td>D-Glucose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G8270</td><td></td></tr><tr><td>Sodium hydroxide</td><td>LabServ</td><td>BSPSL740.500</td><td></td></tr><tr><td>Sucrose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S8501</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;Table 2. Solutions for cell culture and patch clamp.&lt;/strong&gt; a) Neurobasal media. b) Intracellular solution. c) Extracellular solution.</td></tr><tr><td>Upright microscope</td><td>Zeiss</td><td>AxioExaminerD1</td><td>Equipped with Dodt contrast </td></tr><tr><td>Water-immersion objective</td><td>Zeiss</td><td>W Plan-APOCHROMAT 40x/0.75</td><td></td></tr><tr><td>Platform and X-Y stage </td><td>ThorLabs</td><td>Burleigh Gibraltar</td><td></td></tr><tr><td>Recording chamber</td><td>Warner Instruments</td><td>RC-26G</td><td></td></tr><tr><td>Vibration isolation table</td><td>TMC</td><td>Micro-g 63-532</td><td></td></tr><tr><td>CCD Camera</td><td>Diagnostic Instruments</td><td>RT1200</td><td></td></tr><tr><td>Camera software</td><td>Diagnostic Instruments</td><td>SPOT Basic</td><td></td></tr><tr><td>In-line solution heater</td><td>Warner</td><td>SH-27B</td><td></td></tr><tr><td>Temperature controller</td><td>Warner</td><td>TC-324B</td><td></td></tr><tr><td>Patch clamp amplifier</td><td>Molecular Devices</td><td>Multiclamp 700B</td><td></td></tr><tr><td>Patch clamp data acquisition system</td><td>Molecular Devices</td><td>Digidata 1440A</td><td></td></tr><tr><td>Micromanipulator</td><td>Sutter Instruments</td><td>MPC-325</td><td></td></tr><tr><td>Micropipette glass</td><td>Sutter Instruments</td><td>GBF100-58-15</td><td>Borosilicate glass with filament</td></tr><tr><td>Micropipette Puller</td><td>Sutter Instruments</td><td>P2000</td><td></td></tr><tr><td>Recording Software</td><td>AxoGraph</td><td></td><td>Lab pack and electrophysiology tools</td></tr><tr><td>Aspirator bottle</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>CLS12201L</td><td>1 L Pyrex aspirator bottle, with outlet for tubing</td></tr><tr><td>PE Tubing</td><td>Harvard</td><td>PolyE #340</td><td></td></tr><tr><td>Masterflex peristaltic pump</td><td>Cole-Parmer</td><td>HV-07554-85</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;Table 3.Patch clamp equipment.&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>1,870 nm laser diode</td><td>Optotech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>200/220 &amp;mu;m diameter multimode optical fiber patch cord (FC/PC)</td><td>AFW Technologies</td><td>MM1-FC2-200/220-5-C-0.22</td><td>Light delivery optical fiber, silica core and cladding, 0.22 NA</td></tr><tr><td>Optical fiber through connector (FC/PC)</td><td>Thorlabs</td><td>ADAFC2</td><td></td></tr><tr><td>Optical fiber cleaver</td><td>EREM</td><td>FO1</td><td></td></tr><tr><td>Optical fiber stripping tool (0.25 - 0.6 mm) </td><td>Siemens</td><td></td><td>For removing optical fiber jacket</td></tr><tr><td>Optical fiber stripping tool (0.6 - 1.0 mm)</td><td>Siemens</td><td></td><td>For removing outer coating of patch cord</td></tr><tr><td>Signal generator</td><td></td><td></td><td>Any signal generator that can output the necessary pulse shapes and is capable of being externally triggered</td></tr><tr><td>Optical fiber positioner</td><td></td><td></td><td>Custom made positioner. Could substitute with standard micropositioner used for patch clamp experiments</td></tr><tr><td>Optical fiber chuck</td><td>Newport</td><td>FPH-DJ</td><td></td></tr><tr><td>Laser power meter and detector head</td><td>Coherent</td><td>FieldMate (power meter) with LM-3 (detector head)</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;Table 4. Laser equipment.&lt;/strong&gt;</td></tr></tbody></table>

whole cell patch clamp for investigating the mechanisms of infrared neural stimulation

È stato dimostrato negli ultimi anni che pulsata, luce laser infrarosso può essere utilizzato per ottenere risposte elettrici nel tessuto neurale, indipendente da qualsiasi ulteriore modifica del tessuto bersaglio. Stimolazione neurale infrarossi è stato riportato in una varietà di tessuto neurale e sensoriali periferici in vivo, con particolare interesse mostrato nella stimolazione di neuroni nel nervo uditivo. Tuttavia, mentre INS ha dimostrato di funzionare in queste impostazioni, il meccanismo (o meccanismi) attraverso il quale la luce infrarossa causa l&#39;eccitazione neurale è attualmente poco compreso. Il protocollo presentato qui descrive un metodo di patch clamp cellula intera progettato per facilitare le indagini di stimolazione neurale infrarossi in colture di neuroni uditivi primari. Dal fondo caratterizzare la risposta di queste cellule di illuminazione laser infrarosso in vitro in condizioni controllate, può essere possibile ottenere una migliore comprensione del physica fondamentalel ed i processi biochimici sottostanti stimolazione neurale infrarossi.

Neuroni gangliari spirale rispondono al laser con illuminazione ripetibile in entrambe le forme d&#39;onda di tensione-clamp e configurazioni di registrazione corrente-clamp. Figura 3a mostra tipici cambiamenti nel flusso di corrente attraverso una membrana cellulare in risposta a un 2,5 msec, 0,8 mJ impulsi laser (risposta media da 6 impulsi laser, ripetuti ad intervalli di 1 sec) con il potenziale di membrana tenutosi a -70 mV, -60 mV e -50 mV. Le correnti in entrata netti sono costantemente evocati i...

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Whole Cell Patch Clamp for Investigating the Mechanisms of Infrared Neural Stimulation

Stimolazione nervosa infrarossi è stato proposto come alternativa alla stimolazione elettrica in una gamma di tipi nervose, comprese quelle associate al sistema uditivo. Questo protocollo descrive un metodo patch clamp per studiare il meccanismo di stimolazione nervosa infrarossa in una cultura di neuroni uditivi primari.

Cellula intera Patch Clamp per lo studio dei meccanismi di Infrared Stimolazione Neurale

It has been  demonstrated in recent years that pulsed, infrared laser light can be used to  elicit electrical responses in neural tissue, independent of ...

whole-cell-patch-clamp-for-investigating-mechanisms-infrared-neural

Research

JoVE Journal

Neuroscience

20.9K Views.  Swinburne University of Technology. Stimolazione nervosa infrarossi è stato proposto come alternativa alla stimolazione elettrica in una gamma di tipi nervose, comprese quelle associate al sistema uditivo. Questo protocollo descrive un metodo patch clamp per studiare il meccanismo di stimolazione nervosa infrarossa in una cultura di neuroni uditivi primari.

Video: Whole Cell Patch Clamp for Investigating the Mechanisms of Infrared Neural Stimulation

Whole-cell Patch-clamp Recordings from Morphologically- and Neurochemically-identified Hippocampal Interneurons

GABAergic inhibitory interneurons play a central role within neuronal circuits of the brain. Interneurons comprise a small subset of the neuronal population (10-20%), but show a high level of physiological, morphological, and neurochemical heterogeneity, reflecting their diverse functions. Therefore, investigation of interneurons provides important insights into the organization principles and function of neuronal circuits. This, however, requires an integrated physiological and neuroanatomical approach for the selection and identification of individual interneuron types. Whole-cell patch-clamp recording from acute brain slices of transgenic animals, expressing fluorescent proteins under the promoters of interneuron-specific markers, provides an efficient method to target and electrophysiologically characterize intrinsic and synaptic properties of specific interneuron types. Combined with intracellular dye labeling, this approach can be extended with post-hoc morphological and immunocytochemical analysis, enabling systematic identification of recorded neurons. These methods can be tailored to suit a broad range of scientific questions regarding functional properties of diverse types of cortical neurons.

Cortical networks are controlled by a small, but diverse set of inhibitory interneurons. Functional investigation of interneurons therefore requires targeted recording and rigorous identification. Described here is a combined approach involving whole-cell recordings from single or synaptically-coupled pairs of neurons with intracellular labeling, post-hoc morphological and immunocytochemical analysis.

Whole-cell patch-clamp registrazioni da Morphologically- e neurochimico-identificati interneuroni dell&#39;ippocampo

GABAergic inhibitory interneurons play a central role within neuronal circuits of the brain. Interneurons comprise a small subset of the neuronal ...

Ricerca

Neuroscienze

Whole-cell Patch-clamp Recordings in Brain Slices

Whole-cell patch-clamp recording is an electrophysiological technique that allows the study of the&#160;electrical properties of a substantial part of the neuron. In this configuration, the micropipette is in tight contact with the cell membrane, which prevents current leakage and thereby provides more accurate ionic current measurements than the previously used intracellular sharp electrode recording method. Classically, whole-cell recording can be performed on neurons in various types of preparations, including cell culture models, dissociated neurons, neurons in brain slices, and in intact anesthetized or awake animals. In summary, this technique has immensely contributed to the understanding of passive and active biophysical properties of excitable cells. A major advantage of this technique is that it provides information on how specific manipulations (e.g., pharmacological, experimenter-induced plasticity) may alter specific neuronal functions or channels in real-time. Additionally, significant opening of the plasma membrane allows the internal pipette solution to freely diffuse into the cytoplasm, providing means for introducing drugs, e.g., agonists or antagonists of specific intracellular proteins, and manipulating these targets without altering their functions in neighboring cells. This article will focus on whole-cell recording performed on neurons in brain slices,&#160;a preparation that has the advantage of recording neurons in relatively well preserved brain circuits, i.e., in a physiologically relevant context. In particular,&#160;when combined with appropriate pharmacology, this technique is a powerful tool allowing identification of specific neuroadaptations that occurred following any type of experiences, such as learning, exposure to drugs of abuse, and stress. In summary, whole-cell patch-clamp recordings in brain slices provide means to measure in ex vivo preparation long-lasting changes in neuronal functions that have developed in intact awake animals.

This protocol describes basic procedural steps for performing whole-cell patch-clamp recordings. This technique allows the study of&#160;the electrical behavior of neurons, and when performed in brain slices, allows the assessment of various neuronal functions from neurons that are still integrated in relatively well preserved brain circuits.

Registrazioni Whole-cell patch-clamp nel cervello fette

Whole-cell patch-clamp recording is an electrophysiological technique that allows the study of the&#160;electrical properties of a substantial part of the ...

Patch Clamp Recording of Starburst Amacrine Cells in a Flat-mount Preparation of Deafferentated Mouse Retina

The mammalian retina is a layered tissue composed of multiple neuronal types. To understand how visual signals are processed within its intricate synaptic network, electrophysiological recordings are frequently used to study connections among individual neurons. We have optimized a flat-mount preparation for patch clamp recording of genetically marked neurons in both GCL (ganglion cell layer) and INL (inner nuclear layer) of mouse retinas. Recording INL neurons in flat-mounts is favored over slices because both vertical and lateral connections are preserved in the former configuration, allowing retinal circuits with large lateral components to be studied. We have used this procedure to compare responses of mirror-partnered neurons in retinas such as the cholinergic starburst amacrine cells (SACs).

This protocol demonstrates how to perform whole-cell patch clamp recording on retinal neurons from a flat-mount preparation.

Patch clamp di celle Starburst amacrine in un appartamento di montaggio Preparazione di Deafferentated mouse Retina

The mammalian retina is a layered tissue composed of multiple neuronal types. To understand how visual signals are processed within its intricate synaptic ...

Slice Patch Clamp Technique for Analyzing Learning-Induced Plasticity

The slice patch clamp technique is a powerful tool for investigating learning-induced neural plasticity in specific brain regions. To analyze motor-learning induced plasticity, we trained rats using an accelerated rotor rod task. Rats performed the task 10 times at 30-s intervals for 1 or 2 days. Performance was significantly improved on the training days compared to the first trial. We then prepared acute brain slices of the primary motor cortex (M1) in untrained and trained rats. Current-clamp analysis showed dynamic changes in resting membrane potential, spike threshold, afterhyperpolarization, and membrane resistance in layer II/III pyramidal neurons. Current injection induced many more spikes in 2-day trained rats than in untrained controls.
To analyze contextual-learning induced plasticity, we trained rats using an inhibitory avoidance (IA) task. After experiencing foot-shock in the dark side of a box, the rats learned to avoid it, staying in the lighted side. We prepared acute hippocampal slices from untrained, IA-trained, unpaired, and walk-through rats. Voltage-clamp analysis was used to sequentially record miniature excitatory and inhibitory postsynaptic currents (mEPSCs and mIPSCs) from the same CA1 neuron. We found different mean mEPSC and mIPSC amplitudes in each CA1 neuron, suggesting that each neuron had different postsynaptic strengths at its excitatory and inhibitory synapses. Moreover, compared with untrained controls, IA-trained rats had higher mEPSC and mIPSC amplitudes, with broad diversity. These results suggested that contextual learning creates postsynaptic diversity in both excitatory and inhibitory synapses at each CA1 neuron.
AMPA or GABAA receptors seemed to mediate the postsynaptic currents, since bath treatment with CNQX or bicuculline blocked the mEPSC or mIPSC events, respectively. This technique can be used to study different types of learning in other regions, such as the sensory cortex and amygdala.

The slice patch clamp technique is an effective method for analyzing learning-induced changes in the intrinsic properties and plasticity of excitatory or inhibitory synapses.

Sezione tecnica del Patch Clamp per l'analisi di plasticità indotta su apprendimento

The slice patch clamp technique is a powerful tool for investigating learning-induced neural plasticity in specific brain regions. To analyze ...

Patch Clamp Electrophysiology

Neuron cell membranes are populated with ion channels that control the movement of charge into and out of the cell, thereby regulating neuron firing. One extremely useful technique for investigating the biophysical properties of these channels is called patch clamp recording. In this method, neuroscientists place a polished glass micropipette against a cell and apply suction to form a high resistance seal. This process isolates a small &#8220;patch&#8221; of membrane that contains one or more ion channels. Using an electrode within the micropipette, researchers can &#8220;clamp&#8221; or control the electrical properties of the membrane, which is important for analysis of channel activity. The electrode also allows for changes in the voltage across the membrane, or the flow of ions through the membrane, to be recorded. This video begins with an overview of the principles behind patch clamp electrophysiology, an introduction to the necessary equipment, and descriptions of the various patch configurations, including whole cell, cell-attached, perforated, inside-out, and outside-out patches. Next, the key steps of a typical whole-cell patch clamp experiment are outlined, in which a current-voltage (IV) curve is generated. Finally, applications of patch clamp recording are provided to demonstrate how the biophysical properties of ion channels, cell excitability, and neuroactive compounds are evaluated in neurophysiology labs today.

Patch Clamp Electrophysiology: Principle &amp; Applications

Patch Clamp Elettrofisiologia

Neuron cell membranes are populated with ion channels that control the movement of charge into and out of the cell, thereby regulating neuron firing. One ...

Didattica

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Biologia avanzata

Whole-Cell Patch Clamp Electrophysiology: A Method to Study Electrical Properties of Neurons

Source: Roy, B., et al. <a href="https://www.jove.com/v/50551/" target="_blank">Patch Clamp Recordings from Embryonic Zebrafish Mauthner Cells</a>. J. Vis. Exp. (2013).
This protocol describes a technique called whole-cell patch clamp electrophysiology, which is a method to study electrical properties of Mauthner neurons and other reticulospinal cells in zebrafish embryos.

Elettrofisiologia del Patch Clamp a cellula intera: un metodo per studiare le proprietà elettriche dei neuroni

Source: Roy, B., et al. Patch Clamp Recordings from Embryonic Zebrafish Mauthner Cells. J. Vis. Exp. (2013).
This protocol describes a technique called ...

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Biologia

Danio rerio (zebrafish)

Embryo

Studying the Excitability of Fluorescent Neurons using a Whole-Cell Patch Clamp

Source: Briz, C. G., et al., <a href="https://app.jove.com/v/55139">In Utero Electroporation Approaches to Study the Excitability of Neuronal Subpopulations and Single-cell Connectivity.</a> J. Vis. Exp. (2017)
The video demonstrates a method to study the excitability of neuronal cells expressing fluorescent protein using a whole-cell patch current clamp. In the current-clamp mode, action potentials indicative of neuronal excitability are generated.

Studio dell'eccitabilità dei neuroni fluorescenti utilizzando un patch clamp a cellula intera

All procedures involving animal samples have been reviewed and approved by the appropriate animal ethical review committee.
1. Electrophysiology
NOTE: The ...

Neurophysiology

Electrophysiology Techniques

Perforated Patch-Clamp Recordings of Inner Ear Sensory Neuron Cell Bodies

Source: Iyer, M. R., et al. <a href="https://app.jove.com/v/64908">Isolating and Culturing Vestibular and Spiral Ganglion Somata from Neonatal Rodents for Patch-Clamp Recordings.</a> J. Vis. Exp. (2023).
This video demonstrates the patch-clamp technique for measuring ionic currents in inner ear sensory neuron cell bodies. It details the preparation and use of a polished patch-clamp pipette filled with an internal solution containing amphotericin B, which perforates the membrane to allow ion movement while preserving intracellular conditions. Voltage pulses are applied to trigger and record ion channel activity, providing insights into their properties and behavior.

Registrazioni perforate Patch-Clamp dei corpi cellulari dei neuroni sensoriali dell'orecchio interno

1. Recording
NOTE: In this procedure, patch-clamp recordings from the isolated ganglion are typically performed 12-24 h after the plating. Other labs have ...

Imaging and Optical Techniques

Photostimulation and Whole-Cell Patch Clamp Recordings of Neurons in Mouse Hippocampal Slices

Source: Richevaux, L., et al. <a href="https://app.jove.com/v/59534">In Vivo Intracerebral Stereotaxic Injections for Optogenetic Stimulation of Long-Range Inputs in Mouse Brain Slices.</a> J. Vis. Exp. (2019)
The video demonstrates a protocol to study synaptic interactions and neuronal responses in a transfected mouse hippocampal brain slice. It involves illuminating long-range sensory neurons to trigger action potentials and recording the resulting excitatory post-synaptic potentials in the recorded neuron using the whole-cell patch-clamp technique.

Fotostimolazione e registrazioni di patch clamp a cellule intere di neuroni in fette di ippocampo di topo

All procedures involving animal samples have been reviewed and approved by the appropriate animal ethical review committee.
1. Solutions for acute slice ...

Automated Image-Guided Patch Clamp Technique for Studying Neurons in Brain Slices

Source: Wu, Q., et al. <a href="https://app.jove.com/v/56010">Application of automated image-guided patch clamp for the study of neurons in brain slices.</a> J. Vis. Exp. (2017).
In this video, brain slices are immobilized in a recording chamber, and cells of interest are located and focused on using a computer-controlled microscope. The automated image processing system then precisely positions a patch pipette to seal the cell membrane and monitor electrical signals.

Tecnica automatizzata di patch clamp guidata da immagini per lo studio dei neuroni nelle fette di cervello

All procedures involving animal samples have been reviewed and approved by the appropriate animal ethical review committee.
1. System Setup

	Construct ...