Questo lavoro è supportato in parte dal NIH / NCATS Science Awards clinica e traslazionale alla University of Florida TL1 TR000066 e UL1 TR000064, un supplemento diversità dal padre di Grant R01AI056152 dal National Institute of Health, una borsa di reagente BD Biosciences, e l&#39;Università della Florida.

Tutte uso animale è stato condotto in conformità con i protocolli approvati dal Comitato Istituzionale cura degli animali ed uso. 1. Preparazione di miscele e media <ol><li> Sterile PBS pH: 7,3 (1 L) 0.23 g NaH 2 PO 4 1.15 g Na 2 HPO 4 9.0 g NaCl Raccogliere volume con acqua deionizzata. Sterilizzare con autoclave. </li><li> Cellulari Media Cultura (100 ml) 89 ml RPMI 10 ml 10% FBS 1 ml di antibiotico antimicotico (ABAM) 100 mcg 50 mM 2-mercaptoetanolo (3,5 mg magazzino 2-mercaptoetanolo in 96,5 mcg PBS) </li><li> FACS Buffer (Fluorescent Attivazione cellulare Ordinamento) (Per essere usato durante la citometria a flusso) 2% FBS in PBS sterile </li><li> iTh17 Mix (Basato sul numero di campioni, determinare il volume necessario per tutte le miscele e media) 1,5 mg / ml di anti-CD28 20 ng / ml di IL-6 5 ng / mlTGF-β </li></ol> 2. Le cellule saranno piastrate in Triplicate sotto le seguenti condizioni di <ol><li> Piatto vincolato anti-CD3, anti-CD28 (è questo il mix di controllo di attivazione). </li><li> iTH17: Piastra vincolato anti-CD3, anti-CD28, IL-6, TGF-β. </li></ol> 3. Plate-bound anti-CD3 (10 mg / ml) Si raccomanda che la preparazione di piastra piastre con associazione anti-CD3 viene fatto almeno 4 ore prima dell&#39;ora cellule saranno aggiunti alle piastre. <ol><li> Aggiungere 30 microlitri anti-CD3 per pozzetti (anti-CD3 viene diluito in PBS sterile) di un nuovo 96 ben U inferiore Microtest piastra di coltura tissutale, e toccare i lati della piastra di garantire una copertura uniforme dei pozzetti. Incubare a 37 ° C per 4 ore, e poi in frigorifero fino al momento di aggiungere le miscele e le cellule alla piastra. </li></ol> 4. Topo Dissection <ol><li> Questo protocollo è basato sull&#39;impiego di C57BL / 6 mice, 3-8 mesi di età, e acquistati dal Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME). </li><li> Sacrifica mouse utilizzando CO 2 asfissia, e confermare la morte con conseguente dislocazione cervicale. </li><li> Sterilizzare topi strumenti di dissezione e la zona di incisione con il 70% di etanolo e iniziare la dissezione. </li><li> Dalla vista ventrale, afferrare la pelle che è anteriore alla apertura uretrale e iniziare il taglio con le forbici la linea mediana ventrale fino a raggiungere la zona del mento. Prendere precauzioni per non strappare o tagliare nel rivestimento della parete peritoneale. </li><li> Tirare indietro la pelle e fissare per consentire un comodo accesso ai linfonodi durante la rimozione. </li><li> I linfonodi e milza raccolti saranno tutti rimossi con una pinza, e collocato in una capsula di Petri sterile contenente 5 ml di autoMACS tampone di corsa acquistato da Miltenyi Biotec (fare riferimento alle figure 2 e 3 per linfonodo e diagrammi di rimozione della milza). <ol><li> Rimuovere i linfonodi ascellari che sonotrovato vicino al cavo ascellare (ascelle) dietro i muscoli pettorali di ogni mouse. </li><li> Rimuovere i linfonodi brachiale che si trovano nei tessuti connettivi situati vicino a ciascuna ascella. </li><li> Rimuovere le superficiali linfonodi cervicali presenti nel collo di ciascun topo. </li><li> Rimuovere i linfonodi inguinali che si trovano nella regione dell&#39;anca alla congiunzione dei tre vasi sanguigni. </li><li> Per accedere ai linfonodi mesenterici, tagliare il rivestimento peritoneale la linea mediana ventrale. Linfonodi mesenterici si trovano nel tessuto connettivo che tiene insieme l&#39;intestino. Essi si trovano generalmente in una serie di 4-8 nodi, e può apparire come un &quot;filo di perle&quot;. Assicurati di tirare fuori l&#39;intera stringa. </li><li> La milza si trova nella zona addominale, dietro lo stomaco e l&#39;intestino. Rimuoverlo tirando e staccandolo dal pancreas. </li></ol></li><li> Grind organi sotto una cappa sterile utilizzando due vetrini da microscopio smerigliato. Posizionare linfonodi o milza suil lato opaco di un vetrino da microscopio, e strofinare con il lato glassato della seconda slitta fino disintegrato. Ripetere l&#39;operazione finché non sono stati a terra tutti i linfonodi e la milza. </li></ol> Nota: Si consiglia di iniziare con linfonodi e finire con la milza, come il sangue renderà difficile vedere i linfonodi rimanenti nel buffer autoMACS. <ol start="9"><li> Per filtrare organi terra in una sospensione di cellule singole, iniziare piegando un pezzo di 40 micron nylon materiale più volte, e ponendo in cima ad una provetta da centrifuga da 15 ml. Il materiale di nylon dovrebbe essere di circa 3 x 3 pollici </li><li> Utilizzare una siringa da 5 ml e 21 G ago per aspirare il 5 ml di autoMACS tampone di corsa e di terra organi. Versare lentamente nel materiale di nylon ripiegato. Fare attenzione a non bucare il materiale con l&#39;ago. </li></ol> Nota: Una volta che la sospensione singola cella è raggiunto, la soluzione deve apparire come una soluzione coerente pallido senza visibLe parti di tessuto solido. Se rimangono solidi, ri-aspirare e dispensare attraverso un nuovo pezzo piegato di nylon collocato in un nuovo tubo da centrifuga da 15 ml. <ol start="11"><li> Tenere sempre cellule in ghiaccio quando non in uso. </li></ol> 5. Separazione cellulare <ol><li> Per ottenere risultati ottimali, ottenere almeno un puro CD4 + 80% della popolazione CD25-cellulare attraverso autoMACS separatore cellulare Pro utilizzando il MACS CD4 + CD25 + T regolatorie isolamento delle cellule kit, mouse. Il protocollo per la conservazione negativa della popolazione CD25 delle cellule CD4 + è ottenuta attraverso Miltenyi Biotec. </li></ol> 6. Th17 Differenziazione <ol><li> Raccogliere la popolazione CD25 delle cellule CD4 + dopo la separazione con il separatore cellulare autoMACS Pro. </li><li> Contare le cellule diluite in un rapporto 1:1000 con trypan blu con un emocitometro. </li><li> Una concentrazione è stata determinata dalla conta delle cellule, diluire sospensione cellulare a 1 x 10 6 cellule / ml in cellule di coltura. </li><li> Estrarre piastre da 96 pozzetti con piastra vincolato anti-CD3 dopo 4 ore. </li><li> Lavare i pozzetti anti-CD3-rivestiti con 200 ml di PBS. Ripetere 2 volte. <ol><li> Per lavare aggiungere 200 ml di PBS sterile per pozzi anti-CD3-rivestite e rimuovere PBS in un contenitore per rifiuti. </li></ol></li><li> Aggiungere 100 ml di mix iTh17 o mix comando di attivazione (vedi punto # 2) per i pozzi in triplice copia. </li><li> Aggiungere 100 ml di cellule in ciascun pozzetto in cui sia il mix Th17 o il mix di controllo di attivazione sia stato inserito. </li><li> Incubare le cellule per almeno 72 ore o fino a 5 giorni (differenziazione Th17 può essere ottenuta dopo 72 ore o dopo 5 giorni.) </li><li> Differenziazione Th17 può essere valutata intracellulare di colorazione e analisi di citometria a flusso, ELISA, o qPCR </li></ol> 7. L&#39;attivazione delle cellule (necessario solo per la colorazione intracellulare) <ol><li> Rimuovere piastre da 96 pozzetti da incubatrice alla fine di una delle 72 ore o 5 giorni <ol><li> Ricordiamo che Th17 differentiation può essere raggiunto dopo due 72 ore o 5 giorni. </li></ol></li><li> Per ciascuna condizione (ad esempio controlli di attivazione o iTh17), trasferire le cellule che sono in triplice copia in un pozzetto di una piastra 24 ben coltura cellulare. Le celle di una condizione ora sono stati raggruppati in un unico pozzetto della piastra da 24 cultura e, invece di essere in triplicato in piastra di coltura ben U inferiore 96. </li><li> Il volume totale di ciascun pozzetto nella piastra di coltura cellulare da 24 pozzetti è ora 600 microlitri. Aumentare il volume di ciascun pozzetto a 1 ml con mezzo di coltura cellulare. </li><li> Aggiungere PMA (forbolo miristato acetato) (50 ng / ml), ionomicina (1 mM), e BFA (brefeldina-A) (10 mg / ml) a ciascun pozzetto della piastra 24 e coltura cellulare alle concentrazioni elencate. </li><li> Incubare a 37 ° C per 4 ore. </li></ol> 8. Colorazione intracellulare <ol><li> Cellule macchia con i marcatori extracellulari e intracellulari desiderate per l&#39;analisi di citometria di flusso. Per rilevare la presenza of IL-17, la colorazione intracellulare è fatto con anticorpi anti-IL-17A. Marcatori consigliati superficie extracellulari includono CD4, CD8 e CD25. <ol><li> Utilizzare il intracellulare di citochine colorazione Starter Kit-Mouse da BD Bioscience per IL-17 intracellulare colorazione. </li><li> Per ciascun campione, cellule pellet, rimuovere il surnatante e risospendere il pellet cellulare in 200 microlitri tampone FACS (2% FBS in PBS). </li><li> Trasferire le cellule in sospensione al 96 citometria di flusso cella piatto. </li><li> Spin celle in basso per 5 min a 1200 rpm e scartare il surnatante. </li><li> Aggiungere 200 microlitri tampone FACS PBS, centrifugare per 5 minuti a 1200 rpm, e scartare il surnatante. </li><li> Risospendere le cellule in 100 ml di FACS buffer e valgono 100 ml di anticorpi extracellulare (Ab) miscela (miscela extracellulare Ab è realizzato in tampone FACS). Incubare per 15 minuti a temperatura ambiente, coperto con pellicola. </li><li> Ripetere passo 8.1.4. </li><li> Ripetere il punto 8.1.5 2x. </li><li> Risospendere le cellule in 100 ml di BD Cytofix / Cytoperm Buffer. Incubmangiato per 20 minuti a temperatura ambiente, coperto con pellicola. </li><li> Aggiungere 100 ml di 1x tampone BD Perm / Wash, centrifugare per 5 min a 1.200 giri al minuto, e scartare il surnatante. Ripeti. </li><li> Aggiungere 50 ml di miscela intracellulare Ab. (Miscela intracellulare Ab è fatta in 1x BD Perm / Wash) Incubare per 15 minuti a RT, coperto con un foglio. </li><li> Ripetere passo 8.1.10. </li><li> Risospendere le cellule in 200 ml di BD colorazione Buffer. </li><li> Posizionare cellule risospese in citometria a flusso provette contenenti 200 microlitri BD colorazione Buffer (volume finale è di 400 ml). </li><li> Conservare a 4 ° C fino a quando i campioni sono pronti per essere letti. </li></ol></li></ol> 9. Analisi citofluorimetrica <ol><li> Porta popolazione cellulare dal vivo. </li><li> Dalla popolazione delle cellule vive, cancello CD4 + CD8-popolazione. </li><li> Dal CD8 popolazione CD4 +, cancello IL-17A + popolazione. <ol><li> Sulla base dei nostri risultati sperimentali precedenti, il 100% della IL-17A + popolazione sarà CD25 +. </li></ol></li></ol> * Totale conta delle cellule assoluti sono stati ottenuti dopo la messa in comune delle triplicati campione ** Numero assoluto di + IL-17A + CD4 + CD25 è stato determinato moltiplicando il numero totale di cellule per la percentuale cancello vivo e la percentuale di cellule totali recanti i marcatori specifici lignaggio, CD4, CD25, e IL-17A, come determinata mediante citometria di flusso. 10. qPCR ed ELISA <ol><li> Cellule posto non utilizzati per l&#39;analisi di citometria di flusso in una provetta da 1,5 ml Eppendorf e centrifugare a 13.000 rpm per 5-10 min. Le cellule trovate nel pellet cellulare dopo centrifugazione saranno utilizzati per l&#39;analisi qPCR. analisi qPCR è stata effettuata utilizzando PTC-200 Peltier Thermal cycler (Biorad). </li><li> Raccogliere il surnatante dai tubi centrifugati per ELISA. IL-17A ELISA sono state eseguite usando la coppia di anticorpi TC11-18H10 (cattura, numero di catalogo 555068) e TC11-8H4 biotina (rilevamento, numero di catalogo 555067) acquistato da BD Biosciences. IL-17A ELISA standards sono stati ottenuti da eBioscience (numero di catalogo 14-8171-80). </li><li> Dopo aver rimosso il surnatante, risospendere le cellule rimanenti da utilizzare per qPCR in 175 microlitri di buffer RNA lisi (utilizzare immediatamente per l&#39;estrazione di RNA, sintesi di cDNA, e qPCR, o conservare a -80 ° C per un uso successivo). <ol><li> Fare riferimento alla Tabella II per le sequenze di primer per IL-17A e actina (house-keeping gene) </li></ol></li></ol>

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Nessun informativa di dichiarare.

Qui abbiamo descritto il protocollo per raggiungere la differenziazione Th17 in vitro. Lo studio di Th17 differenziazione è importante, la differenziazione dei linfociti T nel sottoinsieme Th17 è fondamentale per l&#39;efficace eliminazione di agenti patogeni umani 13. Al contrario, la produzione di IL17 è stato associato a progressione della malattia autoimmune 13. Il metodo di Th17 differenziazione è applicabile a molti ambiti di ricerca in quanto può essere applicata a numerosi modelli murini distinti di regolazione immunitaria e autoimmunità. Questo metodo consente di rispondere a domande riguardanti la capacità dei linfociti T, a differenziarsi in una cella Th17, indicata in questo protocollo per la produzione di IL-17A e l&#39;espressione del fattore di trascrizione RORγT, per modulare le risposte immunitarie. Inoltre, è stato dimostrato da altri che le cellule Th17 possono essere identificati anche dalla produzione di IL17F, Il22 e GM-CSF 8, 12. Questo protocollo è significativa rispetto alle altrenoti protocolli di differenziazione dei linfociti T, come Th1 e Th2 differenziazione, perché può essere utilizzato per integrare questi protocolli, al fine di capire meglio come funzioni dei linfociti T effettrici riguardano il funzionamento del sistema immunitario. Ci sono diversi passaggi critici da considerare per lo svolgimento di questi esperimenti. Differenziazione Th17 può essere raggiunto attraverso un impuro CD4 + CD25-popolazione, ma per i risultati più efficaci ed affidabili, una CD4 + CD25-popolazione di almeno 80% di purezza è desiderato. Il nostro metodo utilizza il protocollo fornito da Miltenyi Biotec per la loro autoMACS Separator Pro cellulare. Il autoMACS CD4 + CD25 + T Regulatory Kit isolamento delle cellule, mouse viene utilizzato per la selezione negativa della popolazione CD25 delle cellule CD4 +. Selezione negativa consente l&#39;uso di cellule naive che non sono stati modificati potenzialmente da interazioni anticorpo. Utilizzando alcuni marcatori di superficie cellulare in citometria a flusso può confermare la purezza di apopolazione. I marcatori di superficie consigliati sono CD4, CD8 e CD25 in quanto possono facilmente identificare il desiderato CD4 + CD25-popolazione. B220 e CD11b possono essere utilizzati per verificare cellule B e la contaminazione dei macrofagi, rispettivamente. Campioni costantemente diluite a 1 x 10 6 cellule / ml si consiglia anche che abbiamo trovato che questo rese concentrazione differenziazione ottimale. In passato abbiamo scoperto che le concentrazioni di cellule che erano troppo alti o troppo bassi spesso avevano turbato l&#39;espansione cellulare e risultati parziali (come distorta produzione di IL-17A). E &#39;anche importante ricordare di mantenere i campioni in ghiaccio in ogni momento quando non in uso. La vitalità cellulare è un fattore importante nel raggiungimento differenziazione Th17 positivo. Questo può essere confermato attraverso il conteggio delle cellule utilizzando Trypan diluizioni blu. Poiché questo protocollo impiega omogeneizzazione del tessuto manuale dalla macinazione dei linfonodi e la milza con vetrini da microscopio smerigliato, questo può essere un metodo che richiede tempo. Un mo progettazioneaccertata modificazione è quella di utilizzare dissociatori tessuto automatico come opzione alternativa. Nel caso in cui la differenziazione Th17 desiderato non viene raggiunto, ci sono diversi suggerimenti di ripresa problemi che devono essere considerati. In primo luogo, i controlli devono essere considerati con attenzione in modo che la vera entità della differenziazione Th17 può essere correttamente misurata. Noi di solito determinare il grado di differenziazione Th17 confrontando questi risultati ai linfociti T CD4 + che ricevono solo anti-CD3 e la stimolazione anti-CD28. Ricorda inoltre che linfociti T CD4 + devono essere attivato al fine differenziare. Si dovrebbe anche controllare visivamente colture di cellule sotto il microscopio per confermare la presenza di cellule T attivate / maledetti. Cellule T attivate appaiono visivamente significativamente maggiore di cellule che non sono state stimolate. Espansione clonale può essere osservata anche attraverso gruppi visibili di sabbiatura cellule che sono state derivate da un singolo clone di cellule T. Attivazione delle cellule può essere anche di verificaed attraverso l&#39;uso di analisi citofluorimetrica utilizzando anticorpi anti-CD4 e anti-CD25 per identificare le cellule attivate + CD4 + CD25 4 E &#39;inoltre importante ricordare che questo protocollo è stato ottimizzato per l&#39;uso con C57BL / 6 topi, tuttavia pubblicato dati mostrano che Th17 differenziazione può essere realizzato in altri ceppi di topi NOD compresi e topi BALB / c 5, 11, 20. Va notato che Th17 differenziazione, inclusa la frequenza complessiva e numero assoluto di linfociti T CD4 + che subiscono differenziazione, dipende da fattori genetici (come ceppo di topo) 20, e fattori ambientali (come posizione colonia) 5 e può richiedere l&#39;ottimizzazione. Questo protocollo di differenziazione Th17 può servire come un mezzo prezioso per rispondere a ulteriori domande riguardanti la funzione delle cellule nel sottoinsieme Th17. Il nostro metodo di differenziazione Th17 ha diversi vantaggi significativi. Come già accennato l&#39;usodi un minimo dell&#39;80% CD4 + puro popolazione CD25-cella fornisce un risultato più coerente ed efficace differenziazione. Facilità di isolamento attraverso l&#39;uso del separatore cellulare autoMACS Pro è un ulteriore vantaggio. Inoltre, l&#39;utilizzo dei segnali ottimali citochine e attivazione fornisce le cellule T con l&#39;ambiente appropriato in cui differenziare. Implicazioni future di questo protocollo sono la determinazione dei mezzi meccanicistici con cui le cellule Th17 e la produzione di IL-17A sono coinvolti nell&#39;insorgenza e nella progressione di autoimmunità.

Linfociti T CD4 + (cellule T) giocano un ruolo fondamentale nella difesa del sistema immunitario mediata contro i microrganismi infettivi. Viceversa, le cellule T sono intimamente associati con l&#39;insorgenza e la progressione di malattie autoimmuni come il diabete di tipo 1, il lupus eritematoso sistemico e artrite reumatoide. CD4 + linfociti T si attivano attraverso una combinazione di recettore delle cellule T (TCR) interazioni con antigene cognate / complesso maggiore di istocompatibilità II (MHCII) molecole e le interazioni recettore CD28 con B7.1/B7.2 ligandi 15. In aggiunta alla disposizione di stimolazione TCR e CD28 co-stimolazione, le cellule presentanti l&#39;antigene forniscono inoltre un ambiente di citochine, che determina lo stato di differenziazione del linfocita T, indirizzando così la risposta del linfocita T all&#39;antigene dato. Interazioni patogeno Distinto cellulari / presentanti l&#39;antigene creare ambienti di citochine distinte, che Skew T linfociti giù distinti percorsi incentrati sulla eliminazione del patogeno avvio. Purtroppo, T percorsi linfociti effettori, originariamente progettato per sradicare invasori patogeni, possono essere erroneamente diretti contro auto-tessuti 15. Pertanto, una migliore comprensione dello stato di differenziazione ciascun distinto di subset di cellule CD4 + T è fondamentale per la nostra comprensione di come modulare l&#39;equilibrio tra eliminazione degli agenti patogeni e la tolleranza di sé. Oltre al Th1, Th2, e inducibili T regolatori percorsi di differenziazione cellulare, naive linfociti T possono essere causati anche dalle citochine lungo la via Th17. Mentre le cellule Th1 combattimento patogeni intracellulari, cellule Th2 eliminano i patogeni extracellulari, e le cellule T regolatorie (Tregs) minimizzano risposte infiammatorie 1, 16; cellule Th17 svolgono un ruolo importante nella eliminazione dei batteri extracellulari e funghi. Cellule Th17 sono generalmente indicati con l&#39;espressione del fattore di trascrizione specifico lineage RORγT e la produzione di IL-17A, che promuove l&#39;attivazione di macrofagi e neutrofili 1, 7. Cellule Th17 sono stati implicati in diverse malattie autoimmuni, e loro modelli di roditori associati. Ad esempio, è stato dimostrato che l&#39;IL-23 (che è necessario per sostenere il fenotipo Th17), ma non IL-12, sia il principale responsabile in encefalite autoimmune sperimentale (EAE), il modello di malattia roditore per MS. In seguito è stato dimostrato che la riduzione della produzione di IL-17 sono correlati alla prevenzione EAE 2, 6, 17. Inoltre, le cellule Th17 sono stati associati con altre malattie autoimmuni tra cui l&#39;artrite e lupus eritematoso sistemico (SLE) 10, 16. IL-23 p19 deficienti - / - topi hanno mostrato di avere numeri molto bassi di cellule Th17, e sono resistenti allo sviluppo non solo EAE, ma anche artrite indotta da collagene, un modello per l&#39;artrite reumatoide 10, 18. Inoltre, i topi trattati con anticorpi neutralizzanti IL-17A poppaer l&#39;insorgenza di artrite collagene-indotta sono stati anche trovati ad avere la risoluzione del danno articolare 18. Va notato che il ruolo delle cellule Th17 nella progressione della malattia autoimmune rimane ad essere caratterizzato come recenti ricerche hanno anche dimostrato un ruolo protettivo delle cellule Th17 nel diabete di tipo 1 9, 11 e infiammazione intestinale 14. Questi studi confermano l&#39;importanza di Th17 differenziazione in autoimmunità. In vitro la differenziazione Th17 è un metodo necessario nella ricerca sulle cellule T, perché ci sono almeno due domande imbarazzanti che richiedono ulteriori indagini: 1) Come funziona esattamente IL-6 regolano l&#39;equilibrio tra Treg e Th17 differenziazione, e 2) quali sono i meccanismi esatti dietro IL-17 indotta da malattie infiammatorie? Il nostro metodo impiega cellule CD4 + CD25-T dalle milze e linfonodi del topo C57BL / 6. È importante notare che, sebbene sia possibile indurre differenziazione Th17 utilizzando un impurola popolazione, l&#39;acquisizione di almeno un puro CD4 + 80% popolazione di cellule CD25-T nega qualsiasi preoccupazione di contaminazione e garantisce risultati più efficaci differenziazione Th17. Al fine di conseguire un&#39;adeguata differenziazione Th17, cellule CD4 + CD25-T vengono incubati in presenza di anti-CD3 e anti-CD28, che forniscono segnali di attivazione, 1 e 2, rispettivamente, e IL-6 e TGF-β. Sebbene sia stato riportato che IL-23 da sola può essere usato per raggiungere la differenziazione Th17, successivamente è stato dimostrato che l&#39;IL-23 è necessario per la stabilità della popolazione di cellule Th17, ma IL-6 e TGF-β sono essenziali per Th17 differenziazione 3, 18, ​​19. Studi murini hanno dimostrato che il recettore di IL-23 è espresso sulle cellule T CD4 + solo dopo che sono state stimolate con IL-6 e TGF-β 13, 18. Inoltre, le cellule Th17 svilupperanno correttamente in presenza di anticorpi IL-23-bloccante finché IL-6 e TGF-β sono presenti 18, 19. Come tale, questa differenziazione Th17 protocollo provIDES le condizioni appropriate per indurre successo Th17 differenziazione. Sviluppo di una migliore comprensione dei meccanismi alla base Th17 differenziazione e IL-17 presenta l&#39;opportunità per lo sviluppo di migliori terapie volte a disturbi autoimmuni 13.

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Reagent/Material</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Sterile Polyestrene Petri Dish</td>
 <td>Fisher Scientific</td>
 <td>0875713A</td>
 <td>60 mm x 15 mm</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>autoMACS Running Buffer</td>
 <td>Miltenyi Biotec</td>
 <td>130-091-221</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Premium Microscope Slides, Frosted</td>
 <td>Fisher Scientific</td>
 <td>12-544-3</td>
 <td>3" x 1"1 mm</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>5 ml 21G1 Latex Free Syringe and Needle</td>
 <td>BD Biosciences</td>
 <td>309632</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Corning 15 ml Centrifuge Tubes</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>CLS430791</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Nylon 40 microns</td>
 <td>Miami Aquaculture</td>
 <td>Nylon 40/26</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Microtest tissue culture plate 96 well U bottom </td>
 <td>BD Biosciences</td>
 <td>35-3077</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Corning Costar 24 well cell culture plates</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>CL3524</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Eppendorf Tubes 1.5 ml</td>
 <td>Fisher Scientific</td>
 <td>05-408-129</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Purified NA/LE Hamster Anti-Mouse CD3e</td>
 <td>BD Biosciences</td>
 <td>553057</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Purified NA/LE Hamster Anti-Mouse CD28</td>
 <td>BD Biosciences</td>
 <td>553294</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Mouse IL-6 Recombinant Protein</td>
 <td>eBioscience</td>
 <td>14-8061-62</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>TGFbeta</td>
 <td>R&amp;D Systems</td>
 <td>240-B-002</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Trypan blue solution 0.4 %</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>66H2364</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Pac Blue Rat Anti-Mouse CD4</td>
 <td>BD Biosciences</td>
 <td>558107</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>APC Rat Anti-Mouse CD8a</td>
 <td>BD Biosciences</td>
 <td>553035</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>PE Conjugated Anti-mouse CD25</td>
 <td>eBioscience</td>
 <td>E01155-516</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Alexa Fluor 700 Rat Anti-mouse IL-17</td>
 <td>BD Biosciences</td>
 <td>560820</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Intracellular Cytokine Staining Starter Kit-Mouse</td>
 <td>BD Biosciences</td>
 <td>51-2041AK (559311)</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>MACS CD4+CD25+ regulatory T cell isolation kit, mouse</td>
 <td>Miltenyi Biotec</td>
 <td>130-091-221</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>ABAM </td>
 <td>Cellgro</td>
 <td>30-004-CI</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>RPMI</td>
 <td>Corning, Cellgro</td>
 <td>10-040-CM</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>B 2-MercaptoEthanol</td>
 <td>MP Biomedical</td>
 <td>194834</td>
 <td>Hazardous</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Phorbol 12-Myristate 13-Acetate (PMA)</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Ionomycin Calcium Salt</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>13909-1ML</td>
 <td>Hazardous</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Brefeldin A (BFA)</td>
 <td>MP Biomedicals</td>
 <td>159027</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>ELISA IL-17A Capture mAb </td>
 <td>BD Biosciences</td>
 <td>555068</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>ELISA IL-17A Detection mAb </td>
 <td>BD Biosciences</td>
 <td>555067</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>ELISA IL-17A Standard</td>
 <td>eBioscience</td>
 <td>14-8171-80</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>IL-2 ELISA Kit</td>
 <td>BD Biosciences</td>
 <td>555148</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>TMB Substrate Reagent Set </td>
 <td>BD Biosciences</td>
 <td>555214</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Equipment </td>
 </tr>
 <tr>
 <td>autoMACS Pro Cell Separator</td>
 <td>Miltenyi Biotec</td>
 <td>130-092-545</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Sorvall Legend RT+ Centrifuge</td>
 <td>ThermoScientific</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Napco series 8000 WJ CO2 Incubator</td>
 <td>ThermoScientific</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>PTC-200 Peltier Thermal Cycler</td>
 <td>Biorad</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 </tbody>
</table>

isolation and th17 differentiation of na&iuml;ve cd4 t lymphocytes

Cellule Th17 sono un sottoinsieme distinto di cellule T che sono stati trovati per produrre interleuchina 17 (IL-17), e si differenziano in funzione degli altri sottogruppi di cellule T compreso Th1, Th2, e linfociti T regolatori. Cellule Th17 sono emersi come un colpevole centrale nelle risposte immunitarie infiammatorie troppo zelanti associati a molte malattie autoimmuni. In questo metodo purifichiamo linfociti T dalla milza e nei linfonodi di topi C57BL / 6, e stimolare le cellule T CD4 + purificati sotto controllo e ambienti Th17 inducono. L&#39;ambiente-Th17 indurre comprende stimolazione in presenza di anti-CD3 e anti-CD28 anticorpi, IL-6 e TGF-β. Dopo incubazione per almeno 72 ore e fino a cinque giorni a 37 ° C, le cellule vengono successivamente analizzati per la capacità di produrre IL-17 mediante citometria a flusso, qPCR, ed ELISA. Th17 differenziate cellule CD4 + CD25-T possono essere utilizzati per chiarire ulteriormente il ruolo che le cellule Th17 giocano nella insorgenza e la progressione di autoimmunità e ospite defense. Inoltre, Th17 differenziazione dei CD4 + CD25-linfociti da diversi modelli knockout / malattia murini può contribuire alla nostra comprensione del destino delle cellule plasticità.

Questo protocollo differenziazione Th17 inizia con la rimozione della milza e ascellare, brachiale, mesenterica, cervicale, e linfonodi inguinali. Una rappresentazione delle posizioni di ciascun possono essere trovate nelle figure 2 e 3. Figure 1 e 5 entrambi forniscono una rappresentazione visiva dei metodi descritti in questo protocollo. Questo protocollo Th17 concentra sulla differenziazione dalla popolazione linfocitaria CD4 + CD25-T. È importante notare come efficientemente la separazione cellulare autoMACS Pro arricchisce la nostra CD4 + CD25-desiderata popolazione dalla linfonodo totale pooled e milza (Figura 4). L&#39;, nodo non frazionata pooled linfa e splenociti, e le frazioni autoMACS-separate sono state colorate con anticorpi antiCD25 antiCD4 e successiva analisi citofluorimetrica (Figura 4). Figura 4A mostra un profilo rappresentativo della percentuale di CD4 + CD25 +e CD4 + CD25-linfociti presenti nei non frazionata, linfonodi e milza pool di citometria a flusso. La procedura di isolamento fornisce anche una popolazione CD4 + CD25 + Treg arricchito da C57BL / 6 topi che può essere utilizzato in ulteriori esperimenti (Figura 4B). Figura 4C mostra il nostro arricchimento cella desiderata con una popolazione che è 84% di cellule CD4 + CD25-T, con la stragrande maggioranza dei CD4 + CD25 + Tregs rimosso. Siamo costantemente abbiamo una piccola popolazione di cellule non linfoidi che è presente nel CD4 + CD25-arricchito, ma non non interferire con il processo di differenziazione (Figura 4C). La nostra popolazione di cellule CD4 + CD25-T arricchita aiuta ad assicurare una differenziazione Th17 più successo. La figura 5 mostra uno schema di una procedura differenziazione Th17. Il nostro arricchito CD4 + CD25-popolazione sia incubato in Th17 condizioni differenzianti (anti-CD3, anti-CD28, IL-6 e TGF-β) o di controllo (anti-CD3, anti-CD28). Si può vedere in figura 6 che mentre incubazione di CD4 + CD25-linfociti T con anti-CD3, anti-CD28 durante 5 giorni apportati CD25 + T linfociti, incubazione in Th17 condizioni di induzione prodotto un sottoinsieme di IL17 produzione CD4 + CD25 + linfociti. Si prega di fare riferimento alla Tabella 1 per esempi di CD4 + CD25 + IL-17A + assoluti dei rendimenti numero di cellulare dopo 5 giorni di incubazione in condizioni iTh17. Th17 stato di differenziazione può essere ulteriormente valutata mediante PCR quantitativa e ELISA. Figura 7 presenta i dati da arricchite linfociti CD4 + CD25-T incubate sotto controllo o condizioni Th17 inducono. CD4 + CD25-linfociti T incubate in condizioni Th17 up-regolare IL17A, che può essere accertata attraverso qPCR (Figura 7A) e ELISA (Figura 7B). Il fattore di trascrizione specifico Th17 RORγT è anche sovraregolati dalle cellule CD4 + CD25-T incubate in condizioni Th17-inducono, e può essere accertato through qPCR (Figura 7A). <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/50765/50765fig1.jpg" /> Figura 1. Th17 Differenziazione schematico. 1. Pozzetti mano di fondo a U 96 pozzetti con anti-CD3 (10 mcg / ml) diluito in PBS. 2. Luogo piastra in incubatrice per 4 ore a 37 ° C. Mentre la piastra è in incubazione, sezionare linfonodi (LN) e milza di topo. Macinare organi e filtrare per ottenere una sospensione di cellule singole. Isolare le cellule CD4 + CD25-T utilizzando il kit di isolamento delle cellule CD4 + CD25 + T di regolamentazione e Miltenyi autoMACS Pro separatore. CD25-CD4 + devono essere diluite a 1 x 10 6 cellule / ml. 3. Dopo 4 ore di incubazione della piastra a 96 pozzetti è completa, lavare i pozzetti con PBS (200 pl / pozzetto) 3x. 4. Aggiungere 100 microlitri CD4 + cellule CD25-T al piatto-bound (PB) pozzetti rivestiti anti-CD3. 5. Aggiungere 100 microlitri anti-CD28 o 100 microlitri iTh17 cocktail (antiCD28, TGF-β, e IL-6). 6. Incubare la piastra per 3 o 5 giorni a 37 ° C. Dopo l&#39;incubazione valutare differenziazione mediante colorazione intracellulare, qPCR, e / o ELISA. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/50765/50765fig2.jpg" /> Figura 2. LN Dissection Guide. A) 1 brachiale nodo linfatico possono essere trovate nel tessuto connettivo situato vicino ciascuna ascella (ascella) del mouse. B) linfonodo ascellare 1 possono essere trovate in ciascuna ascella, dietro i muscoli pettorali. C) linfonodi mesenterici si trovano in il tessuto connettivo degli intestini. Essi assomigliano un filo di perle. D) 4 superficiali linfonodi cervicali si trovano nel collo del mouse. E) 2 linfonodi inguinali (1 per lato) possono essere localizzati nella regione dell&#39;anca nella posizione in cui 3 vasi sanguigni incontrano . . Entro-page = &quot;always&quot;&gt; <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/50765/50765fig3.jpg" /> Figura 3. Spleen guida dissezione. Milza di topo si trovano sul lato sinistro del corpo dietro lo stomaco e l&#39;intestino. Basta rimuovere tirando e separando con le pinze. <img alt="Figura 4" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/50765/50765fig4.jpg" /> Figura 4. Frazioni cellulari da LN pool e cellule della milza prima e dopo le cellule autoMACS Pro separazione. A) LN e milza erano macchiati, ex vivo, per stabilire popolazioni di cellule basali prima separazione. A seguito di separazione, CD4 + CD25 + (B) e CD4 + CD25-(C) frazioni sono state colorate per valutare la purezza di CD4 + CD25 + e popolazioni di linfociti CD4 + CD25-T, rispettivamente. Tutti i campioni sono stati colorati con CD4 + e CD25 + anticorpi e analizzate mediante citometria a flusso. jove_content &quot;fo: keep-together.within-page =&quot; always &quot;&gt; <img alt="Figura 5" fo:content-width="4.5in" src="/files/ftp_upload/50765/50765fig5.jpg" /> Figura 5. Th17 Differenziazione. Incubare le cellule per 5 giorni. Celle di raccolta per la colorazione intracellulare e qPCR; supernatanti raccolta di ELISA. <img alt="Figura 6" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/50765/50765fig6.jpg" /> Figura 6. Differenziazione Th17 valutata mediante citometria a flusso. CD4 + CD25-linfociti T sono state incubate in presenza di piastra con associazione anti-CD3, anti-CD28, IL-6 e TGF-β (iTh17) o piastra-bound anti-CD3 e anti-CD28 sola (controllo) per 5 giorni. Le cellule sono state poi attivate con PMA e ionomicina per 4 ore a 37 ° C. Dopo l&#39;attivazione, le cellule sono state colorate con anticorpi anti-CD4, anti-CD8, anti-CD25, e gli anticorpi anti-IL-17A per analisi citofluorimetrica per valutare Th17 differenziazione. iTh17 = Th17 inducendo condizioni. <img alt="Figura 7" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/50765/50765fig7.jpg" /> Figura 7. Differenziazione Th17 valutati da qPCR ed ELISA. Linfociti da C57BL / 6 topi sono stati ordinati e cellule CD4 + CD25-T sono state incubate in presenza di piastra con associazione anti-CD3 (10 mcg / ml), anti-CD28 (1,5 mcg / ml ), IL-6 (20 ng / ml), e TGF-β (5 ng / ml) o piastra-bound anti-CD3 e anti-CD28 sola (controllo) per 5 giorni. A) Le cellule sono state poi raccolte per valutare RORγT e di espressione il messaggio di IL-17A tramite qPCR. B) surnatanti sono stati raccolti per valutare l&#39;espressione della proteina IL-17A da ELISA.

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Isolation and Th17 Differentiation of Na&#239;ve CD4 T Lymphocytes

Con le funzioni effettrici distinto da altri sottoinsiemi di cellule T, le cellule Th17 sono stati implicati nel centro di autoimmunità infiammatoria. Questo protocollo vitro la differenziazione in Th17 fornisce un mezzo per determinare se naïve linfociti T CD4 + in grado di differenziarsi in cellule Th17, e di esaminare ulteriormente il loro ruolo nella autoimmunità e risposta dell&#39;ospite.

Isolamento e differenziazione di Th17 Naïve linfociti T CD4

Th17 cells are a distinct subset of T cells that have been found to produce interleukin 17 (IL-17), and differ in function from the other T cell subsets ...

isolation-and-th17-differentiation-of-nave-cd4-t-lymphocytes

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Isolation and Th17 Differentiation of Na&iuml;ve CD4 T Lymphocytes

34.3K Views.  The University of Florida.  Con le funzioni effettrici distinto da altri sottoinsiemi di cellule T, le cellule Th17 sono stati implicati nel centro di autoimmunità infiammatoria. Questo protocollo vitro la differenziazione in Th17 fornisce un mezzo per determinare se naïve linfociti T CD4 + in grado di differenziarsi in cellule Th17, e di esaminare ulteriormente il loro ruolo nella autoimmunità e risposta dell'ospite. 

Video: Isolation and Th17 Differentiation of Naïve CD4 T Lymphocytes

Methods to Assess Beta Cell Death Mediated by Cytotoxic T Lymphocytes

Type 1 diabetes (T1D) is a T cell mediated autoimmune disease. During the pathogenesis, patients become progressively more insulinopenic as 
insulin production is lost, presumably this results from the destruction of pancreatic beta cells by T cells. Understanding the mechanisms of beta cell death during 
the development of T1D will provide insights to generate an effective cure for this disease. Cell-mediated lymphocytotoxicity (CML) assays have historically used the 
radionuclide Chromium 51 (51Cr) to label target cells. These targets are then exposed to effector cells and the release of 51Cr from target 
cells is read as an indication of lymphocyte-mediated cell death. Inhibitors of cell death result in decreased release of 51Cr.
 As effector cells, we used an activated autoreactive clonal population of CD8+ Cytotoxic T lymphocytes (CTL) isolated from a mouse stock transgenic for both the alpha and beta chains of the AI4 T cell receptor (TCR). Activated AI4 T cells were co-cultured with 51Cr labeled target NIT cells for 16 hours, release of 51Cr was recorded to calculate specific lysis 
Mitochondria participate in many important physiological events, such as energy production, regulation of signaling transduction, and apoptosis. The study of beta cell mitochondrial functional changes during the development of T1D is a novel area of research. Using the mitochondrial membrane potential dye Tetramethyl Rhodamine Methyl Ester (TMRM) and confocal microscopic live cell imaging, we monitored mitochondrial membrane potential over time in the beta cell line NIT-1. For imaging studies, effector AI4 T cells were labeled with the fluorescent nuclear staining dye Picogreen. NIT-1 cells and T cells were co-cultured in chambered coverglass and mounted on the microscope stage equipped with a live cell chamber, controlled at 37&deg;C, with 5% CO2, and humidified. During these experiments images were taken of each cluster every 3 minutes for 400 minutes.
Over a course of 400 minutes, we observed the dissipation of mitochondrial membrane potential in NIT-1 cell clusters where AI4 T cells were attached. In the simultaneous control experiment where NIT-1 cells were co-cultured with MHC mis-matched human lymphocyte Jurkat cells, mitochondrial membrane potential remained intact. This technique can be used to observe real-time changes in mitochondrial membrane potential in cells under attack of cytotoxic lymphocytes, cytokines, or other cytotoxic reagents.

Cell-mediated lymphocytotoxicity (CML) assays can be used to test autoreactive responses and study mechanisms of cell death in vitro. However, using live-cell confocal microscopic imaging techniques with fluorescent dyes, the type and kinetics of cell death as well as the pathways utilized can be studied in greater detail.

Metodi per valutare la morte delle cellule beta Mediata da linfociti T citotossici

Type 1 diabetes (T1D) is a T cell mediated autoimmune disease.  During the pathogenesis, patients become progressively more insulinopenic as 
insulin ...

Ricerca

Immunologia e infezioni

Directed Differentiation of Induced Pluripotent Stem Cells towards T Lymphocytes

Adoptive cell transfer (ACT) of antigen-specific CD8+ cytotoxic T lymphocytes (CTLs) is a promising treatment for a variety of malignancies 1. CTLs can recognize malignant cells by interacting tumor antigens with the T cell receptors (TCR), and release cytotoxins as well as cytokines to kill malignant cells. It is known that less-differentiated and central-memory-like (termed highly reactive) CTLs are the optimal population for ACT-based immunotherapy, because these CTLs have a high proliferative potential, are less prone to apoptosis than more differentiated cells and have a higher ability to respond to homeostatic cytokines 2-7. However, due to difficulties in obtaining a high number of such CTLs from patients, there is an urgent need to find a new approach to generate highly reactive Ag-specific CTLs for successful ACT-based therapies.
TCR transduction of the self-renewable stem cells for immune reconstitution has a therapeutic potential for the treatment of diseases 8-10. However, the approach to obtain embryonic stem cells (ESCs) from patients is not feasible. Although the use of hematopoietic stem cells (HSCs) for therapeutic purposes has been widely applied in clinic 11-13, HSCs have reduced differentiation and proliferative capacities, and HSCs are difficult to expand in in vitro cell culture 14-16. Recent iPS cell technology and the development of an in vitro system for gene delivery are capable of generating iPS cells from patients without any surgical approach. In addition, like ESCs, iPS cells possess indefinite proliferative capacity in vitro, and have been shown to differentiate into hematopoietic cells. Thus, iPS cells have greater potential to be used in ACT-based immunotherapy compared to ESCs or HSCs.
Here, we present methods for the generation of T lymphocytes from iPS cells in vitro, and in vivo programming of antigen-specific CTLs from iPS cells for promoting cancer immune surveillance. Stimulation in vitro with a Notch ligand drives T cell differentiation from iPS cells, and TCR gene transduction results in iPS cells differentiating into antigen-specific T cells in vivo, which prevents tumor growth. Thus, we demonstrate antigen-specific T cell differentiation from iPS cells. Our studies provide a potentially more efficient approach for generating antigen-specific CTLs for ACT-based therapies and facilitate the development of therapeutic strategies for diseases.

Generation of T lymphocytes from induced pluripotent stem (iPS) cells gives an alternative approach of using embryonic stem cells for T cell-based immunotherapy. The method shows that by utilizing either in vitro or in vivo induction system, iPS cells are able to differentiate into both conventional and antigen-specific T lymphocytes.

Differenziazione Regia di cellule staminali pluripotenti indotte verso Linfociti T

Adoptive cell transfer (ACT) of antigen-specific CD8+  cytotoxic T lymphocytes (CTLs) is a promising treatment for a variety of  malignancies 1. CTLs can  ...

Isolation of Lymphocytes from Mouse Genital Tract Mucosa

Mucosal surfaces, including in the gastrointestinal, urogenital, and respiratory tracts, provide portals of entry for pathogens, such as viruses and bacteria 1. Mucosae are also inductive sites in the host to generate immunity against pathogens, such as the Peyers patches in the intestinal tract and the nasal-associated lymphoreticular tissue in the respiratory tract. This unique feature brings mucosal immunity as a crucial player of the host defense system. Many studies have been focused on gastrointestinal and respiratory mucosal sites. However, there has been little investigation of reproductive mucosal sites. The genital tract mucosa is the primary infection site for sexually transmitted diseases (STD), including bacterial and viral infections. STDs are one of the most critical health challenges facing the world today. Centers for Disease Control and Prevention estimates that there are 19 million new infectious every year in the United States. STDs cost the U.S. health care system $17 billion every year 2, and cost individuals even more in immediate and life-long health consequences. In order to confront this challenge, a greater understanding of reproductive mucosal immunity is needed and isolating lymphocytes is an essential component of these studies. Here, we present a method to reproducibly isolate lymphocytes from murine female genital tracts for immunological studies that can be modified for adaption to other species. The method described below is based on one mouse.&#x2003;

An efficient way to isolate lymphocytes from mouse genital tract is described. This method takes advantage of enzyme digestion and Percoll gradient separation to allow efficient isolation. This technique is also adaptable to for use in other species

Isolamento dei linfociti da mouse mucosa del tratto genitale

Mucosal surfaces, including in the gastrointestinal, urogenital, and respiratory tracts, provide portals of entry for pathogens, such as viruses and ...

Adenoviral Transduction of Naive CD4 T Cells to Study Treg Differentiation

Regulatory T cells (Tregs) are essential to provide immune tolerance to self as well as to certain foreign antigens. Tregs can be generated from naive CD4 T cells in vitro with TCR- and co-stimulation in the presence of TGF&beta; and IL-2. This bears enormous potential for future therapies, however, the molecules and signaling pathways that control differentiation are largely unknown.
Primary T cells can be manipulated through ectopic gene expression, but common methods fail to target the most important naive state of the T cell prior to primary antigen recognition. Here, we provide a protocol to express ectopic genes in naive CD4 T cells in vitro before inducing Treg differentiation. It applies transduction with the replication-deficient adenovirus and explains its generation and production. The adenovirus can take up large inserts (up to 7 kb) and can be equipped with promoters to achieve high and transient overexpression in T cells. It effectively transduces naive mouse T cells if they express a transgenic Coxsackie adenovirus receptor (CAR). Importantly, after infection the T cells remain naive (CD44low, CD62Lhigh) and resting (CD25-, CD69-) and can be activated and differentiated into Tregs similar to non-infected cells. Thus, this method enables manipulation of CD4 T cell differentiation from its very beginning. It ensures that ectopic gene expression is already in place when early signaling events of the initial TCR stimulation induces cellular changes that eventually lead into Treg differentiation.

Adenoviral gene transfer into naive CD4 T cells with transgenic expression of the Coxsackie adenovirus receptor enables the molecular analysis of regulatory T cell differentiation in vitro.

Trasduzione Adenoviral di CD4 T naive Cells allo Studio Differenziazione Treg

Regulatory T cells (Tregs) are essential to provide immune tolerance to self as well as to certain foreign antigens. Tregs can be generated from naive CD4 ...

Mouse Na&#239;ve CD4+ T Cell Isolation and In vitro Differentiation into T Cell Subsets

Antigen inexperienced (na&#239;ve) CD4+ T cells undergo expansion and differentiation to effector subsets at the time of T cell receptor (TCR) recognition of cognate antigen presented on MHC class II. The cytokine signals present in the environment at the time of TCR activation are a major factor in determining the effector fate of a na&#239;ve CD4+ T cell. Although the cytokine environment during na&#239;ve T cell activation may be complex and involve both redundant and opposing signals in vivo, the addition of various cytokine combinations during naive CD4+ T cell activation in vitro can readily promote the establishment of effector T helper lineages with hallmark cytokine and transcription factor expression. Such differentiation experiments are commonly used as a first step for the evaluation of targets believed to promote or inhibit the development of certain CD4+ T helper subsets. The addition of mediators, such as signaling agonists, antagonists, or other cytokines, during the differentiation process can also be used to study the influence of a particular target on T cell differentiation. Here, we describe a basic protocol for the isolation of na&#239;ve T cells from mouse and the subsequent steps necessary for polarizing na&#239;ve cells to various T helper effector lineages in vitro.

Mouse Na&#239;ve CD4+ T Cell Isolation and In vitro Differentiation into T Cell Subsets

Na&#239;ve CD4+ T cells polarize to various subsets depending on the environment at the time of activation. The differentiation of na&#239;ve CD4+ T cells to various effector subsets can be achieved in vitro through the addition of T cell receptor stimuli and specific cytokine signals.

Mouse Naïve CD4<sup&gt; +</sup&gt; Isolamento T cellulare e<em&gt; In vitro</em&gt; Differenziazione in T sottopopolazioni cellulari

Antigen inexperienced (na&#239;ve) CD4+ T cells undergo expansion and differentiation to effector subsets at the time of T cell receptor (TCR) recognition ...

Efficient Isolation Protocol for B and T Lymphocytes from Human Palatine Tonsils

Tonsils form a part of the immune system providing the first line of defense against inhaled pathogens. Usually the term &#8220;tonsils&#8221; refers to the palatine tonsils situated at the lateral walls of the oral part of the pharynx. Surgically removed palatine tonsils provide a convenient accessible source of B and T lymphocytes to study the interplay between foreign pathogens and the host immune system. This video protocol describes the dissection and processing of surgically removed human palatine tonsils, followed by the isolation of the individual B and T cell populations from the same tissue sample. We present a method, which efficiently separates tonsillar B and T lymphocytes using an antibody-dependent affinity protocol. Further, we use the method to demonstrate that human adenovirus infects specifically the tonsillar T cell fraction. The established protocol is generally applicable to efficiently and rapidly isolate tonsillar B and T cell populations to study the role of different types of pathogens in tonsillar immune responses.

Palatine tonsils are a rich source of B and T lymphocytes. Here we provide an easy, efficient and rapid protocol to isolate B and T lymphocytes from human palatine tonsils. The method described has been specifically adapted for studies of the viral etiology of tonsil inflammation known as tonsillitis.

Efficiente protocollo Isolamento da B e T linfociti umani da Palatine Tonsille

Tonsils form a part of the immune system providing the first line of defense against inhaled pathogens. Usually the term &#8220;tonsils&#8221; refers to ...

Isolation and Ex Vivo Culture of V&#948;1+CD4+&#947;&#948; T Cells, an Extrathymic &#945;&#946;T-cell Progenitor

The thymus, the primary organ for the generation of &#945;&#946; T cells and backbone of the adaptive immune system in vertebrates, has long been considered as the only source of &#945;&#946;T cells. Yet, thymic involution begins early in life leading to a drastically reduced output of na&#239;ve &#945;&#946;T cells into the periphery. Nevertheless, even centenarians can build immunity against newly acquired pathogens. Recent research suggests extrathymic &#945;&#946;T cell development, however our understanding of pathways that may compensate for thymic loss of function are still rudimental. &#947;&#948; T cells are innate lymphocytes that constitute the main T-cell subset in the tissues. We recently ascribed a so far unappreciated outstanding function to a &#947;&#948; T cell subset by showing that the scarce entity of CD4+ V&#948;1+&#947;&#948; T cells can transdifferentiate into &#945;&#946;T cells in inflammatory conditions. Here, we provide the protocol for the isolation of this progenitor from peripheral blood and its subsequent cultivation. V&#948;1 cells are positively enriched from PBMCs of healthy human donors using magnetic beads, followed by a second step wherein we target the scarce fraction of CD4+ cells with a further magnetic labeling technique. The magnetic force of the second labeling exceeds the one of the first magnetic label, and thus allows the efficient, quantitative and specific positive isolation of the population of interest. We then introduce the technique and culture condition required for cloning and efficiently expanding the cells and for identification of the generated clones by FACS analysis. Thus, we provide a detailed protocol for the purification, culture and ex vivo expansion of CD4+ V&#948;1+&#947;&#948; T cells. This knowledge is prerequisite for studies that relate to this &#945;&#946;T cell progenitor`s biology and for those who aim to identify the molecular triggers that are involved in its transdifferentiation.

Isolation and Ex Vivo Culture of V&#948;1+CD4+&#947;&#948; T Cells, an Extrathymic &#945;&#946;T-cell Progenitor

Here, we provide an optimized protocol for the isolation and cloning of the scarce T-cell entity of peripheral V&#948;1+CD4+ T cells that is, as we showed recently, an extrathymic &#945;&#946; T-cell progenitor. This technique allows to quantitatively isolate, clone and efficiently expand these cells in ex vivo culture.

Isolamento e<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Cultura di Vδ1<sup&gt; +</sup&gt; CD4<sup&gt; +</sup&gt; Celle γδ T, un Extrathymic αβT-cellule progenitrici

The thymus, the primary organ for the generation of &#945;&#946; T cells and backbone of the adaptive immune system in vertebrates, has long been ...

Imaging CD4 T Cell Interstitial Migration in the Inflamed Dermis

The ability of CD4 T cells to carry out effector functions is dependent upon the rapid and efficient migration of these cells in inflamed peripheral tissues through an as-yet undefined mechanism. The application of multiphoton microscopy to the study of the immune system provides a tool to measure the dynamics of immune responses within intact tissues. Here we present a protocol for non-invasive intravital multiphoton imaging of CD4 T cells in the inflamed mouse ear dermis. Use of a custom imaging platform and a venous catheter allows for the visualization of CD4 T cell dynamics in the dermal interstitium, with the ability to interrogate these cells in real-time via the addition of blocking antibodies to key molecular components involved in motility. This system provides advantages over both in vitro models and surgically invasive imaging procedures. Understanding the pathways used by CD4 T cells for motility may ultimately provide insight into the basic function of CD4 T cells as well as the pathogenesis of both autoimmune diseases and pathology from chronic infections.

The mechanisms that govern the interstitial motility of CD4 effector T cells at sites of inflammation are relatively unknown. We present a non-invasive approach to visualize and manipulate in vitro-primed CD4 T cells in the inflamed ear dermis, allowing for study of the dynamic behavior of these cells in situ.

Imaging CD4 T cellule interstiziali migrazione nel derma infiammate

The ability of CD4 T cells to carry out effector functions is dependent upon the rapid and efficient migration of these cells in inflamed peripheral ...

Isolation and Activation of Murine Lymphocytes

B and T cells, with their extremely diverse antigen-receptor repertoires, have the ability to mount specific immune responses against almost any invading pathogen1,2. Understandably, such intricate abilities are controlled by a large number of molecules involved in various cellular processes to ensure timely and spatially regulated immune responses3. Here, we describe experimental procedures that allow rapid isolation of highly purified murine lymphocytes using magnetic cell sorting technology. The resulting purified lymphocytes can then be subjected to various in vitro or in vivo functional assays, such as the determination of lymphocyte signaling capacity upon stimulation by immunoblotting4 and the investigation of proliferative abilities by 3H-thymidine incorporation or carboxyfluorescein diacetate succinimidyl ester (CFSE) labeling5-7. In addition to comparing the functional capacities of control and genetically modified lymphocytes, we can also determine the T cell stimulatory capacity of antigen-presenting cells (APCs) in vivo, as shown in our representative results using transplanted CFSE-labeled OT-I T cells.

Lymphocytes are the major players in adaptive immune responses. Here, we present a lymphocyte purification protocol to determine the physiological functions of the desired molecules in lymphocyte activation in vitro and in vivo. The described experimental procedures are suitable for comparing functional capacities between control and genetically modified lymphocytes.

L&#39;isolamento e l&#39;attivazione di linfociti murini

B and T cells, with their extremely diverse antigen-receptor repertoires, have the ability to mount specific immune responses against almost any invading ...

In Vitro Differentiation of Human CD4+FOXP3+ Induced Regulatory T Cells (iTregs) from Na&#239;ve CD4+ T Cells Using a TGF-&#946;-containing Protocol

Regulatory T cells (Tregs) are an integral part of peripheral tolerance, suppressing immune reactions against self-structures and thus preventing autoimmune diseases. Clinical approaches to adoptively transfer Tregs, or to deplete Tregs in cancer, are underway with promising first outcomes. 
Because the number of naturally occurring Tregs (nTregs) is very limited, studying certain Treg features using in vitro induced Tregs (iTregs) can be advantageous. To date, the best although not absolutely specific protein marker to delineate Tregs is the transcription factor FOXP3. Despite the importance of Tregs including non-redundant roles of peripherally induced Tregs, the protocols to generate iTregs are currently controversial, particularly for human cells. This protocol therefore describes the in vitro differentiation of human CD4+FOXP3+ iTregs from human na&#239;ve T cells using a range of Treg-inducing factors (TGF-&#946; plus IL-2 only, or their combination with retinoic acid, rapamycin or butyrate) in parallel. It also describes the phenotyping of these cells by flow cytometry and qRT-PCR. 
These protocols result in reproducible expression of FOXP3 and other Treg signature genes and enable the study of general FOXP3-regulatory mechanisms as well as protocol-specific effects to delineate the impact of certain factors. iTregs can be utilized to study various phenotypic aspects as well as molecular mechanisms of Treg induction. Detailed molecular studies are facilitated by relatively large cell numbers that can be obtained. 
A limitation for the application of iTregs is the relative instability of FOXP3 expression in these cells compared to nTregs. iTregs generated by these protocols can also be used for functional assays such as studying their suppressive function, in which iTregs induced by TGF-&#946; plus retinoic acid and rapamycin display superior suppressive activity. However, the suppressive capacity of iTregs can differ from nTregs and the use of appropriate controls is crucial.

This protocol describes the reproducible generation and phenotyping of human induced regulatory T cells (iTregs) from na&#239;ve CD4+ T cells in vitro. Different protocols for FOXP3 induction allow for the study of specific iTreg phenotypes obtained with respective protocols.

La differenziazione in vitro di cellule CD4 + umana FOXP3 + indotta da T regolatorie (iTregs) da cellule T CD4 Naïve utilizzando un protocollo TGF-β contenenti