We thank Eli Jensen, Stefano Padilla, and Kasey Yturralde for assistance, and Karen London and anonymous reviewers of the manuscript. We thank Jake Baker and Karla Torres for video footage. Funding was provided to R.W.H by the NAU School of Forestry and NAU Technology and Research Initiative Fund (TRIF).

1. Floema Selezione e Cancellazione dal albero <ol><li> Selezionare un albero con caratteristiche particolari. Raccogliere floema da pini (vale a dire, gli alberi del genere Pinus) in quanto hanno un livello caratteristico floema che ha uno spessore di qualche millimetro. 18,27 Una volta che un albero si trova che ha pochi rami più bassi, verificare l&#39;assenza di eventuali altri difetti come gli attacchi di insetti e / o agenti patogeni. In alternativa, utilizzare floema da altri alberi di conifere come abeti panini floema. 9 Altri alberi specie possono essere adatti per la rimozione floema come legni duri. NOTA: Conifere con grandi corone in genere hanno il tessuto floema più spessa. Per massimizzare la quantità di floema, è meglio tagliare alberi che hanno pochi difetti e rami sul tronco (tronco). Specie di pino che sono il lavoro di auto-potatura migliore. Floema è in genere più spesso durante la stagione di crescita ed è spesso più in alto il tronco che in prossimità del suolo. Floema è a volte difficile da Remove dagli alberi durante l&#39;autunno o inverno. </li><li> Tagliare un albero verso il basso o utilizzare i registri di recente tagliati a ottenere tessuto floema. Scegliere una direzione che cade che ridurrà al minimo i danni per l&#39;albero e alberi vicini. Rami tagliati fuori dal tronco per consentire un più facile accesso ai materiali di corteccia durante la rimozione floema. </li><li> Una volta che un albero viene tagliato (abbattuti, caduto a terra) iniziano raschiando la corteccia del tronco con una lama affilata pareggio (Fig 1A.). Raschiare una zona della corteccia fino a raggiungere lo strato floema. NOTA: Lo strato floema è in genere di colore più chiaro (ad esempio, color crema) e umido, mentre la corteccia esterna è più secco e di colore più scuro (Fig 1B.). Fare attenzione a non raschiare il floema. L&#39;area di corteccia raschiata dipende dalla dimensione del pezzo floema (s). </li><li> Dopo la corteccia viene rimossa, tagliare un contorno del pezzo floema con un coltello affilato. Assicurarsi che la lama taglia fino al xilema (Fig. 2A). </li><li> Per rimuovere il floema, partono da un angolo del pezzo floema con le dita per rimuovere con cautela indietro il floema. Utilizzare un coltello per aiutare a raschiare il floema fuori dal xilema. Continuare a tirare il floema spento fino l&#39;intero pezzo viene rimosso. NOTA: Floema bucce in genere fuori della struttura più semplice in estate. Per floema che è estremamente difficile da rimuovere, uno strumento a forma di spatola può aiutare nello sforzo. </li><li> Posizionare immediatamente il pezzo floema in un sacchetto sterile. Per ottenere i migliori risultati, vuoto sigillare il sacchetto (Fig. 2B) o, se si usa sacchetti ziploc, rimuovere tutta l&#39;aria dal sacchetto. Questo aumenta la longevità del floema. Facoltativamente, inserire più pezzi di floema in un sacchetto. Conservare floema in sacchetti ermetici leggermente sopra zero (tra 1 e 10C) per mantenere la freschezza. </li></ol> 2. Creazione del Sandwich floema <ol><li> Tagliate due pezzi uguali di acrilico trasparente, in policarbonato, o un disco, materiale trasparente simile (ad esempio, vetro) un po &#39;di grandi dimensionir rispetto al pezzo di floema (Fig. 2C). Attorno ai bordi del acrilica per evitare angoli strappi la guarnizione Parafilm. Questo protocollo utilizza un 1/8 in. Di spessore acrilico trasparente. NOTA: La dimensione dei pezzi tagliati dipende dalle esigenze dell&#39;organismo soggetto e la durata dello studio. Per esempio, una coppia di scolitidi utilizza 4 dm 2 del floema un periodo mese, ma solo bisogno di 1 dm 2 se lo studio ha luogo entro alcuni giorni. </li><li> Realizzare un foro in uno dei pezzi acrilici per consentire l&#39;ingresso di organismo studio (s). La dimensione e il numero dei fori dipende obiettivi (Fig. 2D). </li><li> Prima di mettere il floema tra i pezzi in acrilico, sterilizzare la superficie acrilica (con&gt; 70% di etanolo) o, se si utilizza nuovo acrilico, rimuovere la pellicola protettiva. </li><li> Posizionare il nuovo pezzo di floema tra i pezzi in acrilico sterili. Orient pezzo acrilico con il foro (s) sul lato interno o esterno del floema, whicheveOccorre r. Tipicamente, rivolto verso il lato esterno del floema (lato che aveva corteccia su di esso) verso i fori di ingresso. </li></ol> 3. tenuta Sandwich floema <ol><li> Per creare un sigillo temporaneo intorno panino floema, utilizzare 2. Parafilm strisce larghe tirato attorno ai bordi del sandwich floema (Fig. 2C). In alternativa, utilizzare un involucro di cloruro di polivinilidene per sigillare i bordi. 6 Avanti, posizionare un morsetto su ogni lato del sandwich renda al acrilica al floema. Assicurarsi che l&#39;intera superficie è un giro di vite per evitare che lo spazio d&#39;aria tra l&#39;acrilico e floema (Figura 2C). Se non è bloccato correttamente, i campioni possono muoversi in tra l&#39;acrilico e il floema. </li><li> Per creare una tenuta semipermanente aggiungere una gelatina epossidica o petrolio non incollaggio intorno floema. Assicurarsi che il materiale circonda completamente il floema. Successivamente, utilizzare morsetti o le viti con bulloni (potrebbe essere necessario praticare dei fori in anticipo) per contenere l&#39;acrilico stretto al floema.I panini rimangono solo valida per un massimo di uno o due mesi. </li><li> A seconda delle esigenze di ossigeno degli organismi di studio, aggiungere un filtro dell&#39;aria su uno o più lati del sandwich. Questo permetterà all&#39;aria di entrare nel panino floema, ma limita la perdita di acqua dal floema. Usiamo semplici filtri a carbone che riducono anche il rischio di contaminazione batterica e fungina. </li><li> Per i campioni di studio che richiedono l&#39;entrata e l&#39;uscita a volontà, sostituire uno dei pezzi in acrilico con legno o materiale simile che un insetto in grado di scavare. Ciò è particolarmente importante per l&#39;osservazione di tarli del legno, perché dopo il loro stato larvale si completa nello strato floema, che poi portavano nella xilema. </li><li> Per evitare che i soggetti di prova di uscire i fori di ingresso, posizionare piccole piastre di Petri (o altri oggetti, nastro) sui fori, fuga di blocco. Dal momento che gli organismi che si trovano in questi spazi sono abituare a bassi livelli di luce, può essere necessario posizionare i panini in una stanza buia o scatola, o luogo omateriale paque in alto per bloccare la luce. </li></ol> 4. di osservare i microrganismi presenti nel floema Sandwich <ol><li> Introdurre esemplari studio in ammissione foro del sandwich floema (Fig. 2D). Osservare i campioni utilizzando un microscopio dissezione sotto una luce rossa o luce bianca fissato a un livello basso (Fig. 2E). </li><li> Per registrare le attività o la crescita di esemplari all&#39;interno del panino floema collegare una fotocamera o una videocamera per il microscopio. Attaccare telecamere speciali all&#39;oculare del microscopio (Fig. 2E &amp; F). Per molto piccoli organismi come gli acari, nematodi, e pseudoscorpioni, utilizzare una telecamera ad alta definizione collegata al microscopio. </li><li> Per registrare suoni, inserire i microfoni nel foro di entrata del sandwich floema o attraverso il lato del sandwich floema. Poiché il foro di ingresso è piccolo, utilizzare un piccolo microfono, come un microfono a condensatore a elettrete. </li><li> Per registrare dal lato o la superficie diil panino floema utilizzare un elemento piezoelettrico (Fig. 3B). Per riprodurre il suono, utilizzare lo stesso elemento piezoelettrico o collegare un trasduttore tattile (Excitor) alla superficie della parte superiore o inferiore della acrilico. </li></ol>

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No conflicts of interest declared

Il panino floema permette l&#39;introduzione e l&#39;osservazione degli artropodi, microbi, e altri piccoli organismi che popolano i tessuti floema. 1,7,8,9,17,18 Questa tecnica ha portato a nuove scoperte e una migliore comprensione dei comportamenti, vita tratti la storia, lo sviluppo, e le interazioni degli organismi all&#39;interno dell&#39;albero floema. 1,5,10 Il protocollo panino qui descritto è un ibrido di disegni del passato, e fornirà un panino economico che può essere facilmente costruito con attrezzatura minima e materiali. I pezzi di vetro, acrilico o policarbonato possono essere riutilizzati, e gli unici materiali di consumo sono il Parafilm e floema. Anche se tutte le fasi del protocollo sono importanti, alcuni passaggi devono essere seguiti rigorosamente al fine di garantire il più alto grado di successo. In primo luogo, un albero deve essere situato che ha una porzione di tronco gratuito, o relativamente libera, di rami. Gli alberi che hanno molti rami sono difficili da radere e volontà yield pochi pezzi floema vitali, come ogni ramo deve essere tagliato attorno durante la rimozione del floema. Quindi, è importante minimizzare l&#39;esposizione all&#39;aria del floema. Abbiamo posto rapidamente ogni pezzo floema in un sacchetto al momento della rimozione. Dopo 3-6 pezzi vengono rimossi, vengono trasferiti in un sacchetto sottovuoto; usiamo un inverter di potenza per eseguire il sigillante fuori una batteria del veicolo nel campo. Ultimo, sanificazione i pezzi in acrilico e la pulizia generale durante l&#39;esecuzione di questo protocollo consentirà di ridurre la crescita di funghi nel panino. Questo è particolarmente importante per le osservazioni estese. Come accennato in precedenza, vi sono limitazioni dell&#39;apparato panino floema. Poiché lo strato floema è sottile, solo piccole organismi che tipicamente rimangono nel floema possono essere introdotti nel panino. Insetti più grandi come tarli del legno (ad esempio, Buprestid, Cerambycidae specie) possono essere introdotti e osservati per le prime fasi del loro ciclo di vita. Questo lasso di tempo è di solito limitata a due atre settimane; dopo questo punto le larve richiede legno xilema annoiarvi in ​​per impupamento. Al contrario, per gli scolitidi, in particolare quelli nel genere Ips, un ciclo di vita completo può essere osservato, tra cui l&#39;accoppiamento, uova da cova, alimentazione, pupating, e eclosion in un coleottero adulto. A questo punto, la fattibilità del sandwich è di solito esaurito a causa di essiccazione e la crescita fungina. 28 Inoltre, questo apparecchio non consente insetti liberamente e naturalmente colonizzano o uscire il panino floema. 27 Il nostro protocollo è flessibile in termini di dimensioni, forma e tipo di floema utilizzato. Studi brevi richiedono meno materiale floema e dimensioni panino possono essere scalati di conseguenza. Molte specie di conifere sono stati utilizzati come donatori floema in un panino floema (ad esempio, ponderosa pino 12, Douglas-abete 2, abete rosso 29, loblolly pino 27, longleaf pino 27). Materiali a sandwich possono essere modificati; esampie, lastre di vetro possono essere utilizzati al posto di acrilico e resina epossidica o nastro invece di Parafilm. La parte più difficile di questo protocollo è il processo di rimozione floema. Gli alberi accanto all&#39;altro possono differire in quanto sia difficile il loro floema è quello di rimuovere. Quando un albero è difficile floema, la pazienza è fondamentale. In questi casi, eseguire accuratamente il coltello tra xilema duro e il floema spugnosa. Questo processo si sente letteralmente come la scuoiatura l&#39;albero. Dopo aver imparato la tecnica di base panino, modifiche al protocollo possono aiutare a bisogni specifici in forma. Ad esempio, affinando le tecniche necessarie per rimuovere floema, pezzi più grandi possono essere rimossi e utilizzati per creare panini grandi. Inoltre, le modifiche possono essere fatte per ospitare strumenti specifici, ad esempio, fori supplementari per monitorare le emissioni chimiche (Fig. 3A), o di registrazione o riproduzione di suoni (Fig. 3B). Le modifiche possono essere apportate per consentire la conservazione semipermanente del floema e l&#39;organoismi, o per le osservazioni temporanee di organismi che possono poi essere lasciato libero.

Floema e corteccia di conifere tessuti ospitano migliaia di organismi. Phloeophagy, l&#39;alimentazione sui tessuti floema della corteccia interna, è un&#39;abitudine di solito associata a scolitidi, woodborers, e molti altri taxa di invertebrati e microrganismi che vivono entro 23 alberi di corteccia coleotteri. (Coleoptera: Curculionidae) sviluppare e vivere all&#39;interno di floema ad eccezione di brevi periodi quando gli adulti cercano nuovi alberi ospitanti. 31 Scolitidi sono stati ampiamente studiati per i loro effetti economici sugli alberi 18,19, ma osservazioni dirette del comportamento degli insetti all&#39;interno di materiali di alberi sono stati limitati. 4 Inoltre, le gallerie costruite da scolitidi diventare l&#39;habitat di una miriade di specie. 11 Un gran numero di funghi, batteri 30 3, acari e nematodi 10,21, 16,19 insieme ad altri artropodi predatori e parassiti 22,24 abitano il materiale floema. Le tecniche di cui quiconsentire l&#39;osservazione diretta di scolitidi, acari e tarli del legno che di solito vivono in ambienti sottocorticali. Lievi alterazioni del protocollo può essere fatto per studiare funghi e batteri. Scolitidi e organismi associati all&#39;interno dei tessuti degli alberi sono stati studiati con un &quot;sandwich floema.&quot; L&#39;uso precoce di questa tecnica può essere trovata nella datazione della letteratura indietro al 1933, quando è stato usato per osservare i stadi larvali di scarabeo Douglas-fir (Dendroctonus pseudotsugae). 2 Il panino floema è passato attraverso molte derivazioni da materiali diversi si sono resi disponibili. Originariamente, questo dispositivo costituito da un pezzo di floema posto tra due lastre di vetro, pressate insieme da fasce elastiche. 2 Successivamente, morsetti, nastro, colla, plastica e altri materiali sono stati utilizzati nella costruzione del sandwich. 13,14 , 15,17,26,28 Il protocollo qui descritto offre miglioramenti rispetto alcuni dei disegni del passato. Per esempio, inpassato, specie di prova sono stati inseriti nel lato del sandwich, tra le lastre di vetro o di plastica. Questo limita la costruzione di gallerie in una direzione. L&#39;uso di fori di entrata nella piastra superiore permette una maggiore libertà per le specie di prova per avviare la costruzione della galleria naturale. Un altro vantaggio del protocollo presentato è il suo design semplificato, che può essere facilmente realizzato con pochi strumenti. L&#39;uso del sandwich floema ha permesso l&#39;osservazione diretta del comportamento alimentare, la riproduzione, lo sviluppo, e le interazioni di organismi che non sarebbe altrimenti stata possibile. 1,5, 22 Questo metodo è anche un ottimo strumento per la K-12 dell&#39;istruzione e della scienza programmi e le indicazioni. Ci sono diverse sfumature nella creazione di un panino floema che sono difficili da interpretare da o non riportate nei manoscritti. Crediamo che una visiva (cioè, video) descrizione della produzione di un panino floema è necessario e sarebbedi valore per gli scienziati e gli educatori interessati a studiare gli organismi phloeophagous. Il nostro protocollo fornisce un modo semplice e poco costoso per osservare artropodi, microbi e altri organismi che popolano i tessuti floema.

<table><tbody><tr><td>Draw blade</td><td>Big Horn Brand&amp;nbsp;</td><td>20265</td><td>11&amp;rdquo; blade</td></tr><tr><td>Fillet Knife</td><td>American Angler</td><td>30530</td><td>9&amp;rdquo; blade</td></tr><tr><td>Polycarbonate</td><td>Nexan</td><td>GE-33</td><td>0.093 in. thickness</td></tr><tr><td>Parafilm M</td><td>Fisher Scientific</td><td>S37441</td><td>2&amp;rdquo; wide</td></tr><tr><td>Clamps</td><td>Pony Jaw Opening</td><td>3201-HT-K</td><td>4&amp;rdquo; x 1&amp;rdquo;</td></tr><tr><td>Vacuum Sealer&amp;nbsp; and bags</td><td>FoodSaver</td><td>V2840; FSFSBF0742-015</td><td>VacLoc vacuum&amp;nbsp; bags in rolls</td></tr></tbody></table>

technique for studying arthropod and microbial communities within tree tissues

Phloem tissues of pine are habitats for many thousands of organisms. Arthropods and microbes use phloem and cambium tissues to seek mates, lay eggs, rear young, feed, or hide from natural enemies or harsh environmental conditions outside of the tree. Organisms that persist within the phloem habitat are difficult to observe given their location under bark. We provide a technique to preserve intact phloem and prepare it for experimentation with invertebrates and microorganisms. The apparatus is called a &#8216;phloem sandwich&#8217; and allows for the introduction and observation of arthropods, microbes, and other organisms. This technique has resulted in a better understanding of the feeding behaviors, life-history traits, reproduction, development, and interactions of organisms within tree phloem. The strengths of this technique include the use of inexpensive materials, variability in sandwich size, flexibility to re-open the sandwich or introduce multiple organisms through drilled holes, and the preservation and maintenance of phloem integrity. The phloem sandwich is an excellent educational tool for scientific discovery in both K-12 science courses and university research laboratories.

Il protocollo sopra descritto consentirà un ricercatore di osservare gli organismi che vivono nell&#39;ambiente criptico sotto la corteccia di un albero. Per illustrare l&#39;uso di questa tecnica si descrive uno studio rappresentativo dal nostro laboratorio che utilizza questa tecnica. 12 In questo esperimento, panini floema sono stati usati per osservare gli effetti dei trattamenti acustici su capacità riproduttiva, la distanza tunneling, e la sopravvivenza di scolitidi (Fig . 2E e 2F). Osservazione diretta di coleotteri, reso possibile dall&#39;utilizzo di un panino floema, ha rivelato diversi risultati interessanti. In primo luogo, abbiamo registrato le distanze di tunneling quotidiane contrassegnando posizione degli scarabei in acrilico con un pennarello ogni 24 ore. Questo processo ha rivelato differenze significative tra i trattamenti sonori che sarebbero stati nascosti, senza il panino floema. Successivamente, abbiamo osservato una riduzione della produzione di uova con particolari trattamenti del suono. La natura mobile del panino floema permesso eosservazioni gg da completare sotto un microscopio da dissezione senza disturbare i coleotteri. Durante queste osservazioni, abbiamo catturato scarabeo uova comportamento, che con una fotocamera ad alta definizione collegata al microscopio. Altre osservazioni importanti incluso l&#39;uccisione di compagni e l&#39;avvio di volo associata a particolari trattamenti acustici. Il test panino floema è stato fondamentale per il nostro studio di corteccia scarabeo risposte ai trattamenti acustici. Queste scoperte, che sarebbe impossibile osservare sotto la corteccia di un albero, sono preziosi contributi allo sviluppo di opzioni di gestione per la lotta contro i focolai bostrico. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/50793/50793fig1highres.jpg" /> Figura 1. A) Strumenti necessari per rimuovere la corteccia da un albero. I punti 1 e 2 sono lame disegnare utilizzati per raschiare corteccia dell&#39;albero. Gli articoli 3 (ascia) e 4 (pull sega) sono utili per rimuovere ramizona nei pressi di rasatura. B) L&#39;uso della lama sorteggio per rimuovere la corteccia da un albero. Notate il colore della luce del floema sotto la corteccia rossastra. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/50793/50793fig2highres.jpg" /> Figura 2. A) La rimozione del floema dopo la corteccia è stata raschiata di albero. B) floema fresco conservato in sottovuoto borsa. C) panino Floema con fascette tenendo i pezzi in acrilico insieme e Parafilm intorno ai bordi per evitare contaminazione e disseccamento del floema. D ) Scarabeo di corteccia vicino al foro perforato in acrilico. E) per mezzo del microscopio per osservare panino floema. Display F) Video scolitidi all&#39;interno panino floema. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/50793/50793fig3highres.jpg" /> Figura 3. <strong&gt; A) acquisizione del feromone da coleotteri in sandwich di floema. L&#39;aria è di essere tirato attraverso provette contenenti Super-Q assorbente. B) Registrazione e riproduzione del suono tramite un trasduttore piezoelettrico (al centro nella foto) per coleotteri pino mugo nel panino floema.

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Technique for Studying Arthropod and Microbial Communities within Tree Tissues

We provide a technique to preserve intact tree phloem and prepare it for observation. We create an apparatus called a phloem sandwich that allows for the introduction and observation of arthropods, microbes, and other organisms that inhabit phloem tissues.

Tecnica per lo Studio artropodi e comunità microbiche all&#39;interno Albero tessuti

Phloem tissues of pine are habitats for many thousands of organisms.  Arthropods and microbes use phloem and cambium tissues to seek mates, lay eggs, rear ...

technique-for-studying-arthropod-microbial-communities-within-tree

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Environment

10.3K Views.  Northern Arizona University. We provide a technique to preserve intact tree phloem and prepare it for observation. We create an apparatus called a phloem sandwich that allows for the introduction and observation of arthropods, microbes, and other organisms that inhabit phloem tissues. 

Video: Technique for Studying Arthropod and Microbial Communities within Tree Tissues

A Technical Perspective in Modern Tree-ring Research - How to Overcome Dendroecological and Wood Anatomical Challenges

Dendroecological research uses information stored in tree rings to understand how single trees and even entire forest ecosystems responded to environmental changes and to finally reconstruct such changes. This is done by analyzing growth variations back in time and correlating various plant-specific parameters to (for example) temperature records. Integrating wood anatomical parameters in these analyses would strengthen reconstructions, even down to intra-annual resolution. We therefore present a protocol on how to sample, prepare, and analyze wooden specimen for common macroscopic analyses, but also for subsequent microscopic analyses. Furthermore we introduce a potential solution for analyzing digital images generated from common small and large specimens to support time-series analyses. The protocol presents the basic steps as they currently can be used. Beyond this, there is an ongoing need for the improvement of existing techniques, and development of new techniques, to record and quantify past and ongoing environmental processes. Traditional wood anatomical research needs to be expanded to include ecological information to this field of research. This would support dendro-scientists who intend to analyze new parameters and develop new methodologies to understand the short and long term effects of specific environmental factors on the anatomy of woody plants.

Here we present a protocol outlining how to sample wooden specimens for the overall assessment of their growth structures. Macro- and microscopic preparation and visualization techniques necessary to generate well-replicated and highly resolved wood anatomical and dendroecological dataset, are described are described.

Un punto di vista tecnico in Modern Tree-Ring Research - Come superare Dendroecological e legno anatomiche sfide

Dendroecological research uses information stored in tree rings to understand how single trees and even entire forest ecosystems responded to ...

Ricerca

Ambiente

Extracting DNA from the Gut Microbes of the Termite (Zootermopsis Angusticollis) and Visualizing Gut Microbes

Termites are among the few animals known to have the capacity to subsist solely by consuming wood.  The termite gut tract contains a dense and species-rich microbial population that assists in the degradation of lignocellulose predominantly into acetate, the key nutrient fueling termite metabolism (Odelson &amp; Breznak, 1983).  Within these microbial populations are bacteria, methanogenic archaea and, in some ("lower") termites, eukaryotic protozoa. Thus, termites are excellent research subjects for studying the interactions among microbial species and the numerous biochemical functions they perform to the benefit of their host.  The species composition of microbial populations in termite guts as well as key genes involved in various biochemical processes has been explored using molecular techniques (Kudo et al., 1998; Schmit-Wagner et al., 2003; Salmassi &amp; Leadbetter, 2003). These techniques depend on the extraction and purification of high-quality nucleic acids from the termite gut environment.  The extraction technique described in this video is a modified compilation of protocols developed for extraction and purification of nucleic acids from environmental samples (Mor  et al., 1994; Berthelet et al., 1996; Purdy et al., 1996; Salmassi &amp; Leadbetter, 2003; Ottesen et al. 2006) and it produces DNA from termite hindgut material suitable for use as template for polymerase chain reaction (PCR).

Extracting DNA from the Gut Microbes of the Termite Zootermopsis Angusticollis and Visualizing Gut Microbes

This video illustrates the technique for extracting DNA from the species of microbes resident in the termite hindgut. The preparation of a wet mount slide, which is useful for visualizing the gut microbial community is also illustrated, and a tour through the species-rich gut environment is given.

Estrazione del DNA da microbi intestinali della Termite (Zootermopsis Angusticollis) e visualizzare microbi intestinali

Termites are among the few animals known to have the capacity to subsist solely by consuming wood.  The termite gut tract contains a dense and ...

Biologia

Investigating the Microbial Community in the Termite Hindgut - Interview

Jared Leadbetter explains why the termite-gut microbial community is an excellent system for studying the complex interactions between microbes.     The symbiotic relationship existing between the host insect and lignocellulose-degrading gut microbes is explained, as well as the industrial uses of these microbes for degrading plant biomass and generating biofuels.

Jared Leadbetter explains why the termite-gut microbial community is an excellent system for studying the complex interactions between microbes. The symbiotic relationship existing between the host insect and lignocellulose-degrading gut microbes is explained, as well as the industrial uses of these microbes for degrading plant biomass and generating biofuels.

Indagare la comunità microbica nel hindgut Termite - Intervista

Jared Leadbetter explains why the termite-gut microbial community is an excellent system for studying the complex interactions between microbes.     The ...

Exploring the Root Microbiome: Extracting Bacterial Community Data from the Soil, Rhizosphere, and Root Endosphere

The intimate interaction between plant host and associated microorganisms is crucial in determining plant fitness, and can foster improved tolerance to abiotic stresses and diseases. As the plant microbiome can be highly complex, low-cost, high-throughput methods such as amplicon-based sequencing of the 16S rRNA gene are often preferred for characterizing its microbial composition and diversity. However, the selection of appropriate methodology when conducting such experiments is critical for reducing biases that can make analysis and comparisons between samples and studies difficult. This protocol describes in detail a standardized methodology for the collection and extraction of DNA from soil, rhizosphere, and root samples. Additionally, we highlight a well-established 16S rRNA amplicon sequencing pipeline that allows for the exploration of the composition of bacterial communities in these samples, and can easily be adapted for other marker genes. This pipeline has been validated for a variety of plant species, including sorghum, maize, wheat, strawberry, and agave, and can help overcome issues associated with the contamination from plant organelles.

Here, we describe a protocol to obtain amplicon sequence data of soil, rhizosphere, and root endosphere microbiomes. This information can be used to investigate the composition and diversity of plant-associated microbial communities, and is suitable for the use with a wide range of plant species.

Esplorare il microbioma radice: estrazione dei dati di comunità batteriche dal suolo e la rizosfera radice Endosphere

The intimate interaction between plant host and associated microorganisms is crucial in determining plant fitness, and can foster improved tolerance to ...

Genetica

Isolation and Analysis of Microbial Communities in Soil, Rhizosphere, and Roots in Perennial Grass Experiments

Plant and soil microbiome studies are becoming increasingly important for understanding the roles microorganisms play in agricultural productivity. The purpose of this manuscript is to provide detail on how to rapidly sample soil, rhizosphere, and endosphere of replicated field trials and analyze changes that may occur in the microbial communities due to sample type, treatment, and plant genotype. The experiment used to demonstrate these methods consists of replicated field plots containing two, pure, warm-season grasses (Panicum virgatum and Andropogon gerardii) and a low-diversity grass mixture (A. gerardii, Sorghastrum nutans, and Bouteloua curtipendula). Briefly, plants are excavated, a variety of roots are cut and placed in phosphate buffer, and then shaken to collect the rhizosphere. Roots are brought to the laboratory on ice and surface sterilized with bleach and ethanol (EtOH). The rhizosphere is filtered and concentrated by centrifugation. Excavated soil from around the root ball is placed into plastic bags and brought to the lab where a small amount of soil is taken for DNA extractions. DNA is extracted from roots, soil, and rhizosphere and then amplified with primers for the V4 region of the 16S rRNA gene. Amplicons are sequenced, then analyzed with open access bioinformatics tools. These methods allow researchers to test how the microbial community diversity and composition varies due to sample type, treatment, and plant genotype. Using these methods along with statistical models, the representative results demonstrate there are significant differences in microbial communities of roots, rhizosphere, and soil. Methods presented here provide a complete set of steps for how to collect field samples, isolate, extract, quantify, amplify, and sequence DNA, and analyze microbial community diversity and composition in replicated field trials.

Excavation of plant roots from the field as well as processing of samples into endosphere, rhizosphere, and soil are described in detail, including DNA extraction and data analysis methods. This paper is designed to enable other laboratories to use these techniques for the study of soil, endosphere, and rhizosphere microbiomes.

Isolamento ed analisi di comunità microbiche nel suolo, rizosfera e radici negli esperimenti di erba perenne

Plant and soil microbiome studies are becoming increasingly important for understanding the roles microorganisms play in agricultural productivity. The ...

Sample Preparation Method of Scanning and Transmission Electron Microscope for the Appendages of Woodboring Beetle

This report described sample preparation methods that scanning and transmission electron microscope observations, demonstrated by preparing appendages of the woodboring beetle, Chlorophorus caragana Xie &#38; Wang (2012), for both types of electron microscopy. The scanning electron microscopy (SEM) sample preparation protocol was based on sample chemical fixation, dehydration in a series of ethanol baths, drying, and sputter-coating. By adding Tween 20 (Polyoxyethylene sorbitan laurate) to the fixative and the wash solution, the insect body surface of woodboring beetle was washed more cleanly in SEM. This study&#39;s transmission electron microscopy (TEM) sample preparation involved a series of steps including fixation, ethanol dehydration, embedding in resin, positioning using fluorescence microscopy, sectioning, and staining. Fixative with Tween 20 enabled penetrate the insect body wall of woodboring beetle more easily than it would had been without Tween 20, and subsequently better fixed tissues and organs in the body, thus yielded clear transmission electron microscope observations of insect sensilla ultrastructures. The next step of this preparation was determining the positions of insect sensilla in the sample embedded in the resin block by using fluorescence microscopy to increase the precision of target sensilla positioning. This improved slicing accuracy.

In order to observe ultrastructure of insect sensilla, scanning and transmission electron microscopy (SEM and TEM, respectively) sample preparation protocol were presented in the study. Tween 20 was added into the fixative to avoid sample deformation in SEM. Fluorescence microscopy was helpful for improving slicing accuracy in TEM.

Esempio di metodo di preparazione del microscopio elettronico di scansione e trasmissione per le appendici di Woodboring Beetle

This report described sample preparation methods that scanning and transmission electron microscope observations, demonstrated by preparing appendages of ...

A Method for Quantifying Foliage-Dwelling Arthropods

Terrestrial arthropods play an important role in our environment. Quantifying arthropods in a way that allows for a precise index or estimates of density requires a method with high detection probability and a known sampling area. While most described methods provide a qualitative or semi-quantitative estimate adequate for describing species presence, richness, and diversity, few provide an adequately consistent detection probability and known or consistent sampling areas to provide an index or estimate with adequate precision to detect differences in abundance across environmental, spatial, or temporal variables. We describe how to quantify leaf-dwelling arthropods by sealing the leaves and end of branches in a bag, clipping and freezing the bagged material, and rinsing the previously frozen material in water to separate arthropods from the substrate and quantify them. As we demonstrate, this method can be used at a landscape scale to quantify leaf-dwelling arthropods with adequate precision to test for and describe how spatial, temporal, environmental, and ecological variables influence arthropod richness and abundance. This method allowed us to detect differences in density, richness, and diversity of leaf-dwelling arthropods among 5 genera of trees commonly found in southeastern deciduous forests.

We describe how to quantify leaf dwelling arthropods by sealing the leaves and end of branches in a bag, clipping and freezing the bagged material, and rinsing the previously frozen material in water to separate arthropods from the substrate for quantification.

Un metodo per quantificare gli artropodi Foliage-Dwelling

Terrestrial arthropods play an important role in our environment. Quantifying arthropods in a way that allows for a precise index or estimates of density ...

Quantifying Corticolous Arthropods Using Sticky Traps

Terrestrial arthropods play an important role in our environment. Quantifying arthropods in a way that allows for a precise index or estimate of density requires a method with high detection probability and a consistent sampling area. We used manufactured sticky traps to compare abundance, total length (a surrogate for biomass), richness, and Shannon diversity of corticolous arthropods among the boles of 5 tree species. Efficacy of this method was adequate to detect variation in corticolous arthropods among tree species and provide a standard error of the mean that was &#60;20% of the mean for all estimates with sample sizes from 7 to 15 individual trees of each species. Our results indicate, even with these moderate sample sizes, the level of precision of arthropod community metrics produced with this approach is adequate to address most ecological questions regarding temporal and spatial variation in corticolous arthropods. Results from this method differ from other quantitative approaches such as chemical knockdown, visual inspection, and funnel traps in that they provide an indication of corticolous arthropod activity over a relatively long-term, better including temporary bole residents, flying arthropods that temporarily land on the tree bole and crawling arthropods that use the tree bole as a travel route from the ground to higher forest foliage. Furthermore, we believe that commercially manufactured sticky traps provide more precise estimates and are logistically simpler than the previously described method of directly applying a sticky material to tree bark or applying a sticky material to tape or other type of backing and applying that to the tree bark.

We describe a semi-quantitative approach of measuring characteristics of corticolous (bark-dwelling) arthropod communities. We placed commercially manufactured sticky traps on tree boles to estimate abundance, total length (a surrogate to biomass), richness, and Shannon diversity for comparison among tree species.

Quantificare gli artropodi di Corticolous usando trappole appiccicose

Terrestrial arthropods play an important role in our environment. Quantifying arthropods in a way that allows for a precise index or estimate of density ...

Leveraging Micro-CT Scanning to Analyze Parasitic Plant-Host Interactions

Micro-CT scanning has become an established tool in investigating plant structure and function. Its non-destructive nature, combined with the possibility of three-dimensional visualization and virtual sectioning, has allowed novel and increasingly detailed analysis of complex plant organs. Interactions among plants, including between parasitic plants and their hosts, can also be explored. However, sample preparation before scanning becomes crucial due to the interaction between these plants, which often differ in tissue organization and composition. Furthermore, the broad diversity of parasitic flowering plants, ranging from highly reduced vegetative bodies to trees, herbs, and shrubs, must be considered during the sampling, treatment, and preparation of parasite-host material. Here two different approaches are described for introducing contrast solutions into the parasite and/or host plants, focusing on analyzing the haustorium. This organ promotes connection and communication between the two plants. Following a simple approach, details of haustorium tissue organization can be explored three-dimensionally, as shown here for&#160;euphytoid, vine, and mistletoe parasitic species. Selecting specific contrasting agents and application approaches also allow detailed observation of endoparasite spread within the host body and detection of direct vessel-to-vessel connection between parasite and host, as shown here for an obligate root parasite. Thus, the protocol discussed here can be applied to the broad diversity of parasitic flowering plants to advance the understanding of their development, structure, and functioning.

Micro-CT is a non-destructive tool that can analyze plant structures in three dimensions. The present protocol describes the sample preparation to leverage micro-CT to analyze parasitic plant structure and function. Different species are used to highlight the advantages of this method when coupled with specific preparations.

Sfruttare la scansione micro-CT per analizzare le interazioni parassitarie pianta-ospite

Micro-CT scanning has become an established tool in investigating plant structure and function. Its non-destructive nature, combined with the possibility ...

Microscopy Techniques for Interpreting Fungal Colonization in Mycoheterotrophic Plants Tissues and Symbiotic Germination of Seeds

Structural botany is an indispensable perspective to fully understand the ecology, physiology, development, and evolution of plants. When researching mycoheterotrophic plants (i.e., plants that obtain carbon from fungi), remarkable aspects of their structural adaptations, the patterns of tissue colonization by fungi, and the morphoanatomy of subterranean organs can enlighten their developmental strategies and their relationships with hyphae, the source of nutrients. Another important role of symbiotic fungi is related to the germination of orchid seeds; all Orchidaceae species are mycoheterotrophic during germination and seedling stage (initial mycoheterotrophy), even the ones that photosynthesize in adult stages. Due to the lack of nutritional reserves in orchid seeds, fungal symbionts are essential to provide substrates and enable germination. Analyzing germination stages by structural perspectives can also answer important questions regarding the fungi interaction with the seeds. Different imaging techniques can be applied to unveil fungi endophytes in plant tissues, as are proposed in this article. Freehand and thin sections of plant organs can be stained and then observed using light microscopy. A fluorochrome conjugated to wheat germ agglutinin can be applied to the fungi and co-incubated with Calcofluor White to highlight plant cell walls in confocal microscopy. In addition, the methodologies of scanning and transmission electron microscopy are detailed for mycoheterotrophic orchids, and the possibilities of applying such protocols in related plants is explored. Symbiotic germination of orchid seeds (i.e., in the presence of mycorrhizal fungi) is described in the protocol in detail, along with possibilities of preparing the structures obtained from different stages of germination for analyses with light, confocal, and electron microscopy.

This protocol aims to provide detailed procedures for collecting, fixing, and maintaining mycoheterotrophic plant samples, applying different microscopy techniques such as scanning and transmission electron microscopy, light, confocal, and fluorescence microscopy to study fungal colonization in plants tissues and seeds germinated with mycorrhizal fungi.

Tecniche di microscopia per l'interpretazione della colonizzazione fungina nei tessuti delle piante micoeterotrofiche e della germinazione simbiotica dei semi

Structural botany is an indispensable perspective to fully understand the ecology, physiology, development, and evolution of plants. When researching ...

Tecnica per lo Studio artropodi e comunità microbiche all'interno Albero tessuti

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