The authors would like to acknowledge the effort of Sandro Lucchinetti (Schenkung Dapples, Z&#252;rich) for constructing the devices needed to guarantee progress in sample preparation.

1. tecniche di campionamento <ol><li> Carotaggi <ol><li> Per albero campionamento deriva, estrarre almeno due nuclei con un carotiere incremento di ogni stelo per analizzare lo sviluppo di crescita. Variare la posizione di campionamento sul compito di ricerca, ad esempio, per ricostruzioni climatiche comuni si nuclei parallelo al pendio. Quando si lavora con specie tropicali, prendere almeno tre o più core. </li><li> Utilizzare un corer incremento affilato (5, 10 o 12 mm di diametro) e posizionare il corer perpendicolare all&#39;asse crescente dello stelo. NOTA: Per avere una posizione controllata e stabile del carotiere, utilizzare uno spintore per evitare movimenti del carotiere diverso sua rotazione durante la foratura si nell&#39;albero. Bore nello stelo fino in e attraverso il midollo. Per anima in legno molto denso (cioè specie tropicali), usare i corpi speciali motoseghe riconfigurata con un adattatore di core di incremento che permettono di base anche fitti boschi come Diospyrus ebenum (Ebony). &lt;/ Li&gt; <li> Utilizzare un estrattore e rimuovere il nucleo risultante dall&#39;albero. Sformare il corer e rimuoverlo dallo stelo. </li><li> Aggiungere un ID specifico del nucleo estratto con una matita morbida scrivendo su un nastro, che viene poi posizionato direttamente sul nucleo. Ripetere la procedura sul lato opposto dello stelo. </li><li> Conservare i due campioni della struttura in tubi di plastica o di carta o scatole speciali per evitare danni. NOTA: cannucce di carta sono utili soprattutto in ambienti tropicali perché impediscono i nuclei da stampaggio. </li><li> Infine, montare i nuclei (direzione delle fibre verticali) su travi di sostegno in legno. Usare acqua fredda in legno resistente colla e lasciate asciugare. NOTA: Non montare mai i core su supporti di legno se l&#39;obiettivo dello studio comprende inoltre chimica, isotopi o l&#39;analisi di densità. A tal fine, fissare i nuclei in canaline aperte o un singolo cartone ondulato faccia. </li></ol></li><li> Campionamento Micro-core <ol><li> Utilizzare un dispositivo di perforazione specialeo ago con un&#39;apertura di 2 mm. A seconda dello spessore corteccia di utilizzare uno scalpello per rimuovere una porzione necessaria della corteccia. </li><li> Posizionare il dispositivo perpendicolare all&#39;asse crescente sullo stelo come descritto sopra, e utilizzare un martello per penetrare lo xilema dello stelo a circa 2 cm di profondità. </li><li> Ruotare l&#39;ago per rompere il risultante micro nucleo all&#39;interno dell&#39;utensile e rimuoverlo dallo stelo. Conservare i micro nuclei in fiale microcentrifuga ed etichettarli. </li></ol></li><li> Campionamento Disc <ol><li> In casi particolari (e soprattutto nei tropici), ad esempio, durante il campionamento ceppi e tronchi d&#39;albero o, quando possibile, prendere i dischi (sezioni perpendicolari all&#39;asse crescente) con una motosega. Basta etichettare i dischi e conservarli fino ulteriori analisi. NOTA: Questa procedura di prelievo è più comunemente applicato per tutto il materiale secco morti, storico, archeologico e sub-fossili e legni duri molto dense che non consentono l&#39;utilizzo di defittonatrici incremento. </li></ol&gt; </li></ol> Preparazione 2. campione <ol><li> Levigatura dischi <ol><li> Mettere i dischi su una macchina di levigatura e macinare la superficie con una sequenza di abrasivi sempre più sottili, partendo con carta vetrata di grana 80, seguito da 120, 220, 300-grana. Una lucidatura finale con 400-grana è sufficiente per la maggior parte conifere. Per legni duri e le specie tropicali, in particolare l&#39;uso di levigatura graniglie fino a 1.200 a distinguere i confini della crescita-ring. </li></ol></li><li> Taglio superfici piane su core <ol><li> Fissare i nuclei incremento nel supporto nucleo di un microtomo nucleo di nuova concezione che consente di tagliare superfici piane su carote su tutta la loro estensione. NOTA: correggere l&#39;orientamento del nucleo all&#39;interno del detentore di avere la direzione delle fibre del campione in posizione verticale, che è in un angolo retto con la lama del microtomo. </li><li> Sollevare il nucleo fino a toccare leggermente la lama. Estrarre la lama, che è fissato sulla sfera orientamento cuscinetto sulla misura del nucleo a Cut off una prima parte del piano. </li><li> Spingere indietro il coltello dietro il nucleo, sollevare il supporto del campione con il nucleo di circa 10 micron e ripetere la procedura di taglio. Fate questo fino a circa un terzo del diametro del nucleo è tagliato causando una superficie piana continua. </li></ol></li><li> Preparazione micro sezioni aggiungendo soluzione di amido di mais. <ol><li> Per l&#39;analisi dettagliata immagine della struttura anatomica, correggere anime o altri campioni scissi dai dischi nel supporto di un microtomo. Posizionare la lama microtomo, guidata da un cuscinetto a sfere di orientamento di un microtomo slitta recente sviluppato sul bordo superiore del campione e tirare su di esso. </li><li> Riportare la lama per sollevare il campione di circa 20 a 30 micron e tirare nuovamente la lama sul campione. Ripetere questa procedura finché non viene creata una superficie continua sulla parte superiore del campione. </li><li> Coprire la superficie risultante con una soluzione di amido di mais (10 g di amido di mais, 8 ml di acqua e 100 g di 7% glycerol) con una spazzola comune. NOTA: I granuli di amido riempiono le celle aperte del campione per stabilizzare la struttura per il successivo taglio di sezioni sottili. </li><li> Sollevare il campione da 15 micron, collocare un pennello sulla superficie del campione e tirare lentamente la lama verso il campione di partenza per tagliare una sezione sottile (sotto la spazzola). Durante il taglio, la sezione risultante scivola sulla lama guidato dalla spazzola. </li><li> Quando l&#39;intera sezione viene tagliata, rimuovere il micro sezione dalla lama con una spazzola e acqua (per ridurre l&#39;attrito) e posizionare la sezione su un vetrino per ulteriore elaborazione. Per evitare che l&#39;essiccazione, coprire utilizzando una piccola quantità di glicerolo (33% = una parte del 100% glicerolo e due parti di acqua). </li></ol></li></ol> 3. MicroSlide Preparazione <ol><li> Per il seguente preparazione di vetrini permanenti, prima lavare il glicerolo dal micro sezione con una pipetta e acqua. </li><li> Coprire il bagnato section con qualche goccia di safranina (1 g di safranina polvere + 100 ml di acqua) e Astrablue (0,5 g di Astra azzurro polvere + 2 ml di acido acetico 100% + 100 ml di acqua) per distinguere tra lignificata e non lignificato strutture, ma anche per migliorare il contrasto per l&#39;analisi delle immagini successive. </li><li> Lasciare la sezione riposare per 5 minuti coperti dal colorante e poi lavare via con una pipetta e acqua di nuovo. </li><li> Non appena il colorante in eccesso viene rimosso, disidratano la sezione con pipette lavandoli con una sequenza di 75% diluito, 96% e infine 100% di etanolo. </li><li> Utilizzare pipette per sciacquare i campioni sul vetrino anziché ponendo i campioni in un bagno di ridurre il tempo di elaborazione per circa due a 3 min per l&#39;intero processo di disidratazione. NOTA: Disidratazione con etanolo impedisce campioni fragili dalla rottura. </li><li> Successivamente risciacquare la sezione con 100% xilolo. NOTA: Lo xilene è cancerogeno e la ventilazione è obbligatoria in laboratorio quando lo si utilizza. Altroprodotti esistono sostituendo xilolo, ma se c&#39;è l&#39;intenzione di conservare i campioni su periodi più lunghi di tempo (anni, decenni) per una potenziale nuova analisi, balsamo del Canada (fase 3.5.2) è il mezzo unico incorporamento che rimane chiaro senza cambiare colore nel tempo. Purtroppo balsamo del Canada deve essere usato in combinazione con xilolo. </li><li> Finché il xilolo gira latteo (biancastra), ripetere il processo di disidratazione in quanto non è sufficientemente disidratato. </li><li> Non appena il xilolo rimane chiaro, coprire la sezione con una goccia di 100% balsamo del Canada e coprire con un vetro di copertura di almeno la dimensione della sezione. NOTA: Siate consapevoli della rimozione di bolle d&#39;aria premendo delicatamente il vetro di copertura verso il basso. </li><li> Posizionare la risultante micro scorrevole tra due strisce di plastica resistenti al calore e metterlo su una lastra di metallo. Collocare un peso (ad esempio, un magnete) sulla parte superiore della slitta per premere verso il basso per mantenere la sezione piatta durante il successivo processo di essiccazione. </li><li> Porre i vetrini in stufa a60 ° C per circa 12 ore. Dopo 12 ore, le diapositive prendere dal forno e metterli su una mensola per far raffreddare a RT (circa 20 ° C). Lasciar raffreddare e togliere il peso e la striscia di plastica e pulire il vetrino con lame di rasoio per rimuovere l&#39;eccedenza balsamo del Canada. </li></ol> 4. Visualizzazione dei contenuti delle celle <ol><li> Preparare la soluzione Nawashin 25. <ol><li> Preparare una soluzione di (A) con 5 g di acido cromico, 50 ml di 96% di acido acetico e 320 ml di acqua deionizzata. Preparare un&#39;altra soluzione (B) con 200 ml di formalina con 175 ml di acqua deionizzata. </li><li> Miscelare la soluzione A e la soluzione B in un rapporto 1: 1 per creare la soluzione Nawashin. </li></ol></li><li> Per visualizzare il contenuto della cella, fissare il campione con soluzione Nawashin per 10 min a fermare tutti i processi di degrado all&#39;interno della cellula. NOTA: La fissazione conserva nuclei cellulari che consentono una stima della longevità cellulare (longevità cellulare = nuclei presenti / assenti nuclei, la presenza or assenza del nucleo indica se la cella è vivo o morto). </li><li> Dopo la fissazione, lavare le sezioni con acqua per rimuovere completamente la soluzione Nawashin prima di colorazione con safranina-Astra blu e prima di loro inoltre colorazione con picrico-anilina blu (1 parte saturo anilina solubile in acqua blu + 4 parti di 10% di acido picrico) . </li><li> Riscaldare accuratamente il campione a circa 80 ° C (in ogni caso sotto il punto di ebollizione) per accelerare il processo di colorazione. Per la disidratazione e l&#39;inclusione dei campioni seguono il protocollo passaggi 3,4-3,8. </li></ol> 5. Preparare immagini digitali di caratteristiche anatomiche <ol><li> Creare immagini digitali di superfici di base per l&#39;analisi nave. <ol><li> Tagliare il piano della superficie di base con il microtomo core e macchiare la conseguente superficie nera, semplicemente utilizzando un pennarello. </li><li> Non appena il colorante è asciugato, strofinare la superficie del nucleo con il gesso bianco. Premere il gesso nelle cellule semplicemente strofinando il gesso sullasuperficie con un dito. Rimuovere anche il surplus gesso da questa procedura. NOTA: Il risultato delle pareti cellulari sono neri e le parti lume dei vasi sono bianche. Questo contrasto è un presupposto per l&#39;analisi delle immagini automatizzata. </li><li> Posizionare il nucleo preparata sotto un microscopio binoculare dotato di una fotocamera digitale. Prendere una sequenza di sovrapposizione leggermente (circa. 10%) a partire immagini su un lato del nucleo finché l&#39;intera superficie viene catturata. Stitch le singole immagini per creare un&#39;immagine completa della superficie di base. </li></ol></li><li> Creare immagini digitali da micro diapositive <ol><li> Posizionare i micro diapositive puliti sotto un microscopio e prendere sovrapposizione di immagini da tutta la sezione. </li><li> Definire un ingrandimento specifica a seconda delle strutture da analizzare, compresa tra 40X e 1,000X ingrandimento. </li><li> Stitch singole immagini per creare un&#39;immagine completa della sezione. Per evitare possibili distorsioni durante il processo di cucitura, usare &quot;; Plan &quot;DI TIPO lenti dell&#39;obiettivo con il microscopio. </li></ol></li></ol> 6. Quantificare anatomiche Caratteristiche <ol><li> Per rilevare le cellule e le frontiere ad anello utilizzando il ROXAS18 immagine strumento di analisi o software simile, caricare un&#39;immagine completa di un micro sezione e la calibrazione spaziale associata per ottenere risultati quantitativi in ​​unità metriche. Calcolare la calibrazione spaziale misurando il numero di pixel tra le scale di un micrometro immagini scattate fase allo stesso ingrandimento e dividendo il valore ottenuto dalla spaziatura scala in unità metriche (ad esempio 1.000 micron). </li><li> Selezionare dall&#39;elenco fornito (fornito nel software) una configurazione adatta prima di iniziare la parte automatica dell&#39;analisi. NOTA: Una configurazione è un insieme precedentemente ottimizzata di impostazioni di programma che, per esempio, tiene conto del colore colorazione del campione e le dimensioni e la forma gamma delle celle da rilevare. Configurazioni su misura cosìconsentire di produrre risultati di riconoscimento ottimali per diverse specie e qualità di immagine. <ol><li> Selezionare altre opzioni, come l&#39;uso delle regioni dell&#39;immagine che devono essere inclusi o esclusi per evitare, ad esempio, i margini di immagini in bianco o crepe nel campione, se necessario. </li></ol></li><li> Avviare l&#39;analisi premendo il pulsante Analizza. Se scelto, definire regioni dell&#39;immagine che devono essere inclusi o esclusi utilizzando lo strumento poligono, rettangolo o un cerchio. La seguente analisi automatica utilizza algoritmi flessibili per correggere alcune carenze immagine (ad esempio, scarsa contrasto) e migliorare il contrasto in base alla qualità dell&#39;immagine. </li></ol>

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The authors declare that they have no competing financial interests.

Le sfide di una integrazione riuscita e sostenibile del legno anatomia in ricerca dendroecological sono, oltre a problemi analitici molteplici, soprattutto a causa di aspetti tecnici. Queste sfide vanno dal principio di campionamento si avvicina alla creazione di micro sezioni di alta qualità e la loro successiva analisi 19. A prima vista, il campionamento di anime o anche dischi è una procedura semplice che è stato conosciuto per molti anni. Ci sono molte cose che si possono fare male e una piccola imprecisione nel campionamento può causare gravi problemi durante le successive fasi di preparazione e di analisi. Piccole imprecisioni come carotaggio che non è esattamente perpendicolare all&#39;asse del fusto o utilizzando un corer imperfettamente affilata non sono un problema se l&#39;obiettivo dello studio è limitato a suonare larghezza misurazioni. Tuttavia, quando si mira per l&#39;analisi microscopica dei campioni, una direzione di campionamento non corretta potrebbe causare distorsioni ottiche dipareti cellulari, mentre l&#39;uso di contundenti defittonatrici risultati in microfratture all&#39;interno del nucleo. Come risultato, quando si cerca di tagliare micro sezioni di questi nuclei, sezioni sottili appena scompone e una preparazione efficace non è garantita. Lo stesso vale per il campionamento micro-core. Una punta smussata si tradurrà in alta pressione quando il nemico viene martellato nel legno stelo. Di conseguenza, verrà compressa lo strato cambiale. Le cellule cambiale (Figura 5) sono quindi compressi e non possono essere analizzati. Campionamento Disc è davvero la migliore strategia quando si analizzano le variazioni di crescita per loro si riferiscono ai cambiamenti ambientali. Purtroppo è semplicemente impossibile prendere i dischi da tutti gli alberi destinati ad essere campioni per ulteriori analisi. Tuttavia, soprattutto nel caso di dendrochronology tropicale, una certa quantità di dischi staminali è necessaria in combinazione con nuclei di incremento. I dischi sono utilizzati come base per definire i confini anello e per questo per supportare boundarIES definite sulla base di analisi di carote di incremento 12,27,28. I pro ei contro di levigatura contro taglio sono spesso discussi 1,11,21. Come si è menzionato sopra, la procedura migliore dipende sempre dalla domanda di ricerca ed i parametri da analizzare (macroscopica e microscopica). Se le analisi isotopiche o chimici sono proiettati in un ulteriore passo avanti di lavoro, è della massima importanza che la polvere abrasiva creato da levigatura che può riempire in lumina cellulare su tutto il campione, viene accuratamente rimosso con un aspirapolvere o pressione atmosferica. Taglio micro sezioni è per tutti microscopica analizza il modo più appropriato di preparazione dei campioni per ulteriori analisi. Prima di tutto, la sezione viene tagliato il campione, che poi può essere mantenuta senza alcuna contaminazione potenziali ulteriori analisi. Secondo queste sezioni consentono di misure ad alta risoluzione dei parametri di cella singola. Inoltre, evitando l&#39;incorporamento tempotecnica utilizzando una soluzione di amido di mais 26 per stabilizzare le cellule è un grande vantaggio in micro sezionamento. Uno svantaggio di micro sezionamento è ancora la dimensione del campione limitato conseguente lunghi tempi di preparazione. Per la serie in tempo reale analisi tornare indietro nel tempo nel corso dei secoli o addirittura millenni, vi è la necessità di sviluppare ulteriormente i dispositivi esistenti taglio 17,19, ma anche l&#39;elaborazione delle immagini e analisi 18. Un primo passo in questa direzione è lo sviluppo del microtomo nucleo 21, inizialmente fabbricati tagliare superfici piane su carote (Figura 1). Prove recenti hanno rivelato la possibilità di tagliare micro sezioni di interi nuclei utilizzando questo dispositivo (Figura 1). Micro sezioni di alta qualità forniscono il principio di base per un&#39;analisi efficace immagine. Prendendo le immagini al microscopio è una procedura comune 19, ma la loro analisi efficace è ancora un compito che richiedeessere ulteriormente sviluppati 17. Tutti i sistemi di analisi di immagine esistenti sono semi-automatico, cioè, hanno bisogno di essere più o meno intensamente controllato dal tecnico. In molti casi, le immagini devono essere corretti o anche nuove immagini devono essere fatto per migliorare il contrasto per una migliore registrazione di strutture dal software senza modificare lo spessore della parete cellulare all&#39;interno dell&#39;immagine. Strumenti di analisi dell&#39;immagine specializzati quali ROXAS 18, WinCell o script specifici per ImageJ 29 sono in grado di fornire i dati anatomici di base, quali il numero di cellule, la dimensione delle cellule, lo spessore della parete cellulare e la posizione delle cellule all&#39;interno dell&#39;anello annuale. Molti parametri anatomici supplementari che sono rilevanti in un contesto dendroecological possono essere calcolate da queste misurazioni di base come la dimensione dei maggiori condotti, distribuzione delle dimensioni dei condotti, dimensione primaticcio o la prima fila di condotti, (ottica) densità del legno, intra-annuale profili di dimensioni condotto e la parete cellularedi spessore, e modelli di raggruppamento di tubazioni (solitario, multipli, ecc). Utilizzando il software ROXAS 18, i contorni di lumina condotto (cioè acqua cellule conduzione) e confini anello annuali vengono riconosciuti automaticamente e visivamente rappresentate come overlay sopra l&#39;immagine originale. Algoritmi di rilevamento per tubi sono basati sul colore, la dimensione e la forma informazioni, algoritmi di rilevamento per le frontiere anello sul contesto locale di ogni conduttore. Una cassetta degli attrezzi ci permette di migliorare manualmente questi risultati modificando direttamente le caratteristiche di sovrapposizione, cioè, la cancellazione, l&#39;aggiunta e la modifica dei confini anello e condotto contorni. Dopo la modifica, l&#39;output finale dei dati, tra cui spessore della parete cellulare (conifere), viene generato automaticamente e salvati in un foglio di calcolo. Completamente sistemi automatici non sono attualmente disponibili, non anche per le conifere mostrano una struttura relativamente semplice, ma questo è un obiettivo per gli sviluppi futuri. Ciò sostenere con forza la fuintegrazione ll di legno parametri anatomici in serie temporali di analisi.

Alberi, così come arbusti, arbusti nani, e anche le erbe, mostrano modelli di risposta molteplici relativi ai cambiamenti nel loro ambiente. Questi modelli sono stati oggetto di botanica e fisiologia vegetale partire dalla metà del 19 ° secolo. Allora, la ricerca sulle piante legnose focalizzata soprattutto su alberi e un&#39;analisi descrittiva della struttura e variabilità dei anelli annuali in un contesto ecologico 1. Quando Andrew Ellicott Douglass ha inventato la tecnica di cross-incontri per la ricerca degli anelli 2, tale contesto ecologico è stato più o meno represse dalla nuova possibilità di datare con precisione i risultati di legno in archeologia. Cross-incontri per la prima volta ha permesso la datazione precisa di anelli degli alberi per l&#39;anno civile ed è fino ad ora considerata la spina dorsale della ricerca tree-ring in tutti i campi della sua applicazione 1. In parallelo, a partire dalla fine del 19 ° secolo, in legno anatomia evoluta in un importante disciplina di ricerca riguardanod per molti altri campi delle scienze naturali e applicate 3. Sono stabiliti due domini principali: l&#39;anatomia sistematica di legno, che è la base per identificare il legno in archeologia 4, e l&#39;anatomia del legno applicata, legati alla tecnologia del legno, la fisiologia, la patologia, e l&#39;ecologia 3,5. Nella ricerca degli anelli degli alberi, dendroecologia oggi è definito come un tema che comprende studi albero anelli legati concentrandosi su studi ambientali come i processi geomorfologici (dendrogeomorphology), temperatura e ricostruzioni precipitazioni (Dendroclimatologia), i cambiamenti del livello dell&#39;acqua (dendrohydrology) o anche le fluttuazioni dei ghiacciai ( dendroglaciology) 6. Poiché questa definizione indica, analisi albero-ring sono diventati sempre più importanti nel campo della datazione e di ricostruzione processi ambientali quali (i) le condizioni climatiche del passato analizzando variazioni annuali in anello larghezza 7,8, la densità del legno 9 o isotopi 10, o (ii) tha ricorrenza intervalli di processi geomorfologici 11. Questi studi molto dettagliati su variazioni anello larghezza e il loro contenuto isotopico dimostrano la necessità di analizzare anelli più in dettaglio, cioè, per studiare la struttura anatomica degli anelli. Tuttavia, studi dettagliati di legno caratteristiche anatomiche entro gli anelli annuali relativi ai cambiamenti ambientali sono rare 12,13. Anche se queste caratteristiche microscopiche sono noti 14, sono state raramente applicate a livello microscopico alla ricerca dendroecological. Inoltre, la tempistica accurata di queste reazioni di crescita in alberi cresciuti naturalmente, essenziali ai fini della esatta datazione, è stato raramente documentato di recente 15. Per quanto riguarda gli effetti del riscaldamento globale 16, il miglioramento delle esistenti e lo sviluppo di nuove tecniche per registrare e quantificare processi ambientali passate e in corso è necessario, soprattutto in termini di clima di ricerca di impatto 11.Con l&#39;espansione in legno ricerca anatomica tradizionale un&#39;anatomia legno a base ecologica 17, dendro-scienziati possono analizzare nuovi parametri e sviluppare nuove metodologie per comprendere gli effetti a breve e lungo termine, dei fattori ambientali specifici sulla anatomia delle piante legnose 18. La conoscenza dettagliata sulle variazioni dei parametri cellulari diversi all&#39;interno dei singoli anelli legati ai driver specifici (ad esempio, le forze meccaniche, variazioni climatiche) è il requisito fondamentale per la comprensione della variabilità in formazione anello albero. Rispetto alle misurazioni anello larghezza comuni, identificando legno varianti anatomiche richiede tecniche di preparazione più complesse e costose che richiedono molto lavoro e tempo. Le procedure dettagliate di taglio del campione, colorazione, e l&#39;inclusione sono molteplici e dipendono sempre l&#39;obiettivo dello studio 19. Per l&#39;analisi macroscopica di larghezza dell&#39;anello in conifere o strutture, anche per numero, dimensioni o distribution di imbarcazioni in legno duro, la superficie di un campione è comunemente lucido utilizzando carta abrasiva fine o rettificatrici speciali 20. Uno svantaggio di questa procedura è il riempimento delle singole cellule con polvere che impedisce un&#39;ulteriore semiautomatica analisi microscopica 21. I migliori risultati per la preparazione del campione macroscopico si ottengono quando la superficie del campione vengono tagliati con una lama di rasoio o un coltello affilato. Mentre per i piccoli campioni, lamette sono uno strumento perfetto; campioni più grandi come core richiedono il taglio di superfici piane su tutta l&#39;estensione del core. In contrasto levigatura, le cellule non sono riempite di polvere, che consente ulteriore preparazione per l&#39;analisi dell&#39;immagine successiva. Inoltre, il lume aperto cellulari, le pareti cellulari correttamente tagliate, e la superficie piana dell&#39;intero campione consentono l&#39;applicazione di alta frequenza 22 densitometria per tutta l&#39;estensione del nucleo. Per un&#39;immagine analisi, la superficie dei campioni (cellulepareti) possono essere colorati con inchiostro scuro e il lume celle aperte possono essere successivamente riempito con il gesso bianco per aumentare il contrasto tra la parete cellulare e la zona lume 19,23. Questo piuttosto semplice tecnica consente una valutazione macroscopica di base delle strutture cellulari più grandi per le misure di formato nave. Queste tecniche di taglio superfici piane sono sufficienti per le analisi macroscopiche. Per una dettagliata anatomica in legno (cioè, microscopica) analisi, la microscopia a luce trasmessa è il metodo più comune applicata in scienze dendro. Xylem cellule differenziano attraverso processi complessi che comprendono tipo cellulare determinazione, la divisione cellulare, la differenziazione cellulare e la morte cellulare programmata 24. Poiché la sincronizzazione e la velocità con cui questi processi avvengono determinare caratteristiche anatomiche cellule, condizioni ambientali influenzano questi processi possono generare deviazioni anatomiche nella struttura ad anello. Come un presupposto importante per questi analizzares, micro sezioni devono essere preparati con un microtomo 19. Nel preparare campioni per il sezionamento, la visibilità del tracheidi o fibra direzione è cruciale. Si raccomanda l&#39;uso di guidato microtomi scorrevole mano per tagliare micro sezioni perché questa tecnica facilita sezioni di alta qualità, come necessario per un&#39;immagine analisi 19. A seconda dello scopo specifico di un certo studio, micro sezioni sono tagliate perpendicolare o parallelo alla estensione longitudinale delle cellule. Queste sezioni sono poi fotografati sotto un microscopio e le dimensioni delle celle misurate utilizzando l&#39;immagine specializzata analisi software. Fino a poco tempo, la possibilità di preparare micro sezioni era limitata a campioni di piccole dimensioni solo (circa 1 cm x 1 cm). Questo è accettabile per analizzare singoli eventi come disturbi in anni specifici, ma questa tecnica non permette l&#39;analisi di serie tempo necessario per ricostruzioni ambientali. Questo sforzo può essere realizzare solod attraverso lo sviluppo di nuovi, efficienti ed economiche le procedure di preparazione e tecniche analitiche. Negli ultimi anni, i membri del laboratorio albero-ring al Swiss WSL Istituto federale di ricerca in Svizzera hanno iniziato un intenso lavoro su questo argomento. Come risultato, nuovi dispositivi e tecniche di analisi sono state sviluppate per sostenere l&#39;idea di integrare legno caratteristiche anatomiche a una vasta gamma di argomenti di ricerca ambientali.

<table><tbody><tr><td>Increment corer</td><td></td><td></td><td>http://www.haglofinc.com/index.php?option=com_content&amp;amp;view=article&lt;br/&gt; &amp;amp;id=57&amp;amp;Itemid=88&amp;amp;lang=en</td></tr><tr><td>Core-Microtome</td><td></td><td></td><td>http://www.wsl.ch/dendro/products/microtomes/index_EN</td></tr><tr><td>Laboratory microtome</td><td></td><td></td><td>http://www.wsl.ch/dendro/products/microtomes/index_EN</td></tr><tr><td>Trephor micro corer</td><td></td><td></td><td>http://intra.tesaf.unipd.it/Sanvito/trephorEn.asp</td></tr><tr><td>Nawashin solution</td><td></td><td></td><td>Ten parts 1% chromic acid, four parts 4% formaldehyde and one part acetic acid</td></tr><tr><td>Picric-Anilin blue</td><td></td><td></td><td>One part saturated aniline blue and four parts Trinitrophenol dissolved in 95% ethanol</td></tr><tr><td>Safranin</td><td></td><td></td><td>Empirical Formula (Hill Notation) C&lt;sub&gt;20&lt;/sub&gt;H&lt;sub&gt;19&lt;/sub&gt;ClN&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Astra-blue</td><td></td><td></td><td>Empirical Formula (Hill Notation) C&lt;sub&gt;47&lt;/sub&gt;H&lt;sub&gt;52&lt;/sub&gt;CuN&lt;sub&gt;14&lt;/sub&gt;O&lt;sub&gt;6&lt;/sub&gt;S&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Ethanol</td><td></td><td></td><td>Linear Formula CH&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;CH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;OH&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Xylol (Xylene)</td><td></td><td></td><td>Linear Formula C&lt;sub&gt;6&lt;/sub&gt;H&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;(CH&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;)&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Canada Balsam</td><td></td><td></td><td>Embedding solution for microscopy</td></tr><tr><td>Roxas Software</td><td></td><td></td><td>http://www.wsl.ch/dienstleistungen/produkte/software/roxas/index_EN</td></tr><tr><td>ImageJ Software</td><td></td><td></td><td>http://imagej.nih.gov/ij/</td></tr><tr><td>WinCell</td><td></td><td></td><td>http://imagej.nih.gov/ij/</td></tr></tbody></table>

a technical perspective in modern tree-ring research - how to overcome dendroecological and wood anatomical challenges

Ricerca Dendroecological usa le informazioni contenute negli anelli degli alberi per capire come singoli alberi e persino interi ecosistemi forestali hanno risposto ai cambiamenti ambientali e di ricostruire finalmente tali cambiamenti. Questo viene fatto attraverso l&#39;analisi le variazioni di crescita nel tempo e correlare i vari parametri specifici vegetali (per esempio) i record di temperatura. Integrare legno parametri anatomici in queste analisi rafforzerebbe ricostruzioni, anche fino a risoluzione intra-annuale. Abbiamo quindi presentiamo un protocollo su come campione, preparare e analizzare campioni di legno per le analisi macroscopiche comuni, ma anche per le successive analisi al microscopio. Inoltre si introduce una potenziale soluzione per l&#39;analisi di immagini digitali generate da piccole e grandi esemplari comuni per sostenere le analisi di serie temporali. Il protocollo presenta i passaggi di base in quanto attualmente possono essere usati. Oltre a questo, vi è una continua necessità per il miglioramento delle tecniche esistenti, e lo sviluppo di nuovi techniques, per registrare e quantificare i processi ambientali passati e in corso. Legno tradizionale ricerca anatomica deve essere ampliata per includere informazioni ecologiche di questo campo di ricerca. Ciò sosterrebbe dendro-scienziati che intendono analizzare nuovi parametri e sviluppare nuove metodologie per comprendere gli effetti a breve e lungo termine, dei fattori ambientali specifici sulla anatomia delle piante legnose.

Tutte le analisi dendroecological dipendono campioni accurati, non importa se sono prese dischi, nuclei, o micro nuclei. Per questo, i dispositivi devono essere in perfetta forma (affilata precisione) per evitare microfessure all&#39;interno del campione di legno. Nel preparare le superfici su anime di incremento, l&#39;uso di un microtomo nucleo è essenziale. La possibilità di avere cellule aperte, che possono essere ulteriormente trattati per migliorare il contrasto per le analisi delle immagini e misurazione delle dimensioni nave (Figura 1), è un primo passo importante verso l&#39;adeguamento delle strutture anatomiche nel tempo le analisi serie. A volte la densità di un campione di legno duro impedisce l&#39;uso di un microtomo. In tal caso una corretta lucidatura e successiva rimozione di eccessiva segatura dalle navi con un compressore o aspirapolvere è l&#39;opzione migliore. Per analisi più dettagliate delle strutture cellulari più piccoli come primaticcio e tracheidi latewood di conifere, sono necessari micro sezioni di alta qualità. Qui, PotentiAL manufatti come pareti cellulari secondari essendo spogliato la necessità parete primaria da evitare (Figura 2). Se questi manufatti si verificano nelle immagini digitali, l&#39;analisi automatizzata delle dimensioni di cella non è più possibile. I manufatti quindi devono essere corretti manualmente, che richiede tempo e in molti casi si traduce in errori di misurazione di dimensioni cellulari. La semplice applicazione di un fluido non newtoniano, cioè, una soluzione di amido di mais, all&#39;inizio del campione sostiene la stabilità della struttura, riducendo la presenza di artefatti al minimo (figura 2) 26. Questa applicazione di amido di mais, adatto per tutti i campioni di legno comprese le specie tropicali, rende l&#39;applicazione della procedura embedding ai campioni prima del taglio ridondante. Sezioni Micro consentono una determinazione più sicuro di anelli annuali. Ciò vale in particolare per le conifere che crescono su loro limiti naturali, vale a dire &lt;/ Em&gt;, presso la linea degli alberi in zone di alta montagna. Estremamente anelli stretti sono frequenti e difficili da individuare macroscopicamente (Figura 3). In casi estremi, gli anelli sono costituiti da una o due file di celle primaticcio e una riga di celle latewood appiattite, che mancano (in contrasto con cellule latewood comuni) ispessite pareti cellulari. Per questo sono meglio o addirittura visibile solo quando si utilizza micro sezioni. Inoltre, le fluttuazioni di densità possono essere differenziati dai confini anello più chiaro, che semplifica l&#39;individuazione di anelli annuali in particolare nel Mediterraneo e dei tropici (Figura 3). Nell&#39;analizzare immagini con un ingrandimento di 40X o superiore, singole cellule sono visibili e lo spessore delle loro pareti cellulari è anche rilevabile. Software di analisi semiautomatica permette la misurazione di parametri specifici lungo percorsi definiti seguito la direzione del loro sviluppo temporale e spaziale (Figura 4). Con questo, chanGES di singoli parametri come il lume cellulari o spessore di parete cellulare possono essere determinati su tutta l&#39;estensione di un anello annuale (Figura 4). Questo può essere fatto per tutti gli anelli visibili all&#39;interno dell&#39;immagine e questo sostiene pienamente la necessità di un&#39;analisi serie tempo prolungato. Analisi di immagini possono anche essere utilizzati per determinare le fasi di sviluppo di anelli annuali entro il periodo di vegetazione (Figura 5). Quando si analizza l&#39;immagine di una sezione colorate con safranina e Astra-blu a luce polarizzata, anche le diverse fasi di lignificazione, a partire dagli angoli più esterni delle pareti cellulari fino alla completa lignificazione della parete cellulare secondaria, diventano visibili. Questo perché le pareti lignificato (maturo) cellulari brillano in luce polarizzata (Figura 5). Informazioni dettagliate possono essere correlato a dati ambientali documentati per il rispettivo periodo di vegetazione per determinare, ad esempio un più dettagliato relati clima crescita<html> onship. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52337/52337fig1.jpg" /> Figura 1. Esempi di un micro sezione e una superficie piana preparata di una quercia compreso anello larghezza e misurazione delle dimensioni dei vasi sinistra:. Esterno parte di un nucleo di quercia incremento. Il nucleo 5 mm è stata tagliata con un microtomo nucleo. La superficie è stata poi tinto nero con un pennarello e le cellule sono stati riempiti con il gesso bianco dopo la macchia era asciutto. Destra: il grafico indica anello larghezza e dimensione nave misurazioni effettuate sulla superficie del nucleo mostrato a sinistra. Nessun micro sezioni sono stati necessari per fare queste misure a causa della superficie trasparente creato dal microtomo nucleo (modificato dopo il 21). In basso: sezione Micro tagliato un nucleo incremento, macchiato, disidratati e fissato in Canada balsamo. Spessore: 20 micron, Lunghezza: 25 cm.<html> g &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52337/52337fig2.jpg" /> Figura 2. Immagini di micro sezioni tagliate senza stabilizzazione contro una sezione di taglio con la soluzione di amido di mais. A sinistra: sezione Micro mostrando il taglio artefatti nelle tracheidi primaticcio di una conifera. Il campione è stato tagliato senza incorporare e di conseguenza le pareti secondarie piuttosto sottili degli cellule primaticcio sono stati divisi dalla parete primaria (frecce blu). A destra: sezione Micro senza artefatti nei tracheidi primaticcio di una conifera. Questa sezione (stesso campione, come mostrato a sinistra) è stato tagliato dopo aver applicato la soluzione di amido di mais con un pennello sulla parte superiore della superficie del campione. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52337/52337fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> ove_content &quot;fo: keep-together.within-page =&quot; always &quot;&gt; <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/52337/52337fig3.jpg" /> . Figura 3. Esempi di confini anelli annuali difficilmente rilevabili sinistra: sezione Micro di un nucleo di incremento (qui: Larix decidua) che mostra un contorno anello (freccia nera) indicato da una sola fila di celle latewood appiattite senza ispessimento delle pareti cellulari. Questo anello non sarebbe visibile macroscopicamente. A destra: fluttuazioni di densità Intra-annuali (freccia bianca) sono comuni a specie mediterranee (micro sezione: Quercus ilex). Il graduale cambiamento della struttura delle cellule verso latewood e ritorno alla struttura primaticcio (freccia bianca) permette di differenziare le fluttuazioni di densità di confini anello reale (freccia nera). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52337/52337fig3large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> Figura 4. Illustrazione di zona lumen e misure di spessore parete all&#39;interno di un anello annuale di una conifera Top:. Immagine del ritaglio che mostra un esemplare risultati delle analisi ROXAS in un albero-anello di Pinus sylvestris (pino silvestre). Anello confini sono indicati in giallo e contorni di tracheidi lumina in ciano. Per un file radiale (blu tracheidi lumina) gli spessori della parete cellulare di misura è rappresentato da cerchi rossi. Barra della scala Nero = 100 micron. In basso:. I cambiamenti intra-annuale nella zona lume tracheidi e lo spessore tracheidi parete cellulare per l&#39;intero anello annuale <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52337/52337fig4large.jpg" target="_blank">Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/52337/52337fig5.jpg" /> Figura 5. example di un anello annuale formatura. L&#39;immagine è stata catturata sotto un microscopio con luce polarizzata da un micro-tinto sezione safranina e Astra-blu ottenuto da un micro-core campionata il 7 luglio, 2007 da un decidua Larix crescente nel Lötschental a 1.300 m sul livello del mare. Su questo micro-sezione cellule cambiale, le cellule in fase di ampliamento, le cellule in fase di ispessimento della parete e le cellule mature sono riconoscibili. La larghezza tangenziale dell&#39;immagine copre ~ 1 mm dal xilema sezione. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52337/52337fig5large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a>

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A Technical Perspective in Modern Tree-ring Research - How to Overcome Dendroecological and Wood Anatomical Challenges

Here we present a protocol outlining how to sample wooden specimens for the overall assessment of their growth structures. Macro- and microscopic preparation and visualization techniques necessary to generate well-replicated and highly resolved wood anatomical and dendroecological dataset, are described are described.

Un punto di vista tecnico in Modern Tree-Ring Research - Come superare Dendroecological e legno anatomiche sfide

Dendroecological research uses information stored in tree rings to understand how single trees and even entire forest ecosystems responded to ...

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Research

JoVE Journal

Environment

29.0K Views.  Swiss Federal Research Institute WSL. Here we present a protocol outlining how to sample wooden specimens for the overall assessment of their growth structures. Macro- and microscopic preparation and visualization techniques necessary to generate well-replicated and highly resolved wood anatomical and dendroecological dataset, are described are described.

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Design and Construction of an Urban Runoff Research Facility

As the urban population increases, so does the area of irrigated urban landscape. Summer water use in urban areas can be 2-3x winter base line water use due to increased demand for landscape irrigation. Improper irrigation practices and large rainfall events can result in runoff from urban landscapes which has potential to carry nutrients and sediments into local streams and lakes where they may contribute to eutrophication. A 1,000 m2 facility was constructed which consists of 24 individual 33.6 m2 field plots, each equipped for measuring total runoff volumes with time and collection of runoff subsamples at selected intervals for quantification of chemical constituents in the runoff water from simulated urban landscapes. Runoff volumes from the first and second trials had coefficient of variability (CV) values of 38.2 and 28.7%, respectively. CV values for runoff pH, EC, and Na concentration for both trials were all under 10%. Concentrations of DOC, TDN, DON, PO4-P, K+, Mg2+, and Ca2+ had CV values less than 50% in both trials. Overall, the results of testing performed after sod installation at the facility indicated good uniformity between plots for runoff volumes and chemical constituents. The large plot size is sufficient to include much of the natural variability and therefore provides better simulation of urban landscape ecosystems.

This paper describes the design, construction, and function of a 1,000 m2 facility containing 24 individual 33.6 m2 field plots equipped for measuring total runoff volumes with time and collection of runoff subsamples at selected intervals for quantification of chemical constituents in the runoff water from simulated home lawns.

Progettazione e Costruzione di un Research Facility deflusso urbano

As the urban population increases, so does the area of irrigated urban landscape. Summer water use in urban areas can be 2-3x winter base line water use ...

Ricerca

Ambiente

EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. I. Collection of Virus Samples

EPA Method 1615 was developed with a goal of providing a standard method for measuring enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. The standardized sampling component of the method concentrates viruses that may be present in water by passage of a minimum specified volume of water through an electropositive cartridge filter. The minimum specified volumes for surface and finished/ground water are 300 L and 1,500 L, respectively. A major method limitation is the tendency for the filters to clog before meeting the sample volume requirement. Studies using two different, but equivalent, cartridge filter options showed that filter clogging was a problem with 10% of the samples with one of the filter types compared to 6% with the other filter type. Clogging tends to increase with turbidity, but cannot be predicted based on turbidity measurements only. From a cost standpoint one of the filter options is preferable over the other, but the water quality and experience with the water system to be sampled should be taken into consideration in making filter selections.

EPA Method 1615 uses an electropositive filter to concentrate enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. This manuscript describes the procedure for collecting samples for Method 1615 analyses.

Metodo EPA 1615. Misura di Enterovirus e Norovirus Evento in acqua per la cultura e RT-qPCR. I. Raccolta di campioni di virus

EPA Method 1615 was developed with a goal of providing a standard method for measuring enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. ...

Preparation and Testing of Plant Seed Meal-based Wood Adhesives

Recently, the interest in plant seed meal-based products as wood adhesives has steadily increased, as these plant raw materials are considered renewable and environment-friendly. These natural products may serve as alternatives to petroleum-based adhesives to ease environmental and sustainability concerns. This work demonstrates the preparation and testing of the plant seed-based wood adhesives using cottonseed and soy meal as raw materials. In addition to untreated meals, water washed meals and protein isolates are prepared and tested. Adhesive slurries are prepared by mixing a freeze-dried meal product with deionized water (3:25 w/w) for 2 hr. Each adhesive preparation is applied to one end of 2 wood veneer strips using a brush. The tacky adhesive coated areas of the wood veneer strips are lapped and glued by hot-pressing. Adhesive strength is reported as the shear strength of the bonded wood specimen at break. Water resistance of the adhesives is measured by the change in shear strength of the bonded wood specimens at break after water soaking. This protocol allows one to assess plant seed-based agricultural products as suitable candidates for substitution of synthetic-based wood adhesives. Adjustments to the adhesive formulation with or without additives and bonding conditions could optimize their adhesive properties for various practical applications.

To facilitate the effort in seeking more economic and environment-friendly formulations of natural product-based wood adhesives, this work demonstrates the preparation and testing of plant seed-based wood adhesives. This protocol allows one to assess plant seed-based agricultural products as suitable candidates for the substitution of synthetic-based wood adhesives.

Preparazione e test di adesivi a base di legno pasto pianta Seed

Recently, the interest in plant seed meal-based products as wood adhesives has steadily increased, as these plant raw materials are considered renewable ...

EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. Part III. Virus Detection by RT-qPCR

EPA Method 1615 measures enteroviruses and noroviruses present in environmental and drinking waters. This method was developed with the goal of having a standardized method for use in multiple analytical laboratories during monitoring period 3 of the Unregulated Contaminant Monitoring Rule. Herein we present the protocol for extraction of viral ribonucleic acid (RNA) from water sample concentrates and for quantitatively measuring enterovirus and norovirus concentrations using reverse transcription-quantitative PCR (RT-qPCR). Virus concentrations for the molecular assay are calculated in terms of genomic copies of viral RNA per liter based upon a standard curve. The method uses a number of quality controls to increase data quality and to reduce interlaboratory and intralaboratory variation. The method has been evaluated by examining virus recovery from ground and reagent grade waters seeded with poliovirus type 3 and murine norovirus as a surrogate for human noroviruses. Mean poliovirus recoveries were 20% in groundwaters and 44% in reagent grade water. Mean murine norovirus recoveries with the RT-qPCR assay were 30% in groundwaters and 4% in reagent grade water.

Here we present a procedure to quantify enterovirus and norovirus in environmental and drinking waters using reverse transcription-quantitative PCR. Mean virus recovery from groundwater with this standardized procedure from EPA Method 1615 was 20% for poliovirus and 30% for murine norovirus.

Metodo EPA 1615. Misura di Enterovirus e Norovirus Presenza in Water di Cultura e RT-qPCR. Parte III. Rilevamento virus mediante RT-qPCR

EPA Method 1615 measures enteroviruses and noroviruses present in environmental and drinking waters. This method was developed with the goal of having a ...

Laboratory and Field Protocol for Estimating Sheet Erosion Rates from Dendrogeomorphology

Sheet erosion is among the crucial drivers of soil degradation. Erosion is controlled by environmental factors and human activities, which often lead to severe environmental impacts. The understanding of sheet erosion is, consequently, a worldwide issue with implications for both environment and economies. However, the knowledge on how erosion evolves in space and time is still limited, as well as its effects on the environment. Below, we explain a new dendrogeomorphological protocol for deriving eroded soil thickness (Ex) by acquiring accurate microtopographic data using both terrestrial laser scanning (TLS) and microtopographic profile gauges. Additionally, standard dendrogeomorphic procedures, dependent on anatomical variations in root rings, are utilized to establish the timing of exposure. Both TLS and microtopographic profile gauges are used to obtain ground surface pro&#64257;les, from which Ex is estimated after the threshold distance (TD) is determined, i.e., the distance between the root and the sediment knickpoint, which allows de&#64257;ning the lowering of the ground surface caused by sheet erosion. For each profile, we measured the height between the topside of the root and a virtual plane tangential to the ground surface. In this way, we intended to avoid small-scale impacts of soil deformation, which may be due to pressures exerted by the root system, or by the arrangement of exposed roots. This may provoke small amounts of soil sedimentation or erosion depending on how they physically affect the surface runoff. We demonstrate that an adequate microtopographic characterization of exposed roots and their associated ground surface is very valuable to obtain accurate erosion rates. This finding could be utilized to develop the best management practices designed to eventually halt or perhaps, at least, lessen soil erosion, so that more sustainable management policies can be put into practice.

Characterizing erosion from dendrogeomorphology has usually focused on accurately finding the starting time of root exposure, by examining macroscopic or cell level changes caused by exposure. Here, we offer a detailed description of different novel techniques to obtain more precise erosion rates from highly accurate microtopographic data.

Laboratorio e campo protocollo per la stima di tassi di erosione del foglio da Dendrogeomorphology

Sheet erosion is among the crucial drivers of soil degradation. Erosion is controlled by environmental factors and human activities, which often lead to ...

Using Tree-Rings to Reconstruct Fire History Information from Forested Areas

Annual tree-ring patterns are a source of ecological and environmental information including the history of fires in forested areas. Tree-ring based fire histories include three fundamental phases: field collection, laboratory methods (preparation and dating), and data analysis. Here we provide step-by-step instructions and issues to consider, including the process for selecting the study area, sampling sites, plus how and which fire-scarred trees to sample. In addition, we describe fire-scar sample preparation and dating which are done in the laboratory. Finally, we describe basic analysis and relevant results, including examples from studies that have reconstructed fire history patterns. These studies allow us to understand the historical fire frequency, changes in those frequencies related to anthropogenic factors, and analyzes of how climate influences fire occurrence over time. The description of these methods and techniques should provide a greater understanding of fire history studies that will benefit researchers, educators, technicians, and students interested in this field. These detailed methods will allow new researchers to this field, a resource to start their own work and achieve greater success. This resource will provide a greater integration of tree-ring aspects within other studies and lead to a better understanding of natural processes with forested ecosystems.

This work explains the most appropriate techniques and methods for conducting a fire history study from beginning site selection to final analysis of fire-climate relationship.

Annual tree-ring patterns are a source of ecological and environmental information including the history of fires in forested areas. Tree-ring based fire ...

How to Extract Climate Variability from Tree-Rings

Tree rings have been used to reconstruct climatological variables in many locations around the world. Moreover, tree-rings can provide valuable insights into climatic variability of the last few centuries and, in some areas, several millennia. Despite the important development, that dendrochronology has had in recent decades to study the dendroclimatic potential of a large number of species present in different ecosystems, much remains to be done and explored. In addition to this, in the last few years more people (students, teachers and researchers) around the world are interested in implementing this science to extend the timeline of climate information backwards and understand how climate has changed on scales of decades, centuries or millennia. Therefore, the objective of this work is to describe the general aspects and basic steps needed to conduct a tree-ring climate reconstruction, from site selection and field sampling to laboratory methods and data analysis. In this method's video and manuscript, the general basis in tree-ring climatic reconstructions is explained so newcomers and students can use it as an available guide into this field of research.

Tree-ring climate reconstructions can be helpful to better understand past climate variability beyond instrumental records. This protocol shows how to reconstruct past climate using tree rings and meteorological instrumental records.

Tree rings have been used to reconstruct climatological variables in many locations around the world. Moreover, tree-rings can provide valuable insights ...

Advanced Workflow for Taking High-Quality Increment Cores - New Techniques and Devices

In dendroecological research, precise dating of each single growth ring is a basic requirement for all studies, focusing on ring-width variations only, chemical or isotope analyses, or wood anatomical studies. Independent of the sampling strategy for a certain study (e.g., climatology, geomorphology), the way samples are taken is crucial for their successful preparation and analyses.
Until recently, it was sufficient to use a (more or less) sharp increment corer to obtain core samples that could be sanded for further analyses. Since wood anatomical characteristics can be applied to long time series, the need to obtain high-quality increment cores has taken on a new meaning. Essentially, the corer needs to be sharp(ened) when used. When coring a tree by hand, there are some problems in handling the corer, resulting in the hidden occurrence of micro cracks along the entire core: When starting to drill by hand, the drill bit is strongly pressed against the bark and the outermost ring until the thread has fully entered the trunk. At the same time, the drill bit is moved up and down as well as sideward. Then, the corer is drilled all the way into the trunk; however, it is necessary to stop after each turn, change the grip, and turn again. All these movements, as well as the start/stop-coring, puts mechanical stress on the core. The resulting micro cracks make it impossible to create continuous micro sections, as they fall apart along all these cracks.
We present a protocol to overcome these obstacles by applying a new technique using a cordless drill to minimize these problems when coring a tree, as well as its effect on the preparation of long micro sections. This protocol includes the preparation of long micro sections, as well as a procedure to sharpen corers in the field.

Here, we present a protocol on how to avoid micro cracks in increment cores by applying a cordless drill with a torque multiplier to minimize problems when coring trees, as well as its effect on preparing long micro sections. This protocol also includes a procedure to sharpen corers in the field.

Flusso di lavoro avanzato per l'acquisizione di core incrementali di alta qualità - Nuove tecniche e dispositivi

In dendroecological research, precise dating of each single growth ring is a basic requirement for all studies, focusing on ring-width variations only, ...

Analisi degli anelli di accrescimento degli alberi ad alto rendimento e stima della densità

Tree Core Analysis with X-ray Computed Tomography

An X-ray computed tomography (CT) toolchain is presented to obtain tree-ring width (TRW), maximum latewood density (MXD), other density parameters, and quantitative wood anatomy (QWA) data without the need for labor-intensive surface treatment or any physical sample preparation. The focus here is on increment cores and scanning procedures at resolutions ranging from 60 &#181;m down to 4 &#181;m. Three scales are defined at which wood should be looked at: (i) inter-ring scale, (ii) ring scale, i.e., tree-ring analysis and densitometry scale, as well as (iii) anatomical scale, the latter approaching the conventional thin-section quality. Custom-designed sample holders for each of these scales enable high-throughput scanning of multiple increment cores. A series of software routines were specifically developed to efficiently treat three-dimensional X-ray CT images of the tree cores for TRW and densitometry. This work briefly explains the basic principles of CT, which are needed for a proper understanding of the protocol. The protocol is presented for some known species that are commonly used in dendrochronology. The combination of rough density estimates, TRW and MXD data, as well as quantitative anatomy data, allows us to broaden and deepen current analyses for climate reconstructions or tree response, as well as further develop the field of dendroecology/climatology and archeology.

Autore in primo piano: Progressi nella catena di strumenti CT a raggi X per l'analisi delle carote degli alberi

Here we show how to process tree cores with an X-ray computed tomography toolchain. Except for chemical extraction for some purposes, no further physical lab treatment is needed. The toolchain can be used for biomass estimations, for obtaining MXD/tree-ring width data as well as for obtaining quantitative wood anatomy data.

Analisi del nucleo dell'albero con tomografia computerizzata a raggi X

An X-ray computed tomography (CT) toolchain is presented to obtain tree-ring width (TRW), maximum latewood density (MXD), other density parameters, and ...

Un punto di vista tecnico in Modern Tree-Ring Research - Come superare Dendroecological e legno anatomiche sfide

Riepilogo

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Capitoli in questo video

Progettazione e Costruzione di un Research Facility deflusso urbano

Metodo EPA 1615. Misura di Enterovirus e Norovirus Evento in acqua per la cultura e RT-qPCR. I. Raccolta di campioni di virus

Preparazione e test di adesivi a base di legno pasto pianta Seed

Metodo EPA 1615. Misura di Enterovirus e Norovirus Presenza in Water di Cultura e RT-qPCR. Parte III. Rilevamento virus mediante RT-qPCR

Laboratorio e campo protocollo per la stima di tassi di erosione del foglio da Dendrogeomorphology

Using Tree-Rings to Reconstruct Fire History Information from Forested Areas

How to Extract Climate Variability from Tree-Rings

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Analisi del nucleo dell'albero con tomografia computerizzata a raggi X

Analisi del nucleo dell'albero con tomografia computerizzata a raggi X